容量控制性失血性休克的猪婴儿模型的描述

摘要

本文旨在为研究人员提供详细且易于理解的指南，以建立失血性休克的婴儿猪模型。

摘要

失血性休克是儿科患者发病和死亡的主要原因。由于该人群固有的异质性，很难解释在成人中验证的临床指标以指导复苏和不同疗法之间的比较。因此，与成人相比，小儿失血性休克的适当管理仍未得到很好的确立。此外，失血性休克儿科患者的稀缺性排除了临床相关研究的发展。因此，有必要建立实验性儿科动物模型来研究儿童出血的影响以及他们对不同疗法的反应。我们提出了麻醉幼猪容量控制失血性休克的婴儿动物模型。通过抽取先前计算的血容量来诱导出血，随后用不同的疗法对猪进行监测和复苏。在这里，我们描述了一种精确且高度可重复的未成熟猪失血性休克模型。该模型产生的血流动力学数据表征了因严重出血而激活的代偿机制。

引言

创伤导致的危及生命的出血虽然不常见，但却是儿科患者死亡的主要原因^1,2。失血性休克的其他病因包括出血热、消化道出血、肝脏手术和心脏手术，尤其是使用体外循环时³.

与成年人群相反，关于小儿失血性休克管理的数据不足，主要基于专家意见或直接从成人实践翻译而来 ^2,4。然而，成人对管理策略的翻译可能并不合适。例如，由于不同年龄组之间存在生理异质性以及儿科人群中占主导地位的不同损伤模式，因此在成人中验证的临床指标很难外推到儿科患者。因此，触发儿科患者干预的具体终点尚不明确。此外，没有足够的证据表明目前在成人中实施的疗法可能对儿童产生有害影响^2,4,5。

鉴于所有这些，需要进一步研究以确定特定的复苏阈值以提示干预，并更好地确定哪种疗法是小儿失血性休克最合适的治疗方法。然而，由于患者匮乏以及从新生儿期到青春期的儿科人群中已经提到的异质性，儿童危及生命的出血的高质量和临床相关研究的发展是困难的。

失血性休克的临床相关性，除了对儿科患者进行临床研究的困难外，还强调了对动物模型进行临床前评估的必要性，以研究儿童失血性休克后的病理生理学，以及比较不同的疗法。几种动物模型已被广泛用于研究失血性休克⁶、^7、8、9 的研究。由于猪在解剖学和生理学上与人类相似，因此在生物医学研究中受到高度重视。关于使用特定婴儿模型的优势，有证据表明，未成熟的猪血流动力学以及呼吸、血液和代谢系统与年轻人的血流动力学高度相似⁹。这为模拟儿童失血性休克的临床场景提供了独特的机会。

在该模型中，通过抽取先前计算的血容量来诱导出血。随后，对猪进行监测，并给予不同的复苏液。

在这里，我们描述了一种精确且高度可重复的未成熟猪失血性休克模型。该模型产生的血流动力学数据表征了为应对严重出血而激活的代偿机制。

研究方案

该协议中的实验已获得西班牙马德里格雷戈里奥·马拉尼翁大学医院动物研究机构伦理委员会和马德里自治政府农业与环境委员会的批准（许可证号：12/0013）。在整个研究过程中，欧洲和西班牙的伦理护理和实验动物使用指南被应用。实验在西班牙马德里格雷戈里奥·马拉尼翁大学医院实验医学和外科进行。

注：选择的动物模型包括健康的2-3个月大（8-12公斤）迷你猪（Sus scrofa domestica）。迷你猪是三种不同品种杂交的结果，使它们适合生物医学研究。这些动物是几乎相同的品系，由马德里特别授权的育种设施（IMIDRA）提供，该设施保持三个纯合基因品系的纯度。雄性和雌性动物可以互换使用。给动物喂食标准的猪饲料，并观察至少2天，以确保身体健康。在手术前一天晚上抽取食物，而不是水，以降低误吸的风险。典型的实验大约需要 6 小时才能完成，包括麻醉诱导和手术准备 30 分钟、器械 60 分钟、恢复 30 分钟、出血诱导和后部稳定 60 分钟、复苏 30 分钟和随访 120 分钟。

1.麻醉、插管和机械通气

1. 在颈部外侧、耳后或股骨后部肌肉注射氯胺酮（10 mg/kg）和阿托品（0.02 mg/kg）对猪进行预处理。
   注意：抗胆碱能药物，如阿托品，是有用的，因为猪在麻醉下可能会过度流涎¹⁰.根据我们的经验，这种剂量的氯胺酮足以减轻应激，并在猪中诱导足够的镇静和镇痛，而不会产生不良反应。但是，如果动物没有得到适当的镇静，或者从饲养室到手术室的距离很长，则可以安全地给予另一剂量的氯胺酮（10mg / kg）。
   注意：处理动物时必须戴手套。
2. 将镇静的动物运送到手术室，并将其放在配有保暖毯的手术台上。
3. 用夹在猪耳朵上的传感器测量外周血氧饱和度 （Sp02），并开始连续的三导联心电图 （EKG） 监测。
4. 用至少 3 轮交替的聚维酮碘或氯己定磨砂膏和酒精对皮肤进行消毒。将外周静脉导管 （22-24 G） 插入耳静脉。首先用消毒液对皮肤进行消毒。
5. 通过静脉注射芬太尼 （5 μg/kg）、丙泊酚 （4 mg/kg） 和阿曲库铵 （0.5 mg/kg） 诱导麻醉。一旦自主呼吸消失并确认无反射，将动物置于背卧位，并立即使用吸入氧气分数 （Fi02） 设置为 100% 的狗面罩开始手提袋面罩通气。
   注意：为了降低与使用神经肌肉阻滞剂相关的意外意识的风险，应使用已知对猪有效且剂量较高的麻醉剂，以确保足够的麻醉水平。此外，持续监测心率、血压和体温等心血管体征，仅在缺乏戒断反射（踏板后退、睑反射和下颌张力）且肌张力松弛时才给予神经肌肉阻滞剂。
6. 进行气管插管。此过程至少需要两名操作员。
   1. 确保气管插管所需的基本设备和手术工具已准备就绪：绑上纱布以打开嘴巴并固定管子、带有 17 至 25 厘米长直刀片的兽医喉镜、普通气管插管（内径 4-5）、管心针、带空气的注射器和胶带。
   2. 轻轻拉出舌头，用放在上下犬齿后面的绑带纱布保持下颌张开。
   3. 进行喉镜检查，一旦会厌可见，用喉镜尖端将会厌向上按压到舌根。
      注意：如果会厌粘在软腭上，它可以用管尖向背侧移位。操作员 1 执行步骤 1.6.2，而操作员 2 执行步骤 1.6.3。
   4. 一旦声带可视化，轻轻地将管子轻轻旋转进入气管。
      注意：气管最窄处位于声门下水平。如果插入管子很困难，请尝试轻微旋转或较小的管子。
   5. 取出探针并使用 5 mL 注射器给袖带充气。
   6. 通过观察对称的胸部隆起、足够的血氧饱和度 （95%-100%） 以及正确的波形和呼气末 CO₂ （EtCO2） 读数来确保气管插管的位置。
      注意：猪非常容易出现喉痉挛和喉粘膜水肿，甚至在多次插管尝试或镇静不足后甚至可能发生喉穿孔¹⁰.
7. 确认插管后，使用机械呼吸机开始机械通气，呼吸频率为 20 次/分钟，潮气量为 8 mL/kg，FiO2 为 40%，呼气末正压为 4 cm H2O。调整通气，使二氧化碳分压 （PaCO2） 达到 35 至 45 mmHg 之间。
8. 通过连续输注芬太尼（10μg/ kg / h），丙泊酚（10mg / kg / h）和阿曲库铵（2mg / kg / h）在整个实验过程中保持深度麻醉。

2. 仪器仪表

1. 准备股骨区域进行血管导管插入术。使用绷带将腿部向后拉，并用至少 3 轮交替的聚维酮碘或氯己定磨砂膏和酒精对腹股沟区域进行消毒。
2. 用超声评估股骨血管，并使用多普勒技术区分动脉和静脉。根据静脉的大小，在连续超声视图下并使用 Seldinger 技术^11,12 在一条股静脉中插入一个 5.5-7.5 法国 （F） 中心静脉导管^，该导管有三个端口。
3. 放置中心静脉导管后，立即连接换能器系统以测量中心静脉压。
4. 确保将葡萄糖输注电解质 （20 mL/h） 连接到其中一个中心管路端口，并通过剩余端口输注维持生理盐水输注 （5 mL/h），以防止导管闭塞。
5. 使用相同的技术，使用专为心输出量监测而设计的 4 F 动脉导管插管对侧股动脉。如果无法进行超声确认，则进行血气测试以确定导管的正确位置。
   注意：如果出现明显的痉挛或血肿，请穿越到对侧股动脉。
6. 插入动脉导管后，将心输出量监测系统的动脉导线和动脉换能器直接连接到监测端口。同时将监护仪的静脉测量单元连接到中心静脉换能器。
   注：本实验中使用的心输出量监测器在 材料表中指定。有关设置、校准和测量，请参阅制造商说明¹³。
7. 确保静脉和动脉换能器均校准为零。
8. 通过切割技术暴露左颈内动脉和左颈外静脉。
   1. 确保提供必要的设备和手术工具：手术刀、钝尖手术剪刀、组织镊子、小型自固型组织牵开器、针架、手术交换、带针缝合线、一个 18 G IV 插管、一个带导引器的 5 F 导管鞘和一根 Seldinger 导丝。
   2. 当动物处于背部卧位时，用消毒液对颈部皮肤进行消毒。
   3. 用手术刀做一个~10厘米的左侧气管旁切口，在手骨和下颌角之间平分一条线。
   4. 要暴露颈外静脉，请解剖 SCM 外侧的组织，并将静脉与周围筋膜隔离。
   5. 分离后，在穿刺前使用两条不可吸收的丝线 （USP-0） 绕静脉固定血管。
   6. 用Venflon针（18G）切开静脉。进入静脉后，缩回针头并将导丝插入 Venflon 管。
   7. 拆下 Venflon 管并将带有导引器 （5 F） 的护套插入电线上。插入后，将导引器和电线都拆下。
   8. 插入后，立即用 0.9% NaCl （5 mL/h） 冲洗护套以防止血栓形成。
   9. 将近端丝线缝合在护套周围以固定它。之后，将护套的手柄固定在 SCM 上并用订书钉封闭皮肤。
9. 手术准备后，让动物稳定30分钟，然后获得基线监测值和血液样本。
10. 在整个实验过程中，使用保温毯和头顶加热器将血液温度保持在37-39°C。
    注意： 温度是用位于热稀释动脉导管尖端的热敏电阻测量的。

3. 血流动力学和灌注监测

1. 监测心电图、外周血氧饱和度、呼吸量和压力以及 Fi02。
2. 在气管插管和多参数监护仪之间连接肺活量计，以测量定性和定量 EtC02。
   注意： 有关多参数监视器的更多信息，请参阅 材料表。
3. 使用近红外光谱 （NIRS） 监测脑组织氧合指数 （bTOI） 和内脏组织氧合指数 （aTOI）。将传感器放在前额和前腹壁（肝下区域）的皮肤上。
   注意： 请勿将脑传感器放置在中线，因为它可能被上矢状窦静脉血污染¹⁴.
4. 将连接到颈内动脉的血流探头连接到流量监测器以测量颈动脉血流 （CaBF）。
5. 将激光多普勒传感器放在前腹壁的皮肤上，以连续测量皮肤腱状血流量 （CuTBF）。
   注意： 有关颈动脉和皮肤提膜吹气流量传感器的更多信息，请参阅 材料表。
6. 在基线和每 30 分钟记录以下参数：血压、吸气潮气量、EtCO2、心律、心率 （HR）、收缩压和舒张压、平均动脉血压 （MAP）、休克指数（HR/收缩压）¹⁵、中心静脉压、心脏指数 （CI）、整体舒张末期容积指数 （GEDVI）、每搏输出量指数 （SVI）、左心室收缩力 （Dt/Dpmax）、 全身血管阻力指数 （SVRI）、血管外肺水指数 （ELWI）、压力脉搏变化 （PPV）、外周血红蛋白饱和度、中心静脉饱和度 （ScvO2）、脑 （bTOI） 和内脏 （aTOI） 组织氧合指数 NIRS、CaBF 和 CuTBF 显示。
7. 为了获得CI值，在低于8°C的温度下通过中心静脉导管输注5mL推注0.9%生理盐水。记录两个连续测量的平均值。
8. 通过从股血管抽取 0.3 mL 血液，每 30 分钟测定一次动脉和静脉血气谱和乳酸浓度。在基线、出血诱导后和实验结束时进行标准全血细胞计数、凝血研究和生化。
9. 每次抽血后，用 0.5 mL 的 100 IU/mL 肝素冲洗管路。

4.失血性休克诱发

1. 一旦在收集仪器和基线数据后达到稳定状态，通过在 30 分钟内从颈静脉抽取 30 mL/kg 血液来诱发低血容量性休克。
2. 留出 30 分钟的稳定时间。在此期间，不要为了模仿紧急医疗队延迟到达而进行复苏工作。

5. 输液和随访

1. 稳定期过后，在 30 分钟内推注扩容剂或血管活性剂。
   注：测试的扩容剂和血管活性药物的例子是生理盐水、高渗白蛋白、血管紧张素和特利加压素。在这项研究中，使用 30 mL/kg 生理盐水 （NS） （n = 13）、15 mL/kg 5% 白蛋白加 3% 高渗盐水 （AHS） （n = 13） 或单次静脉推注 15 μg/kg 特利加压素加 15 mL/kg 5% 白蛋白加 3% 高渗盐水 （TAHS） （n = 13）。
2. 输注后，随访动物120分钟。记录血流动力学参数，每30分钟获取一次血样，用于动脉和静脉血气谱和乳酸浓度测定。在此期间不要进行复苏工作。

6. 实验结束和安乐死

1. 实验完成后，使用镇静剂过量（5μg/ kg芬太尼和10mg / kg丙泊酚）和静脉注射氯化钾（2mEq / kg）处死所有成功复苏的动物。
2. 在连续心电图显示上确认心脏停搏或无脉电活动没有循环，在有创动脉压监测期间没有脉动血流，以及没有其他生命体征。
3. 如果在随访期间，动脉血压降至 25 mmHg 以下，请处死动物以避免进一步的痛苦。

结果

所提出的模型已成功用于多个实验，以研究失血性休克和随后复苏后的大循环和微循环变化，比较不同的液体和血管活性药物¹⁶、¹⁷、^18、19。

考虑到对休克的反应，该模型一致表明，受控出血会导致血流动力学参数以及脑和组织灌注发生显着变化。

撤容后，可发现明显的心动过速和MAP、CI、SVI、血容量参数（GEDVI和ITBI）和颈动脉血流量的降低，以及全身血管阻力指数的增加（图1和图2）。

关于全身灌注参数，乳酸显着增加，而ScvO2，CuTBF和bTO降低（图3）。中心静脉压、Dt/Dpmax 和 ELW 的变化通常不被记录。

至于实验室参数，血红蛋白含量和血细胞比容在补液后才会降低。白蛋白浓度降低，控制出血后肌钙蛋白水平显著升高。其他参数，包括核心温度、PaO2、PaCO2、动脉血氧饱和度、EtCO2、电解质以及肾功能和肝功能参数，通常保持稳定。

除了在分析对休克的心血管和生化反应方面的实用性外，该模型还被证明可以成功地区分不同的复苏液。

在之前的研究中，我们旨在确定，在失血性休克的婴儿动物模型中，与生理盐水相比，使用较低容量的高渗液体输注（单独或与不同的血管加压药联合使用）是否会改善整体血流动力学和灌注参数。

如前所述，我们一致观察到高渗液体的输注与输注两倍体积的等渗液体^16,17,18 产生类似的反应。

更具体地说，与生理盐水或单独使用高渗盐水相比，使用白蛋白加高渗盐水产生的容量扩张更大、更长，HR、SVI和PPV存在显著差异，并且血压和GEDVI容量扩张后没有进行性下降，如其他组所观察到的那样（图1和图2).此外，我们还观察到高渗白蛋白的灌注参数有更大的改善，表现为与其他组相比，bTOI和CaBF的增加更酸水平的下降更大（图3）。我们认为，这种差异可能继发于白蛋白增加血容量的能力，并且在血管内间隔内停留的时间比生理盐水长。有趣的是，我们已经看到，在液体复苏开始时添加单次推注特利加压素产生了与高渗白蛋白组中观察到的结果相似的结果，在血流动力学或灌注参数方面没有任何额外的益处^17,18。

图 1：血流动力学参数。 （A） 心率的演变，（B） 平均动脉压，（C） 基线时的心脏指数 （t0'），以及 （D） 基线时的全身血管阻力指数 （t0'）。在整个实验过程中：控制出血结束（Shock30'）;输注开始，控制出血结束后30分钟（Res0'）;输注结束 （Res30'）;输注结束后 30 分钟随访 （Obs30'）;输注结束后 60 分钟随访 （Obs60'）;输注结束后 90 分钟随访 （Obs90'）。(*)与基线有显著差异（p < 0.05），同一组。(‡) P < 0.05 来自出血，同一组。(#) p < NS组的0.05。缩写：NS=生理盐水;AHS = 高渗盐水白蛋白;TAHS = 特利加压素加高渗盐水白蛋白。数据以平均值和标准差表示。该图经 Urbano 等人许可改编 ¹⁷。 请点击这里查看此图的较大版本.

图2：血容量参数。 （A） 每搏输出量指数的演变，（B） 脉压变化，以及 （C） 基线时的整体舒张末期容积指数 （t0'）。在整个实验过程中：控制出血结束（Shock30'）;输注开始，控制出血结束后30分钟（Res0'）;输注结束 （Res30'）;输注结束后 30 分钟随访 （Obs30'）;输注结束后 60 分钟随访 （Obs60'）;输注结束后 90 分钟随访 （Obs90'）。(*)与基线、同一组的显着差异 （p < 0.05）。(‡) p < 0.05 来自出血，同一组。(#) p < 0.05 来自 NS 组。缩写：NS=生理盐水;AHS = 高渗盐水白蛋白;TAHS = 特利加压素加高渗盐水白蛋白。数据以平均值和标准差表示。该图经 Urbano 等人许可改编 ¹⁷。 请点击这里查看此图的较大版本.

图 3：全身灌注参数。 （A） 动脉血乳酸的演变，（B） 中心静脉血氧饱和度，以及 （C） 基线时的脑组织氧合指数 （t0'）。在整个实验过程中：控制出血结束（Shock30'）;输注开始，控制出血结束后30分钟（Res0'）;输注结束 （Res30'）;输注结束后 30 分钟随访 （Obs30'）;输注结束后 60 分钟随访 （Obs60'）;输注结束后 90 分钟随访 （Obs90'）。(*)与基线、同一组的显着差异 （p < 0.05）。(‡) p < 0.05 来自出血，同一组。(#) p < 0.05 来自 NS 组。数据以平均值和标准差表示。该图经 Urbano 等人许可改编 ¹⁷。 请点击这里查看此图的较大版本.

讨论

由于这些动物的某些解剖学和生理学特征，对幼猪进行手术可能很复杂，并且可能危及生命。为了获得一致的结果并减少动物的损失，应仔细考虑一些关键步骤。首先，达到足够的镇静水平对于最大限度地减少动物应激反应至关重要，如果过度，可能会因内源性儿茶酚胺释放而改变结果。避免肌肉注射和插管之间的延迟也很重要，因为动物可能会出现严重的应激反应，伴有心动过速和不可逆的代谢性酸中毒，这可能会加速实验的结束。尽管其他组使用吸入麻醉剂效果良好^20,21，^但我们更喜欢静脉注射药物^，因为吸入镇静剂不允许通过间接量热法测量呼吸气体交换。根据我们的经验，异丙酚和芬太尼的组合是有效的，几乎没有不良反应。在整个实验过程中仔细的温度管理是该协议的另一个关键方面，因为温度的快速变化会显着影响动物对休克的血流动力学反应，伪造结果或最终导致实验失败。

器械的另一个关键部分是插管，因为猪的解剖结构及其对喉痉挛的易感性。因此，该程序应由至少一名具有先前经验的操作员执行，并且建议使用管心针和肌肉松弛^10,22。由于动物的体型较小，血管导管插入术也可能具有挑战性。对于股骨通路，超声引导下穿刺是可取的，因为血管位于深处，通常直径较小，并显示不同的路线和位置²²。对于颈椎通路，我们使用手术通路来放置颈动脉流量探头，但超声技术也是可行的^23,24。颈外静脉插管通常是首选，因为它的直径较宽，位置浅表，周围结构数量较少²²。插入后应立即用生理盐水冲洗导管，以防止闭塞。我们不使用肝素来避免凝血改变。此外，最初，我们避免给予葡萄糖输注，以防止因给予额外的液体而可能扭曲血流动力学反应，但我们发现动物出现了严重的早期低血糖症。最后，即使使用麻醉和现在使用的侵入性较小的技术，器械也会在动物中产生显着的应激反应，因此在开始抽血之前留出足够的恢复时间是可取的。关于失血性休克的诱发，我们建议去除30mL/kg，因为这会产生显著的病理生理反应，且存活率极高。根据我们的经验，幼猪不能忍受大量的失血，死亡率很高。逐渐抽血也很重要，因为快速抽血会导致严重的血流动力学不稳定和动物过早死亡。

尽管研究人员可以使用各种各样的物种和实验模型，但动物失血性休克的理想模型——简单、易于重现和准确复制临床情况——仍然是一个挑战。小动物模型（主要是小鼠和大鼠）用于研究休克的病理生理机制。然而，它们的小尺寸使外科手术和取样程序的性能大大复杂化。较大的动物，如狗和猪，更昂贵且处理起来更复杂，但它们的大小和与人类的生理相似性使它们更适合治疗策略的临床前评估。然而，过去和现在使用狗在道德上是值得怀疑的。作为实验动物模型，它们与猪相比没有任何优势，它们的智力以及人与狗之间的特殊双边关系使它们在系统发育尺度中处于更高的位置^6,7,8。

有鉴于此，成年猪因其与成年人类的生理学、体型和解剖结构相似而被广泛用于心血管研究，这比大多数物种都要好。然而，正如文献中已经确定的那样，人类成人和儿童患者在心血管系统、血容量、体温调节和对休克的反应方面存在显着差异 ^2,3,4。同时，有证据表明，这些差异也适用于猪，并且已发现仔猪的心血管、脑血管、血液学和电解质特征与儿科人类患者非常相似 ^9,25。最后，除了两个物种的成人和婴儿之间的这些解剖学和生理学差异之外，使用婴儿动物模型，特别是迷你猪，提供了测试在真实临床环境中用于监测的相同设备的机会。在许多情况下，由于对成人算法、传感器或秤的简单调整，这些设备的可靠性已被证明是低的。所有这些方面都支持开发特定儿科动物模型的重要性及其在转化效用方面与儿科临床环境的相关性。

除了动物的类型外，在失血性休克的研究中通常使用三种基本模型：控制性出血（通过容量或压力）和不受控制的出血。本文中介绍的方案描述了一种固定体积出血模型，其中固定的血容量（通常由体重百分比计算）在观察者设定的时间段内被移除。相反，在固定压力出血模型中，动物被放血至预定的 MAP，然后在指定时间段内通过定期出血或输液来维持该 MAP，具体取决于动物种类和休克的程度或结果。固定容积和固定压力出血性休克模型都允许在受控条件下研究休克引起的病理生理变化，在可重复性和标准化方面具有明显的优势。然而，它们的主要局限性在于它们不允许研究不同复苏策略对活动性出血的影响，其中已知在手术控制出血之前进行积极的液体复苏会增加出血并降低生存率，因为抑制血栓的形成和平均血压的升高。由标准化血管创伤（肝脾挤压/撕裂伤、动脉损伤或附件截肢）引起的不受控制的出血模型已被建议更好地反映临床情况，从而可以更好地了解不同液体复苏策略和其他干预措施（如低温和止血产品）的效果。然而，尽管在临床上最相关，但这些不受控制的出血模型在标准化和可重复性方面存在一些明显的缺点。鉴于这一切，理想的模型似乎并不存在，因此该领域的研究必须在临床相关性与实验标准化^{和可靠性之间}取得平衡6,7,8,9,26。

本研究中描述的模型可能在心血管研究中提供广泛的潜在应用，例如研究休克期间的内皮功能障碍和微循环改变¹⁸，以及验证不同的血流动力学监测系统。此外，它还可用于其他研究领域，允许研究严重出血后的内分泌或免疫反应，以及测定不同液体和血管加压药的副作用。然而，关于对不同复苏策略的研究，建议在临床环境中实施更改之前研究它们在不受控制的出血模型中的影响^7,26。

除了难以将结果外推到现实生活中外，该模型还有其他局限性。首先，有一些与实验设置相关的混杂变量，例如使用麻醉剂或机械通气，这可能会减弱休克期间的生理反应并使结果解释复杂化。此外，仪器对动物的应激响应和温度控制可能通过不同的机制影响宏观和微观循环。该模型的另一个重要局限性 - 与实验必需品和资源可用性有关 - 是有限的创伤后观察期，这进一步限制了对失血性休克长期后果的研究。此外，尽管人类和猪在生理上相似，但物种之间存在一些差异，需要考虑。例如，凝固系统似乎在猪^{中更有效 27,28}。此外，不同物种的乳酸和琥珀酸血浆水平不同，猪有基础碱中毒，这可能导致低估出血对酸碱平衡的影响²⁹。最后，众所周知，猪⁹ 的炎症和免疫反应以及一些血管加压受体是不同的。特定的动物差异也需要被视为影响因素。几项研究表明，在对休克的易感性方面存在性别差异，女性比男性具有显着的生存优势^6,9。然而，在这项研究进行的实验中，我们使用来自同一年龄组和具有相似遗传背景的动物，以尽量减少物种固有的潜在变异性。

总之，本文为建立小儿失血性休克猪模型提供了实用的分步指南。与其他现有模型相比，这是一种可靠且易于遵循的方案，在生物医学研究中具有广泛的适用性，无论是用于研究严重出血后的病理生理反应还是用于评估不同的复苏策略。

材料

Name	Company	Catalog Number	Comments
ADA swabs	Albino Dias de Andrade, S.A.	300575750400	Non-woven swabs
Alaris SE	Carefusion	N/A	Volumetric infusion pump
Atracurium	Aspen Pharma Trading Limited. Dublin, Ireland	N/A	Muscle relaxant
Atropine 1 mg/mL	B. Braun	481377/1013
Barrier adhesive aperture drape	Mölnlycke	63621
BD emerald syringe 5 mL, 10 mL, 20 mL	Becton Dickinson S.A	https://www.bd.com/en-eu/offerings/capabilities/syringes-and-needles/injection-syringes/bd-emerald-3-piece-syringe	various options available
BLF21A laser doppler monitor	Transonic Systems Inc.	BLF21A	Skin blood flow monitor
BlueSensor NF ECG electrodes	Ambu	NF-50-A/12
Check-Flo performer introducer set 5Fr	Cook Medical	G12018	Vascular Sheath
Datex ohmeda S5	GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland	M1162897	Hemodynamic monitor
Fentanyl 0.05 mg/mL	Kern Pharma	N/A	Anesthesia
GE Vivid S5	GE Healthcare	S series	Ultrasound machine
Introcan Safety 18 G, 22 G, 24 G	B. Braun	Introcan series	Safety intravenous catheter
INVOS cerebral/somatic oximetry adult sensors	Medtronic PLC, USA	https://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry/invos-cerebral-somatic-oximetry-adult-sensors.html
INVOS OXIMETER cerebral/somatic	Somanetics	08-10566	Regional oxygenation monitor
Ketamin 50 mg/mL	Pfizer, S.L.	47034	Sedation
Leon plus	Heinen + Löwenstein	N/A	Ventilator
Life scope VS	Nihon Kohden	N/A	Bedside monitor
Miller laryngoscope blade 12″	Jorgensen Labs, USA	J0449F	Laryngoscope
Multi-lumen central venous catheterization set 7 French, 3 lumen, 30 cm	Arrow	CS-14703	Central venous catheter
Nellcor WarmTouch 5300A	Covidien		Thermal blancket
Nitrile gloves	Medihands	KS-ST RT021	Single use gloves
Pediatric SomaSensor INVOS cerebral/somatic	Covidien	https://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry.html	Disposable regional oxygen saturation sensor
PICCO monitoring kit	Pulsion Medical Systems	PV8215
PICCO thermodilution catheter 5F/20 cm	Pulsion Medical Systems	N/A
Propofol Lipoven 10 mg/mL	Fresenius Kabi, Spain	N/A	Anesthesia
Pulse contour cardiac output (PiCCO2)	Pulsion Medical Systems	N/A	Hemodynamic monitor
Rüsch flexislip	Teleflex Medical	503700	Endotracheal tube stylet
Softa swabs	B. Braun	19579	Alcohol pads
Surgical silk sutures USP 0	Aragó, Barcelona, Spain.	6245
TruWave pressure monitoring set	Edwards	T001767A	Pressure monitoring set
Ultrasound transmission gel	Ultragel Hungary 2000 Kft.	UC260