在出血过程之前, 必须确定所需样品的类型。实验程序可能需要全血、血浆或血清。对于全血, 必须在样品中加入抗凝剂。血浆, 其中含有纤维蛋白原和其他凝血因子, 当与红细胞分离, 可以从一个抗凝样本提取。血清是通过血液采集而获得的, 没有抗凝血。一旦血块形成, 血清就会从样品的离心中产生。由于样品已凝结, 血清不会含有纤维蛋白原或其他凝血因子。血浆和血清都是通过使用离心机运行在 2200-2500 RPM 至少15分钟。

对于必须产生全血或血浆的样品, 必须使用适当的抗凝剂。实验室动物常用的抗凝剂是肝素、柠檬酸钠和乙二胺乙酸酸 (EDTA);选择的依据是研究的需要。封存--EDTA、肝素和枸橼酸钠的液体形式--可以直接装入注射器以涂上表面。这就可以直接接触抗凝血的血液被绘制, 协助预防凝血。由于鼠血凝块比大多数哺乳动物的血液凝结得快, 因此必须将抗凝血的正确比例用于血液采集。

针的选择依据的是动物的大小和穿刺部位。一般而言, 针头的孔径越大, 样品收集起来就越迅速。对更大的针头来说, 减少对血液细胞的伤害是另一个好处。然而, 大口径针头的主要缺点是对容器的潜在损害。对小鼠和大鼠, 大小的选择范围从20-29 口径针, 是 0.5-1.5 英寸的长度。如果针头太长, 不仅使用起来很笨拙, 而且在针头上有多余的空间会导致凝固。"过程" 部分中的每个方法都列出了适当的针大小。

所需样本的大小也必须预先确定。由于小老鼠或老鼠的大小, 血液收集的最大数量必须计算为生存出血。每只体重25克的小鼠总血容量为1.8 毫升;平均体重250克的鼠总血容量为16毫升。对于没有液体置换的小鼠或大鼠的单个血液样本, 可以安全去除的最大血容量是总血量的 10%, 或 7.7-8 µl/克。 因而为一个平均老鼠, 10% 它的血液容量是193-200 µl。对于250克的平均鼠来说, 这相当于 1.9-2.0 毫升. 研究表明, 去除超过15% 的血容量会引起休克休克。¹²然而, 随着体液置换, 多达15% 的总血容量-或12µl/克-可以删除。对于25克鼠标, 这相当于300µl;对于一个250克大鼠, 它相当于3毫升。对于流体置换, 液体应加热, 并给予皮下注射。

如果有必要采取多样本, 血液体积绘制减少。每周可抽取的最大血量不超过总血量的 7.5%, 或6µl/克。 对于一个25克鼠标, 这相当于每星期145-150 µl。对于一个250克大鼠, 这相当于 1.45-1. 50 毫升每星期。 如果取样将每2周发生一次, 则可抽取10% 的总血容量 (8 µl/克)。这相当于200µl 每2周的平均鼠标, 和2.00 毫升每2周为250克鼠。一项对平均重量为250克的大鼠进行的一项研究显示, 当血液的15-20% 被移除时, 血液水平的正常化需要超过29天的时间。¹²对于重复的血液收集, 液体替换不允许更大的血液容量或更频繁的血液汇集, 因为它只替换容量。这只动物需要时间补充血液细胞。

使用回溯式眶丛是过去常见的做法。然而, 对这一程序的仁爱的许多关注已经出现。在手术过程中, 红细胞压积管的过度运动一旦放置在眼睛的内侧眼角, 就会对周围组织造成损伤, 导致眼睑和/或结膜膜肿胀。肿胀的组织可导致眼球凸出足够远, 使眼睑闭合受阻, 可能导致角膜干燥和损伤。肿胀的疼痛会引起抓挠和自残, 导致眼球摘除。不正确放置红细胞压积管在一个复古眶出血可以切断视神经, 导致失明。如果红细胞压积管是在一个不适当的角度推进, 眼睛可以被迫离开轨道, 让眼睑落在眼球后面。如果出现这种情况, 则很难将眼睛正确地替换到插槽中。其他可能出现的问题包括: 对脆弱的轨道骨骼的破裂, 眼球球体的穿透, 导致玻璃体液的丧失, 或者眼睛后面的血肿形成, 由于眼睛和周围的压力, 会导致极度疼痛。结构.尽管所有这些问题, 如果一个熟练的技术员执行的程序和动物完全麻醉与一般麻醉, 如异氟醚吸入麻醉, 复古眼眶出血已证明是一种有效的方法的血液收集啮齿目动物。

在小鼠和老鼠之间, 眶区的解剖结构是不同的。老鼠有一个复古的眼窝窦-一个收集的血管, 创造了一个鼻窦在轨道区域。在鼠眼的眼眶里, 有一丛血管在那眼后面流动;然而, 它们并不像老鼠那样形成一个窦。因此, 对小鼠进行这一过程比较容易。对于重复采样收集通过回溯轨道丛, 至少10天之间的出血是需要的, 使该地区的组织愈合。虽然一般麻醉建议, 该程序可以执行的小鼠没有全身麻醉, 如果一个局部眼科麻醉, 如丙或丁卡因, 是在程序之前应用。由于大鼠没有逆行眶窦, 而且由于其周围的薄膜的轨道更强, 因此必须麻醉它们。

使用尾夹法可以获得小体积的串口样品。尾巴的最初截肢必须限制在尾巴尖端, 大约 0.5-1.0 毫米长的小鼠和2.0 毫米的大鼠。¹通过将原始切口的痂或血块阻断到尾部的尾部, 可以进行血液采集的尾剪程序。一般情况下, 附加的尾端截肢是不必要的。收集的血量范围从20-100 µL 的小鼠和75-150 µL 的大鼠。收集到的数量在动物之间是可变的, 并且可以受年龄、健康状况和体重的影响。

从尾部切片收集的样本可以同时包含动脉和静脉血, 以及组织产品的污染。如果尾巴被抚摸或 "挤奶" 以获得更多的血液, 样品质量就会降低。为了增加血液流量, 可以用热敷、加热灯或在温水中浸泡尾部来加热。应将压力应用于尾部止血, 每5-10 分钟检查一次动物, 以确保止血效果。止血常因反复取样而延迟。止血粉可用于止血。对于最初的截肢, 建议麻醉 (一般或局部)。随后的出血不应要求麻醉, 特别是当动物习惯于程序。麻醉会导致血压下降, 使血液收集与此技术困难。

尾巴剪的另一种选择是尾巴船尼克。这一过程很容易在老鼠和小鼠身上进行。然而, 与尾巴剪, 样品可能被污染与组织产品, 特别是在老鼠。对于大鼠, 皮下注射针头插入血管, 血液从针的中心收集。一项研究显示, 在穿刺部位上方放置止血带, 以帮助血液收集。³注射器不用于抽取血管中的血液, 因为注射器产生的压力会使血管坍塌。这种方法也可以用于连续取样, 因为血块可以被移除, 从而导致站点再次出血。与尾部剪, 这是当务之急, 以确保止血的应用压力, 对现场和复核的动物每5-10 分钟。

通常, 研究需要一个 nonsurvival, 大的血液样本, 通过失血通过心腔出血或尾静脉静脉收集。⁴心脏穿刺可以从老鼠或大鼠身上采集到总血量的大约一半。这相当于40µl/克或大约1毫升的平均25克鼠标。250克老鼠会产生大约10毫升的血液。动物必须被麻醉为失血。吸入麻醉或 CO₂麻醉可由熟练技师使用;注射麻醉也可以使用。然而, 血压和血液循环可能减少, 这可能会减少血液的采集量。

尾腔静脉法要求对动物进行深度麻醉, 以手术暴露血管。CO₂麻醉是不够的, 因为心脏必须跳动和动物呼吸在血液撤退。在手术过程中, 抽血速度过快会导致血管塌陷, 咬合, 防止血液收集。此外, 船只的墙壁是薄的, 因此, 必须避免手和针的运动, 以防止从针进入现场的血液破裂或泄漏。由于针不是通过皮肤, 这种方法导致收集一个无菌样品。必须采用辅助安乐死的方法, 以确保动物不会从麻醉中恢复。这种方法通常是心脏或主动脉灌注后。

心腔方法可在被麻醉 (闭合方法) 的动物中进行人工约束, 或者根据骶管静脉采血方法 (open 方法) 的规定, 对心脏进行手术暴露。对于封闭的方法, 针放置的标志是在剑过程中的肋骨笼形成的凹槽, 在动物的左侧。

小鼠和老鼠的血液收集可以通过多种技术来完成。虽然许多因素, 如样本大小, 抽样频率, 以及动物的大小和年龄影响这一点, 最重要的组成部分是技能水平的技术员执行样本收集。 对于这里描述的方法, 正确使用麻醉剂对质量样品和动物的福祉也是至关重要的。