与靶向不同组织中的针头注射相比，活性成分（如液体，纳米颗粒，微粒，包封药物甚至活细胞）的水射流注射可以更精确地应用。微创方法需要通过预先选择注射压力将药物精确定位在预定的目标组织层中。我们目前的重点是尿失禁的细胞治疗。
然而，这种技术已经扩展到严重心脏病发作后受感染肌肉组织的再生。目前，该技术只能由经验丰富的研究人员或执业医师在临床前研究中应用。它不打算用于常规实验室程序，因为它是为未来的临床目的而开发的。
首先，将尿道与从成年雌性地方品种猪身上解剖的连接膀胱放在模仿下骨盆底弹性的海绵上。然后使用膀胱，确定尿道的方向。这是可能的，因为输尿管和三条韧带的定位，它们将膀胱固定在腹部和盆腔中。
正确定位尿道后，借助导管将其纵向切开，在背侧纵向切开。将猪脂肪组织来源的基质细胞的细胞密度调节至每毫升10至第六细胞的2.4倍后，用绿色荧光膜渗透性活细胞染色标记细胞，然后用注射器吸出细胞悬浮液并应用Williams细胞镜注射针。接下来，将针头保持在15毫升离心管中两毫升生长培养基的正上方，或将针头插入开放的尿道组织中。
在这两种情况下，手动注射250微升的细胞悬浮液。从注射圆顶注射到尸体尿道中的细胞。通过离心收集直接注入培养基的细胞。
对于注射到尸体尿道中的细胞，用注射器上施加的18号针头将它们从注射圆顶中抽出。将吸入的细胞转移到离心管中并通过离心沉淀它们。将两个细胞沉淀重悬于四毫升生长培养基中。
为了确定细胞产量和活力，将20个细胞悬浮液与20微升台盼蓝彻底混合。然后在血细胞计数器的每个腔室中填充10微升该混合物。在显微镜下计算所有四个角方块中的细胞。
将未染色的白细胞计为活细胞，将蓝色染色的细胞计为死细胞，然后计算每毫升的细胞数。对于通过水刀注射，将猪脂肪组织来源的基质细胞的密度调整为每毫升10至6个细胞的六倍。如前所述标记它们，并将细胞悬浮液填充到无针水射流装置的加样单元中。
然后将注射喷嘴保持在 15 毫升离心管中两毫升生长培养基的正上方，或保持在开道组织上方。在这两种情况下，注入100微升的细胞悬浮液。使用高压进行组织渗透，然后使用低压相进行细胞注射。
注射到尸体尿道中的细胞形成注射圆顶。通过离心收集直接注入培养基的细胞。对于注射到尸体尿道中的细胞，将它们从注射圆顶中抽出。
将吸入的细胞转移到离心管中，并如前所述使用离心沉淀它们。离心后，将两个沉淀重悬于四毫升的生长培养基中。将注射后回收的细胞以每培养皿5倍的密度接种到每培养皿5倍至第5个细胞。
在37摄氏度下孵育三小时后，在AFM测量之前，用三毫升Leibovitz的L-15培养基代替生长培养基，没有L-谷氨酰胺。为了测量单个细胞的弹性，视觉上识别一个细胞并专注于它。然后将计算机鼠标放在细胞的中间，为了提高测量精度，将AFM尖端直接放置在细胞核上方。
接下来，将焦点放在悬臂上，并将其移动到计算机鼠标上。然后开始测量，运行并测量至少50个细胞。使用通过悬臂校准获得的设定点参数，并测量一个单元三次。
通过威廉姆斯针头递送的细胞的活力高于使用E60-10设置的水射流注射。捕获液中注射的生物力学评估显示，与对照组相比，威廉姆斯针注射液在弹性模量方面没有显着差异，而水射流注射使细胞弹性模量显着降低40%至50%同样，在尸体尿道组织样品中，威廉姆斯针注射与对照组相比在细胞弹性模量方面没有显着差异。然而，在水射流注射后观察到51%的显着降低。
人们只需要确保针头注射不会完全穿透造成伤害的组织。使用水刀，只需将设备放置在注射区域的正确位置，而其余部分则由设备本身自动完成。由于水射流设备是为匹配和安装内窥镜设备而开发的，因此您可以将这些膀胱镜或内窥镜技术可以到达的身体任何部位使用水刀应用来再生组织并进行修复工作。
