Injeções de jato d'água de componentes ativos, como líquidos, nanopartículas, micropartículas, drogas encapsuladas ou mesmo células vivas podem ser aplicadas muito mais precisas quando comparadas às injeções de agulha em diferentes tecidos visados. Abordagens minimamente invasivas requerem localização precisa da medicação em camadas predeterminadas do tecido alvo, pré-seleção de pressões de injeção. Nosso foco atual é a terapia celular para incontinência urinária.
No entanto, essa técnica já foi estendida à regeneração do tecido muscular infectado após ataques cardíacos graves. Atualmente, a técnica só pode ser aplicada por pesquisadores experientes ou médicos licenciados em estudos pré-clínicos. Não se destina a ser utilizado em procedimentos laboratoriais de rotina, pois é desenvolvido para fins clínicos futuros.
Para começar, coloque a uretra com a bexiga de conexão dissecada de um porco fêmea adulta em uma esponja que imita a elasticidade do assoalho pélvico inferior. Em seguida, usando a bexiga, determine a orientação da uretra. Isso é possível devido à localização do ureter e dos três ligamentos, que fixam a bexiga na cavidade abdominal e pélvica.
Depois de orientar corretamente a uretra, corte-a longitudinalmente no lado dorsal com o auxílio de um cateter. Depois de ajustar a densidade celular das células estromais derivadas do tecido porcino para 2,4 vezes 10 para a sexta célula por mililitro, rotule as células com uma mancha celular viva permeável da membrana fluorescente verde, em seguida, aspire a suspensão celular com a seringa e aplique a agulha de injeção citoscópica Williams. Em seguida, segure a agulha logo acima dos dois mililitros da mídia de crescimento em um tubo de centrifugação de 15 mililitros ou insira a agulha no tecido uretra aberto.
Em ambos os casos, injete manualmente 250 microliters da suspensão celular. Células injetadas na uretra cadavêmica de uma cúpula de injeção. Colete as células injetadas na mídia diretamente por centrifugação.
Para células injetadas na uretra cadavírica, aspire-as para fora da cúpula de injeção com uma agulha de calibre 18 aplicada em uma seringa. Transfira as células aspiradas para um tubo de centrifugação e pelota-as por centrifugação. Resuspende as duas cápsulas de célula em quatro mililitros de mídia de crescimento.
Para determinar o rendimento e a viabilidade celular, misture 20 da suspensão celular cuidadosamente com 20 microliters de azul tripano. Em seguida, encha 10 microliters desta mistura em cada câmara do hemótmetro. Sob um microscópio, conte as células nos quatro quadrados de canto.
Conte as células brancas não manchadas como células viáveis e as células manchadas azuis como células mortas, então calcule o número celular por mililitro. Para injeções através do jato d'água, ajuste a densidade das células estromais derivadas do tecido porcino para seis vezes 10 a sexta células por mililitro. Rotule-os como demonstrado anteriormente e encha a suspensão da célula na unidade de dosagem do dispositivo jato de água sem agulhas.
Em seguida, segure o bocal de injeção logo acima dos dois mililitros da mídia de crescimento em um tubo de centrifugação de 15 mililitros ou logo acima do tecido uretra aberto. Em ambos os casos, injete 100 microliters da suspensão celular. Use alta pressão para penetração tecidual seguida de uma fase de baixa pressão para injeções celulares.
Células injetadas na uretra cadavêmica formam uma cúpula de injeção. Coletar células injetadas na mídia diretamente por centrifugação. Para células injetadas na uretra cadavírica, aspire-as para fora da cúpula de injeção.
Transfira as células aspiradas para um tubo de centrifugação, e pelota-as usando centrifugação como demonstrado anteriormente. Após centrifugação, resuspend ambas as pelotas em quatro mililitros de mídia de crescimento. Sementes as células recuperadas após injeções em pratos de cultura tecidual a uma densidade de cinco vezes 10 para as quintas células por prato.
Após uma incubação de três horas a 37 graus Celsius, e logo antes da medição da AFM, substitua a mídia de crescimento por três mililitros da mídia L-15 de Leibovitz sem L-glutamina. Para medir a elasticidade das células individuais, identifique visualmente uma célula e foque nela. Em seguida, coloque o mouse do computador no meio da célula e para melhorar a precisão das medidas, posicione a ponta AFM diretamente acima do núcleo celular.
Em seguida, concentre-se no cantilever e mova-o no mouse do computador. Em seguida, inicie a medição com execução e meça pelo menos 50 células. O parâmetro de ponto de conjunto obtido pela calibração do cantilever é usado e uma célula é medida três vezes.
A viabilidade das células entregues através da agulha Williams foi maior do que as injeções do jato de água usando as configurações E60-10. A avaliação biomecânica das injeções no fluido de captura revelou que as injeções de agulha williams não apresentaram diferença significativa no moduli elástico quando comparadas aos controles, enquanto as injeções do jato de água reduziram significativamente o moduli elástico celular em 40 a 50%Da mesma forma, em amostras de tecido uretra cadavérico, as injeções de agulha williams não produziram diferença significativa no moduli elástico celular em comparação com os controles. No entanto, observou-se uma redução significativa de 51%, após injeções de jato d'água.
É preciso apenas ter certeza de que as injeções da agulha não penetram totalmente no tecido que está infligindo lesão. Com o jato d'água, é preciso colocar apenas o dispositivo na posição correta na área de injeção, enquanto o resto é feito automaticamente pelo próprio dispositivo. Como o dispositivo jato d'água foi desenvolvido para combinar e se encaixar em dispositivos endoscópicos, você pode usar as aplicações do jato de água para qualquer local do corpo que possa ser alcançado por essas tecnologias cistoscópicas ou endoscópicas para regenerar tecidos e fazer o trabalho de reparo.
