Isolierung und Charakterisierung von Einzelzellen aus Zebrafischembryonen

Zusammenfassung

This protocol describes a method for isolating single cells from zebrafish embryos, enriching for cells of interest, capturing zebrafish cells in microfluidic based single cell multiplex systems, and assessing gene expression from single cells.

Zusammenfassung

The zebrafish (Danio rerio) is a powerful model organism to study vertebrate development. Though many aspects of zebrafish embryonic development have been described at the morphological level, little is known about the molecular basis of cellular changes that occur as the organism develops. With recent advancements in microfluidics and multiplexing technologies, it is now possible to characterize gene expression in single cells. This allows for investigation of heterogeneity between individual cells of specific cell populations to identify and classify cell subtypes, characterize intermediate states that occur during cell differentiation, and explore differential cellular responses to stimuli. This study describes a protocol to isolate viable, single cells from zebrafish embryos for high throughput multiplexing assays. This method may be rapidly applied to any zebrafish embryonic cell type with fluorescent markers. An extension of this method may also be used in combination with high throughput sequencing technologies to fully characterize the transcriptome of single cells. As proof of principle, the relative abundance of cardiac differentiation markers was assessed in isolated, single cells derived from nkx2.5 positive cardiac progenitors. By evaluation of gene expression at the single cell level and at a single time point, the data support a model in which cardiac progenitors coexist with differentiating progeny. The method and work flow described here is broadly applicable to the zebrafish research community, requiring only a labeled transgenic fish line and access to microfluidics technologies.

Einleitung

Die meisten aktuellen Studien der Zell- und Molekularbiologie sind auf Bevölkerungsdurchschnittswerten. Jedoch können wichtige biologische Ereignisse, die von diesen traditionellen populationsbasierten Analysen maskiert werden, da kleinere Populationen wichtige Rollen in biologischen Prozessen und Krankheitsverlauf spielen können. Genexpression in heterogenen Populationen auf Einzelzellebene zu verstehen , kann (und hat) führen zu relevanten biologischen und klinischen Erkenntnisse ^1,2. Von Bedeutung für die embryonale Entwicklung Studien, in einer größeren Population von Zellen, sind Vorläuferzellen oft unterrepräsentiert, so dass es schwierig subtile Veränderungen in der Genexpression zu erkennen , die letztlich Entscheidungen Zellschicksal ³ einzuleiten. In ähnlicher Weise kann eine einzige Zelltyp unterschiedlich haben Expressionsprofile in Reaktion auf die Mikroumgebung ^4. Zum Beispiel resident Endothelzellen im selben Organ oder in verschiedenen Organen (z. B. Aorta oder Niere) zeigen signifikante Heterogenität trotz teilen gemeinsame morp⁵ hological und funktionellen Eigenschaften. Darüber hinaus können die gleichen Tumor Bestücken Krebszellen haben auch molekularen Profile oder Mutationen auf Einzelzellebene ⁶ variiert.

In Modellsystemen hat Transkriptomik in einzelnen Zellen erfolgreich neue Zellpopulationen identifiziert, charakterisiert Zwischenzustände , die während der Zelldifferenzierung auftreten, und offenbarte Differential zelluläre Reaktionen ^7.8.9 auf Reize. Solche Einsichten hätte in herkömmlichen populationsbasierten Studien maskiert. Zebrabärbling-Embryonen sind eine enorm in Anspruch genommenen Quelle von Stammzellen, Vorläufer und differenzierenden Zellen für Fragen der einzelnen Zelle Heterogenität und molekulare Regulation von zellulären Identitäten während der Entwicklung zu erforschen. Ihre hoch schablonenhaft , ex vivo Entwicklung und einfache genetische Manipulation machen sie ein ausgezeichnetes Modellsystem für diesen Ansatz ^10,11. Insbesondere wird eine große Einschränkung der Interpretation von einzelnen Zelle gene - Expressionsdaten ist , dass eine zuverlässige Identifizierung neuer Zwischenzellenzustände während der Entwicklung sehr sorgfältige Timing von Gewebe erfordert Sammlung ^9. Dies ist notwendig, um sicherzustellen, dass die Heterogenität zwischen gefangenen Zellen Heterogenität innerhalb eines Gewebes an einem einzigen Zeitpunkt anstatt Heterogenität in der Genexpression stellt durch altersabhängige Zelldifferenzierung dargestellt. Im Vergleich zu Mäusen, Zebrabärbling Embryonalentwicklung genau über eine große Anzahl von Embryos ¹² synchronisiert werden kann. Zusätzlich mit großer Gelegegrößen, Genaktivität kann als ergiebige Quelle für Stamm- und Vorläuferzellen verwendet werden.

Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren, Zellen von Zebrafischembryos zu isolieren und Einzelzellen mit einem handelsüblichen integrierten Mikrofluidik Schaltung (IFC) Chip und Autoprep System für qRT-PCR Genexpressionsanalyse zu erfassen. Dieses Protokoll kann keinen hohen Durchsatz Multiplexassays einschließlich ganze schnell übertragbarTranskriptom - Sequenzierung , die ¹³ umfassendere Analyse der zellulären Heterogenität ermöglicht. Es bietet auch einige Vorteile zu herkömmlichen Genexpressionsassays. Die Einzelzellisolierung Protokoll ergibt eine hohe Lebensfähigkeit nach FACS, die den Anteil von kompromittierten Zellen verringert, die in Downstream-Anwendungen enthalten sind. Durch die Verwendung eines IFC kann gefangenen Zellen direkt Erfassungsraten beobachtet werden, um zu bewerten und Zellgesundheit morphologisch beurteilen. Darüber hinaus ist dieses Protokoll zu der Zebrabärbling Forschungsgemeinschaft breit anwendbar und erfordert nur einen markierten transgenen Fischen Linie und den Zugang zu mikrofluidischen Zellerfassungstechnologien.

Als Beweis für das Prinzip, von Herz-Vorläufern abgeleitet Einzelzellen wurden auf einem IFC Chip isoliert und gefangen genommen und dann die relative Häufigkeit von Herz-Differenzierungsmarker wurde durch qRT-PCR gemessen. Genexpressionsanalyse auf Einzelzellebene zeigt, dass Herz-Vorläufern mit ihren differe koexistierenntiating Nachkommen. Die Einsicht von Single-Cell-Profilierung von Herz-Vorläufern gewonnen können unter Herzvorläuferzellen während der Entwicklung von Wirbeltieren Licht auf die Heterogenität in Genexpressionsmuster Schuppen, die in der traditionellen populationsbasierten Analysen maskiert wurden.

Protokoll

Dieses Protokoll erfordert die Verwendung von lebenden, erwachsenen Zebrafischembryonen zu erzeugen. Die Embryonen werden für die Gewebesammlung geerntet. Es ist wichtig, die Genehmigung zuständigen Ethik Review Boards zu erhalten, dieses Experiment durchzuführen.

1. Besorgen Inszenierte Embry

1. Am Tag vor dem Experiment, bereiten gesunde, erwachsene Zebrafisch für die Zucht. Setzen Sie ein Mann und eine Frau, die auf gegenüberliegenden Seiten eines klaren Teiler in einem Zuchtbecken.
2. Wiederholen 1.1 für so viele Zuchtbecken als notwendig für eine ausreichende Embryo Produktion für die nachgeschaltete Anwendung. Erhalten Embryonen von beiden Wildtyp-Fisch und transgene Fische, die fluoreszierende Proteine ​​in den Zelltyp von Interesse exprimieren.
   HINWEIS: Die Anzahl der Embryonen für die Downstream-Anwendungen in den Schritten 2-8 benötigt wird, hängt von der relativen Häufigkeit der Zellen von Interesse zu dem Zeitpunkt, von Interesse. Obwohl dies nach Zelltyp variieren kann, produzieren 200 Embryonen 2000-5000 sortierten Zellen, wenn die cells von Interesse repräsentieren <1,0% der gesamten Zellen bei 24 HPF (Stunden nach der Befruchtung).
3. Am nächsten Morgen, ändern Sie das Wasser in der Panade Tank von Fisch zu einem frischen Zuchtbecken und entfernen Sie die Trennlinie zu übertragen. Kippen Sie den Tank in einem Winkel Zucht zu fördern.
4. Sammeln Sie inszeniert Embryonen.
   1. Alle 15 min, sammeln Embryonen, die durch die Erwachsenen zu einem frischen Zuchtbecken zu übertragen und die Eier vorbei, die hinten durch ein Teesieb gelassen werden.
      HINWEIS: Zebrabärbling-Embryonen synchron entwickeln, wenn bei vergleichbaren Dichten und Temperaturen gehalten.
   2. Spülen Sie die Eier mit Ei Wasser (0,21 g / L Instant Ocean Salze in 1 l doppelt destilliertem Wasser) aufnehmen und in eine Petrischale. Übertragen Sie die Petrischale mit einem feuchten Inkubator bei 28,5 ° C mit Luftzirkulation.
5. Zwei Stunden nach der letzten Erhebung, Art befruchtet, mehrzelligen Embryonen in 10 cm Petrischalen und reduzieren Dichte auf 50 Embryonen pro Schale. Wählen Embryonen aus einem einzigen, 15min Zeitfenster Sammlung für Downstream-Anwendung. Inkubieren Embryonen bei 28,5 ° C.
   HINWEIS: Zum Beispiel sammeln Embryonen bei 08.30, 08.45, 09.00, 09.15, 09.30, 09.45, 10.00 und 10.15 Uhr. Vergleicht man über Zeitpunkte, wenn die größte Zahl der befruchteten Embryonen aus den Klauen um 9:00 gesammelt sind, dann verwenden Sie nur diese Embryonen für die Downstream-Anwendungen.

2. für Einzel Zelldissoziationsmedium Set Up

1. Etwa 30 Minuten vor dem Zeitpunkt der Umgebung (18 HPF) entfernen Embryonen aus ihrem Chorion manuell mit einer feinen Pinzette.
2. Sammeln und beschriften Sie die folgende für jede Bedingung: zwei 2 ml Mikrozentrifugenröhrchen, ein 40 & mgr; m Zelle Sieb, einer 35 mm Zellkulturschale und zwei FACS-Röhrchen mit einem Sieb 35 um Zelle gekrönt.
3. Kühlen Sie die folgenden Reagenzien auf Eis: Ei Wasser 0,21 g / L Instant Ocean Salze in 1 l doppelt destilliertem Wasser enthält; De-yolking Puffer enthaltend 55 mM NaCl, 1,8 mM KCl und 1,25 mM NaHCO ₃; und FACS-Puffer enthält, Leibovitz L-15-Medium, supplementiert mit 5% hitzeinaktiviertem fötalem Rinderserum.
4. Bringt 1 ml pro Probe Zelldissoziationsmedium Reagenz 1 auf RT. Thaw 1 ml Zelldissoziationsmedium Reagenz 2 pro Probe auf Eis. Bringen Sie unmittelbar vor dem Gebrauch auf RT.

3. Single Zelldissoziationsmedium

1. Unter Verwendung einer breiten Bohrungsglaspipette übertragen 100-300 Embryonen in ein 2 ml Mikrozentrifugenröhrchen in einem minimalen Volumen an Wasser Egg.
2. Euthanize Embryonen, die durch Wasser mit 1 ml eiskaltem Ei Wasser ersetzt und Untertauchen Rohr in Eis für 20 min.
   ACHTUNG! Es ist wichtig , die Zustimmung angemessenen institutionellen Tierpflege Aufsichtsgremium für diese Euthanasie Verfahren zu erhalten (auf Eis durch Zelldissoziationsmedium als sekundäre Euthanasie gefolgt Kühlen). Standard-Euthanasie erfordert in der Regel, dass Embryonen <3 Tage nach der Befruchtung gebleicht werden, nachdem sie gekühlt werden, die für den Erhalt der lebenden Zellen nicht geeignet ist.
3. Waschen Sie die Embryonen zweimal mit 1 ml eiskaltem Wasser Ei. Zum Waschen verwenden, um eine breite Bohrung Glaspipette Ei Wasser und P1000 zu entfernen Egg Wasser hinzuzufügen.
4. Entfernen Sie das Eigelb durch den Embryo Wasser mit 1 ml Deyolking Buffer ersetzen und Verreiben 8-12 mal mit einer P1000 Spitze, oder bis das Eigelb gelöst und nur die Körper der Embryonen sind sichtbar.
5. Sammeln Sie das Gewebe durch Zentrifugation bei 300 g für 1 min. Verwenden Sie eine Pipette vorsichtig den Überstand zu entfernen, ohne das Gewebe Pellet zu stören. Re-suspend in 1 ml Wasser Ei.
6. Wiederholen Sie Schritt 3.5 für insgesamt drei Waschungen, aber auf dem letzten Waschen resuspendieren in 1 ml RT Zelldissoziation Reagenz 1.
7. Inkubieren in Zelldissoziation Reagenz 1 10 min bei RT mit Rohren horizontal angeordnet. Alle 2-3 min, verreiben vorsichtig mit einem P1000 Pipette Verklumpen zu verhindern.
   Hinweis: Behandeln Proben sanft während Verreiben Schritten. Irgendwann eine einzige, werden große Klumpen aus einem Gewirr von Embryo Körper in der Röhre bilden. Dieser Willezerstreuen mit zusätzlichen Verdauung durch vorsichtiges Zerreiben unterstützt. NICHT VORTEX.
8. Sammeln Sie Gewebe durch Zentrifugation bei 300 g für 3 min. Überstand entfernen und resuspendieren in 1 ml Zelldissoziationsmedium Reagenz 2.
9. Inkubieren für 5-15 min bei RT. Die Röhrchen horizontal. Alle 2-3 min, verreiben sanft Verklumpen zu verhindern. Alle 5 min, zu bewerten Verdauung Fortschritt.
   1. Zur Beurteilung der Verdauung Fortschritt, verdünnen 2 ul Überstand in 18 & mgr; l FACS-Puffer und Pipette als ein Tröpfchen auf einer Zellkulturschale.
   2. Legen Sie ein Deckglas über die Probe und beobachten unter einer Gewebekultur Mikroskop bei 10X und 20X Vergrößerung.
      HINWEIS: Die Zubereitung als eine Mischung aus einzelnen Zellen, kleine Cluster, große Cluster erscheinen soll, und gelegentlich meist intakten Embryo Körper.
   3. Visuell beurteilen, um den Anteil der Zubereitung, die einzelne Zellen und kleine Cluster ist.
      HINWEIS: Über Verdauung Lebensfähigkeit zu reduzieren; Unter Verdauung wird einzelne Zellausbeute zu reduzieren.
10. Sammeln der Zellpräparation durch Zentrifugation bei 300 xg für 5 min. Überstand verwerfen und erneut zu suspendieren in 1 ml kaltem FACS-Puffer.
11. Befeuchten Sie ein 40 & mgr; m Zellsieb mit FACS-Puffer. Übergeben Sie die Zellsuspension durch die 40 & mgr; m Zelle Sieb auf eine 35 mm-Zellkulturschale. Waschen Sie die Zelle Sieb einmal mit 1 ml FACS Sortierpuffer.
12. Übertragung der Durchfluss in ein 2 ml-Mikrozentrifugenröhrchen. Sammle die Zellen durch Zentrifugation bei 300 xg für 5 Minuten und Resuspendieren in 100 & mgr; l FACS-Puffer.
13. Graf Zellausbeute unter Verwendung einer Zählkammer. Verdünnen Weitere Proben bis 5x10 ⁶ Zellen pro ml oder optimale Konzentration für die FACS - Maschine der Wahl empfohlen. Optional Wenn diese der Hemocytometer, Gegenfärbung toten Zellen mit Trypanblau Zellausbeute zählen Lebensfähigkeit der Zellpräparation Sortierung vor der FACS zu bestätigen.
    HINWEIS: Die Vorbereitungen, die zu verdünnen sind, werden überschüssige Menge an Zeit in Anspruch nehmen zu sortieren. Die Vorbereitungen, die zu sind concentrated neigen zu Multimeren zu verklumpen und sind suboptimal für eine reine Population zu sortieren.
14. Reserve 10-20% jeder Probe als ungefärbten Kontrollen. Für restlichen Proben, Flecken tote Zellen durch Zugabe eines fluoreszierenden Live / Dead (L / D) Diskriminierung in jeder Probe zu färben. Nicht waschen.
    Hinweis: alle Fluoreszenzfarbstoff, der Zellen mit beeinträchtigter Zellmembranen und Flecken Nukleinsäuren durchdringt, kann als L / D-Farbstoff verwendet werden, vorausgesetzt, dass die Fluoreszenzspektren mit der FACS-Maschine der Wahl und des Fluorophors Kennzeichnungs Zellen von Interesse vereinbar ist.
    1. Nicht waschen die Herstellung nach den Farbstoff Zugabe, da einige Zellen im Transitverkehr zu FACS Reinigung sterben werden und sollte aus der sortierten Population ausgeschlossen werden.
15. Befeuchten Sie die 35 & mgr; m Zellsieb capped FACS-Röhrchen mit 20 & mgr; l FACS-Puffer. In Zellen mit dem Sieb und sammeln durch die Schwerkraft. Lagern auf Eis.

4. FACS Anreicherung

1. Verwenden Sie FACS für einzelne zu bereichern, Lebende Zellen, die fluoreszierende Marker exprimieren.
   1. Stellen Sie eine Gate-Zellen, die aus Trümmern in einem Streudiagramm der Vorwärtsstreuung (FSC-A) Amplitude vs Seitenstreuamplitude (SSC-A), die beide mit linearer Skalierung zu unterscheiden.
      Achtung! Zebrabärbling - Zellen sind typischerweise kleiner als Maus oder menschliche Zellen. Dies ist in einem unteren basal Trennung zwischen den Zellen und Debris reflektiert.
   2. Vom Tor in 4.1.1 festgelegt, setzen Sie ein Tor für einzelne Zellen zu bereichern und Multimere mit einem Streudiagramm Vorwärtsstreuung Höhe (FSC-H) und Low-Side-Streuhöhe (SSC-H), die beide mit linearer Skalierung auszuschließen.
      Hinweis: Zellen mit überproportional hohen FSC-H und niedrigen SSC-H sind wahrscheinlich Multimere und werden von der Sortierung ausgeschlossen.
   3. Vom Tor Satz in 4.1.2, mit einzelnen Farbsteuerung, setzen Sie ein Tor nur lebende Zellen enthalten ein Streudiagramm von FSA-A mit linearer Skalierung und Amplitude des Kanals verwendet, um L / D Fleck mit log Skalierung zu erkennen. Fügen L / D-negativen Zellen.
   4. Vondas Tor in 4.1.3 festgelegt, einzelne Farbsteuerung verwenden, stellen eine Gate nur lebende Zellen mit positiven Fluoreszenz unter Verwendung eines Streudiagramm von FSA-A mit linearer Skalierung und Amplitude des Kanals verwendet werden, zu fluoreszierendes Protein Zellmarker mit Log-Skalierung zu erkennen . Fügen Sie positive Zellen.
   5. Gesetzt keine Kompensationssteuerungen, falls erforderlich, für eine Interferenz zwischen dem L / D-Färbung und fluoreszierendes Protein Spektren zu berücksichtigen.
2. Set Art Logik-Zellen, die in alle Tore in Schritt 4.1 gesetzt fallen.
   1. Mit Doppel-Zellen markiert, überprüfen Sie für Zellsortierung Gating.
      HINWEIS: Die Zellen für die Sortierung werden die Zellen statt Schutt, einzelner Zellen anstatt Multimere, L / D-negativ und Fluoreszenz-positiven Zellen sein.
3. Sortieren 2.000-4.000 Zellen aus der Population von Interesse in 5 ul kaltem FACS-Puffer in einem Mikrozentrifugenröhrchen auf Eis. Um Scher und Belastung auf Zellen während des Sortierens, verwenden Sie die niedrigsten Drücken möglich, dass die Zelle zu minimierenSorter.
   HINWEIS: Die 5 ul Tröpfchen FACS Puffer dient als Puffer für Zellen die FACS-Maschine verlassen. 2.000-4.000 Zellen Sammeln direkt in FACS-Puffer beseitigt die Notwendigkeit für die Zentrifugation vor auf die IFC-Chips zu laden. Diese Strategie wird empfohlen, weil der Zentrifugation zur Bildung von Multimeren führen kann, wenn die Zellen miteinander in dem Pellet anhaften.
4. Beurteilen Sie die Post-Sortiertragfähigkeitsanalyse.
   1. Übertragung 1 & mgr; l Zellen in ein frisches FACS-Röhrchen sortiert mit 100 ul FACS Sortierpuffer und 1: 1000 Verdünnung von L / D-Fleck. Führen Sie die Zellen durch die FACS-Sorter mit der Gating-Strategie in Schritt 4.1. Verwenden Sie den Anteil von L / D negativ auf positiv Lebensfähigkeit von sortierten Zellen abzuschätzen.

5. Wägezellen auf Mikrofluidik-Chip

1. Mit Hilfe einer Zählkammer, messen sowohl die Konzentration und Größe der sortierten Zellen.
   1. Verdünnte sortierten Zellen auf mindestens 10 & mgr; l. Einen aliquoten von 5 μ; L Zellen mit 5 ul Trypanblau. Legen Sie auf Hämozytometer und anwenden Deck.
   2. Sammeln Hellfeldbilder aller Zellen in 4 x 4 Gitter von Hemocytometer. Zählen Sie die Anzahl der lebenden Zellen und berechnen lebenden Zellen / ml. Lebende Zellen nehmen nicht Trypan blau.
      HINWEIS: Verwenden Sie eine beliebige Standard-Bildanalyse-Software, den Durchmesser aller lebenden Zellen zu messen. Berechnen Sie den Mittelwert und Standardabweichung der Zellengröße, und wählen Sie von Interesse, eine IFC Platte geeignet für die Zellgrößenbereich. Wenn Zellgrößenbereich eine IFC Plattenzellgrößenbereich spreizt, verwenden Sie mehrere Platten, die das gesamte Spektrum von Zellen von Interesse zu erfassen.
2. Wägezellen auf IFC Platte den Anweisungen des Herstellers nach (siehe Materialien).
   1. Verdünnte Zellen bis 1x10 ⁶ Zellen / ml und Auftrieb Optimierung durchführen als den Anweisungen des Herstellers.
      HINWEIS: weder Buoyancy Optimierung sorgt dafür, dass die Zellen auf den Boden sinken, noch schweben an die Spitze des Lade well für optimale Beladung auf IFC Chip. Das Verhältnis von Puffer zu Zellen, die durch Zelltyp kann variieren, aber liegt typischerweise im Bereich 6: 4-7: 3 von Zellen: Puffer.
   2. In Zellen auf grundierte-IFC-Platte. Lastplatte in kompatible Fluidik-Maschine, und führen Sie Skript, um eine Zelle Ladezellen durch Mikrofluidik Schaltung zu schieben und in Capture-Bahnen.
3. Bestätigen Sie, dass Zellen in Fangstellen auf IFC Platte eingelegt werden.
   1. Entfernen IFC Platte von Fluidik-Maschine. Montieren Sie die IFC Platte auf einem Mikroskop mit einem Plattenadapter ausgestattet.
   2. Sammeln Sie Schnappschüsse von Hellfeld und Fluoreszenz für jede Einfangstelle bei 10-facher Vergrößerung.
      HINWEIS: Hell Capture Zeiten können von 10 bis 50 ms liegen, je nach Lampenintensität. Die Fluoreszenz-Capture-Zeiten können 250 bis 750 ms liegen, abhängig von Fluorophor Helligkeit. Vermeiden Zellen überzubelichten Lichtschäden zu verhindern.

6. cDNA Synthesis

1. Führen Zelllyse in situ gemäß IFC Platte Anweisungen des Herstellers.
   1. In Lysepuffern in die Vertiefungen auf IFC Platte. Lastplatte auf kompatible Fluidik-Maschine und Lauf Zelllyse Skript als den Anweisungen des Herstellers.
2. Führen Sie die reverse Transkription nach IFC Platte Anweisungen des Herstellers.
   1. In der reversen Transkription Reagenzien IFC Platte. Lastplatte auf kompatible Fluidik-Maschine. Führen Sie die reverse Transkription-Skript. Probenzyklusbedingungen: 1 Zyklus bei 25 ° C für 10 min, 1 Zyklus bei 42 ° C für 1 h, dann 1 Zyklus bei 85 ° C für 5 min.
3. Führen Sie Vorverstärkung mit Gen-spezifischen Sonden nach IFC Platte Anweisungen des Herstellers.
   HINWEIS: Aufgrund ihrer höheren Spezifität bei niedriger Kopienzahlen verwenden fluorogenen-markierten Sonden anstatt für den Einsatz optimierte Sonden mit Interkalator Farbstoffen.
   1. Pool-Primer und verdünnt auf endgültige 180 nM jeder. In gepoolten Primer an IFC Platte. Lastplatte auf kompatible FLUIDIcs Maschine. Führen Sie Vorverstärkung Skript.
4. Führen Vorverstärkung mit den folgenden Zyklusbedingungen: 1 Zyklus bei 95 ° C für 10 min, dann 18 Zyklen mit 15 sec bei 95 ° C denaturieren dann Tempern und Verlängerung bei 60 ° C für 4 min. Store cDNA bei 4 ° C bis zur Ernte vorge amplifiziert. Ernte-cDNA aus mikrofluidischen Platte gemäß den Anweisungen des Herstellers und lagern bei -20 ° C bis zur Verwendung.

7. Wählen Sie cDNA von Einzelzellen für Einzelziel qRT-PCR

1. Verdünnte cDNA in 25 & mgr; l Verdünnungs Reagens nach den Anweisungen des Herstellers.
   HINWEIS: Die ungefähre endgültige Ausbeute beträgt 28 & mgr; l von vorverstärkten cDNA pro Zelle. Reservieren Sie einen aliquoten Teil des Verdünnungsmittels für die Verwendung als nicht-Template Kontrolle in qRT-PCR.
   1. Mit Bezug auf Hellfeld und Fluoreszenz-in-Schritt aufgezeichneten Bilder 5.3.2, Score jede Einfangstelle. Manuell zu zählen und die Anzahl der Zellen aufzuzeichnen. Beurteilen und notieren, ob jede Zelle Grippeorescent.
      HINWEIS: Jede einzelne Website enthalten 0, 1 oder> 1 Zelle, wo> 1 Zelleinfang Websites umfasst, die mehrere Zellen und / oder nicht identifizierbare Trümmer enthalten. Wenn die Bilder ausreichender Qualität, ein Pixelwert sind auch zugeordnet werden können, um die Intensität des Fluoreszenzsignals quantitativ zu bestimmen.
2. Ausgewählte Proben für qRT-PCR-Analyse.
   1. Wählen Sie cDNA-Proben von Fangstellen identifiziert in Schritt 7.2, die genau 1 Zelle mit positiven Fluoreszenz enthalten. Pool 1 & mgr; l Aliquots von cDNA aus jeder Probe.
      ANMERKUNG: Dies ist der "Pool" positive Kontrolle verwendet, um zu bestimmen, ob die Gene von Interesse in einer der ausgewählten Zellen exprimiert werden.
   2. Wählen Sie cDNA aus mindestens einer Fangstelle, die genau 0-Zellen als negative Kontrolle enthält. Verwenden Sie Verdünnungsmittel aus Schritt 7.1.2 als No-Template-Steuerung.
3. Führen Sie qRT-PCR-Assays.
   1. Verwenden Sie nur Sonden verwendet für die Prä-Amplifikation in Schritt 6.4.1. Laden Sie alle Proben in triplicate. Zyklusbedingungen für eine 10 & mgr; l-Reaktion auf einer 384-Well-Platte: 1 Zyklus 50 ° C 2 min, 1 Zyklus 95 ° C für 10 min, 40 Zyklen mit 95 ° C 15 sec Denaturierung dann Annealing und Extension bei 60 ° C für 1 Minute

8. Datenanalyse

1. Validieren qRT-PCR-Produkte von Standard-Gelelektrophorese. Bestätigen Produkt eine einzelne Bande bei einem erwarteten Molekulargewicht (variiert für jede Sonde).
   HINWEIS: Wenn eine Sonde mehrere Bänder oder eine einzelne Bande bei einem ungeeigneten Größe erzeugt, dann Spezifität ist fraglich, und das schließt das Gen aus der Analyse.
2. Überprüfen Sie alle Amplifikationskurven und Konto für alle Anomalien ^14. Berechnen Sie den Mittelwert CT - Wert für jede Probe / Gen - Kombination ^15.
   HINWEIS: CT-Werte für positive Kontrollen liegen typischerweise im Bereich von 10 bis 30. CT-Werte für negative Kontrollen liegen typischerweise im Bereich von 35 bis 40 (ohne Verstärkung). CT-Werte von 30 bis 35 sind sehr niedrig Ausdruck betrachtetund sollten mit Vorsicht interpretiert werden ^14.
3. Report-Daten
   1. Wenn Proben in der CT fallen = 10-30, Daten auch als fache Veränderung der Transkript Fülle relativ zu einer Kontrollprobe gemeldet werden kann.
      HINWEIS: Falten Änderung gleich 2 ^ ^{(- ΔΔCT)} , wo ACt zu einem Housekeeping - Gen relativ ist , indem die durchschnittliche CT der Probe aus dem Housekeeping - Gen subtrahiert und ΔΔCT ist die Unterschiede in ACt zwischen der Probe und einer positiven Kontrolle ^15.

Ergebnisse

Als Beweis für das Prinzip wurde die Genexpression zu bewerten Differenzierung Dynamik während der Herzentwicklung erforschen. In Zebrabärbling entstehen Herzvorläuferzellen aus einer mesodermalen Population von Zellen, die an der vorderen Seitenplatte Mesoderm wandern, wo sie verschmelzen die lineare Herzrohr zu bilden. Vor der Fusion beginnen Herz Vorläufern den Transkriptionsfaktor Nkx2.5 (NK2 homeobox 5) zum Ausdruck bringen, die die früheste spezifischer Marker für H...

Diskussion

Das hier beschriebene Verfahren verwendet die Expression eines Fluoreszenzprotein unter der Kontrolle eines Zelltyp-spezifischen Promotor eine Population von Herzvorläuferzellen von Zebrabärbling-Embryonen in mikrofluidischen assistierten Einzelzellerfassungssystem zur Verwendung zur Anreicherung Expression einer Untergruppe von Herz Gene in einzelnen zu beurteilen Zellen. Vorausgesetzt, dass FACS Laseranregung und Emissionsfähigkeiten sind kompatibel mit dem Fluorophor (en) der Wahl kann dieses Verfahren für jeden ...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Supplies
Dumont #5 forceps	Fine Science Tools	11254-20	For removing the chorion from embryos
Microcentrifuge tube 2 ml	GeneMate	C-3261-1
40 um cell strainer	Biobasic	SP104151
35 mm culture dish	Falcon	351008
FACS tubes topped with 35 um cell strainer	Falcon	352235
P1000 and tips	Rainin	17005089
P20 and tips	Rainin	17005091
IFC chip manufacturer's protocol	Fluidigm	100-6117	Version 100-6117 E1 was used in representative experiment
Wide bore pastuer glass pippette	VWR	14673-010	For transferring embryos
Adult wild type zebrafish	N/A		We used AB line
Adult transgenic zebrafish	N/A		We used Tg(nkx2.5:ZsYellow)
Name	Company	Catalog Number	Comments
Reagents for cell dissociation
Double distilled water	N/A
Instant Ocean Sea Salt	Instant Ocean	SS15-10
NaCl	FisherScientific	S271-3	make stock in water and use for de-yolking buffer
KCl	Sigma Aldrich	P5405	make stock in water and use for de-yolking buffer
NaHCO3	Sigma Aldrich	S6014	make stock in water and use for de-yolking buffer
Leibovitz's L-15	Gibco	21083-027
FBS	FisherScientific	03-600-511	Heat inactivate; any brand of FBS should be fine
Cell Dissociation Reagent 1 -TrypLE	Life Technologies	12605-010	Store at room temperature.
Cell Dissociation Reagent 2 - FACSmax	Genlantis	T200100	Store -20; thaw on ice; bring to room temp before use
pronase (optional)	Sigma	P5147
L/D Dye - Sytox Blue	Life Technologies	S34857	Any live/dead stain suitable for flow cytometry will work
Trypan Blue	Gibco	15250-061
Name	Company	Catalog Number	Comments
Reagents for IFC plate use and qRT-PCR
Gene-specific probes			Probes will vary by experiment
TaqMan Probe ef1a	Life Technologies	Dr03432748_m1
TaqMan Probe gata4	Life Technologies	Dr03443262_g1
TaqMan Probe nk2-5	Life Technologies	Dr03074126_m1
TaqMan Probe myl7	Life Technologies	Dr03105700_m1
TaqMan Probe vmhc	Life Technologies	Dr03431136_m1
TaqMan Probe isl1	Life Technologies	Dr03425734_m1
TaqMan Gene Expression Master Mix	Life Technologies	4369016
Reagents listed in IFC manufacturer's protocol
C1 Reagent Kit	Fluidigm	100-5319	Reagents for loading cells onto IFC plate
Ambion Single Cell-to-CTTM	Life Technologies	4458237	Reagents for reverse transcription and pre-amplification steps
Molecular Biology Quality Water	Corning	46-000CM
C1 IFC for PreAmp (5-10 um)	Fluidigm	100-5757	IFC plate for small cells
Name	Company	Catalog Number	Comments
Equipment
C1 AutoPrep machine	Fluidigm	100-5477	For IFC plate use
Hemocytometer	Sigma Aldrich	Z359629	For counting cells and assessing cell size
Dissecting microscope			For removing embryos from chorion
Tissue culture microscope			For assessing single cell digestion
FACS machine			For isolating cells of interest