Murine Modelle bei der Entwicklung von Pharmakotherapien für Alkoholismus zu trinken: Trinken in der dunklen und zwei Flasche Wahl

Zusammenfassung

Alkohol-Gebrauch-Störung (AUD) ist ein wichtiges nationales Gesundheitsproblem und die Entwicklung wirksamer Therapien ist erforderlich, um den Bedürfnissen dieser Patientengruppe zu kompensieren. Zu diesem Zweck nutzt das folgende Protokoll zwei einfache Nager trinken-Modelle um die präklinische Wirksamkeit der Anti-Alkohol Bleiverbindungen zu beurteilen.

Zusammenfassung

Alkohol-Gebrauch-Störung (AUD) ist ein großes Problem mit mehr als einem geschätzten 76 Millionen Menschen weltweit die diagnostischen Kriterien erfüllen. Aktuelle Behandlungsmethoden beschränken sich auf drei FDA-zugelassene Medikamente, die weitgehend wirkungslos sind, auch in Kombination mit psychosozialer Intervention, wie deutlich die hohe Rückfall Rate. Als solche stellt die Suche nach mehr neuartige Therapien eine wichtige öffentliche Gesundheitsziel. Zu diesem Zweck das folgende Protokoll nutzt zwei einfache Nager trinken-Modelle um die präklinische Wirksamkeit der Anti-Alkohol Bleiverbindungen beurteilen: zwei-Flasche Wahl (TBC) und in der Dunkelheit (DID) trinken. Ersteres ermöglicht, dass Mäuse freiwillig trinken in Maßen, während letztere Mäuse, um freiwillige induziert eine große Menge an Alkohol in einem kurzen Zeitraum verbrauchen, die "Binge drinking" imitiert. Die einfache und hohen Durchsatz Natur beider dieser Paradigmen erlaubt für schnelle Screening pharmakologischer Substanzen oder zur Identifizierung von Stämme von Mäusen, die bestimmte freiwillige Trinkverhalten aufweisen.

Einleitung

Für die letzten 25 plus Jahre, hat erhebliche Anstrengungen zur Entwicklung von Medikamenten für die Behandlung von Alkohol-Gebrauch-Störung (AUD)¹gesetzt worden. Obwohl viele Fortschritte erzielt wurden, AUD immer noch eine große Gesundheitsproblem Auswirkungen auf mehr als 18 Millionen Amerikaner, und kostet mehr als $ 220 Milliarden jährlich^2,3. Derzeit gibt es nur drei FDA-zugelassene Medikamente, Disulfiram, Naltrexon und Acamprosat, die inkonsistente Ergebnisse in klinischen Studien und auch in Kombination mit psychosozialer Intervention in den Klinik-Einstellungen nur begrenzten Erfolg geführt haben ^{4 , 5 , 6 , 7}.

Einer der Hauptgründe für Ausfälle der aktuellen AUD Therapie ist mit der heterogenen Natur der AUD⁸verbunden. Während sowohl Umwelt-als auch genetische Faktoren Entwicklung von AUD zur, entfallen Erblichkeit schätzungsweise 50-60 % des Risikos von Beginn⁹. Ähnlich wie bei der Behandlung von Depressionen, ist es weithin anerkannt, dass Patienten mit AUD benötigen eine Vielzahl von Medikamenten, die zugeschnitten sind auf die Bedürfnisse des einzelnen Patienten¹⁰.

Natürlich gibt es eine dringende Notwendigkeit wirksamer Behandlungen, die erleichtert werden würde, wären schon mühsame und zeitraubende Prozess der Wirkstoffforschung optimierte³. Zu diesem Zweck zeigt das folgende Protokoll der präklinische Anwendbarkeit der zwei Nager trinken-Modelle am meisten benutzt, die neurobiologische Basis von AUD¹¹zu prüfen. Genauer gesagt, hierin eingeführte Methode beurteilen kann die Wirksamkeit der Kandidat Verbindungen bei Alkohol reduzieren Verbrauch in "mäßig" und "Alkoholexzesse" Szenarien unter Verwendung der zwei-Flaschen-Wahl (TBC) und trinken in den dunklen (DID) Paradigmen bzw.. Beide Paradigmen untersuchen nicht operanten Ethanol Selbstverwaltung, wobei Mäuse ingest Ethanol mündlich und am Willen, und daher hohe Gesicht zu veranschaulichen und Gültigkeit als Modell der menschlichen Alkoholismus¹¹zu konstruieren.

In TBC trinken, auch bekannt als freien Wahl trinken, trinken, Präferenz oder sozialen trinken gibt es zwei Flaschen Lösung ständig im Hause Käfig. Eine Flasche enthält Wasser und andererseits einer verdünnten Lösung von Ethanol, wobei die Konzentration von Ethanol variiert werden kann (zB., 5-30 % V/V)^11,12. Die Mäuse haben jederzeit Zugriff auf beide Flaschen, und daher können wie viel von jeder Flasche zu trinken.

Dieses Modell bewertet die Ethanol-Verbrauch von jeder Maus (g/kg), sowie das Ethanol Präferenz Verhältnis (Volumen Ethanol verbraucht ÷ Gesamtvolumen Flüssigkeit verbraucht). Es wird routinemäßig zur trinkende Ebenen über verschiedene Stämme von Mäusen oder nach einer bestimmten genetischen Manipulation zu vergleichen (zB., gen Knockout oder Zuschlag) und Ergebnisse in Ethanol Blutkonzentrationen (BECs) ähnlich wie beim Menschen ist bei der Trinken in Maßen^13,14.

In der DID-Verfahren, 3 h nach dem Start des dunklen Zyklus wird die Heimat Käfig Flasche Wasser mit einer Flasche von 20 % (V/V) Ethanol-Lösung für einen eingeschränkten Zugang Trinkgelage ausgetauscht. Die trinken Sitzungen auftreten als in Folge 4-Tage-Zyklus, dauerhaften 2 h am Tage 1-3 und 4 h am Tag 4. Tage 1-3 dienen als einen Alkohol-Gewöhnung-Zeitraum vor der Prüfung am 4. Tag. Infolgedessen Mäuse verbrauchen zuverlässig genug Ethanol um BECs erreichen > 100 mg/dL und folglich zeigen die Auswirkungen auf das Verhalten des Rausches findet man bei Menschen, die Alkoholexzesse^13,14,15. Wasser kostenfrei bei allen Zeiten als die Trinkgelage.

Es gibt mehrere Varianten von begrenzten Zugang zu Trinkwasser. Zum Beispiel erhalten die intermittierende Zugriffsmodell Mäuse zwei Flaschen (eine mit Wasser und das andere mit 20 % (V/V) Ethanol) nur am Montag, Mittwoch und Freitag mit einer 24 h und 48 h Wartezeit an Wochentagen und Wochenenden, bzw.¹⁶. Nach mehreren Wochen der intermittierenden Zugang die Mäuse werden allmählich und freiwillig eskalieren trinken Ebenen, schließlich erreichen BECS ähnlich, was in der DID-Modell beobachtet wird. Die DID, scheint jedoch das am häufigsten verwendete Modell Binge-Trinken Verhalten zu beurteilen. Gibt es andere Modelle der intermittierenden trinken, aber sie verlassen sich auf die Beschränkung des Zugangs zu Nahrung oder Dampf Kammer induzierten Anstieg der freiwilligen Selbstverwaltung, wodurch sie weniger Vertreter der menschlichen Freiwilligen Alkohol Konsum¹⁶.

Protokoll

Alle hier beschriebene Verfahren wurden von den institutionellen Animal Care und Nutzung Ausschüsse des Campus der University of Southern California Health Sciences genehmigt.

1. Versuchsaufbau und Montage

1. Erwerben alle der folgenden Lieferungen und Chemikalien vor Beginn der Studie: Mäuse, Käfige/Metal Käfig Tops, Einstreu, Nahrung, Wasser, Ethanol, Mehrkanalpipette Sipper Tops, schrumpfen, Wrap, Cuttermesser, Kabelbinder, Klebeband, Bunsenbrenner, Skala, Scheinwerfer.
2. Erhalten Sie C57BL/6J Mäuse, entweder durch eine kommerzielle Quelle oder eine eigene Kolonie, in Anbetracht, dass Mäuse Gruppe bis zum Testzeitpunkt untergebracht werden können.
   Hinweis: Die Gesamtzahl der Mäuse beschafft richtet sich nach der Komplexität des experimentellen Designs. Wollen Sie etwa 12-15 Mäuse pro Gruppe mit Pilotstudien nicht kleiner als 5-7 Mäuse pro Gruppe unterzubringen. In die repräsentativen Ergebnisse unten haben wir einen einfachen zwei-Gruppe-Einrichtung zur Beurteilung der Ursache-Wirkungs-Beziehung mit einer einzigen Dosis (5 mg/kg) des Medikaments (MOX) verwendet.
3. Folgen Sie den Schritten unten, um die Flaschen¹⁸montieren.
   1. Erhitzen Sie ein Gebrauchsmesser mit dem Bunsenbrenner.
   2. Schneiden Sie dieses Messer etwa einen Zoll aus den oberen und unteren Enden der ein Kunststoff 18 mL serologische pipettieren.
      1. Beachten Sie, dass kleinere Volumen Mehrkanalpipette (d.h., 10 mL) auch zur Erhöhung der Genauigkeit der Messung verwendet werden können.
   3. Das Pipettieren unter einer Heißluftpistole zu erwärmen.
   4. Legen Sie das Kugellager Sipper Rohr in die "untere" Ende des Pipettieren (das heißt, die Öffnung am nächsten 18 mL Strich-Linie).
   5. Dichten Sie die Sipper Röhre im Ort mit Schrumpffolie mit einem handelsüblichen Shrink Wrap Gun ab.
   6. Die andere Öffnung mit einem Silikon-Stopfen verschließen.

(2) Tier Gewöhnung

1. Beginnen mindestens 1 Woche vor dem Starttermin des Experiments, die Mäuse in den Raum, wo sind die experimentellen Verfahren durchgeführt werden, so dass sie zu den Haltungsbedingungen (einschließlich der Umgebungstemperatur (21 ± 1 ° C) und 12 h akklimatisieren können, übertragen Zyklusinversion hell/dunkel, mit Lichtern aus um 12:00). Achten Sie darauf, institutionellen Richtlinien zu folgen und die entsprechenden Kanäle vor dem Umzug Tiere von einem Ort zum anderen zu benachrichtigen.
   1. Wenn Mäuse aus einem standard hell/dunkel-Zyklus übertragen werden können Sie 2 Wochen hinweg zusätzliche Gewöhnung.
2. Füllen Sie die neugebildeten Flaschen bis zum Rand mit Wasser. Stellen Sie sicher, dass die Kappe sicher und frei von Luftblasen oder Lecks aus dem Auslauf geschlossen ist. Wenn Lösung undicht ist, wieder befestigen Sie den Deckel. Entfernen Sie eventuell vorhandene Luftbläschen einfach durch Antippen auf der Flasche, dass die Luft, das Rohr entweichen kann.
3. Bei der Ankunft Single Haus jede Maus in standard Polycarbonat/Polysulfon Käfigen mit Bettwäsche und einem Metallgitter-Käfig-Spitze; Abnehmen Sie den Käfig Deckel, da es nicht mehr verwendet wird.
   1. Bieten Sie Zugang zu Nahrung und Trinkflasche Ad Libitum.
   2. Sichern Sie jede Flasche an den Käfig-Spitze durch Umwickeln einer Kunststoff-Kabelbinder um jede Flasche um es zu fixieren. Schneiden Sie alle überschüssigen Plastik aus dem Kabelbinder um sicherzustellen, dass es nicht in den Käfig hinausragt.
      Hinweis: Für das Trinken im dunklen (DID) Verfahren ist nur eine einzige Flasche Wasser erforderlich. Gewöhnung an die zwei Flasche Wahl (TBC) Paradigma, erfordert jedoch, dass die Käfig-Einrichtung zwei Flaschen Wasser enthalten. Wenn die Metallgitter-Trichter zur Verfügung gestellt nur eine einzige Flasche Lösung halten soll, biegen Sie vorsichtig auseinander seinen Bars um Platz für eine zusätzliche Platte, die zweite Flasche für TBC Platz schaffen.
4. Richten Sie mindestens 3 Maus frei Kontrolle Käfige. Dadurch wird für die Überwachung von jedem Flüssigkeitsverlust verursacht durch Verdunstung oder Verschütten aus der Flasche, einfach ein natürliches Phänomen ist, das geschieht wie Käfige und aus dem Käfig Rack platziert werden (siehe Schritt 4.6.1 für Gleichungen 2.6.3 und 3.6.1).
5. Ab Tag 4 der 1-wöchigen Gehäuse Akklimatisierung, Messung und Aufzeichnung der täglichen Körper und Nahrung Gewichte jede Maus, mit Hilfe einer Skala (in Gramm) sowie die Wasseraufnahme, die Radierungen neben der umgekehrten Flasche, den höchsten Punkt der Aufnahme mit der Meniskus (in mL).
   1. Während es wissenschaftliche üblich, den tiefsten Punkt des konkaven Meniskus zu lesen ist, weil die Flaschen hängend während der Messung bleiben, notieren Sie den höchsten Punkt des Meniskus.
6. Bewerten Sie die Parameter der 2.5 mit den folgenden Gleichungen:
   1. Messen Sie den Körper Gewichtsänderung (g): Gewicht des aktuellen Tages (g) - Gewicht des Vortages (g).
   2. Messen Sie die Nahrungsaufnahme (g): Gewicht des Lebensmittels am Vortag (g) - Gewicht der Lebensmittel am aktuellen Tag (g).
   3. Wasseraufnahme (mL) zu messen: [Wassermenge am aktuellen Tag (mL) - Volumen des Wassers am Vortag (mL)] - durchschnittliche Wasserverlust aus alle Kontrolle Käfige (mL).
7. Wiederholen Sie Schritt 2.5 nacheinander, an Tagen 5-7, für die Bestimmung einer Baseline für die drei Tage unmittelbar vor der Einführung von Ethanol zu ermöglichen. Eine fortlaufende Aufzeichnung eingezogen werden, verlängern Sie die Akklimatisierung für die Bewertung der Baseline-Messungen ermöglichen.
8. Beginnen Sie Wasseraufnahme bis ± 10 % Variabilität aus dem Mittelwert der letzten 3 Tage stabilisiert, Ethanol Zugang mit TBC (unbegrenzt) oder DID (eingeschränkten).
   Hinweis: In seltenen Fällen können ein bis zwei zusätzliche Tage für Themen um diese Stabilität zu erreichen benötigt werden; erschrecken Sie nicht, wenn zusätzliche Zeit erforderlich ist, damit die Werte ±10 % Variabilität aus dem Mittelwert der letzten 3 Tage anzeigen.

(3) 24-Stunden zwei Flasche Wahl (TBC)

Hinweis: Ein Schaltplan ist in Abbildung 1bereit.

1. Bereiten Sie eine 10 % (V/V) Ethanol-Lösung bei einem Volumen von 500 mL 447,35 mL H₂O 52,65 mL 190 Beweis Korn Ethanol (~ 95 % Ethanol) hinzu; Achten Sie darauf, gründlich schütteln. Angesichts der Tatsache, dass Ethanol schnell verdunstet, ersetzen Sie die Lösung in alle 3-4 Tage-Intervall.
   Hinweis: Andere Konzentrationen von Ethanol können auch verwendet werden, aber die Autoren empfehlen eine Konzentration von 10 % für dieses Modell.
2. Am ersten Tag der TBC (Tag 8 frühestens) 1 2 Wasserflaschen, in jedem Käfig zu entleeren und füllen Sie ihn bis zum Rand mit den frisch zubereiteten Ethanol-Lösung. Angesichts der Tatsache, dass Ethanol und Wasser schwer optisch zu unterscheiden sind, eindeutig beschriften Sie die Flaschen mit dem entsprechenden Inhalt. Einfach tragen Sie ein Stück Kreppband in die Flasche und beschriften es mit einem Filzstift oder schriftlich direkt auf die Flasche.
3. Fügen Sie weitere Lösung für die Flasche Wasser nach Bedarf hinzu.
4. Stellen Sie die Flaschen wieder in den Käfig, um sicherzustellen, dass alle Caps sicher verschlossen sind und frei von Luftblasen oder Lecks aus dem Auslauf. Wenn die Lösung undicht ist, wieder befestigen Sie den Deckel. Entfernen Sie eventuell vorhandene Luftbläschen einfach durch Antippen auf der Flasche, dass die Luft in der Flasche entweichen kann.
5. Stellvertreter der Position der Flaschen täglich, für konditionierte Ort bevorzugt im Zusammenhang mit korrekt in trinken Aktivität beeinflusst (siehe Diskussion ).
6. Neben der täglichen Messungen von 2.5 und 2.6, die laufenden gewesen, Ethanol Aufnahmemengen sowie zu lesen beginnen. Analysieren Sie die 10 % Ethanol Aufnahme und Präferenz-Verhältnis mit den folgenden Gleichungen:
   1. Messen Sie die 10 % Ethanol-Aufnahme (mL): [Volumen Ethanol am aktuellen Tag (mL) - Volumen von Ethanol am Vortag (mL))]-Ethanol Verlust von alle Kontrolle Käfige (mL) im Durchschnitt.
   2. Messen Sie die 10 % Ethanol Zufuhr (g/kg): [10 % Ethanol Aufnahme (mL) x 0,07893 g/mL] / Körpergewicht (kg).
   3. Die Präferenz % zu messen: [10 % Ethanol Aufnahme (mL) / Wasser (mL)] X 100.
7. Als Ethanol Aufnahme stabil geworden ist, verabreichen Sie eine einzelnes Steuerelement (Kochsalzlösung) intraperitoneal (i.p.) Injektion (0,01 mL/g Körpergewicht) an jede Maus während der Messung Tagesablauf. Auf diese Weise gewöhnt sich Themen, die Injektion selbst.
   1. Stabilität ist definiert als ± 10 % Variabilität aus dem Mittelwert der letzten 3 Tage (gleich wie in Abschnitt 2.8).
      Hinweis: Es dauert bis zu 1 Woche für Ethanol Ebenen zu stabilisieren. Dies gilt insbesondere, wenn Mäuse aus einem früheren Experiment wieder eingesetzt und frühere Exposition zu Ethanol hatten. Die Steuerung ist einfach das Lösungsmittel verwendet, um das Medikament zu lösen.
8. Sobald eine Ethanol-Baseline mit geringer Variabilität wiederhergestellt, aufgeteilt, dass die Mäuse Dosierung wird Durchschnittswerte Gruppen verwenden die Ethanol-Aufnahme-Werte, so dass alle Gruppen ungefähr gleich Ethanol Aufnahme.
   1. Eine Gruppe als das Steuerelement (weiterhin Saline erhalten) und die andere als experimentell zu bezeichnen (i.p. Injektion des untersuchten Medikaments 0,01 mL/g Körpergewicht). Beginnen Sie tägliche Medikament Dosierung, entweder für eine akute oder mehrtägige Dauer. Anschließend kann die Steuerung wieder eingeführt, um die Post-Drogenwirkungen (optional) testen werden.
      Hinweis: Da trinken über einen langen Zeitraum von 24 Stunden überwacht wird, ist die Zeit der Dosierung Verwaltung nicht die dunklen Zyklus abhängig.

4. Trinken in der Dunkelheit (Tat)

Hinweis: Ein Schaltplan ist in Abbildung 3bereit.

1. An jedem Tag der geplanten Ethanol Zugang (1-4 Tage) die Messwerte für die Wassermenge, Nahrungsaufnahme und Körpergewicht, und Dosierung der Droge. Tun Sie dies in einer vorgewählten Zeit während der Licht-Zyklus, die gemäß der Pharmakokinetik des Medikaments so gewählt ist, dass die Verbindung ist / oder Annäherung an die maximale Gehirn Konzentration im Trinkwasser Zeitraum.
   Hinweis: Denken Sie daran, 1-3 Tage sollen die Mäuse zu trinken reichliche Ebenen von Ethanol in kurzer Zeit einfach zu akklimatisieren. Während Mäuse auf die menschlichen 0,08 BEC Niveau nicht erreichen; Diese "Trainingstage" sicherstellen, dass am Tag 4, während die etwas länger Trinkgelage in der Tat auf diesem Niveau zu trinken wird.
   1. Geben Sie alle Mäuse die Kontrolle (Kochsalzlösung) auf 1-3 Tage, und die Kontrolle oder Medikament, am 4. Tag. Dieses DID Verfahren tritt über einen Zeitraum von 3 Wochen auf ein Pre-Medikament (1 Woche), Droge (Woche 2) und Post-Medikament (Woche 4) Trinkgelage.
   2. Hinweis: Beachten Sie, dass während der Woche Medikament Dosierung, Tag 3 Ethanol Aufnahmemengen Mäuse entweder die Kontrolle oder Medikament Gruppe in einer Weise zuweisen wo die Ethanol-Aufnahmemengen beider Gruppen die wenigsten Variabilität haben verwendet werden. Dies ist im Gegensatz zu TBC, welche Gruppen basierend auf einem 3-Tages-Durchschnitt zuordnet.
2. Bereiten Sie eine 20 % (V/V) Ethanol-Lösung (20E) bei einem Volumen von 500 mL 394,75 mL H₂O 105,25 mL 190 Beweis Korn Ethanol (~ 95 % Ethanol) hinzu; Achten Sie darauf, gründlich schütteln.
3. Die Ethanol-Flaschen vor dem Trinkgelage zu füllen, so dass die Flaschen mit Wasser, sobald die DID beginnt einfach mit den Alkoholflaschen ersetzt werden kann.
4. Während der gesamten Sitzung DID (Schritte 4,5-4,8) verwenden Sie ein Rotlicht-Scheinwerfer, die Tiere nicht zu stören.
5. Zum Jahresbeginn die DID Trinkgelage, 3 Stunden in den dunklen Zyklus beginnen soll zeichnen Sie das Volumen des Wassers für jede Maus auf Dann ersetzen Sie jede Flasche Wasser mit einer Flasche 20E Lösung und Aufzeichnen der Ausgangspunkt Ethanol-Volumen.
6. Ablesen und Aufzeichnen der endgültigen Ethanol-Volumen 2 Stunden später, am Ende der Trinkgelage an 1-3 Tagen und 4 Stunden später am 4. Tag. Analysieren Sie die 20 % Ethanol Einnahme mit den folgenden Gleichungen.
   1. Messen Sie die 20 % Ethanol Aufnahme (mL): [von Ethanol am Ende der Sitzung (mL) - Volumen von Ethanol zu Beginn der Sitzung (mL) trinken trinken] - durchschnittliche Ethanol Volumenverlust von alle Kontrolle Käfige (mL).
   2. Messen Sie die 20 % Ethanol Zufuhr (g/kg): [20 % Ethanol Aufnahme (mL) x 0,15786 g/mL] / Körpergewicht (kg).
7. Am 4. Tag nur, sofort nach der Aufnahme von Ethanol Bände und vor Wiedereinführung Zugang zu Wasser sammeln Sie Blut um Blut-Ethanolkonzentration von jedem Mausklick (optional) zu beurteilen.
   Hinweis: Alle nicht-terminalen Blut Erfassungsmethode kann, wie Retro-Orbital Sinus Blutentnahme oder Stammvenen Blutentnahme verwendet werden. Nützliche Protokolle finden Sie unter Referenzen für Parasuraman Et al. ²¹ und Yardley Et al. ²⁰.
   1. Analysen mit verschiedenen Methoden einschließlich LCMS oder im Handel erhältlichen Maschinen durchführen (siehe Tabelle der Materialien).
8. Ersetzen Sie alle Ethanol-Flaschen mit Wasser in Flaschen und Rekord Wasservolumen.

Ergebnisse

In den folgenden repräsentative Untersuchungen wurde trinken modelliert mit dem zwei-Flasche Wahl (TBC)-Paradigma. Kurz, Mäuse hatten Zugang zu zwei Flaschen Lösung, von denen Wasser, und die anderen 10 % (V/V) Ethanol Lösung enthielt. Themen waren anschließend aufgeteilt und gleichmäßig, Medikament Behandlungsgruppen, Moxidectin (MOX) vs. Kochsalzlösung Kontrolle zugewiesen, so dass jede Gruppe Ethanol Aufnahmemengen mit der geringsten Abweichung im Durchschnitt würde.

Diskussion

Weltweite Schätzungen zufolge mehr als 76 Millionen Menschen die Kriterien um eine Diagnose für Alkohol Verwendung Störung (AUD) rechtfertigen. Leider derzeit verfügbaren pharmazeutische Behandlungen sind weitgehend wirkungslos und Weiterentwicklung ist notwendig, um die Bedürfnisse dieser klinischen Bevölkerung²⁰auszugleichen. Zu diesem Zweck das folgende Protokoll zielt darauf ab, dieses Unterfangen zu erleichtern, indem exemplarisch zwei der grundlegendsten Nager trinken Paradigmen: zwei-...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
1 L  graduated cylinder	VWR	https://us.vwr.com/store/product/20935285/marisco-single-scale-cylinder-graduates-john-m-maris-co	To prepare ethanol solution.
1 L glass bottle	Pyrex (Fisher Scientific)	https://www.fishersci.com/shop/products/pyrex-reusable-media-storage-bottles-12/p-42752	To prepare ethanol solution.
100 mL graduated cylinder	Fisher Scientific	https://www.fishersci.com/shop/products/kimble-chase-kimax-class-a-to-contain-graduated-cylinders-8/p-4369311	To prepare ethanol solution.
Analox			One potential method of analyzing DID blood samples is by using the analox machine
ball-bearing sipper tubes	Ancare Corp.	http://www.ancare.com/products/watering-equipment/open-drinking-tubes/straight-tubes-ball-point	Length: 2.5 inches, Diameter: 5/16 inches, Model: TD100
C57BL/6J Mice	Jackson lab	https://www.jax.org/strain/000664	May also come from internal breeding colony
disposable serological pipets	VWR International (VWR)	https://us.vwr.com/store/product/4760455/vwr-disposable-serological-pipets-polystyrene-sterile-plugged	10 mL, 18 mL, or 25 mL
ethanol, pure, 190 proof (95%), USP, KOPTEC	Decon Labs (VWR)	https://us.vwr.com/store/product/4542412/ethanol-pure-190-proof-95-usp-koptec	---
heat gun	Master Appliances Corp.	http://www.masterappliance.com/master-heat-guns-kits/
heat shrink tubing	---	---	Diameter: 3/8 inches
industrial knife/blade	---	---	---
metal cage plate	---	---	Should be available through the university/institutional vivarium
mouse RO water	---	---	Should be available through the university/institutional vivarium
portable electronic scale	Ohaus (VWR)	https://us.vwr.com/store/product/4789377/portable-electronic-cs-series-scales-ohaus	---
red light headlamp	nyteBright (Amazon)	https://www.amazon.com/LED-Headlamp-Flashlight-Red-Light/dp/B00R0LMMF8/ref=sr_1_1?ie=UTF8&qid=1499591137&sr=8-1-spons&keywords=red+lamp+headlamp&psc=1	---
silicone stoppers	Fisher	---	---
thermometer	Fisher Scientific	https://www.fishersci.com/shop/products/fisher-scientific-hygro-thermometer-clock-large-display-2/p-4077232	---
weigh boat	VWR International (VWR)	https://us.vwr.com/store/product/16773534/vwr-pour-boat-weighing-dishes	The lid from a pipete tip box is an appropriate alternative