Gleichzeitige Elektrokardiographie Aufnahme und Invasive Blut Druckmessung bei Ratten

Zusammenfassung

Hier beschreiben wir eine Einrichtung zur gleichzeitigen Erfassung von Elektrokardiographie und intra-arterielle Blutdruck (BP) in experimentellen Ratten, die mit standard-Ausrüstung in Tierhaltung möglich ist und können auch auf physiologische oder pharmakologische Studien zur Pathogene oder therapeutische Mechanismen in der Herz-Kreislauf-Medizin zu untersuchen.

Zusammenfassung

Für Studien im Zusammenhang mit Herz-Kreislauf-Physiologie und Pathophysiologie sind Blutdruck (BP) und Elektrokardiographie Beobachtungsdaten Grundparameter. Forschung mit Schwerpunkt auf Herz-Kreislauf-Krankheitsmodelle, mögliche Herz-Kreislauf-therapeutische Ziele oder pharmazeutischen Wirkstoffen erfordert Bewertung der systemischen arteriellen Druck und Herz Rhythmuswechsel. In Situationen, in denen Radio Telemetrie-Systeme nicht verfügbar oder nicht erschwinglich sind, ist die Technik der Femoral Arterie Kanülierung eine alternative Möglichkeit zum intra-arterielle Druck Wellenform Aufnahmen und systemische Blutdruckmessungen zu erhalten. Diese Technik ist sparsam und kann mit standard-Ausrüstung in Tierhaltungen durchgeführt werden. Invasiven arteriellen Druck Aufnahme erfordert jedoch Kanülierung der kleinen Arterien, die eine anspruchsvolle chirurgische Fähigkeiten sein können. Hier präsentieren wir Ihnen detaillierte Protokolle für Femoral Arterie Kanülierung Verfahren. Wichtige Verfahren umfassen die Kalibrierung der Datenerfassungssystem, Gewebe Dissektion und Femoral Arterie Kanülierung und Aufbau des Systems arterielle Kanülierung für Druck Aufnahme. Oberfläche Elektrokardiographie Aufnahme Verfahren sind ebenfalls enthalten. Wir präsentieren auch Beispiele für BP Aufnahmen von normotonen und Hypertensive Ratten. Dieses Protokoll ermöglicht zuverlässige direkte Aufnahmen von systemischen BP mit gleichzeitiger Elektrokardiographie.

Einleitung

Blutdruck (BP) und Elektrokardiographie (EKG) sind grundlegende Parameter für Herz-Kreislauf-Physiologie und Medizin. Experimentelle Tiermodellen haben weit in die biomedizinische Forschung für verschiedene Herz-Kreislauf-Krankheiten wie Hypertonie Herzinsuffizienz¹ und Verfahren für die EKG-Aufzeichnung angewendet worden und in experimentellen Ratten BP Messung durchgeführt werden kann.

Es gibt drei Methoden für die BP-Messung bei Ratten: intra-arterielle Kanülierung (invasive)², Tail Manschette Plethysmographie (nichtinvasive)³und Radiotelemetrie (invasiv). Die Zuverlässigkeit der BP-Messung mittels Rute Manschette Plethysmographie kann durch Tier Handhabung während der Aufnahme beeinflusst werden. Z. B. unterschätzt die Rute Manschette Kern BP Änderungen, die während der Zurückhaltung und Messung Phasen⁴gleichzeitig auftreten. Radiotelemetrie gilt als die beste "Gold Standard" Technik für Überwachung BP und Herzfrequenz in wach und frei beweglichen Tieren⁵. Jedoch da Radio Telemetrie Hard- und Software teuer sind, ist intra-arterielle Kanülierung auch als preisgünstige Alternative verbreitet.

Intra-arterielle Kanülierung erfordert erhebliche mikrochirurgische Geschick aber ergibt sich die wirklichen Wellenformen des arteriellen Drucks. BP kann durch eine Kochsalzlösung gefüllten Katheter in den Radial, femoral, oder brachial Arterie aufgezeichnet werden. Diese invasive BP Direktmessung setzt präoperative tierische Vorbereitung, Narkose, Immobilisierung von Versuchstieren, chirurgische Fertigkeiten in Gewebe Dissektion und arterielle Kanülierung und korrekte Kalibrierung vor die Messung zu erwerben .

Nagetier Oberfläche EKG ist ähnlich wie menschliche ECG. Eine Ratte ECG hat Sequenzen von P-Wellen, QRS-komplexe, T-Wellen und QT-Intervalle-⁶. Die P-Welle, PR-Intervall, QRS-Komplex und T-Wellen reflektieren Vorhofflimmern Depolarisation, Impuls Wärmeleitung von der Vorhofflimmern zum AV-Knoten, ventrikulären Depolarisation und Repolarisation, beziehungsweise. Das QT-Intervall bezeichnet den Zeitraum vom Beginn der Q-Zacke an den Endpunkt der T-Welle wo es an der Iso-elektrische Baseline¹zurückgegeben.

Das EKG zeigt die kardiale Systole und Diastole Phasen; Daher korreliert die gleichzeitige Erfassung der Oberfläche EKG mit der invasiven Messung von BP. Mithilfe einer Kombination von Methoden ist es möglich, pathophysiologischen Veränderungen in ein Krankheitsmodell oder die pharmakologische Wirkung eines Medikaments oder Therapie in der kardiovaskulären Medizin aufzuklären.

Eine spontane Hypertensive Ratte (SHR) Belastung hatte durch Inzucht Wistar-Ratten mit hoher BP in Japan erhalten. Die BP steigt von 5 auf 10 Wochen alt und wird von 30 bis 35 Wochen Alter⁷stationäre. Kyoto-Wistar Ratten (WKY) systolischen BD über 130 MmHg⁷ haben und werden häufig als Normo-Infrastruk-Steuerelement verwendet. Wir nutzten SHR und WKY, um das Ergebnis der intraarterial Kanülierung BP und EKG-Aufzeichnung zu demonstrieren.

Protokoll

Alle beschriebenen Tierversuche stimmten die institutionellen Animal Care und Nutzung Ausschuss der Kaohsiung Medical University.

(1) Tierbetreuung

1. Um schwierige Kanülierung wegen arterielle Kleinheit zu vermeiden, verwenden Sie Ratten mit einem Körpergewicht über 200 g.
2. Entfernen Sie Chow aus dem Käfig und schnell Ratten über Nacht.
3. Bieten Sie Wasser Ad Libidum, es sei denn, eine spezielle Versuchsanordnung.

(2) experimentelle Vorbereitung

1. Erhalten Sie die folgenden Materialien: Zange mit Zähnen (Abbildung 1A), chirurgische Scheren (Abbildung 1 b), Zange mit feinen Spitzen (Abbildung 1, 1D), Zange mit abgewinkelten Spitzen (Abbildung 1E), vaskuläre Klammer (Abbildung 1F bulldog ), Seidenschnur ca. 20 cm Länge (Abbildung 1), Mikro-Schere (Abbildung 1 H), intra-arterielle Kanüle, steril Polyethylen (PE) Rohr mit einem Innendurchmesser von 0,5 mm und einem Außendurchmesser von 0,9 mm, 25 – 30 cm in der Länge, verbunden ein 26 X 1/2 '' Nadel (Abbildung 1I) zwei drei-Wege-Hähne (Abbildung 1J) für den Anschluss der intra-arterielle Kanüle und die Druck-Wandler (Abbildung 1 K) und 1 mL Spritzen mit heparinisierten Kochsalzlösung (100 IE/mL) gefüllt.
2. Tierische Vorbereitung
   1. Die Ratte durch das Einatmen von Isofluran (platzieren die Ratten in einem 25 x 25 cm x 14 cm Induktion Kammer gesättigt mit 4 % Isofluran, gefolgt von Nosecone Einsatz mit 3 % Isofluran) zu betäuben.
      Hinweis: Wenn das Tier nicht ausreichend betäubt ist, drehen Sie die Durchflussmenge des Isofluran.
   2. Testen Sie den Schmerz-Reflex durch Kneifen die Zehen.
   3. Legen Sie die Ratte in Rückenlage auf eine vorgeschnittenen Styropor-Board (oder dickem Karton). Befestigen Sie die vier Beine mit Gummibändern an den Körper (Abbildung 2A) zu immobilisieren.
      Hinweis: Zur Vermeidung von möglichen Lärm während der EKG-Aufzeichnung muss die Platzierung Oberfläche nicht elektrisch leitfähig sein.
3. Bereiten Sie Instrumente für BP und EKG-Aufzeichnung. Gehören Sie einer analogen Eingabeeinheit Signale, ein Druckaufnehmer mit einem kompatiblen Hub, drei bipolare Nadel-bestückte Elektrokardiogramm führt und einen Computer mit entsprechender Software zu erwerben.

3. Druck-Transducer-Kalibrierung

1. Kalibrieren Sie vor Einleitung eines BP-Aufnahme mit einem standard Quecksilber-Blutdruckmessgerät (Abbildung 1 L).
2. Das Blutdruckmessgerät entnehmen Sie die Druckmanschette und verbinden Sie den Dreiwege Hahn auf die Inflation Tube mit der Drucksensor (Abbildung 1 K) das Datenerfassungssystem.
3. Schrauben Sie die Luft-Ventil im Uhrzeigersinn. Halten Sie Augen auf dem Messgerät und die Inflation Birne Pumpen. Wenn das Manometer 100 MmHg, wechseln Sie die Dreiwege Hahn zum Herstellen der Drucksensor. Verwenden Sie 100 MmHg Druck für die Kalibrierung. Der Umrechnungsfaktor für die Berechnung der BP wird automatisch ermittelt.
4. Lassen Sie den Druck durch Aufschrauben der Luft-Ventil gegen den Uhrzeigersinn, bis der Druck von der Blutdruckmessgerät auf Null zurück.
5. Wiederholen Sie Schritt 3.2 mit Druck von 200 MmHg.
6. Der Drucksensor von Quecksilber-Blutdruckmessgerät zu lösen.
7. Der Drucksensor an der Dreiwege Hahn von der PE-Katheter (Abb. 1I) anschließen.

4. Mini-Chirurgie für Kanülierung der Femoral Arterie

1. Oberfläche Wahrzeichen Identifikation und Exzision der Haut (Abbildung 2)
   1. Geben Sie den Standort der inguinalen Falte (Einbuchtung an der Kreuzung zwischen Bauch und Oberschenkel) (gestrichelte Linie in Abbildung 2A).
   2. Kneifen Sie die volle Schicht der Haut in der Mitte der Leiste Falte. Das Fell kann rasiert oder die Inzision Website mit elektrischen Haarschneider oder einer Enthaarungscreme vor dem Schnitt entfernt werden.
   3. Heben Sie die Haut und schneiden Sie es aus mit der chirurgische Schere auf eine Orientierung etwa parallel zum ipsilateralen Oberschenkel (Abb. 2 b). Die femorale Nerven und Gefäße sind unter die freiliegenden Unterhaut (Abbildung 2).
2. Präparation des Gewebes um die Femoral Arterie freizulegen
   1. Das Gewebe mit Pinzette mit feinen Spitzen, Schicht für Schicht zu sezieren. Die Dissektion auf der Ebene der femoralen Gefäße zu stoppen. Sicherstellen Sie, dass die Zerlegung der Schiffe unter nicht verletzt ist.
   2. Verwenden Sie Zange (Abbildung 1 oder 1D) deaktivieren Sie das weiche Gewebe entlang der femoralen Nerven und Gefäße, gute Beobachtung zu erhalten mit Vorsicht. Der Nerv ist Faser-wie in der Textur. Die Vene ist dunkelviolett und die Arterie ist pulsierender (Abb. 3A).
   3. Verwenden Sie Zange mit abgewinkelten Spitzen (Abbildung 1E) an um exponierten Femoral Arterie und Vene (Abb. 3 b) zu verlängern.
3. Kanülierung der Femoral Arterie (Abbildung 3)
   1. Verwenden Sie Zange zum Trennen der femoralen Ader von der Arterie und anwenden eine Bulldog-Klemme an die Femoral Arterie cranially möglich (Abbildung 3).
   2. Machen Sie eine lose Krawatte von zwei seidenen Saiten, gerade unter der Bulldog-Klemme und die andere am kaudalen Terminal der exponierten Femoral Arterie (Abbildung 3D).
   3. Machen Sie ein kleines Loch auf der Bauchseite der Femoral Arterie (Abbildung 3E) mit der Mikro-Schere (Abbildung 1 H).
   4. Führen Sie die Spitze des Katheters PE durch das kleine Loch und den Katheter cranially voraus.
      Hinweis: Gelten Sie nicht Torsion während der Weiterentwicklung des PE-Katheters. Die Torsion kann drehen die Femoral Arterie Kraftund luminalen Stenose führen.
   5. Nach der PE-Katheter sicher in die Femoral Arterie Lumen fortgeschritten ist entfernen Sie die Bulldog-Klemme.
      Hinweis: Halten Sie die Augen auf den PE-Katheter beim Entfernen der Bulldog-Klemme von der Femoral Arterie. Die Beobachtung der eine retrograde Entnahme von Blut in die PE-Katheter verbunden mit Beobachtung für Puls bestätigt seine Platzierung in das arterielle Lumen.
   6. Ziehen Sie den oberen Seidenschnur um die Position des Katheters PE zu sichern.
      Hinweis: Keine versehentliche ziehen oder Dislokation des PE-Katheters kann schwere Blutung führen.
   7. Ziehen Sie den unteren Seidenschnur um zu verhindern, Blutungen aus den kaudalen Teil der Femoral Arterie.
4. Bestätigung für den Erfolg der Femoral Arterie Kanülierung
   1. Verwenden Sie eine 1 mL Spritze injizieren von 0,1-0,2 mL heparinisierten Kochsalzlösung in die Femoral Arterie. Der Widerstand auf Injektion muss trivial sein. Wenn offensichtlicher Widerstand nach Einspritzung bemerkt wird, überprüfen Sie die gesamte Kanülierung wieder.
      Hinweis: Stellen Sie sicher, dass die drei-Wege-Hähne entsprechend umgeschaltet werden, bevor man irgendwelche negativen Druck oder Kochsalzlösung Injektion in die Femoral Arterie Kanüle. Zu diesem Zeitpunkt benötigen Injektion in der Drucksensor eine Re-Kalibrierung.
   2. Überprüfen Sie, ob alle Nässen rund um die Kanülierung Website. Ist dies nicht der Fall, der Operationsstelle mit einem feuchten Wattebausch zu decken.

5. Aufnahme des Blutdrucks

1. Legen Sie nach einem reibungslosen Flush für den PE-Katheter PE Katheter Dreiwege Hahn auf der Drucksensor (Abbildung 4).
2. Stellen Sie sicher, dass es keine Luftblasen im System Kanülierung gibt. Überprüfen Sie auch die Verbindung Kreuzungen von der drei-Wege-Hahn.
3. Beginnen die Daten-Erfassungssystem mit Sampling-Frequenz von 1000 Hz Datensatz die arterielle BP. Druckwellen werden gezeigt (Abbildung 6).
4. Lassen Sie die ganze Setup für mindestens 3-5 min zu stabilisieren. In Fällen mit schwankenden Signalen erweiterbar auf 15 min Stabilisierungszeit.
5. Überprüfen Sie die Kanülierung Website regelmäßig, um sicherzustellen, gibt es keine Blutung.
   Hinweis: Bei der Erfassung von Daten aus einem Druckaufnehmer ist es wichtig, den Schallkopf auf der Ebene des Herzens des Tieres zu legen.

(6) Oberfläche EKG

1. Überprüfen Sie die drei führt der bipolaren EKG um sicherzustellen, dass das Positive, negative, und Platin Bezugselektroden sind intakt.
2. Legen Sie die Leads subkutan am linken Vorderlauf, rechten Vorderbein und rechten Hinterbein (Abbildung 5).
3. Befestigen Sie die Elektrode Naben mit einem speziell angefertigten ECG-Verstärker mit Sampling-Frequenz von 1000 Hz und Filter Frequenz von 3-500 Hz. halten Sie EKG führt stetig während der Aufnahme. Bewegung der ECG führt produzieren instationären Basislinien und Artefakte.

7. Tier Euthanasie nach Abschluss des Experiments

1. Stoppen Sie nach Abschluss von der BP und EKG Aufzeichnung das Erfassungssystem. Entfernen Sie die Elektroden. Verbinden Sie die Femoral Arterie durch eine Verschärfung der bereits erteilten Seidenschnur direkt nach dem Rückzug des PE-Katheters.
2. Ort, wo die Ratten einzeln in der sichtbaren Euthanasie Kammer verbunden komprimiert Kohlendioxid (CO₂) Gasflaschen. Dichtung oben sicher.
3. 100 % CO₂ mit eine Füllrate von etwa 10 % bis 30 % des Kammervolumens pro Minute vorstellen.
4. Halten Sie Ihre Augen auf die Ratte; fehlende Atmung und verblasste Augenfarbe sollte innerhalb von 2−3 min angezeigt werden.
   Hinweis: Wenn Einstellung der Atemwege Bewegung nicht nach 3 min auftritt, sollte das System für die Kammer Füllrate, CO₂ -Versorgung oder undichte Stellen untersucht werden.
5. MAINTAIN CO₂ fließen an die Kammer für 1 Minute nach Atmung aufhört.
6. Ermitteln Sie Herz- und Atemwege Verhaftung zu und notieren Sie feste und dilatative Schüler um Tod zu bestätigen.
   Hinweis: Verwenden Sie wenn die Ratte nicht tot ist, aber in CO₂ Narkose, eine sekundäre Methode der Sterbehilfe wie bilaterale Thorakotomie.

Ergebnisse

Wir kauften SHR und normotonen Wistar-Kyoto WKY Ratten aus der National Laboratory Animal Center (Taipei, Taiwan). Alle Tiere wurden auf einem 12 h hell/dunkel-Zyklus in einer temperaturgesteuerten Anlage (20−22 ° C) mit freiem Zugang zu Wasser und standard Chow untergebracht.

Wir haben sechs 47 Wochen alte Ratten und sie wurden gewogen, vor der BP und EKG-Messung. Die repräsentative Umzeichnungen von der gleichzeitigen Aufn...

Diskussion

Invasive arterielle Kanülierung ermöglicht hochgenaue Messung von BP. Es kann mit einem PE-Schlauch erfolgen, ohne dass einen teuren Katheter. Invasive BP-Messung kann auch gleichzeitig mit einer Aufnahme der Oberfläche EKG durchgeführt werden.

Die große Lernkurve für diese Methode ist die experimentelles Geschick erforderlich, um kleine Blutgefäße cannulate. In geübten Händen kann die erfolgreiche Rate für Femoral Arterie Kanülierung 100 % nähern. Wird empfohlen, vor der Durchfü...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Polyethylene tube	BECTON DICKINSON	427401	internal diameter of 0.5 mm, outer diameter of 0.9 mm
26G x 1/2"" needle	TERUMO	160426D
Adson Forceps	TOP Line	12-540	12 cm (4.75") Long, Straight, 1 x 2 Teeth
Bulldog vascular clamp	Teleflex	357581	8 mm
Computer	AUSUS	X453M
Exernal analog signal recording device	iWorx	T5141538	This allows the recording of up to three channels of ECG, EMG or EEG as well as GSR (skin conductance) from a single iWire input on the recording Module.
Graefe Forceps	AESCULAP Surgical Instruments	BD312R	MICRO DRESSING FORCEPS, CURVED, SERRATED, 105 mm, 4 1/8
Mecury sphygmomanometer	Spirit	CK-101
Pressure transducer	iWorx	IworxBP100
Semken Forceps	MEDE TECHNIK	10-104	100 mm
Software	LabScribe3
Surgical scissors	HEBU	1714	14.5 cm long
Syringe (1 mL)	TERUMO	160426D
Three-way stopcocks	Cole-Parmer	EW-30600-23
Tipped forceps	World Precision Instruments	504506	11 cm long, 0.1x0.06 mm Tips
Vannas Scissors	World Precision Instruments	500086	8.5 cm long, Straight, 0.025 x 0.015 mm Tips, 7mm super fine Blades