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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Die Blut-Hirn-Schranke (BBB) kann vorübergehend mit mikrobubble-vermitteltem fokussiertem Ultraschall (FUS) gestört werden. Hier beschreiben wir ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für bBB-Hochdurchsatzöffnung envivo mit einem modularen FUS-System, das für Nicht-Ultraschall-Experten zugänglich ist.

Zusammenfassung

Die Blut-Hirn-Schranke (BBB) war eine große Hürde für die Behandlung verschiedener Hirnerkrankungen. Endothelzellen, die durch enge Knoten verbunden sind, bilden eine physiologische Barriere, die verhindert, dass große Moleküle (>500 Da) in das Gehirngewebe gelangen. Mikrobubble-vermittelter fokussierter Ultraschall (FUS) kann verwendet werden, um eine transiente lokale BBB-Öffnung zu induzieren, so dass größere Medikamente in das Blutparenchym gelangen.

Zusätzlich zu groß angelegten klinischen Geräten für die klinische Übersetzung erfordert die präklinische Forschung zur Beurteilung von Therapiereaktionen von Wirkstoffkandidaten spezielle Kleintier-Ultraschall-Setups für eine gezielte BBB-Öffnung. Vorzugsweise ermöglichen diese Systeme Hochdurchsatz-Workflows sowohl mit hoher räumlicher Präzision als auch bei integrierter Kavitationsüberwachung, während sie sowohl bei den Anfangsinvestitionen als auch bei den betriebskostenden Kosten kostengünstig sind.

Hier präsentieren wir ein biolumineszierendes und röntgengeführtes stereotaktisches Kleintier-FUS-System, das auf handelsüblichen Komponenten basiert und die oben genannten Anforderungen erfüllt. Ein besonderer Schwerpunkt wurde auf einen hohen Automatisierungsgrad gelegt, der die Herausforderungen erleichtert, die typischerweise in hochvolumigen präklinischen Arzneimittelbewertungsstudien auftreten. Beispiele für diese Herausforderungen sind die Notwendigkeit einer Standardisierung, um die Reproduzierbarkeit der Daten sicherzustellen, die gruppeninterne Variabilität zu reduzieren, die Stichprobengröße zu reduzieren und damit ethische Nonden zu erfüllen und unnötige Arbeitsbelastung zu verringern. Das vorgeschlagene BBB-System wurde im Rahmen der BBB-Eröffnung erleichterter Arzneimittelabgabestudien an patientenabgeleiteten Xenograft-Modellen von Glioblastom multiforme und diffusem Mittelliniengliom validiert.

Einleitung

Die Blut - Hirn-Schranke (BBB) ist ein großes Hindernis für die Verabreichung von Medikamenten in das Gehirn Parenchym. Die meisten therapeutischen Medikamente, die entwickelt wurden, kreuzen die BBB aufgrund ihrer physikalisch-chemischen Parameter (z. B. Lipophilie, Molekulargewicht, Wasserstoffbindungsakzeptoren und Spender) nicht oder werden aufgrund ihrer Affinität zu Efflux-Transportern im Gehirn nicht beibehalten1,2. Die kleine Gruppe von Medikamenten, die die BBB überqueren können, sind in der Regel kleine lipophile Moleküle, die nur bei einer begrenzten Anzahl von Gehirnerkrankungen wirksam sind1,2. Infolgedessen sind für die meisten Hirnerkrankungen die möglichkeiten der pharmakologischen Behandlung begrenzt und neue Strategien zur Medikamentenabgabe erforderlich3,4.

Therapeutischer Ultraschall ist eine neue Technik, die für verschiedene neurologische Anwendungen wie BBB Disruption (BBBD), Neuromodulation und Ablation4,5,6,7verwendet werden kann. Um eine BBB-Öffnung mit einem extrakorporalen Ultraschall-Emitter durch das Schädel zu erreichen, wird fokussierter Ultraschall (FUS) mit Mikroblasen kombiniert. Mikrobubble-vermittelte FUS führt zu erhöhter Bioverfügbarkeit von Medikamenten im Gehirn Parenchym5,8,9. In Gegenwart von Schallwellen beginnen Mikroblasen zu oszillieren, die Transzytose und Störungen der engen Kreuzungen zwischen den Endothelzellen des BBB zu stören, was den parazellulären Transport größerer Moleküleermöglicht 10. Frühere Studien bestätigten den Zusammenhang zwischen der Intensität der akustischen Emission und den biologischen Auswirkungen auf die BBB-Öffnung11,12,13,14. FUS in Kombination mit Mikroblasen wurde bereits in klinischen Studien zur Behandlung von Glioblastom mit Temozolomid oder liposomalem Doxorubicin als Chemotherapeutikum oder zur Therapie der Alzheimer-Krankheit und der amyotrophen Lateralsklerose5,9,15,16eingesetzt.

Da ultraschallvermittelte BBB-Eröffnung zu völlig neuen Möglichkeiten der Pharmakotherapie führt, ist eine präklinische Forschung für die klinische Translation erforderlich, um die Therapiereaktion ausgewählter Arzneimittelkandidaten zu bewerten. Dies erfordert in der Regel einen Workflow mit hohem Durchsatz mit hoher räumlicher Präzision und vorzugsweise einer integrierten Kavitationsdetektion zur Überwachung der gezielten BBB-Öffnung mit hoher Reproduzierbarkeit. Wenn möglich, müssen diese Systeme sowohl bei den Anfangsinvestitionen als auch bei den laufenden Kosten kosteneffektiv sein, um je nach Studiengröße skalierbar zu sein. Die meisten präklinischen FUS-Systeme werden mit MRT zur Bildführung und Behandlungsplanung15,17,18,19kombiniert. Obwohl MRT detaillierte Informationen über die Tumoranatomie und das Volumen liefert, ist es eine teure Technik, die in der Regel von ausgebildeten/qualifizierten Bedienern durchgeführt wird. Darüber hinaus ist eine hochauflösende MRT für Forscher in präklinischen Einrichtungen möglicherweise nicht immer verfügbar und erfordert lange Scanzeiten pro Tier, was sie weniger für pharmakologische Studien mit hohem Durchsatz geeignet macht. Bemerkenswert ist, dass für die präklinische Forschung auf dem Gebiet der Neuroonkologie, insbesondere infiltrative Tumormodelle, die Möglichkeit, den Tumor zu visualisieren und zu zielen, für den Behandlungserfolg20von entscheidender Bedeutung ist. Derzeit wird diese Anforderung nur durch MRT oder durch mit einem Photoprotein transduzierte Tumore erfüllt, die eine Visualisierung mit Biolumineszenzbildgebung (BLI) in Kombination mit der Verabreichung des Photoproteinsubstrats ermöglichen.

MRT-geführte FUS-Systeme verwenden oft ein Wasserbad, um eine Ultraschallwellenausbreitung für transkranielle Anwendungen zu gewährleisten, wobei der Kopf des Tieres teilweise im Wasser versunken ist, die sogenannten "Bottom-up"-Systeme15,17,18. Während diese Designs in kleineren Tierstudien im Allgemeinen gut funktionieren, sind sie ein Kompromiss zwischen Tiervorbereitungszeiten, Portabilität und realistisch zu wartenden Hygienestandards während des Einsatzes. Als Alternative zur MRT umfassen andere Leitmethoden für die stereotaktische Navigation die Verwendung eines anatomischen Nagetieratlas21,22,23, Laserpointer unterstützte Visuelle Sichtung24, lochgestütztes mechanisches Scangerät25oder BLI26. Die meisten dieser Designs sind "Top-down"-Systeme, bei denen der Messumformer auf dem Kopf des Tieres platziert wird, wobei das Tier in einer natürlichen Position ist. Der Workflow ''top-down'' besteht entweder aus einem Wasserbad22,25,26 oder einem wassergefüllten Kegel21,24. Der Vorteil eines Messumformers in einem geschlossenen Kegel ist die kompaktere Grundfläche, kürzere Rüstzeiten und geradlinige Dekontaminationsmöglichkeiten, die den gesamten Arbeitsablauf vereinfachen.

Die Wechselwirkung des akustischen Feldes mit den Mikroblasen ist druckabhängig und reicht von Schwingungen mit geringer Amplitude (als stabile Kavitation bezeichnet) bis zum transienten Blasenkollaps (bezeichnet als Inertialkavitation)27,28. Es besteht ein fester Konsens, dass Ultraschall-BBBD einen akustischen Druck weit über der stabilen Kavitationsschwelle benötigt, um eine erfolgreiche BBBD zu erreichen, aber unterhalb der Trägheitskavitationsschwelle, die in der Regel mit vaskulären/neuronalen Schäden verbunden ist29. Die häufigste Form der Überwachung und Steuerung ist die Analyse des (rücken-)streunenden akustischen Signals mittels passiver Kavitationserkennung (PCD), wie von McDannold et al.12vorgeschlagen. PCD stützt sich auf die Analyse der Fourier-Spektren von Mikroblasen-Emissionssignalen, bei denen die Stärke und das Aussehen stabiler Kavitationsmerkmale (Harmonika, Subharmonik und Ultraharmonik) und Trägialkavitationsmarker (Breitbandantwort) in Echtzeit gemessen werden können.

Eine "One Size fits all" PCD-Analyse zur präzisen Druckregelung ist aufgrund der Polydispersität der Mikroblasenformulierung (die Schwingungsamplitude hängt stark vom Blasendurchmesser ab), den Unterschieden in den Blasenschaleneigenschaften zwischen den Marken und der akustischen Schwingung, die stark von Frequenz und Druck30,31,32abhängt, kompliziert. Als Konsequenz wurden viele verschiedene PCD-Detektionsprotokolle vorgeschlagen, die an bestimmte Kombinationen all dieser Parameter angepasst wurden und in verschiedenen Anwendungsszenarien (von In-vitro-Experimenten über Kleintierprotokolle bis hin zu PCD für den klinischen Einsatz) für eine robuste Kavitationsdetektion und sogar für die rückwirkende Rückkopplungskontrolle des Drucks11,14,30,31,32,33,34,35. Das im Rahmen dieser Studie verwendete PCD-Protokoll wird direkt von McDannold et al.12 abgeleitet und überwacht die harmonische Emission auf das Vorhandensein stabiler Kavitation und Breitbandrauschen zur Trägzkavitationserkennung.

Wir haben ein bildgesteuertes Neuronavigations-FUS-System zur vorübergehenden Öffnung des BBB entwickelt, um die Medikamentenabgabe in das Hirnparenchym zu erhöhen. Das System basiert auf handelsüblichen Komponenten und kann je nach den verfügbaren bildgebenden Verfahren in der Tieranlage einfach an verschiedene bildgebende Modalitäten angepasst werden. Da wir einen Workflow mit hohem Durchsatz benötigen, haben wir uns für die Bildführung und Behandlungsplanung für Röntgen und BLI entschieden. Tumorzellen, die mit einem Photoprotein (z.B. Luziferase) transduziert werden, eignen sich für die BLI-Bildgebung20. Nach Verabreichung des Photoproteinsubstrats können Tumorzellen in vivo und Tumorwachstum und -ort bestimmt werden20,36. BLI ist eine kostengünstige bildgebende Modalität, es ermöglicht es, das Tumorwachstum im Laufe der Zeit zu verfolgen, es hat schnelle Scanzeiten und es korreliert gut mit Tumorwachstum gemessen mit MRT36,37. Wir haben uns entschieden, das Wasserbad durch einen mit Wasser gefüllten Kegel zu ersetzen, der am Messumformer befestigt ist, um Flexibilität zu ermöglichen, die Plattform, auf der das Nagetier montiert ist, frei zu bewegen8,24. Das Design basiert auf einer abnehmbaren Plattform, die mit der Integration von (I) kleintierischen Stereotaktik-Plattformen (II) mit Röntgen- und optischer Bildkompatibilität (III), schnell abnehmbarer Anästhesiemaske und (IV) integriertem temperaturregulierten Tierheizungssystem ausgestattet ist. Nach der ersten Induktion der Anästhesie wird das Tier in einer genauen Position auf der Plattform montiert, wo es während des gesamten Eingriffs verbleibt. Folglich übergibt die gesamte Plattform alle Stationen des Workflows der gesamten Intervention, wobei eine genaue und reproduzierbare Positionierung und anhaltende Anästhesie beibehalten werden. Die Steuerungssoftware ermöglicht die automatische Erkennung der Treuhandmarker und registriert automatisch alle Arten von Bildern und Bildmodalitäten (z.B. Micro-CT, Röntgen- und Fluoreszenzbildgebung) in den Referenzrahmen der stereotaktischen Plattform. Mit Hilfe eines automatischen Kalibrierverfahrens ist die Brennweite des Ultraschallwandlers genau bekannt, was die automatische Verschmelzung von interventioneller Planung, akustischer Abgabe und Nachbearbeitungs-Bildgebungsanalyse ermöglicht. Wie in Abbildung 1 und Abbildung 2dargestellt, bietet dieses Setup ein hohes Maß an Flexibilität bei der Gestaltung spezieller experimenteller Arbeitsabläufe und ermöglicht einen überläßten Umgang mit dem Tier an verschiedenen Stationen, was wiederum Experimente mit hohem Durchsatz ermöglicht. Wir haben diese Technik für die erfolgreiche Medikamentenabgabe in Maus-Xenografts von hochwertigem Gliom wie diffusem Mittelliniengliom verwendet.

Protokoll

Alle In-vivo-Experimente wurden von der niederländischen Ethikkommission (Lizenznummer AVD114002017841) und dem Tierschutzorgan der Vrije Universiteit Amsterdam, Niederlande, genehmigt. Die Forscher wurden in den Grundlagen des FUS-Systems geschult, um das Unbehagen der Tiere zu minimieren.

1. Fokussiertes Ultraschallsystem

HINWEIS: Das beschriebene Setup ist ein eigens gebautes BBB-Disruptionssystem, das auf handelsüblichen Komponenten basiert und eine 3D-gedruckte, maßgeschneiderte Kegel- und abnehmbare stereotaktische Plattform enthält. Das System ist modular aufgebaut, was Änderungen je nach verfügbarer Ausrüstung und spezifischer Nutzung ermöglicht. Das Protokoll beschreibt das Verfahren zur Sinnoporation eines größeren Bereichs im Pontinbereich des Maushirns. Durch die Anpassung der Zielposition könnten verschiedene Teile des Gehirns gezielt werden. In dieser Studie wurde ein 1 MHz Monoelement-Wandler mit einer Brennweite von 75 mm, einer Blende von 60 mm und einer Brennweite von 1,5 x 1,5 x 5 mm (FWHM Spitzendruck) verwendet. Die Brennebene des Messumformers wird durch den Schädel des Tieres in der horizontalen Ebene positioniert, die sich mit den Ohrstangen schneidet.

  1. Wählen Sie einen geeigneten Messumformer für die BBB-Öffnung bei Nagetieren aus.
    HINWEIS: Basierend auf den Eigenschaften der Mikroblasen und der verwendeten Frequenz können sich die akustischen Einstellungen, insbesondere der mechanische Index (MI), ändern13,38.
  2. Legen Sie den Messumformer in den 3D-gedruckten Kegel.
  3. Verwenden Sie eine akustisch transparente Mylarmembran am unteren Ende des Kegels, um eine akustische Kopplung des Strahlausbreitungsweges zu erreichen, und füllen Sie den Kegel mit entgastem Wasser.
  4. Montieren Sie den Messumformer über dem Tier auf einer motorisierten linearen Stufe, wie in Abbildung 1 dargestellt, die eine automatische vertikale Positionierung des Messumformers ermöglicht.
  5. Entwerfen Sie eine abnehmbare stereotaktische Plattform, die auf den Anforderungen der Studie basiert, die temperaturgeregelte Heizung, Biss- und Ohrbügel, Anästhesie und multimodale Treuhandmarker umfasst, wie in Abbildung 1 und Abbildung 2dargestellt. Die Montage der stereotaktischen Plattform besteht aus einem linearen 2D-Bühnensystem, das eine präzise automatische Positionierung (< 0,1 mm) des Tieres unter dem Strahl ermöglicht.
  6. Schließen Sie den Messumformer an die in Abbildung 1 dargestellte akustische Emissionskette an, die aus einem Messumformer, einem Funktionsgenerator und einem Leistungsverstärker besteht.
  7. Entwickeln Sie eine Bildverarbeitungspipeline, um die multimodalen Treuhandmarker zu erkennen, die eine präzise Sorporation-Targeting des Gehirnbereichs von Interesse und die Sammlung der kavitationsdaten ermöglicht, die vom Nadelhydrophon erfasst werden.
  8. Kalibrieren Sie das System und bestimmen Sie den Fokuspunkt des Messumformers in Übereinstimmung mit der vertikalen Positionierung des Tieres auf der stereotaktischen Plattform.

2. Tierzubereitung

HINWEIS: Das folgende Protokoll ist für Mäuse spezifiziert, kann aber für Ratten angepasst werden. Für diese Experimente wurden weibliche athymische Nackte Foxn1-/- Mäuse (6-8 Wochen alt) verwendet.

  1. Lassen Sie das Tier für mindestens eine Woche in der Tieranlage akklimatisieren und wiegen Sie das Tier regelmäßig.
  2. Verabreichen Sie Buprenorphin (0,05 mg/kg) durch subkutane (s.c.) Injektion 30 min vor der FUS-Behandlung, um mit der analgetischen Behandlung zu beginnen.
  3. Anästhesisieren Sie das Tier mit 3% Isofluran, 2 L/minO2 und überprüfen Sie, ob das Tier tief beästhestisiert ist. Halten Sie die Tiere während des gesamten Eingriffs anästhesierhaltig und überwachen Sie die Atemfrequenz und Herzfrequenz, um die Konzentration von Isofluran nach Bedarf anzupassen.
  4. Tragen Sie Augensalbe auf, um trockene Augen zu verhindern und mögliche Verletzungen zu vermeiden.
  5. Entfernen Sie das Haar auf der Oberseite des Kopfes mit einem Rasiermesser und Enthaarungscreme und waschen Sie anschließend mit Wasser, um Rückstände zu entfernen, um Reizungen der Haut zu vermeiden.
  6. Für Experimente mit BLI-Tumormodellen injizieren Sie 150 l D-Luziferin (30 mg/ml) intraperitoneal (i.p.) mit einer 29 G Insulinspritze zur BLI-Bildführung.
  7. Legen Sie einen 26-30 G Schwanzvenenkatheter ein und spülen Sie Katheter und Vene mit einem kleinen Volumen von Heparin-Lösung (5 UI/ml). Füllen Sie den Katheter mit Heparin-Lösung, um Blutgerinnung zu vermeiden.
    HINWEIS: Eine gute Katheterisierung ist zu beobachten, wenn es einen Blutrückfluss in den Katheter gibt. Vermeiden Sie Luftblasen im Katheter, um Emboli zu verhindern. Um einen übermäßigen Injektionsdruck zu vermeiden, stellen Sie sicher, dass die Länge des Katheters so kurz wie möglich ist.
  8. Platzieren Sie das Tier auf der temperaturregulierten stereotaktischen Plattform, um Unterkühlung zu vermeiden.
    HINWEIS: Hypothermie reduziert die Durchblutung, die die Injektion /Zirkulation von Mikroblasen und die Pharmakokinetik der Medikamente beeinflussen kann39.
  9. Immobilisieren und fixieren Sie den Kopf des Tieres auf der stereotaktischen Plattform mit Ohrbügeln und einer Bissstange. Fixieren Sie den Körper mit einem Gurt und klebe den Schwanz des Tieres auf die Plattform.

3. In vivo bildgesteuerter fokussierter Ultraschall

HINWEIS: Für dieses Protokoll wurde ein 1 MHz Monoelement-Wandler mit einem Ton-Burst-Impuls mit einer Dauer von 10 ms, einem MI von 0,4 und einer Pulswiederholungsfrequenz von 1,6 Hz mit 40 Zyklen für 240 s verwendet. Das Protokoll ist für Mikroblasen optimiert, die durch Phosphorlipide stabilisiert werden, die Schwefelhexafluorid (SF6) als harmloses Gas enthalten, wobei der mittlere Blasendurchmesser 2,5 m beträgt und mehr als 90 % der Blasen kleiner als 8 m sind.

  1. Platzieren Sie die stereotaktische Plattform mit dem montierten Tier in der bildgebenden Modalität (z. B. BLI oder Röntgen) und nehmen Sie Bilder des Tieres auf.
  2. Verwenden Sie die multimodalen Fiducial-Marker in Kombination mit der Bildverarbeitungs-Pipeline, um die Position des Tieres entsprechend dem Fokuspunkt des Messumformers zu markieren.
  3. Bestimmen Sie den Zielbereich, indem Sie eine Gehirnumrisslinie über dem erfassten Röntgenbild platzieren oder BLI-Bilder verwenden, um das Zentrum des Tumors zu bestimmen (Abbildung 2). Die Position bestimmter Teile des Gehirns wird im Paxinos Brain Atlas40 unter Verwendung der Schädelmarkierungen Bregma und Lambda als Bezugspunkte angegeben. Zum Beispiel befinden sich die Pons x=-1.0, y=-0.8 und z=-4.5 von lambda.
  4. Schützen Sie die Nasenlöcher und den Mund des Tieres mit Klebeband, um zu verhindern, dass Ultraschallgel die Atmung beeinträchtigt.
  5. Tragen Sie Ultraschallgel auf den Kopf des Tieres auf.
  6. Ziehen Sie die Haut des Halses der Tiere zurück, schmieren Sie das Nadelhydrophon mit Ultraschallgel und legen Sie das Nadelhydrophon in die direkte Nähe des Okzipitalknochens.
  7. Führen Sie den Messumformer mit der Bildverarbeitungspipeline und dem Fokuspunkt an die richtige Position.
  8. Wenden Sie die vorkonfigurierten Einstellungen auf alle angeschlossenen Geräte an und zielen Sie auf die von Interesse verfügbare Gehirnregion ab.
    HINWEIS: Je nach Forschungsfrage können Tumor- oder Hirnregionen als ein einziger Brennpunkt oder als volumetrische Form aufs wir kleben, wie in Abbildung 2dargestellt.
  9. Aktivieren Sie Mikroblasen, wie vom Hersteller beschrieben. Injizieren Sie einen Bolus von 120 l (5,4 g) Mikroblasen.
  10. Spülen Sie den Schwanzvenenkatheter mit Einer Linie, um die Öffnung des Katheters zu überprüfen.
  11. Die Mikroblasen injizieren und die Insonation starten.
  12. Nehmen Sie Mikroblasenkavitation mit dem Nadelhydrophon auf.
  13. Verabreichen Sie ein intravaskuläres Kontrastmittel oder Medikament nach Sonnoporation. Die Dosis, Timing und Planung sind abhängig vom Zweck der Studie und dem Medikament.
    HINWEIS: Evans blue ist ein gängiges Farbmittel, um BBB Öffnung41zu bewerten.
  14. Überwachen Sie das Tier bis zum vorgegebenen Zeitpunkt oder vor dem humanen Endpunkt.

4. Analyse der Mikroblasenkavitation

ANMERKUNG: Hier wird das angewandte Verfahren beschrieben, das fürIn-vivo-Experimente für SF 6-Phospholipid-Mikroblasen mit einem durchschnittlichen Durchmesser von 2,5 m (80 % der Blasen unter 8 m) geeignet ist, angeregt mit einem Bursttonimpuls von 10 ms Dauer bei einer Frequenz von 1 MHz, wie ursprünglich von McDannold et al.12vorgeschlagen.

  1. Fourier transformiert das aufgezeichnete PCD-Signal aus der Zeitdomäne in den Frequenzbereich.
  2. Integrieren Sie die resultierende Spektralleistung zur stabilen Kavitationsdetektion um die2. und3. Oberschwingung (± 50 kHz), wie in Abbildung 3 dargestellt (grüne Box bei 2 und 3 MHz).
  3. Integrieren Sie die Spektralleistung zur Trägheitskavitationsdetektion zwischen Hauptfrequenz,2.,3. Oberschwingung, der1. und2. Ultraharmonie und der ersten Subharmonie (± 150 kHz), wie in Abbildung 3 (rote Felder) dargestellt.
  4. Integrieren Sie die Spektralleistung um die Prinzipfrequenz (1 MHz ± 50 kHz) zur Normalisierung der beiden zuvor erhaltenen PCD-Signale.
    HINWEIS: Das PCD-Signal für SF6-phospholipid-Mikroblasen in vivo-Experimenten mit 1 MHz zeigt keine Ultraharmonien oder Subharmonikas an, bevor die Trägheitskavitation eingeht, wie in Abbildung 3dargestellt.

Ergebnisse

Das beschriebene FUS-System (Abbildung 1 und Abbildung 2) und der zugehörige Workflow wurden bei über 100 Tieren eingesetzt und produzierten reproduzierbare Daten sowohl über gesunde als auch an tumortragende Mäuse. Basierend auf der aufgezeichneten Kavitation und der Spektraldichte an den Oberschwingungen im Spitzenmoment der Mikroblasen-Bolusinjektion kann die Spektralleistung jeder Frequenz mit der Fourier-Analyse berechnet werden, wie in Schritt 4 des Pr...

Diskussion

In dieser Studie haben wir ein kostengünstiges bildgesteuertes FUS-System für vorübergehende BBB-Störungen zur erhöhten Medikamentenabgabe in das Gehirnparenchym entwickelt. Das System wurde größtenteils mit handelsüblichen Komponenten und in Verbindung mit Röntgen und BLI gebaut. Die Modularität des vorgeschlagenen Designs ermöglicht den Einsatz mehrerer bildgebender Verfahren für die Planung und Bewertung in Workflows mit hohem Durchsatz. Das System kann mit umfassenderen hochauflösenden 3D-Bildgebungsmoda...

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

Dieses Projekt wurde vom KWF-STW (Drug Delivery by Sonoporation in Childhood Diffuse Intrinsic Pontine Glioma and High-grade Glioma) finanziert. Wir danken Ilja Skachkow und Charles Mougenot für ihren Beitrag zur Entwicklung des Systems.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL luer-lock syringeBecton Dickinson309628Plastipak
19 G needleTerumo Agani8AN1938R1
23 G needleTerumo Agani8AN2316R1
3M Transpore surgical tapeScience applied to life7000032707or similar
Arbitrary waveform generatorSiglentn.a.SDG1025, 25 MHz, 125 Msa/s
Automated stereotactin-house builtn.a.Stereotact with all elements were in-house built
Bruker In-Vivo XtremeBrukern.a.Includes software
Buffered NaCl solutionB. Braun Melsungen AG220/12257974/110
Buprenorfine hydrochlorideIndivior UK limitdn.a.0.324 mg
Cage enrichment: paper-pulp smart homeBio servicesn.a.
Carbon filterBickfordNC0111395Omnicon f/air
Ceramic spoonn.an.a.
Cotton swabsn.a.n.a.
D-luciferin, potassium saltGold BiotechnologyLUCK-1
EthanolVUmc pharmacyn.a.70%
Evans BlueSigma AldrichE2129
Fresenius NaCl 0.9%Fresenius Kabin.a.NaCl 0.9 %, 1000 mL
HistoacrylBraun Surgicaln.a.Histoacryl 0.5 mL
HydrophonePrecision Acousticsn.a.
Insulin syringeBecton Dickinson324825/3248260.5 mL and 0.3 mL
IsofluraneTEVA Pharmachemie BV8711218013196250 mL
KetamineAlfasann.a.10 %, 10 mL
Mouse food: Teklad global 18% protein rodent dietEnvigo2918-11416M
Neoflon catheterBecton Dickinson39134926 GA 0.6 x 19 mm
OscilloscopeKeysight technologiesn.a.InfiniiVision DSOX024A
Plastic tubesGreiner bio-one21026150 mL
Power amplifierElectronics & Innovation Ltd210LModel 210L
Preamplifier DC CouplerPrecision Acousticsn..Serial number: DCPS94
ScissorsSigma AldrichS3146-1EAor similar
SedazineAST Farman.a.2%
SonoVue microbubblesBraccon.a.8 µl/ml
Sterile waterFresenius Kabin.a.1000 mL
Syringen.a.n.a.various syringes can be used
TemgesicIndivior UK limitdn.a.0.3 mg/ml
TransducerPrecision Acousticsn.a.1 MHz
TweezersSigma AldrichF4142-1EAor similar
Ultrasound gelParker Laboratories Inc.01-02Aquasonic 100
Vidisic gelBausch + Lombn.a.10 g

Referenzen

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