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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Die Nahinfrarot-Photoimmuntherapie (NIR-PIT) ist eine aufstrebende krebstherapeutische Strategie, die ein Antikörper-Photoabsorber-Konjugat (IR700Dye) und NIR-Licht verwendet, um Krebszellen zu zerstören. Hier stellen wir eine Methode vor, um die Antitumorwirkung von NIR-PIT in einem Mausmodell für pleural disseminierten Lungenkrebs und malignes Pleuramesotheliom mittels Biolumineszenzbildgebung zu bewerten.

Zusammenfassung

Die Wirksamkeit der Photoimmuntherapie kann mit einem orthotopen Mausmodell genauer beurteilt werden als mit einem subkutanen. Ein Pleuraverbreitungsmodell kann zur Bewertung von Behandlungsmethoden für intrathorakische Erkrankungen wie Lungenkrebs oder malignes Pleuramesotheliom verwendet werden.

Die Nahinfrarot-Photoimmuntherapie (NIR-PIT) ist eine kürzlich entwickelte Krebsbehandlungsstrategie, die die Spezifität von tumoranvisierenden Antikörpern mit der Toxizität kombiniert, die durch einen Photoabsorber (IR700Dye) nach Exposition gegenüber NIR-Licht verursacht wird. Die Wirksamkeit von NIR-PIT wurde unter Verwendung verschiedener Antikörper berichtet; die therapeutische Wirkung dieser Strategie wurde jedoch nur in wenigen Berichten in einem orthotopischen Modell gezeigt. In der vorliegenden Studie zeigen wir ein Beispiel für die Wirksamkeitsbewertung des pleural disseminierten Lungenkrebsmodells, das mit NIR-PIT behandelt wurde.

Einleitung

Krebs bleibt trotz jahrzehntelanger Forschung eine der Hauptursachen für die Sterblichkeit. Ein Grund dafür ist, dass Strahlentherapie und Chemotherapie hochinvasive Techniken sind, die ihren therapeutischen Nutzen einschränken können. Zell- oder molekular-zielgerichtete Therapien, bei denen es sich um weniger invasive Techniken handelt, erhalten erhöhte Aufmerksamkeit. Die Photoimmuntherapie ist eine Behandlungsmethode, die die therapeutische Wirkung durch die Kombination von Immuntherapie und Phototherapie synergistisch verstärkt. Die Immuntherapie verbessert die Tumorimmunität, indem sie die Immunogenität der Tumormikroumgebung erhöht und die immunregulatorische Unterdrückung reduziert, was zur Zerstörung von Tumoren im Körper führt. Die Phototherapie zerstört Primärtumoren mit einer Kombination aus Photosensibilisatoren und Lichtstrahlen, und tumorspezifische Antigene, die aus den Tumorzellen freigesetzt werden, verbessern die Tumorimmunität. Tumore können selektiv mit Photosensibilisatoren behandelt werden, da sie spezifisch und selektiv für die Zielzellen sind. Die Modalität der Phototherapie umfasst photodynamische Therapie (PDT), photothermische Therapie (PTT) und photochemische Therapien1.

Die Nahinfrarot-Photoimmuntherapie (NIR-PIT) ist eine kürzlich entwickelte Methode der Antitumor-Phototherapie, die photochemisch basierte Therapie und Immuntherapiekombiniert 1,2. NIR-PIT ist eine molekular zielgerichtete Therapie, die auf spezifische Zelloberflächenmoleküle durch die Konjugation eines Nahinfrarot-Siliziumphthalocyaninfarbstoffs, IRdye 700DX (IR700), zu einem monoklonalen Antikörper (mAb) abzielt. Die Zellmembran der Zielzelle wird bei Bestrahlung mit NIR-Licht (690 nm)zerstört 3.

Das Konzept der gezielten Lichttherapie durch Kombination herkömmlicher Photosensibilisatoren und Antikörper oder gezielter PDT ist über drei Jahrzehnte alt4,5. Frühere Studien haben versucht, konventionelle PDT-Wirkstoffe anzusprechen, indem sie mit Antikörpern konjugiert wurden. Der Erfolg war jedoch begrenzt, da diese Konjugate aufgrund der Hydrophobie der Photosensibilisatoren in der Leber eingeschlossen waren6,7. Darüber hinaus unterscheidet sich der Mechanismus von NIR-PIT völlig von dem der herkömmlichen PDT. Herkömmliche Photosensibilisatoren erzeugen oxidativen Stress, der aus einer Energieumwandlung resultiert, die Lichtenergie absorbiert, in einen angeregten Zustand verrenkt, in den Grundzustand übergeht und Apoptose verursacht. NIR-PIT verursacht jedoch eine schnelle Nekrose, indem es die Zellmembran direkt zerstört, indem Es Photosensibilisatoren auf der Membran durch eine photochemische Reaktion aggregiert8. NIR-PIT ist der herkömmlichen zielgerichteten PDT in vielerlei Hinsicht überlegen. Herkömmliche Photosensibilisatoren haben niedrige Extinktionskoeffizienten, die die Bindung einer großen Anzahl von Photosensibilisatoren an ein einzelnes Antikörpermolekül erfordern, was möglicherweise die Bindungsaffinität verringert. Die meisten herkömmlichen Photosensibilisatoren sind hydrophob, was es schwierig macht, die Photosensibilisatoren an Antikörper zu binden, ohne ihre Immunreaktivität oder In-vivo-Zielakkumulation zu beeinträchtigen. Herkömmliche Photosensibilisatoren absorbieren typischerweise Licht im sichtbaren Bereich und reduzieren die Gewebepenetration.

Mehrere Studien zu NIR-PIT, die auf intrathorakische Tumoren wie Lungenkrebs und maligne Pleuramesotheliomzellen (MPM) abzielen, wurden berichtet9,10,11,12,13,14,15,16,17. Allerdings haben nur wenige Berichte die Wirksamkeit von NIR-PIT in pleural disseminierten MPM- oder Lungenkrebsmodellen9,10,11,12beschrieben. Subkutane Tumor-Xenograft-Modelle gelten als Standard-Tumormodelle und werden derzeit häufig verwendet, um die Antitumoreffekte neuer Therapien zu bewerten18. Die mikroumgebung des subkutanen Tumors ist jedoch nicht freizügig für die Entwicklung einer geeigneten Gewebestruktur oder eines Zustands, der einen echten malignen Phänotyp19, 20,21,22richtig rekapituliert . Idealerweise sollten orthotopische Krankheitsmodelle für eine genauere Beurteilung der Antitumorwirkungen erstellt werden.

Hier demonstrieren wir eine Methode zur Wirksamkeitsbewertung in einem Mausmodell für pleural disseminierten Lungenkrebs, das mit NIR-PIT behandelt wurde. Ein Pleuraverbreitungsmausbau-Mausmodell wird durch Injektion von Tumorzellen in die Brusthöhle generiert und mittels Luciferase-Lumineszenz bestätigt. Die Maus wurde mit einer intravenösen Injektion von mAb behandelt, konjugiert mit IR700 und NIR-Bestrahlung in die Brust. Die therapeutische Wirkung wurde mittels Luciferase-Lumineszenz evaluiert.

Protokoll

Alle In-vivo-Experimente wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortierressourcen des Nagoya University Animal Care and Use Committee durchgeführt (Genehmigung #2017-29438, #2018-30096, #2019-31234, #2020-20104). Sechs Wochen alte homozygote athymische Nacktmäuse wurden im Animal Center der Nagoya University gekauft und gepflegt. Bei der Durchführung des Verfahrens an Mäusen wurden sie mit Isofluran betäubt (Einführung: 4-5%, Erhaltung 2-3%); die Pfote wurde mit einer Pinzette gedrückt, um die Tiefe der Anästhesie zu bestätigen.

1. Konjugation von IR700 mit mAb

  1. Inkubieren Sie mAb (1 mg, 6,8 nmol) mit IR700 NHS-Ester (66,8 mg, 34,2 nmol, 5 mmol/L in DMSO) in 0,1 mol/LNa2HPO4 (pH 8,6) bei 15-25 °C für 1 h.
  2. Reinigen Sie die Mischung mit einer Säule (z. B. Sephadex). Bereiten Sie die Säule vor und waschen Sie sie mit PBS. Tragen Sie dann die Mischung auf die Säule auf und sammeln Sie den Tropfen, der den gereinigten IR700-konjugierten Antikörper enthält. Dieser IR700-konjugierte Antikörper wird als Antikörper-Photosensibilisator-Konjugat (APC) bezeichnet.
  3. Messen Sie die Protein- und IR700-Konzentration im APC.
    1. Erstellen Sie Kalibrierkurven für Protein und IR700 mit einem Spektralphotometer.
    2. Mischen Sie Standardkonzentrationen von Albumin mit einem Protein-Assay-Kit nach dem Kit-Protokoll (siehe Materialtabelle,Coomassie Brilliant Blue (CBB) Proteinfärbung). Messen Sie die Absorption von Albumin bei einer Wellenlänge von 595 nm und zeichnen Sie die Kalibrierkurve (eine lineare Näherungsformel) für das Protein mit der folgenden Gleichung: y = ax + b (x: Konzentration, y: Absorption).
    3. Erhalten Sie Kalibrierkurven für IR700 mit Absorption bei 690 nm mit dem gleichen Verfahren. Die Standardkonzentration von IR700 wird bei 0,1-5 μM (0,1954-9,77 μg/ml) empfohlen.
    4. Messen Sie die Proteinkonzentration und die IR700-Konzentration im APC mit einer Kalibrierkurve [x = (y-b)/a (x: Konzentration, y: Absorption)].
    5. Bestimmen Sie die Anzahl der pro mAb gebundenen IR700-Farbstoffe mit den Ergebnissen der molaren Konzentration.
      HINWEIS: Es ist wichtig, die optimale Konjugationszahl von IR700-Molekülen pro mAb-Molekül zu bestimmen. Im Allgemeinen wären etwa drei IR700-Moleküle, die an ein einzelnes mAb-Molekül gebunden sind, sowohl in vitro als auch in vivowirksam. Viele IR700, die pro Antikörper gebunden sind (z. B. sechs), erleichtern es, während in vivo-Experimenten in der Leber gefangen zu werden. Das Verhältnis der an IR700 gebundenen Antikörper lag im Bereich von 1:2-1:4. Der Anteil an IR700 wurde bei Bedarf reduziert.
  4. Führen Sie eine Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (SDS-PAGE) als Bestätigung für die Bildung eines APC durch. Stellen Sie das Gel bei 700 nm mit einem fluoreszierenden Imager ab und färben Sie das Protein im Gel mit einem Proteinfärbekit nach dem Kit-Protokoll (siehe Materialtabelle,CBB-Proteinfärbung).

2. Generierung eines Pleura-Verbreitungsmodells

  1. Herstellung von Luciferase-exprimierenden Zielzellen und Suspendierung von 1,0 × 106 Zielzellen in 100 μL phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS)
    HINWEIS: Intrathorakische Krebszellen wie Lungenkrebs und MPM eignen sich als Zielzellen. Luciferase-exprimierende Zellen wurden über die Luciferase-Gentransfektion hergestellt, und eine hohe Expression von Luciferase wurde nach > 10 Zellpassagen bestätigt. Die Zellen wurden in einem Medium kultiviert, das mit 10% fetalem Rinderserum und Penicillin (100 IE / ml) und Streptomycin (100 mg / ml) ergänzt wurde. Die Anzahl der Zellen wurde entsprechend der Tumorwachstumsrate und dem zeitlichen Verlauf der Behandlung angepasst (1,0. × 105-6,0 × 106 Zellen/Körpergewicht).
  2. Bereiten Sie 8-12 Wochen alte weibliche homozygote athymische Nacktmäuse mit einem bevorzugten Körpergewicht von 19-21 g vor.
  3. Anästhesie von Mäusen während des Eingriffs mit Isofluran (Einführung: 4-5%, Erhaltung 2-3%); Drücken Sie den Schwanz mit einer Pinzette, um zu bestätigen, dass keine Reaktion vorliegt.
  4. Machen Sie einen Stopfen mit Polystyrolschaum und befestigen Sie den Stopfen an der 30 G-Nadel, so dass die Spitze bei 5 mm bleibt, um Lungenverletzungen zu vermeiden. Biegen Sie die Nadelspitze mit einer sauberen Zange oder drücken Sie sie gegen einen harten Gegenstand, der mit 70% EtOH gereinigt wurde, um Pneumothorax zu vermeiden (Abbildung 1).
    ACHTUNG: Achten Sie darauf, sich nicht selbst zu durchbohren. Verwenden Sie eine Zette, um die Nadel zu biegen. Halten Sie den Stopfen nicht gedrückt, wenn Sie ihn an der Nadel befestigen. Es ist sicherer, den Stopfen zu kleben, bevor Sie die Zellen in die Spritze füllen.
  5. Füllen Sie eine Spritze (1 ml) mit Zielzellen und befestigen Sie eine 30G-Nadel mit einem Stopfen.
  6. Desinfizieren Sie die Brust des Tieres vor dem Eingriff mit 70% EtOH.
  7. Stechen Sie eine Nadel durch den Interkostalraum in die Brust der Maus. Aufgrund des Widerstands beim Damaligen Schlagen gegen die Rippen bewegte sich die Nadelspitze auf und ab. Drücken Sie nach dem Passieren des Interkostalraums die Spritze gegen die Maus und injizieren Sie 100 μL Zielzellen (Abbildung 2).
    HINWEIS: Die Maus atmet tief ein, wenn die Nadel richtig in die Brusthöhle eintritt. Mit dem Biegen der Nadelspitze konnten Pneumothorax und eine unsachgemäße Injektion von Zellen in die Lunge vermieden werden.
    HINWEIS: Die Punktion der rechten Brustwand wird empfohlen, um das Risiko einer Herzwandpunktion zu vermeiden.
  8. Rollen Sie die Maus 2-3 mal, um die Zellen in der Brusthöhle zu verteilen.
  9. Bringen Sie die Maus in einen sauberen und warmen Käfig zurück und überwachen Sie bis zum Ambulanz. Nach dem Eingriff wacht die Maus aus der Anästhesie auf und verhält sich normal.

3. Messung der Biolumineszenz

HINWEIS: Die für die Datenerfassung verwendete Software ist in der Materialtabelleaufgeführt.

  1. Um die Generierung des Pleuraverbreitungsmodells zu bestätigen, werten Sie die Biolumineszenzbilder jeden Tag nach der Injektion der Zellen in die Brusthöhle aus.
  2. Mäuse betäuben (Schritt 2.3) und intraperitoneal mit D-Luciferin injizieren (15 mg/ml, 200 μL).
  3. Stellen Sie sicher, dass die Maus vor und nach der Bildgebung normal atmet. Verwenden Sie bei Bedarf eine Heizung, um eine Hypothermie während der Anästhesie zu verhindern.
  4. Zehn Minuten nach der Injektion stellen Sie die Maus in das Biolumineszenz-Bildgebungsgerät (BLI) ein. Für die Bilderfassung öffnen Sie die Erfassungssteuerung der Software. Wählen Sie Luminescent, Photographund Overlay(Abbildung 3) aus.
  5. Stellen Sie die Belichtungszeit auf Auto ein. Legen Sie Binning als klein fest.
  6. Stellen Sie f / stop als 1 für Lumineszenz und 8 für Foto ein; f/stop steuert die Lichtmenge, die vom Detektor des geladenen gekoppelten Geräts empfangen wird.
  7. Legen Sie das Sichtfeld auf C fest.
  8. Sobald die Mausprobe für die Bildgebung bereit ist, klicken Sie auf Zur Bilderfassung erfassen. Mäuse mit ausreichender Luciferase-Aktivität wurden für weitere Studien ausgewählt.
    HINWEIS: Ein geeignetes Pleuraverbreitungsmodell zeigt eine starke Lumineszenz an der diffusen Stelle in der Brust, wenn es von der ventralen Seite betrachtet wird. Wenn die BLI-Bilder nicht im Thorax und nur an der Injektionsstelle diffundiert sind, kann der Tumor subkutan transplantiert werden.
  9. Nachdem Sie das Bild angezeigt haben, stellen Sie das Anzeigeformat auf Radianceein. Öffnen Sie das Werkzeugpalettenbedienfeld (Abbildung 4A).
  10. Wählen Sie ROI-Tools. Wir empfehlen, den Kreis zu verwenden, um den biolumineszierenden Bereich auf Bildern zu bereichen.
  11. Klicken Sie auf ROIs messen, um die Biolumineszenzintensität der Oberfläche zu messen (Abbildung 4B).
  12. Verwenden Sie Messung konfigurieren in der linken Ecke des ROI-Messfelds, um die erforderlichen Werte/Informationen auszuwählen. Exportieren Sie diese Datentabelle als .csv Datei (Abbildung 4C).
  13. Verwenden Sie die Werte des Gesamtflusses (p/s) als Quantifizierung der biolumineszierenden Intensität in der .csv Datei.

4. Diffuse Lumineszenz-Bildgebungstomographie (DLIT)

HINWEIS: Die für die Datenerfassung verwendete Software ist in der Materialtabelleaufgeführt.

  1. Aktivieren Sie die Taste X-ray Armed.
  2. Betäuben Sie die Mäuse (Schritt 2.3) und injizieren Sie dann D-Luciferin (15 mg/ml, 200 μL) intraperitoneal in die Mäuse. Um DLIT kontinuierlich von 3.2 bis 3.7 aufzunehmen, überspringen Sie diesen Schritt.
  3. Zehn Minuten nach der Injektion setzen Sie die Maus in das BLI-Gerät.
  4. Öffnen Sie die Erfassungssteuerung der Software. Wählen Sie Luminescent, Photograph, CT, Standard-One Mouseund Overlay. Andere Einstellungen waren die gleichen wie in 3.4-3.6 (Abbildung 5A).
  5. Wählen Sie den Imaging-Assistenten in der Erfassungssteuerung aus.
  6. Wählen Sie Biolumineszenz und dann DLIT (Abbildung 5B).
  7. Wählen Sie Firefly als zu messende Wellenlänge aus (Abbildung 5C).
  8. Stellen Sie das Bildmotiv als Maus, die Belichtungsparameter als Autoeinstellungen, das Sichtfeld als C-13,4 cmund die Motivhöhe auf 1,5 cm ein ( Abbildung5D).
  9. Drücken Sie die Röntgenstrahlen, die erzeugt werden, wenn sie mit Energie versorgt werden. Erwerben.
  10. Öffnen Sie die ct-sequenziellen Bilddaten.
  11. Öffnen Sie Flächentopografie in der Werkzeugpalette. Wählen Sie Anzeigen aus (Abbildung 6A).
  12. Passen Sie den Schwellenwert so an, dass die violette Anzeige nur die Körperoberfläche anzeigt (Abbildung 6B). Wählen Sie dann die Betreffnackmaus aus, und klicken Sie auf Fläche generieren. Stellen Sie sicher, dass der Umriss der Maus genau gezeichnet ist (Abbildung 6C).
  13. Öffnen Sie die Registerkarte Werkzeugpalette, Eigenschaften der DLIT-3D-Rekonstruktion. Wählen Sie Gewebeeigenschaften als Mausgewebe und Quellspektrum als Glühwürmche aus (Abbildung 6D). Öffnen Sie als Nächstes die Registerkarte Analysieren und bestätigen Sie die Daten für jede ausgewählte Wellenlängendaten. Klicken Sie abschließend auf die Schaltfläche Rekonstruieren (Abbildung 6E).
  14. Bestätigen Sie das Vorhandensein von BLI in der Brusthöhle im konfigurierten DLIT-Bild.

5. NIR-PIT für in vivo Pleuraverbreitungsmodell

  1. Messen Sie die Lichtdosis des NIR-Lasers (690 nm Wellenlänge) mit einem Leistungsmesser und stellen Sie die Leistung auf 100 mW/cm2ein.
    HINWEIS: Das Laserlicht ist kohärent mit einer genauen Spulengröße; somit ändert sich die Lichtenergie kaum unabhängig von der Entfernung innerhalb von 50 cm. Wenn es viele unerwünschte Ereignisse wie Verbrennungen gibt, reduzieren Sie die Leistungim Bereich von 40 mW/cm2 .
  2. Reinigen Sie den Schwanz mit 70% EtOH und injizieren Sie APC (100 μg) intravenös über die Schwanzvene 24 h vor der NIR-Bestrahlung. Drücken Sie Druck auf die Injektionsstelle aus, um die Blutung zu kontrollieren.
    HINWEIS: Stellen Sie das Volumen des APC für die Injektion auf 50-200 μL ein.
  3. Betäuben Sie die Mäuse (Schritt 2.3) und legen Sie sie auf den Rücken. Um eine NIR-Bestrahlung der Nichtzielstelle zu vermeiden, schirmen Sie andere Stellen mit Aluminiumfolie ab (Abbildung 7A). Bestrahlung mit NIR-Licht mit einem Laser von 100 J/cm2; Wenn der Tumor zurück in den Bauch verteilt wird, könnte die NIR-Lichtbestrahlungsdosis in mehrere Richtungen aufgeteilt werden (Abbildung 7B).
    HINWEIS: Stellen Sie die Dosis auf 30-150 J / cm2 in Abhängigkeit von den In-vitro-Ergebnissen und unerwünschten Ereignissen wie Verbrennungen ein.
  4. Wenn die NIR-Bestrahlung abgeschlossen ist und die Maus wach ist, bringen Sie sie in den Käfig zurück.
  5. Beobachten Sie den BLI und messen Sie den ROI im Zeitverlauf (jeden Tag) (siehe 3.2-3.12).
  6. Für die Ex-vivo-Bildgebung euthanasieren Sie Mäuse mit Kohlendioxid 24 h nach der APC-Injektion, unmittelbar vor der NIR-Bestrahlung.
    1. Um das Innere der Brust der Maus zu beobachten, entfernen Sie den Thorax und schneiden Sie die Rippen und das Brustbein. Erfassen Sie das Fluoreszenzbild (700 nm) zusammen mit der Kontrolle ohne APC-Verabreichung. Dann D-Luciferin (150 μg/ml) über den exponierten Thorax auftragen, und das BLI wurde entnommen (siehe 3.2-3.7).

Ergebnisse

Der Anti-Podoplanin-Antikörper NZ-1 wurde mit IR700 konjugiert, um NZ-1-IR700 zu erzeugen. Wir haben die Bindung von NZ-1 und IR700 auf einer SDS-PAGE bestätigt (Abbildung 8). Luciferase-exprimierendes H2373 (H2373-luc) wurde hergestellt, indem maligne Mesotheliomzellen (H2373) mit einem Luciferase-Gen10transfiziert wurden.

Wir betäubten 8-12 Wochen alte weibliche homozygote athymische Nacktmäuse und injizierten 1 × 105 H237...

Diskussion

In dieser Studie demonstrierten wir eine Methode zur Messung der therapeutischen Wirkung von NIR-PIT auf das Pleuraverbreitungsmodell von MPM. Hochselektive Zelltötung wurde mit NIR-PIT durchgeführt; so wurde das normale Gewebe kaum geschädigt23,24,25. Bei dieser Art der selektiven Zelltötung erwies sich NIR-PIT in disseminierten Modellen9,...

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

Nichts

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
0.25w/v% Trypsin-1mmol/l EDTA 4Na Solution with Phenol RedWako209-016941for cell culture
1mL syringeTERUMOSS-01Tfor mice experiment
30G needleNipro1907613for mice experiment
BALB/cSlc-nu/nuJapan SLC
Collidal Blue Staining KitInvitrogenLC6025use for gel protein staining
Coomassie (bradford) Plus protein assayThermo Fisher Scientific Inc (Waltham, MA, USA)PI-23200for measuring the APC concentration
Dimethyl sulfoxide (DMSO)Wako043-07216use for conjugation of IR700
D-Luciferin (potassium salt)Cayman Chemical14681for bioluminescence imaging and DLIT
GraphPad Prism7GraphPad softwarefor statistical analysis
Image StudioLi-Cor Biosciencesfor analyzing 700 nm fluorescent image
IRDye 700DX Ester Infrared DyeLI-COR Bioscience (Lincoln, NE, USA)929-70011
isofluraneWako095-06573for mice anesthesia
IVIS Spectrum CTPerkinElmerfor capturing bioluminescent image and DLIT
Living ImagePerkinElmerfor analyzing bioluminescent image and DLIT
Na2HPO4SIGMA-ALDRICH (St. Louis, MO, USA)S9763use for conjugation of IR700
NIR LaserChangchun New Industries Optoelectronics TechnologyMRL-III-690Rfor NIR irradiation
Novex WedgeWell 4 to 20%, Tris-Glycine, 1.0 mm, Mini Protein Gel, 12 wellInvitrogenXP04202BOXuse for SDS-PAGE
NuPAGE LDS Sample Buffer (x4)InvitrogenNP0007use for SDS-PAGE
Optical power meterThorlabs (Newton, NJ, USA)PM100for measuring the output of the NIR laser 
PBS(-)Wako166-23555
Pearl Trilogy imaging systemLi-Cor Biosciencesfor capturing 700 nm fluorecent image
Penicilin-Streptomycin Solution (x100)Wako168-23191for cell culture
Puromycin DihydrochlorideThermoFisherA1113803for luciferase transfection
RediFect Red-Fluc-Puromycin Lentiviral PrticlesPerkinElmerCLS960002for luciferase transfection
RPMI-1640 with L-glutamine and Phenol RedWako189-02025for cell culture
Sephadex G25 column (PD-10) GE Healthcare (Piscataway, NJ, USA)17-0851-01use for conjugation of IR700
UV-1900iShimadzufor measuring the APC concentration

Referenzen

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