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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Dieser Artikel beschreibt ein standardisiertes Mausmodell der Geweberegeneration mittels Stoßwellenbehandlung.

Zusammenfassung

Die Stoßwellentherapie (SWT) zeigt vielversprechende regenerative Effekte in verschiedenen Geweben. Die zugrundeliegenden molekularen Mechanismen sind jedoch nur unzureichend verstanden. Die Angiogenese, ein Prozess der Bildung neuer Blutgefäße, ist ein führender Treiber der Regeneration in weicheren Geweben sowie eine kürzlich entdeckte Wirkung von SWT. Wie der mechanische Stimulus der SWT die Angiogenese und Regeneration induziert und welche Signalwege daran beteiligt sind, ist nicht vollständig verstanden. Um den klinischen Einsatz von SWT weiter zu verbessern und wertvolle Informationen darüber zu gewinnen, wie sich mechanische Stimulation auf das Gewebe und die Geweberegeneration auswirken kann, wird ein standardisiertes Modell der SWT benötigt. Wir beschreiben hiermit ein standardisiertes, einfach zu implementierendes Mausmodell der Stoßwellentherapie-induzierten Regeneration unter Verwendung des Ischämiemodells der Hintergliedmaßen.

Einleitung

Die Stoßwellentherapie (SWT) wurde erstmals in der klinischen Praxis als Mittel zum Zerfall von Nierensteinen durch extrakorporale Anwendung eingeführt. In den 1990er Jahren ergab ein zufälliger Befund einer Verdickung des Beckenkamms in Röntgenaufnahmen nach wiederholter Lithotripsie eine knochenmorphogene Wirkung von SWT1. Dies führte zu einer Flut neuer Anwendungen in der Orthopädie. SWT hat sich damit zu einer anerkannten Behandlungsoption für Pseudarthrosen aus dem Langen Knochen, laterale Epicondylitis sowie Achillessehnenentzündungentwickelt 2,3,4,5. Neuere Erkenntnisse erweitern nun wieder das Spektrum der Apparaturen über die Orthopädie hinaus auf weichere Gewebe und Wundheilungsstörungen 6,7. Hier konnten Studien die Wirksamkeit von SWT bei einer heterogenen Ansammlung von Erkrankungen zeigen, darunter z.B. erektile Dysfunktion oder Spastik nach Schlaganfall 8,9,10.

Die molekularen Mechanismen, die der SWT zugrunde liegen, sind jedoch noch nicht vollständig verstanden und bedürfen weiterer Forschung. Mit dem Schwerpunkt auf kardiovaskulären Erkrankungen zeigen unsere bisherigen Arbeiten einen vielversprechenden Effekt von SWT in einem Mausmodell des Myokardinfarkts. Dabei wurde die Angiogenese als zentraler Treiber der Myokardregeneration nach SWT11 entdeckt.

Die Angiogenese beschreibt die Entwicklung neuer Gefäße durch Keimen und Spalten bereits vorhandener Gefäße. Im Falle einer Verletzung erleichtern diese neuen Gefäße die Wiederherstellung der Durchblutung des geschädigten Bereichs und damit die Regeneration12.

Die Angiogenese stellt daher ein Kennzeichen der Geweberegeneration und eine mögliche Erklärung für SWT-Effekte in weicheren Geweben dar. Die Regeneration ist jedoch ein komplexer Prozess mit zahlreichen Induktor- und Effektormechanismen. Trotz der Möglichkeit, sie in einer isolierten Zellkultur zu untersuchen, sind Tiermodelle am besten geeignet, um diese komplexen Prozesse nachzubilden. Die Ischämie der Hintergliedmaßen ist ein gut etabliertes Modell zur Untersuchung der Angiogenese und Regeneration in vivo13. Um die weitere Erforschung der regenerativen Wirkung von SWT zu unterstützen, stellen wir hiermit ein praktikables, standardisiertes, murines Modell der SWT bei Ischämie der hinteren Gliedmaßen vor.

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Protokoll

Die Versuche wurden von der institutionellen Kommission für Tierpflege und -nutzung der Medizinischen Universität Innsbruck und vom österreichischen Wissenschaftsministerium genehmigt (BMWF-66.011/0110-V/3b/2019).

1. Einleitung der Narkose und Betriebseinrichtung

  1. Bereiten Sie eine geeignete Umgebung für Tiereingriffe vor: Sterilisieren Sie Geräte, desinfizieren Sie Oberflächen, verwenden Sie Einwegmasken, Isolationskittel und Handschuhe.
  2. Betäuben Sie eine 18-12 Wochen alte Maus (Stamm und Geschlecht je nach Versuchsumgebung) in einer Kammer, die an einen Isofluran-Verdampfer angeschlossen ist, bei 4%.
  3. Achten Sie auf eine ausreichende Sedierung über Pedal oder Ohrmuschelreflex als Indikatoren für die tiefe Schmerzerkennung.
  4. Wenn das Tier ausreichend sediert ist, schalten Sie den Isofluranfluss aus und verabreichen Sie Analgesie und Anästhetika gemäß dem zugelassenen Tierpflege- und Verwendungsprotokoll, z. B. Ketaminhydrochlorid (80 mg/kg Körpergewicht) als Anästhetikum und Xylazinhydrochlorid (5 mg/kg Körpergewicht) als intraperitoneales Analgetikum.
    HINWEIS: Bereiten Sie die Spritze mit intraperitonealer Medikation vor, bevor Sie das Tier in die Anästhesiekammer legen.
  5. Untersuchen Sie die Tiefe der Anästhesie 5 Minuten nach der Injektion, indem Sie den Pedalentzugsreflex beurteilen.
  6. Tragen Sie eine Augensalbe (z. B. 0,5 g Retinolpalmitat) auf, um Hornhautschäden zu vermeiden.
  7. Entfernen Sie Haare in und in der Nähe des Operationsbereichs, insbesondere der linken Hintergliedmaße und der Leiste. Enthaarungscreme kann anstelle von Rasierern oder Trimmern verwendet werden, um Hautverletzungen zu vermeiden.
  8. Fixieren Sie das Tier in Rückenlage mit ausgestreckten Gliedmaßen mit Klebeband auf einer Heizplatte.
  9. Desinfizieren und reinigen Sie den OP-Bereich mit 10% Povidon-Jod oder ähnlichem Desinfektionsmittel. Verwenden Sie ein steriles Feldtuch.

2. Vorgehensweise

  1. Verwenden Sie ein Mikroskop zwischen 10- und 20-facher Vergrößerung, um die Operation durchzuführen.
  2. Machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen Hautschnitt (~1,5 cm) proximal zum Kniegelenk.
  3. Trennen Sie die Haut vorsichtig mit einer stumpfen Pinzette vom darunterliegenden Gewebe.
  4. Identifiziere die Oberschenkelgefäße. Trennen Sie Arterie, Vene und Nerv vorsichtig mit Pinzette und Schere.
  5. Proximal beginnend auf Höhe des Leistenbandes das umgebende Bindegewebe vorsichtig entfernen, bis die Arterie optimal dargestellt ist. Als distaler Endpunkt sollte die arterielle Verzweigung in die Arteria saphena und die Arteria poplitea sichtbar sein.
  6. Lilizieren Sie die Arteria femoralis proximalis auf Höhe des Leistenbandes mit einer 7-0-Polypropylen-Naht.
  7. Verschluss des distalen Endes der Arteria femoralis proximal der Verzweigung in die Arteria saphena und Poplitea mit einer 7-0 Polypropylen-Naht.
  8. Das Segment der Arteria femoralis zwischen den distalen und proximalen Knoten wird mit Hilfe der Diathermie herausgeschnitten.
    HINWEIS: Das Exzidieren der Oberschenkelarterie durch Schneiden mit einer chirurgischen Schere ist ebenfalls möglich. Bei Verwendung einer Diathermie wird jedoch zusätzlich zur Naht auch das Gefäß verschlossen, falls die Knoten versagen.
  9. Stellen Sie sicher, dass die Oberschenkelarterie sicher verschlossen ist und keine Blutungen im Operationsfeld sichtbar sind.
    HINWEIS: Es wird ein geringer Abstand zwischen den Hautnähten empfohlen, um eine Dekontamination der Wunde durch Ultraschallgel während der SWT-Anwendung zu vermeiden.
  10. Vernähen Sie den Hautschnitt mit 5-0 nicht resorbierbaren Nylonnähten mit einfachen Knoten.
  11. Desinfizieren Sie den Operationsbereich mit Wattestäbchen.

3. Anwendung der Stoßwellentherapie

  1. Stellen Sie sicher, dass der Hautschnitt vollständig geschlossen ist.
  2. Definieren Sie die Behandlungsparameter am Stoßwellengerät. In diesem Versuchsaufbau wurde eine Energieflussdichte von 0,1 mJ/mm2 bei einer Frequenz von 3 Hz für insgesamt 300 Impulse verwendet.
    HINWEIS: Die Energieniveaus wurden aus früheren Ergebnissen14 unter Verwendung einer fokussierten extrakorporalen Stoßwellenbehandlung übernommen.
  3. Tragen Sie Ultraschallgel auf den Behandlungsbereich an der Innenseite des Oberschenkels auf, um eine korrekte Kopplung zu gewährleisten.
  4. Stellen Sie sicher, dass keine Luftblasen im Gel eingeschlossen sind.
    HINWEIS: Die richtige Kopplung mit ausreichend Gel ist für eine adäquate SWT-Anwendung unerlässlich. Kleine Luftbläschen im Inneren des Gels absorbieren Stoßwellen und verringern deren Wirkung.
  5. Wenden Sie 300 Impulse an, indem Sie den Fußschalter umschalten, während Sie den Applikator langsam über den Oberschenkel bewegen.
    HINWEIS: Wenn SWT nicht unmittelbar nach der Operation angewendet wird, vermeiden Sie eine mögliche Absorption von Stoßwellenenergie durch nachgewachsenes Haar, indem Sie es vor der Behandlung entfernen.
  6. Wischen Sie nach der Behandlung alle Reste des Ultraschallgels ab, um ein Abkühlen des Oberschenkels zu verhindern.
  7. Bringen Sie das Tier in einen Auffangkäfig, der einer Heizlampe ausgesetzt ist, um Unterkühlung zu vermeiden.
  8. Überwachen Sie das Tier sorgfältig, bis es wach ist, und verabreichen Sie eine Dosis von 0,05 mg/kg Körpergewicht Buprenorphin subkutan, um eine angemessene Analgesie zu gewährleisten.
  9. Überwachen Sie täglich die Gesundheit und das Wohlbefinden der Tiere, bis der chirurgische Schnitt vollständig verheilt ist.
    HINWEIS: Die Behandlung kann auf eine Sitzung beschränkt oder mehrmals wiederholt werden. In diesem Beispiel wurde eine einzelne Anwendung ausgeführt.

4. Messung des Blutflusses

  1. Führen Sie die Blutflussmessung unmittelbar nach der Operation und je nach Versuchsumgebung zu verschiedenen Zeitpunkten danach durch.
  2. Sedieren Sie das Tier in einer Kammer, die an einem Isofluran-Verdampfer befestigt ist, bei 4%.
  3. Wenn das Tier sediert ist, schalten Sie den Isofluranfluss aus und verabreichen Sie Anästhetika und Analgetika. Gemäß dem genehmigten Tierpflege- und Verwendungsprotokoll Ketaminhydrochlorid (80 mg/kg Körpergewicht) und Xylazinhydrochlorid (5 mg/kg Körpergewicht) intraperitoneal auftragen.
  4. Untersuchen Sie die Narkosetiefe 5 Minuten nach der Injektion, indem Sie den Pedalrückzugsreflex beurteilen.
  5. Verwenden Sie Augensalbe (z. B. 0,5 g Retinolpalmitat), um Hornhautschäden zu vermeiden.
  6. Fixieren Sie das Tier in Rückenlage mit ausgestreckten Gliedmaßen mit Klebeband auf einer Heizplatte.
  7. Entfernen Sie sorgfältig Haare von beiden Hintergliedmaßen.
  8. Messen Sie die Perfusion der Gliedmaßen mittels Laserdoppler nach Herstellerangabe.
    HINWEIS: Als Primparameter sollte das Verhältnis des Blutflusses der ischämischen Gliedmaßen zu den nicht-ischämischen Gliedmaßen verwendet werden.

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Ergebnisse

Mit Hilfe dieses Protokolls können signifikante Unterschiede in der Perfusion der hinteren Gliedmaßen nach SWT-Intervention beobachtet und überwacht werden. Repräsentative Bilder zeigen einen deutlichen Unterschied bei den mit SWT behandelten Gliedmaßen (Abbildung 1B) im Vergleich zu unbehandelten Kontrollgliedmaßen (Abbildung 1A). Hier wird die Perfusion durch thermisches Auffackeln darge...

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Diskussion

Die Stoßwellenbehandlung zeigt vielversprechende Ergebnisse in verschiedenen Bereichen der Weichteilregeneration. Um diese Regenerationsfähigkeit jedoch weiter zu verstärken, zu verbessern oder zu isolieren, sollten zunächst die Grundlagen der SWT-induzierten Regeneration auf molekularer Ebene aufgedeckt werden. Die Geweberegeneration ist komplex und umfasst viele biologische Prozesse, darunter angeborene und erworbene Immunität, Entzündungen, Zellzyklusprogression, Apoptose, zellu...

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Offenlegungen

Holfeld J. und Grimm M. sind Gesellschafter der Heart Regeneration Technologies GmbH, einer Ausgründung der Medizinischen Universität Innsbruck zur Förderung der kardialen Stoßwellentherapie (www.heart-regeneration.com). Alle anderen Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Studie wurde durch ein uneingeschränktes AUVA-Forschungsstipendium an JH und CGT unterstützt.

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Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
10% Povidone
5-0 Nylon sutureEthicon Inc.
7-0 silk sutureEthicon Inc.
CauteryMartinME-102
depilatory creamNivea
GauzeGazin
Heating Plate
Ketamine hydrochlorideanesthesia
Laser DopplerMoor instruments
Surgical ToolsFine Science Tools
Xylazine hydrochlorideanesthesia

Referenzen

  1. Schaden, W., et al. Extracorporeal shockwave therapy (ESWT) - First choice treatment of fracture non-unions. International Journal of Surgery. 24, 179-183 (2015).
  2. Xu, Z. H., et al. Extracorporeal shock wave treatment in nonunions of long bone fractures. International Orthopaedics. 33, 789-793 (2009).
  3. Melegati, G., Tornese, D., Bandi, M., Rubini, M. Comparison of two ultrasonographic localization techniques for the treatment of lateral epicondylitis with extracorporeal shock wave therapy: A randomized study. Clinical Rehabilitation. 18, 366-370 (2004).
  4. Zhang, S., Li, H., Yao, W., Hua, Y., Li, Y. Therapeutic response of extracorporeal shock wave therapy for insertional achilles tendinopathy between sports-active and nonsports-active patients with 5-year follow-up. Orthopedic Journal of Sport Medicine. 8, 1-6 (2020).
  5. Dedes, V., et al. Effectiveness and safety of shockwave therapy in tendinopathies. Materia Socio Medica. 30, 141(2018).
  6. Surace, S. J., Deitch, J., Johnston, R. V., Shock Buchbinder, R. wave therapy for rotator cuff disease with or without calcification. Cochrane Database of Systematic Reviews. 3 (3), 008962(2020).
  7. Mittermayr, R., et al. Extracorporeal shock wave therapy (ESWT) for wound healing: Technology, mechanisms, and clinical efficacy. Wound Repair Regeneration. 20, 456-465 (2012).
  8. Fode, M., Hatzichristodoulou, G., Serefoglu, E. C., Verze, P., Albersen, M. Low-intensity shockwave therapy for erectile dysfunction: Is the evidence strong enough. Nature Reviews Urology. 14, 593-606 (2017).
  9. Guo, P., et al. Positive effects of extracorporeal shock wave therapy on spasticity in poststroke patients: a meta-analysis. Journal of Stroke and Cerebrovascular Diseases. 26 (11), 2470-2476 (2017).
  10. Vardi, Y., Appel, B., Jacob, G., Massarwi, O., Gruenwald, I. Can low-intensity extracorporeal shockwave therapy improve erectile function? A 6-month follow-up pilot study in patients with organic erectile dysfunction. European Urology. 58, 243-248 (2010).
  11. Gollmann-Tepeköylü, C., et al. miR-19a-3p containing exosomes improve function of ischaemic myocardium upon shock wave therapy. Cardiovascular Research. 116 (6), 1226-1236 (2019).
  12. Otrock, Z. K., Mahfouz, R. A. R., Makarem, J. A., Shamseddine, A. I. Understanding the biology of angiogenesis: Review of the most important molecular mechanisms. Blood Cells, Molecules and Diseases. 39, 212-220 (2007).
  13. Ahn, H., et al. A murine model of hind limb ischemia to study angiogenesis and arteriogenesis. Physiology and Behavior. 176, 139-148 (2017).
  14. Pölzl, L., et al. Defining a therapeutic range for regeneration of ischemic myocardium via shock waves. Science Reports. , 409(2021).
  15. Holfeld, J., et al. Low energy shock wave therapy induces angiogenesis in acute hind-limb ischemia via VEGF receptor 2 phosphorylation. PLoS One. 9, 1-7 (2014).
  16. Theurl, M., et al. The neuropeptide catestatin acts as a novel angiogenic cytokine via a basic fibroblast growth factor-dependent mechanism. Circulation Research. 107 (11), 1326-1335 (2010).
  17. Noonan, D. M., De Lerma Barbaro, A., Vannini, N., Mortara, L., Albini, A. Inflammation, inflammatory cells and angiogenesis: Decisions and indecisions. Cancer Metastasis Reviews. 27, 31-40 (2008).
  18. Aurora, A. B., Olson, E. N. Immune modulation of stem cells and regeneration. Cell Stem Cell. 15, 14-25 (2014).

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Nachdrucke und Genehmigungen

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