Marie Curie International Outgoing Fellowship (Europäischen Union FP/2007-2013 Finanzhilfevereinbarungen # 221834 und 254780), JD McDonnell Foundation, NSF Grant SBE 0542013, National Institutes of Health Grants NS034994, National Institute of Mental Health Grants MH5467 und das Howard Hughes Medical Institute (Janelia Farm Research Campus Finanzhilfe).

1. Der Bau des Microdrive Ein bewegliches Teil, der die Elektrode und einen festen Teil, der am Schädel befestigt wird trägt: Alle Laufwerke werden aus den gleichen Grundelementen. Ein idealer Microdrive erlaubt glatt, aber lang genug, Reisen von der Elektrode in mehreren kleinen Schritten, ist robust genug, um versehentliche Bewegung der Elektrode, einfach durch den Experimentator ohne Eingriff in das Verhalten des Tieres, klein und leicht im Gewicht manipulieren zu verhindern. Als ein Ergebnis dieser konkurrierenden Anforderungen, verschiedene Antriebe jeweils unterschiedliche Anwendungen. Nur 4 Teile sind nötig, um unsere grundlegenden Antrieb zu bauen: ein Messing-Senkkopfschraube, eine passende Mutter, eine Kunststoff-Brücke aus einer einzigen Zeile Pin-Header und zwei benutzerdefinierte-cut Messingplatten vorbereitet. <ol><li> Brechen Sie ein 3-Pin-Stück aus dem Header </li><li> Ziehen Sie die mittlere Pin. </li><li> Vergrößern Sie das Loch durch das Bohren durch sie mit einem Bohrer Größe # 55. </li><li> Schneiden Sie ein thLesen mit dem 00-90 Leitungswasser. </li><li> Schneiden Sie zwei Stücke aus der Messingplatte. </li><li> Sie die Kanten der Platten mit einer Dremmel. </li><li> Bohren Sie ein Loch in der Mitte der beiden Stücke mit einer Bohrkrone Größe # 65. </li><li> Bauen Sie die Festplatte Stücke, so dass die Messingplatten sind die Stifte zu berühren. Um dies zu erreichen, legen Sie die Messing-Schraube durch Nacheinander die Messingplatte, der Gewindestift Header-Loch, der zweite Messingplatte, und die Mutter. Ziehen Sie die Schraube vorsichtig, so dass die Montage stabil wird. </li><li> Löten Sie den Stift endet mit den Messingplatten. </li><li> Datei das vorstehende Ende der Schraube. </li><li> Löten Sie die Mutter mit der Schraube. Achten Sie darauf, löten Sie die Mutter auf der Messingplatte. </li><li> Testen Sie die Bewegung des Antriebs: Drehen Sie die Schraube im Uhrzeigersinn, um die Kunststoff-Brücke zu heben. </li></ol> 2. Vorbereiten des Silizium-Sonde Vor der Befestigung der Sonde an den Antrieb, fügen Sie zusätzliche Isolierung zur Bindung der Sonde zu verhindern cerebrospinal Flüssigkeit (CSF) oder Feuchtigkeit aus der Produktion Kurzschlüsse: <ol><li> Wiegen und Mischen der Komponenten Sylgard Elastomer in einem Verhältnis von 10:1. </li><li> Mit einem geschärften Watteträger, gelten die Sylgard mit dem oberen Ende der Sonde. </li><li> Lassen Sie es trocken in einem Ofen bei 60 ° C für 2 Stunden vorgeheizt. </li></ol> Um sicherzustellen, dass die Aufnahme Seiten frei von Rückständen sind, müssen die Sondenspitzen gereinigt werden: <ol start="4"><li> Bereiten Sie eine Verdünnung von 4% contrad Reinigungsmittel. </li><li> Lassen Sie die Sonde in der Waschmittel einweichen bei 63 ° C für mindestens 2 Stunden. </li><li> Spülen Sie das Reinigungsmittel durch Eintauchen der Sonde mehrfach in destilliertem Wasser. </li></ol> Vor der Befestigung der Sonde an den Antrieb, sollte die Impedanz jeder Aufnahme vor Ort überprüft werden: <ol start="7"><li> Tauchen Sie die Sonde in 0,9% iger Kochsalzlösung, und verbinden Sie es mit einer Impedanz-Meter. Wenn zu viele Aufzeichnung Seiten haben falsche Impedanz, wiederholen Sie die Schritte 2,4-2,6 oder zu prüfen, mit einer anderen Sonde.Hier verwenden wir eine Impedanz Konditionierungsmodul von Frederick Haer, Co. (FHC), mit einem hausgemachten Kanalwähler kombiniert. Alternativ kann ein niPOD von NeuroNexus, Inc. oder NanoZ von Neuralynx, Inc., das die Überwachung der Impedanz der Sonde alle Kanäle gleichzeitig. </li></ol> 3. Anbringung der Sonde mit dem Microdrive <ol><li> Mit Hilfe einer Rasierklinge geschnitten mehrere Rillen in die Brücke, um eine raue Oberfläche zu schaffen. </li><li> Appose die Sonde auf die Brücke des Antriebs. Dieses Verfahren ist am besten unter einem Operationsmikroskop durchgeführt, indem das Laufwerk mit einer Schelle und das Einstellen der Sonde durch einen Mikromanipulator, so dass die Schenkel vollkommen parallel mit der Antriebsspindel sind. Dies gewährleistet, dass während der Vorwärtsbewegung, die Sonde Schäfte Umzug ins Hirngewebe ohne &quot;Schneiden&quot; durch sie. Die genaue Tiefe der Sondenspitzen relativ zu der Basis des Antriebs ist zu diesem Zeitpunkt bestimmt werden, unter Berücksichtigung der Tiefe der Zielstruktur von der Oberfläche derSchädel. </li><li> Die Sonde wird auf der Brücke mit Griff Zement fixiert. </li><li> Optional zur Visualisierung der Sonde Spur im Gehirn, DiI Lösung (1-2% in Ethanol verdünnt) auf der Rückseite der Sonde zu diesem Zeitpunkt angewendet werden. </li></ol> 4. Vorbereiten des Schädels Vor der Operation werden die Referenz und Erdungselektroden und die Teile der auf dem Kopf Faraday-Käfig hergestellt: <ol><li> Schneiden Sie zwei 2 &quot;-lange Stücke aus Kupferdraht und Lötzinn ein Ende jedes isoliertem Kupferdraht für etwa 1 mm. </li><li> Mit Hilfe einer Nadel, kratzen Sie den Kopf eines 00 bis 90, 1/8 &quot;Schraube aus rostfreiem Stahl und löten ein Stück Kupferdraht dazu. Löten wie Edelstahl Erdungsschraube-Elektroden erfordert eine geeignete Flussmittel (zB N-3 All Zweck Fluss von La-Co) und hohen Lötspitzentemperaturen. vorsichtig verhindern Lot fließt in die Nut der Schnecke. Dies ist als Masseelektrode verwendet. Wiederholen mit einem anderen Schraube und Kupferdraht zur Herstellungdie Referenzelektrode. </li><li> Schneiden Sie Trapezoid Stücke aus Kupfergeflecht. Diese Stücke werden zusammengebaut, um die headstage zu schützen. </li></ol> Chirurgische Instrumente und Herstellung sind die gleichen wie in viele kleinere Operationen verwendet. Die gesamte Operation wird unter tiefe Isofluran-Narkose durchgeführt, unter Verwendung aseptischen Bedingungen, nach NIH-Richtlinien geprüft. Bitte beachten Sie, dass die (Schein-) Operation in diesem Video gezeigt zu Demonstrationszwecken ist nur. Für eine angemessene Außenwirkung und Filmaufnahmen Zwecke, mehrere vorbereitende Schritte, chirurgische Vorsichtsmaßnahmen und postoperativen Verfahren werden nicht angezeigt / sichtbar oder diskutiert. Vor der Operation sollten alle Komponenten und Zubehör sterilisiert, nach geeigneten Verfahren (siehe Leitfaden für Survival-Nager Chirurgie; http://oacu.od.nih.gov/ARAC/surguide.pdf) werden. Während der Operation wird ein steriles Feld auf dem Schädel hergestellt und sterilen Tüchern isoliert. Am Ende der Operation wird ein breites Spektrum Antibiotika einlokal und ngewandte ein lang wirkendes Schmerzmittel wird intramuskulär (zB Buprenorphin, [Buprenex] 0,05 mg / kg) angegeben. Darüber hinaus, Schmerzmittel (zB Ibuprofen) in das Trinkwasser bei etwa 60 Uhr mg/kg/24 für 5 Tage vorgesehen. Für die richtige OP-und Anästhesie-Verfahren, wenden Sie geeigneten Quellen 12. <ol start="4"><li> Installieren Sie das Tier in der stereotaktischen Apparat, rasieren und reinigen die Kopfhaut 13. </li><li> Schneiden Sie die Haut entlang der Mittellinie und beiseite schieben die Kopfhaut. Entfernen Sie die Knochenhaut, reinigen und trocknen den Schädel. </li><li> Messen der Lage und Abstand zwischen Bregma und lambda, und bestimmen die x und y-Koordinaten der Sonde Implantationsstelle entsprechend unter Verwendung eines stereotaktischen Atlas 14. Markieren Sie die Stelle durch Kratzen ein Kreuz auf den Schädel mit einem Skalpell. </li><li> Bohren Sie den Schädel mit einem runden Kopf Bohrer (Größe ¼) und Laufwerk-Unterstützung Schrauben (Edelstahl, 000-120, 1/16 &quot;) zur Hälfte in den Knochen, auf verschiedenen Knochenplatten auf der Spitze einerRunde auf der Seite des Schädels. Die Schrauben werden Anker sicher Bindung der Kopfbedeckung auf den Schädel geben. </li><li> Die Bohrungen über dem Kleinhirn und legen Sie die Grund-und Referenz-Elektroden in Schritt 4.2 vorbereitet. Zur Erfassung von lokalen Feldpotentiale (LFP), ist die Wahl des Referenz-Website kritisch. Diese Website wird gewählt, weil Kleinhirn-LFP ist der kleinste von allen kortikalen Regionen und Muskel-Artefakte sind an diesem Standort Mittellinie minimal. </li><li> Bewerben Dentin-Aktivator (Metabond Kit) mit einem winzigen Pinsel über die gesamte Oberfläche des Schädels. Spülen Sie ihn mit 0,9% iger Kochsalzlösung. </li><li> Bewerben Zahnzement (Metabond Kit, folgen den Anweisungen des Herstellers zum Mischen) auf dem Schädel, sorgfältig abdecken Ankerschrauben und Boden-und Referenzelektrode, sondern verlässt die Sonde Implantationsstelle klar. </li><li> Sichern Sie die vier Klappen Kupfergeflecht (hergestellt in Schritt 4.3) auf den Schädel. Dafür zementieren die schmale Basis eines jeden von ihnen auf den vorderen, linken, rechten und hinteren Seiten des Schädels. The Kupfer ist nie in direkten Kontakt mit dem Knochen, aber immer mit einer Schicht aus Zement getrennt. </li></ol> 5. Vorbereiten der Hirnoberfläche <ol><li> Mit einem runden Kopf Bohrer, rund um die Implantationsstelle in mehreren Stufen zu bohren, während häufig Bewässern des Knochens mit Kochsalzlösung. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Knochendeckel und bewässern die Hirnoberfläche. </li><li> Zum Einfügen eines Mehrfach-Schaft-Sonde wird, eines Streifens von Dura entfernt. Zwei Werkzeuge sind nötig, um die Dura zu entfernen: ein Skalpell und einen Haken aus einem Insekt Nadel (alternativ eine Standard-Wolfram-Mikroelektrode) vorbereitet. Biegen Sie die Spitze der Nadel, indem Sie gegen eine harte Oberfläche (zB Glas-Objektträger), und verbinden Sie es mit einem Griff (hier, ein Stück Holz Q-Tip, alternativ ein microdissecting Nadelhalter). </li><li> Heben Sie die Dura mit dem Haken, und schneiden Sie es mit einem Skalpell. Besondere Sorgfalt wird angewendet, um eine Beschädigung der Pia, Gefäße und die Oberfläche des Neokortex. Kleine Blutungen gelöst werden könnenKochsalzlösung durch Bewässerung. Wenn schwere Blutung auftritt oder der Neokortex ist in keiner Weise gefährdet ist, sollte man überlegen Beendigung der Operation und bereitet ein weiteres Tier. </li></ol> 6. Die Implantation der Sonde In diesem Stadium sind die Dichte und Ausrichtung der kortikalen Oberfläche Schiffe sorgfältig untersucht. Stereotaktischen Koordinaten sollte so eingestellt werden, weil die Sonde hat, um das Gehirn in einem Gebiet frei von größeren Schiffen zu durchdringen. Für die Implantation kann das Laufwerk mit einer Krokodilklemme an der stereotaktischen Halterung gehalten werden. Lückenlose Transparenz der Hirnoberfläche und die Spitzen der Sonde sind entscheidend für eine erfolgreiche Penetration. <ol><li> Langsam senken die Sonde bis auf ca. 1 mm über dem angestrebten Ziel, unter ständigem Bewässern des Kraniotomie mit Kochsalzlösung. Für neokortikalen Aufnahme werden die Messspitzen in die Rinde ca. 0,5 mm abgesenkt und angehoben Rücken nahe der Oberfläche. </li&gt; <li> Dichtung des Schädels durch Anlegen einer warmen geschmolzenen Mischung aus Wachs und Paraffin durch eine Nadel (10-20g des Wachses in 10 ml Paraffinöl, erhitzt auf 65 ° C). Vor der Anwendung kühlen Sie die Mischung auf 30 ° C und testen Sie die Dichte. Es sollte weich genug, um leicht Sonde Bewegung zu ermöglichen). Um eine vollständige Abdeckung zu erleichtern, kann die Mischung in situ durch Annäherung an den gehärteten Wachs mit der Spitze eines Mikro-cauterizer geschmolzen werden. </li><li> Befestigen Sie die Unterseite des Laufwerks an den Schädel mit Griff Zement, wobei darauf zu verlassen, die Mutter frei drehen. Es ist von größter Bedeutung, um einen versehentlichen &quot;bump&quot; des Laufwerks in diesem Stadium zu vermeiden, da sonst die Sonde beschädigen die Rinde. Wenn der Antrieb auf den Schädel befestigt ist, sollte eine glatte Bewegung der Sonde nachgewiesen werden. </li><li> Zement das Verbindungsteil der Sonde an dem Schädel. </li></ol> 7. Aufbauend auf den Kopf-Faraday-Käfig <ol><li> Ziehen Sie nach oben und montieren die Kupfergeflecht Klappen in eine schützende Zylinder um die Sonde und drive. Der Zylinder dient auch als eine elektrische Abschirmung gegen Umgebungslärm und die Verzögerungswellenstruktur Artefakte, die durch den geladenen Whisker in dem Verhalten Tier produziert. </li><li> Passen Sie die Zylinderhöhe durch Wegschneiden von überschüssigem Material, so dass die Cu-Geflecht, auf gleicher Höhe mit der Spitze der Sonde Anschluss. </li><li> Löten Sie die Drähte von der Referenz-und Boden Schrauben an die entsprechenden Pins des Steckers. Auch Lot angrenzenden Kupfergeflecht Klappen zusammen, um sicherzustellen, dass ihre elektrische Kontinuität, und löten Sie den Erdungsleiter mit dem Kupfergeflecht. </li><li> Tragen Sie eine Schicht Zement auf dem Griff Kupfergeflecht, um es zu verstärken und den direkten Kontakt zwischen dem Metall und der Haut des Tieres zu verhindern. Optional kann eine Schicht aus Epoxidharz zur weiteren Stärkung der Kopfbedeckungen. </li><li> Testen Sie die Bewegung des Antriebs fest. </li><li> Decken Sie die Oberseite der Kopfbedeckung mit einem Stück geschnitten aus einem Gummihandschuh. </li></ol> 8. Aufnahme in den frei beweglichen Tier <ol><li> Nach entspreaß post-operative Betreuung, verbinden Sie das Tier auf die Recording-System mit einer hohen Impedanz headstage und eine leichte, hochflexible mehradrige Kabel. Gegengewicht zu den Kopfbedeckungen. </li><li> Testen Sie die Qualität der Aufzeichnung jeden Tag in der homecage. Die Position der Aufnahmestellen von beiden Einheit Brennen Muster und die Form der lokalen Feldpotentiale beurteilt. Senken Sie die Sonde schrittweise durch Drehen der Schraube in kleinen Schritten (in der Regel 1/8 bis 1/4 Umdrehung pro Tag, dh 35-70 Mikrometer), bis die Zielstruktur erreicht ist. </li></ol> 9. Repräsentative Ergebnisse Elektrophysiologische Signale (Feldpotenzial und Einheit Aktivität) hängt von der Struktur aufgenommen und dem aktuellen Verhalten des Tieres abhängig. Abbildung 1 zeigt Beispiele von 32-Kanal-CA1 des Hippocampus-Aufnahmen, während die Ratte erforscht ein offenes Feld. Notieren Sie sich die prominenten 8 Hz (Theta-Band) Schwingung des lokalen Feldes potentielle während der Exploration mit superimposed Spiking auf mehreren Schäften und Websites (Beispiele für Spikes durch Pfeilspitzen markiert). Um neuronale Aktivität Einheit zu analysieren, sind Spikes erkannt und in einzelne Einheiten mit Cluster-Analyse ihrer Wellenformen 15-16 sortiert. <img src="/files/ftp_upload/3568/3568fig1.jpg" alt="1" /> Abbildung 1. CA1 Hippocampale Aufnahmen in der Ratte verhalten mit einem 4 x 8 Schäfte Sites Silizium-Sonde. Aufnahmen sind Breitband-und beprobt 20 000 Hz, die sowohl lokale als Feldpotenzial Schwingungen (zB &quot;Theta&quot; Band 8 Hz-Rhythmus) und die neuronale Aktivität zu untersuchen Spikes erlaubt. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3568/3568table1_lg.jpg"><img src="/files/ftp_upload/3568/3568table1.jpg" alt="Tabelle 1" /></a> Tabelle 1. Alternativen zu Reagenzien und Geräte verwendet.

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-frequency+network+oscillation+in+the+hippocampus.">High-frequency network oscillation in the hippocampus.</a> Science. 256, 1025-1027 (1992).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+the+hippocampal+ensemble+code+for+space.">Dynamics of the hippocampal ensemble code for space.</a> Science. 261, 1055-1058 (1993).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+Large-Scale+Patterns+of+Activity+in+the+Brain:+Optical+and+Electrical+Signals.">Visualizing Large-Scale Patterns of Activity in the Brain: Optical and Electrical Signals.</a> Society for Neuroscience. , (2004).</li><li>Nicolelis, M. A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Methods for Neural Ensemble Recordings. , (2008).</li><li>Hatsopoulos, N. G., Donoghue, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+science+of+neural+interface+systems.">The science of neural interface systems.</a> Annu. Rev. Neurosci. 32, 249-266 (2009).</li><li>Battaglia, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Lantern:+an+ultra-light+micro-drive+for+multi-tetrode+recordings+in+mice+and+other+small+animals.">The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals.</a> J. Neurosci. Methods. 178, 291-300 (2009).</li><li>Kloosterman, F., Davidson, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+Array+for+Chronic+in+vivo+Recording:+Drive+Fabrication.">Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication.</a> J. Vis. Exp. 26, e1094-e1094 (2009).</li><li>Nguyen, D. P., Layton, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+Array+for+Chronic+in+vivo+Recording:+Tetrode+Assembly.">Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly.</a> J. Vis. Exp. (26), e1098-e1098 (2009).</li><li>Haiss, F., Butovas, S., Schwarz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+miniaturized+chronic+microelectrode+drive+for+awake+behaving+head+restrained+mice+and+rats.">A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats.</a> J. Neurosci. Methods. 187, 67-72 (2010).</li><li>Cerf, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On-line,+voluntary+control+of+human+temporal+lobe+neurons.">On-line, voluntary control of human temporal lobe neurons.</a> Nature. 467, 1104-1108 (2010).</li><li>Kohn, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+Analgesia+in+Laboratory+Animals.">Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals.</a> American College of Laboratory Animal Medicine. series, (1997).</li><li>Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+Large-scale+Neuronal+Ensembles+with+Silicon+Probes+in+the+Anesthetized+Rat.">Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat.</a> J. Vis. Exp. (56), e3282-e3282 (2011).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Rat+Brain.">The Rat Brain.</a> Stereotaxic Coordinates. , (1982).</li><li>Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements.">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).</li><li>Hazan, L., Zugaro, M., Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Klusters,+NeuroScope,+NDManager:+a+Free+Software+Suite+for+Neurophysiological+Data+Processing+and+Visualization.">Klusters, NeuroScope, NDManager: a Free Software Suite for Neurophysiological Data Processing and Visualization.</a> J. Neurosci. Methods. 155, 207-216 (2006).</li><li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces:+new+horizons+and+clinical+opportunities.">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).</li><li>Csicsvari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes.">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).</li><li>Sodagar, A. M., Wise, K. D., Najafi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+fully+integrated+mixed-signal+neural+processor+for+implantable+multichannel+cortical+recording.">A fully integrated mixed-signal neural processor for implantable multichannel cortical recording.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 54, 1075-1088 (2007).</li><li>O'Connor, D. H., Huber, D., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reverse+engineering+the+mouse+brain.">Reverse engineering the mouse brain.</a> Nature. 461, 923-929 (2009).</li><li>Boyden, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nat. Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circuit-breakers:+optical+technologies+for+probing+neural+signals+and+systems.">Circuit-breakers: optical technologies for probing neural signals and systems.</a> Nat. Rev. Neurosci. 8, 577-581 (2007).</li><li>Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-array+silicon+probes+with+integrated+optical+fibers:+light-assisted+perturbation+and+recording+of+local+neural+circuits+in+the+behaving+animal.">Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal.</a> Eur. J. Neurosci. 31, 2279-2291 (2010).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Dieser Film zeigt die Implantation von Silizium-Sonden für chronische großflächige Aufnahmen in der Ratte zu verhalten. Kritische Schritte, um hochwertige Aufnahmen der neuronalen Aktivität zu gewährleisten ergeben sich aus der Zerbrechlichkeit der sowohl biologische (Hirngewebe) und technische (Silizium-Sonde) Materialien. Besondere Vorsicht ist geboten beim Umgang mit der Sonde, um jeglichen Kontakt von Schäften mit jedem remote &quot;harte&quot; Oberfläche (zum Beispiel die Schäfte brechen würde, wenn man ve...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name </td><td> Typ </td><td> Firma </td><td> Katalog-Zahl </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Silicon Sonde Buzsaki32, 4 Schäfte x 8 Seiten. Verpackung: flexible Polyamid-Kabel </td><td> Material </td><td> NeuroNexus </td><td> Probe: buzsaki32 Verpackung: HC32 </td><td> Recording-Sonde </td></tr><tr><td> Messing-Schraube, 00-90 x 1/2 Runde Messing Schrauben </td><td> Material </td><td> JIMorris </td><td> R0090B500 </td><td> Antriebsteil </td></tr><tr><td> Messing Sechskantmutter, 00-90 </td><td> Material </td><td> JIMorris </td><td> N0090B </td><td> Antriebsteil </td></tr><tr><td> Messing-Streifen C260, ASTM-B36 Dicke: 0.025 &quot;, Länge: 12&quot;, Breite: 1/2 &quot; </td><td> Material </td><td> Kleinteile </td><td> B000FMYU72 </td><td> Antriebsteil </td></tr><tr><td> Connector-Header, Raster 2mm, mAle, einreihig, geradeaus, 36 Positionen </td><td> Material </td><td> Digikey </td><td> 2163S-36-ND </td><td> Antriebsteil </td></tr><tr><td> 2-teilige Sylgard Silikonkautschuk </td><td> Material </td><td> World Precision Instruments </td><td> SYLG184 </td><td> Zum Extra-Isolierung der Sonde </td></tr><tr><td> Decon contrad 70 Flüssigwaschmittel </td><td> Reagens </td><td> Fisher Scientific </td><td> 04-355 Decon Laboratories Nr.: 1002 </td><td> Um die Aufzeichnung zu reinigen Sites </td></tr><tr><td> Impedanz Konditionierungsmodul </td><td> Ausrüstung </td><td> FHC Inc. </td><td> 55-70-0 </td><td> Impedanzmeterfunktion </td></tr><tr><td> niPOD - 32 Kanäle </td><td> Ausrüstung </td><td> Neuronexus </td><td> niPOD -32 </td><td> Impedanzmeterfunktion </td></tr><tr><td> Grip Cement Industrial Grade </td><td> Material </td><td> Dentsply Caulk </td><td> 675571 (Pulver) 675572 (Lösungsmittel) </td><td> Grip cement </td></tr><tr><td> 1,1 &#39;-Dioctadecyl-3, 3,3&#39;, 3&#39;-tetramethylindocarbocyaninperchlorat (&quot;Dil &#39;; DiIC18 (3)) </td><td> Reagens </td><td> Invitrogen </td><td> D282 </td><td> Um die Sonde Spur im Gehirn Fleck </td></tr><tr><td> Stainless Steel Maschinenschraube, Binding Head, Schlitz-Drive, # 00-90, 1/8 &quot; </td><td> Material </td><td> Kleinteile </td><td> MX-0090-02B </td><td> Grund-und Referenz-Schrauben </td></tr><tr><td> Magnet Draht, 20G, Nylon-Polyurethan-Beschichtung, MW80 </td><td> Material </td><td> Kleinteile </td><td> B000IJYRP2 </td><td> Grund-und Referenz-Draht </td></tr><tr><td> Stainless Steel Maschinenschraube, Binding mit Schlitz Drive, # 000-120, 1/16 &quot; </td><td> Material </td><td> Kleinteile </td><td> MX-000120-01B </td><td> Ankerschrauben </td></tr><tr><td> N-3 Allzweck Flußmittelflüssigkeit </td><td> Reagens </td><td> La-Co (Markal) </td><td> 23512 </td><td> Ermöglicht zu löten Edelstahl- </td></tr><tr><td> MicroGrid Precision Expanded Kupfer </td><td> Material </td><td> Dexmet </td><td> 3 CU6-050 FA </td><td> Kupfergeflecht für an-Kopf-Faraday-Käfig </td></tr><tr><td> C &amp; B-Metabond Schnell! Zement-System - Dentin Activator </td><td> Material </td><td> Parkell </td><td> S380 </td><td></td></tr><tr><td> C &amp; B-Metabond Schnell! Zement-System - Zahnzement </td><td> Material </td><td> Parkell </td><td> S380 </td><td></td></tr><tr><td> Sharp Punkt Wolfram Nadel und Halter </td><td> Werkzeug </td><td> Roboz Chirurgische Instrumente </td><td> RS-6064 und RS-6061 </td><td> Um den Haken, um die Dura heben </td></tr><tr><td> Karbidbohrer HP 1/4 </td><td> Werkzeug </td><td> Henry Schein </td><td> 9990013 </td><td></td></tr><tr><td> Paraffin (Granulat) </td><td> Material </td><td> Fisher Scientific </td><td> P31-500 </td><td></td></tr><tr><td> Mineral Oil, Light (NF / FCC) </td><td> Material </td><td> Fisher Scientific </td><td> O121-1 </td><td></td></tr><tr><td> GC ELECTRONICS 10-114 2-Komponenten-Epoxy-Kleber </td><td> Material </td><td> Newark </td><td> 00Z416 </td><td></td></tr><tr><td> Typ 1 LITZ 21 AWG 40/36 Red Einzel Polyurethan-Nylon (MW80-C) 0,041 &quot;+ / -0,002&quot; OD </td><td> Material </td><td> New England Draht Technologies Corporation </td><td> N28-36E-400-2 </td><td> Um das Kabel zwischen dem headstage und dem Verstärker machen </td></tr><tr><td> 32-Kanal-Very Large Scale Integration headstage, 20x Gewinn </td><td> Ausrüstung </td><td> Plexon </td><td> HST/32V-G20 </td><td> Headstage </td></tr></tbody></table>

large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents

Eine große Herausforderung in den Neurowissenschaften ist die Verknüpfung mit dem kollektiven Verhalten Aktivität neuronaler Baugruppen. Verständnis der Input-Output-Beziehungen von Neuronen und Schaltungen erfordert Methoden, mit der räumlichen Selektivität und zeitlicher Auflösung geeignet für mechanistische Analyse von neuronalen Ensembles in der Tier verhält, dh die Aufnahme von großen Proben repräsentativ isolierter einzelner Neurone. Ensemble Überwachung der neuronalen Aktivität hat sich in den vergangenen zehn Jahren in kleinen und mit großem Gehirn Tiere, einschließlich der menschlichen Probanden 1-11 fortgeschritten ist. Multiple-Ort-Aufnahme mit Silizium-basierten Geräte sind besonders effektiv, da sie hochgradig skalierbar, kleines Volumen und geometrisches Design. Hier beschreiben wir mehrere Methoden zur Erfassung einzelner Neurone und lokale Feld Potential in Nagetieren zu verhalten, mit handelsüblichen mikrobearbeiteten Silizium-Sonden mit maßgeschneiderten Zubehör-Komponenten. Es gibt zwei grundlegende Optionen foder die Anbindung an Silizium-Sonden-Vorverstärker: Leiterplatten und flexiblen Kabeln. Probe Zulieferfirmen ( <a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a> ; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a> ; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a> ) bieten in der Regel die Bonding-Service und liefern Sonden gebunden an Leiterplatten oder flexible Leitungen. Hier beschreiben wir die Implantation eines 4-Schaft, 32-Seite Sonde an flexiblen Polyimid-Kabel und an einem beweglichen Microdrive. Jeder Schritt der Sonde Vorbereitung wird Microdrive Konstruktion und Operation dargestellt, so dass der Endanwender kann problemlos replizieren Sie den Vorgang.

Watch this Scientific Journal Video about Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents at JoVE.com

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

Wir beschreiben Methoden zur großflächigen Erfassung von mehreren Einzelgeräten und lokalen Bereich Potential in Nagetieren verhalten mit Silizium-Sonden. Antrieb Fertigung, Sonde Befestigung an der Antriebs-und Sonde Implantation Prozesse sind in ausreichender Details für eine einfache Replikation dargestellt.

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

large-scale-recording-neurons-movable-silicon-probes-behaving

Research

JoVE Journal

Neuroscience

34.5K Aufrufe.  University of New Jersey. Wir beschreiben Methoden zur großflächigen Erfassung von mehreren Einzelgeräten und lokalen Bereich Potential in Nagetieren verhalten mit Silizium-Sonden. Antrieb Fertigung, Sonde Befestigung an der Antriebs-und Sonde Implantation Prozesse sind in ausreichender Details für eine einfache Replikation dargestellt.

Serie: Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of behaviors from the spiking activity of its neurons. One of the most effective methods to monitor spiking activity from a large number of neurons in multiple local neuronal circuits simultaneously is by using silicon electrode arrays1-3.
Action potentials produce large transmembrane voltage changes in the vicinity of cell somata. These output signals can be measured by placing a conductor in close proximity of a neuron. If there are many active (spiking) neurons in the vicinity of the tip, the electrode records combined signal from all of them, where contribution of a single neuron is weighted by its 'electrical distance'. Silicon probes are ideal recording electrodes to monitor multiple neurons because of a large number of recording sites (+64) and a small volume. Furthermore, multiple sites can be arranged over a distance of millimeters, thus allowing for the simultaneous recordings of neuronal activity in the various cortical layers or in multiple cortical columns (Fig. 1). Importantly, the geometrically precise distribution of the recording sites also allows for the determination of the spatial relationship of the isolated single neurons4. Here, we describe an acute, large-scale neuronal recording from the left and right forelimb somatosensory cortex simultaneously in an anesthetized rat with silicon probes (Fig. 2).

Extracellular recordings of neuronal activity using silicon probes in the anesthetized rat will be described. This technique allows information to be obtained across multiple brain areas from more than 100 neurons simultaneously. It provides information with single cell resolution about neuronal ensembles dynamics in multiple local circuits.

Recording Großflächige Neuronale Ensembles mit Silicon-Sonden in der narkotisierten Ratte

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

Forschung

Neurowissenschaften

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograde Fluoreszenzmarkierung Ermöglicht Gezielte Extracellular Einzel-Einheit Aufnahme von identifizierten Neuronen<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

Aufnahme und Analyse der zirkadianen Rhythmen in Laufen-Rad-Aktivität in Nagetiere

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Recording Gamma Band Oscillations in Pedunculopontine Nucleus Neurons

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the centrolateral/parafascicular; Cl/Pf nucleus). The activation of either the PPN or Cl/Pf nuclei in vivo has been described to induce the arousal of the animal and an increment in gamma band activity in the cortical electroencephalogram (EEG). The cellular mechanisms for the generation of gamma band oscillations in Reticular Activating System (RAS) neurons are the same as those found to generate gamma band oscillations in other brains nuclei. During current-clamp recordings of PPN neurons (from parasagittal slices from 9 - 25 day-old rats), the use of depolarizing square steps rapidly activated voltage-dependent potassium channels that prevented PPN neurons from being depolarized beyond -25 mV.
Injecting 1 - 2 sec long depolarizing current ramps gradually depolarized PPN membrane potential resting values towards 0 mV. However, injecting depolarizing square pulses generated gamma-band oscillations of membrane potential that showed to be smaller in amplitude compared to the oscillations generated by ramps. All experiments were performed in the presence of voltage-gated sodium channels and fast synaptic receptors blockers. It has been shown that the activation of high-threshold voltage-dependent calcium channels underlie gamma-band oscillatory activity in PPN neurons. Specific methodological and pharmacological interventions are described here, providing the necessary tools to induce and sustain PPN subthreshold gamma band oscillation in vitro.

The pedunculopontine nucleus (PPN) is located in the brainstem and its neurons are maximally activated during waking and rapid eye movement (REM) sleep brain states. This work describes the experimental approach to record in vitro gamma band subthreshold membrane oscillation in PPN neurons.

Recording Gamma-Band-Oszillationen in Nucleus pedunculopontinus Neurons

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the ...

Large-scale Reconstructions and Independent, Unbiased Clustering Based on Morphological Metrics to Classify Neurons in Selective Populations

This protocol outlines large-scale reconstructions of neurons combined with the use of independent and unbiased clustering analyses to create a comprehensive survey of the morphological characteristics observed among a selective neuronal population. Combination of these techniques constitutes a novel approach for the collection and analysis of neuroanatomical data. Together, these techniques enable large-scale, and therefore more comprehensive, sampling of selective neuronal populations and establish unbiased quantitative methods for describing morphologically unique neuronal classes within a population.
The protocol outlines the use of modified rabies virus to selectively label neurons. G-deleted rabies virus acts like a retrograde tracer following stereotaxic injection into a target brain structure of interest and serves as a vehicle for the delivery and expression of EGFP in neurons. Large numbers of neurons are infected using this technique and express GFP throughout their dendrites, producing &#34;Golgi-like&#34; complete fills of individual neurons. Accordingly, the virus-mediated retrograde tracing method improves upon traditional dye-based retrograde tracing techniques by producing complete intracellular fills.
Individual well-isolated neurons spanning all regions of the brain area under study are selected for reconstruction in order to obtain a representative sample of neurons. The protocol outlines procedures to reconstruct cell bodies and complete dendritic arborization patterns of labeled neurons spanning multiple tissue sections. Morphological data, including positions of each neuron within the brain structure, are extracted for further analysis. Standard programming functions were utilized to perform independent cluster analyses and cluster evaluations based on morphological metrics. To verify the utility of these analyses, statistical evaluation of a cluster analysis performed on 160 neurons reconstructed in the thalamic reticular nucleus of the thalamus (TRN) of the macaque monkey was made. Both the original cluster analysis and the statistical evaluations performed here indicate that TRN neurons are separated into three subpopulations, each with unique morphological characteristics.

This protocol describes large-scale reconstructions of selective neuronal populations, labeled following retrograde infection with a modified rabies virus expressing fluorescent markers, and independent, unbiased cluster analyses that enable comprehensive characterization of morphological metrics among distinct neuronal subclasses.

Großflächige Rekonstruktionen und Independent, Unvoreingenommene Clustering Basierend auf Morphologische Metriken Klassifizieren Neurons in Selective Populations

This protocol outlines large-scale reconstructions of neurons combined with the use of independent and unbiased clustering analyses to create a ...

Quantification of Endosome and Lysosome Motilities in Cultured Neurons Using Fluorescent Probes

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, survival, and glial communications. To date, numerous studies have reported that defects in these systems cause various neuronal diseases. Thus, understanding the mechanisms underlying vesicle dynamics may provide influential clues that could aid in the treatment of several neuronal disorders. Here, we describe a method for quantifying vesicle motilities, such as motility distance and rate of movement, using a software plug-in for the ImageJ platform. To obtain images for quantification, we labeled neuronal endosome-lysosome structures with EGFP-tagged vesicle marker proteins and observed the movement of vesicles using a time-lapse microscopy. This method is highly useful and simplify measuring vesicle motility in neurites, such as axons and dendrites, as well as in the soma of both neurons and glial cells. Furthermore, this method can be applied to other cell lines, such as fibroblasts and endothelial cells. This approach could provide a valuable advancement of our understanding of membrane trafficking.

The investigation of membrane trafficking is crucial for understanding neuronal functions. Here, we introduce a method for quantifying vesicle motility in neurons. This is a convenient method that can be adapted to the quantification of membrane trafficking in the nervous system.

Quantifizierung von Endosom- und Lysosom-Motilen in kultivierten Neuronen mit fluoreszierenden Sonden

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced electrodes for large-scale electrophysiological recording of neuronal activity, but the procedures for their chronic implantation are still underdeveloped. The activity of hippocampal place cells is known to correlate with an animal&#39;s position in the environment, but the underlying mechanisms are still unclear. To investigate place cells, here we describe a set of techniques which range from the fabrication of devices for chronic silicon probe implants to the monitoring of place field activity in a cue-enriched treadmill apparatus. A micro-drive and a hat are built by fitting and fastening together 3D-printed plastic parts. A silicon probe is mounted on the micro-drive, cleaned, and coated with dye. A first surgery is performed to fix the hat on the skull of a mouse. Small landmarks are fabricated and attached to the belt of a treadmill. The mouse is trained to run head-fixed on the treadmill. A second surgery is performed to implant the silicon probe in the hippocampus, following which broadband electrophysiological signals are recorded. Finally, the silicon probe is recovered and cleaned for reuse. The analysis of place cell activity in the treadmill reveals a diversity of place field mechanisms, outlining the benefit of the approach.

We describe the diverse steps to implant chronic silicon probes and to record place cells in mice that are running head-fixed on a cue-enriched treadmill apparatus.

Implantation von chronischen Silicon Sonden und Aufzeichnung der Hippocampal Platzzellen in eine angereicherte Laufband-Vorrichtung

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized animals. Highly sensitive, genetically encoded fluorescent reporters of Ca2+ have revolutionized the recording of cell and synaptic activity using non-invasive optical approaches in behaving animals. When combined with genetic and optogenetic techniques, the molecular mechanisms that modulate cell and circuit activity during different behavior states can be identified.
Here we describe methods for ratiometric Ca2+ imaging of single neurons in freely behaving Caenorhabditis elegans worms. We demonstrate a simple mounting technique that gently overlays worms growing on a standard Nematode Growth Media (NGM) agar block with a glass coverslip, permitting animals to be recorded at high-resolution during unrestricted movement and behavior. With this technique, we use the sensitive Ca2+ reporter GCaMP5 to record changes in intracellular Ca2+ in the serotonergic Hermaphrodite Specific Neurons (HSNs) as they drive egg-laying behavior. By co-expressing mCherry, a Ca2+-insensitive fluorescent protein, we can track the position of the HSN within ~ 1 &#181;m and correct for fluctuations in fluorescence caused by changes in focus or movement. Simultaneous, infrared brightfield imaging allows for behavior recording and animal tracking using a motorized stage. By integrating these microscopic techniques and data streams, we can record Ca2+ activity in the C. elegans egg-laying circuit as it progresses between inactive and active behavior states over tens of minutes.

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

This protocol describes the use of genetically encoded Ca2+ reporters to record changes in neural activity in behaving Caenorhabditis elegans worms. &#8195;

Ratiometrischen Kalzium Imaging einzelner Neuronen im Verhalten Caenorhabditis Elegans

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Bau eine verbesserte Multi-Tuberkuloseinfektion Hyperdrive für groß angelegte neuronalen Aufnahme in Ratten Verhalten

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

Vorbereitungen und Protokolle für die ganze Zelle Patch Clamp Aufnahme von Xenopus Laevis Tectal Neuronen

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...