Die Autoren möchten den folgenden Personen für die Finanzierung dieser Arbeit danken: großzügige Anschubfinanzierung aus dem Department of Biomedical Engineering in Washington University, eine McDonnell Center for Systems Neuroscience Zuschuss, ein Office of Naval Research Grant (Grant #: N000141210089) auf BR

Ein. Geruch Vorbereitung und Lieferung <ol><li> Verdünnte Geruch Lösungen in Mineralöl Vol. um die gewünschte Konzentration zu erreichen. Speichern einer 20 ml Mischung aus Mineralöl und dem Duftstoff in einer 60 ml Glasflasche. Legen Sie zwei Spritze Nadeln in einen Gummistopfen (Gauge 19), eine von unten und die andere von oben, um einen Einlass und einen Auslass Linie bereitzustellen. Verschließen Sie die Glasflasche mit diesem Gummistopfen und fügen Sie eine kundenspezifische Aktivkohlefilter mit der Zuleitung (Abbildung 1A). </li><li> Der Aktivkohlefilter wird mit zwei 6 ml Spritzen. Schneiden Sie die Spritzen in der Hälfte und entsorgen Sie die Kolben Ende. Füllen Sie jedes der restlichen Stücke mit Baumwolle und Aktivkohle, bevor Sie sie zusammen mit Schrumpfschlauch. </li><li> Verbinden der Ausgangsleitung des Geruchs Flasche (mit Polyethylenschlauch, 0,86 mm ID), um den Kunststoffschlauch (Nalgene FEP Tubing, ID 5,8 mm), die einen konstanten Luftstrom liefert über die Antenne (1B </strong&gt;). </li><li> Direkte Kohlenstoff-gefilterten, entfeuchtete Luft (Trägergas; Fließgeschwindigkeit, 0,75 l / min) in Richtung der Johannisbrotgummi über einen Kunststoffschlauch in wenigen cm des Johannisbrotgummi Antenne. </li><li> Für Duftstimulation, verdrängen ein konstantes Volumen (0,1 l / min) des statischen Kopfraum über der Geruch Lösung in der Flasche. Dies wird durch Injizieren einer gleichen Menge von entfeuchteter Luft in die Flasche unter Verwendung eines Pico-Pumpe (WPI, PV-820) gelöst. Die Brüden aus der Flasche sind Geruch durch die Auslassleitung in die Luftströmungsrohr (1B) gerichtet ist. </li><li> Entfernen Sie die gelieferte Geruch Dämpfen, indem ein Vakuum Trichter ~ 10 cm hinter der Heuschrecke Antenne. </li></ol> 2. Vorbereiten Locust Antenne für Einzel Sensillum Recording <ol><li> Wählen Sie ein junger Erwachsener locust beiderlei Geschlechts mit ausgewachsenen Flügel, aber vor der Paarung Etappe von einem überfüllten Kolonie. Um die Heuschrecke zurückzuhalten, erste amputieren den Beinen. Verschließen Sie die Amputation Seiten mit Gewebekleber (Vetbond, 3M). Sichere ter Heuschrecken zu einer maßgeschneiderten Kammer mit einem kleinen Stück Isolierband um seine Brust drapiert (Abbildung 2A). </li><li> Unter einem Dissektionsmikroskop, einen flachen Nut in dem Wachs Plattform (2A) für die Antenne Platzierung. Die Antenne in die Nut und stabilisieren diese mit batik Wachs an den beiden Enden der Antenne (2B; ein electrowaxer wird zum Schmelzen des Wachses verwendet). </li><li> Legen Sie eine Masseelektrode (chlorierten Silberdraht) in den Thorax (~ 1 cm vom Kopf). Verwenden Batik Wachs sowohl Siegel der Inzisionsstelle und halten Sie die Erdungsdraht (Abbildung 2A). </li></ol> 3. Einzel Sensillum Aufnahme auf Odor-evozierte Antworten von olfaktorischen Rezeptor-Neuronen (ORN) überwachen <ol><li> Legen des stabilisierten, Johannisbrotgummi Antenne unter einem Stereomikroskop (Leica M205C) auf einer Schwingungsisolierung Tisch (TMC) (3A). Stellen Sie sicher, dass die Basis der Aufnahme Sensillum klar ist,ly sichtbar (Abb. 3B). </li><li> Verwenden eines Feinpipettenziehvorrichtung (Sutter P-1000) zu Glaselektroden (Impedanz 3-10 MOhm, wenn sie mit Johannisbrotgummi Kochsalzlösung 9, Spitzendurchmesser 1-3 um gefüllte) unter Verwendung eines Borsilikat-Glaskapillare (OD 1,2 mm, 0,69 mm ID) herzustellen. </li><li> Das Glas Elektrode in eine Mikropipette Halter, der an einem motorisierten Mikromanipulator (Sutter MP-285) angebracht ist. Schieben Sie die Elektrode in die Basis eines Sensillum (3B). Beachten Sie, dass jedes Sensillum können 3-50 ORN in Heuschrecken 10 enthalten. </li><li> Verstärken des Signals (10.000 mal) mit einem AC-Verstärker (Grass P-55). Filter das Signal zwischen 0,3 bis 10,0 kHz und erwerben bei 15 kHz Abtastrate (3D) mit einem Datenerfassungssystem (LabView, PCI-MIO-16E-4 DAQ-Karten; National Instruments). </li></ol> 4. Locust Dissection Vorgehensweise für Antennallobus und Pilzkörper Recordings <ol><li> Folgen Sie dem restraining Verfahren wie in Abschnitt 2.1 beschrieben. Positionieren Sie die Heuschrecke in einem individuell gestalteten Kammer, wie in Abbildung 4A und B gezeigt. </li><li> Um perfundieren Kochsalzlösung während und nach der Dissektion Verfahren, bauen ein Wachs cup rund um die Heuschrecken Kopf. Das Wachs Tasse sollte knapp oberhalb der Mundwerkzeuge beginnen, und sich über die Facettenaugen umfasst den Bereich zwischen den beiden Antennen wie in 4C gezeigt. </li><li> Damit die Antennen durch das Wachs Kelch an, erstellen kleine Tunnel auf beiden Seiten mit Kunststoff (Polyethylen)-Schlauch (5 mm lang, ID 0,86 mm). Stellen Sie sicher, dass das Kunststoffrohr kann durch das Wachs Tasse gleiten. Letztere wird unter Verwendung einer Gummidichtung, die eng umschlingt das Kunststoffrohr erreicht, aber mit dem Wachs-Becher (4C) befestigt sind. </li><li> Verwendung von Epoxydharz, befestigen die Basis der Antennen mit dem unteren Ende des Kunststoffschlauchs. Dieser Schritt stellt sicher, dass die Antennen an Ort und Stelle bleiben auch nach der Umgebung stattNagelhaut wird entfernt. </li><li> Halten Sie das Wachs Tasse mit Kochsalzlösung 9 ab diesem Zeitpunkt gefüllt. Beginnen durch Entfernen eines zentralen rechteckigen Bereichs zwischen den beiden Antennen (längere Seite des Rechtecks ​​mit dem anteroposterioren Achse ausgerichtet). Anschließend entfernen Nagelhaut in benachbarten Regionen, ohne die Facettenaugen und Nagelhaut an der Basis der Antenne (4D). </li><li> Mit feinen Pinzette vorsichtig entfernen Luftsäcke und Fett umgebenden Körpern das Gehirn. Am Ende dieses Schritts sollte das Johannisbrotgummi Gehirn deutlich zu erkennen (Figur 4D). Beachten Sie, dass die Hirnregionen, die olfaktorische Information (mit Licht gelbe Pigmentierung) verarbeiten zwischen den beiden Antennen befinden. </li><li> Heuschrecken in der Darm verläuft unterhalb des Gehirns und entlang der Länge des Körpers. Um die Bewegung des Darms von potenziell destabilisierenden die Vorbereitung zu verhindern, ziehen Sie die Vorderdarm und schneiden Sie es mit einer feinen Schere. Machen Sie einen kleinen Schnitt in den Bauch nurüber dem Rektum und entfernen Sie den Darm, indem Sie den Enddarm mit groben Pinzette. Um eine Kochsalzlösung Leck zu verhindern, binden den Bauch sofort anterior der Inzisionsstelle mit Nähfäden. </li><li> Mit einem kleinen Plattform eines dünnen Drahtes mit einer dünnen Schicht aus Wachs, das Gehirn zu erhöhen und zu stabilisieren 11 während Elektrophysiologie wie in 4D gezeigt, beschichtet ist. </li><li> Das Insekt Gehirn wird durch eine dünne isolierende Hülle, die vor der Experimente entfernt werden muss abgedeckt. Um das Gehirn desheath sanft verteilt eine kleine Menge eines Enzyms (0,3 bis 0,4 mg Protease, Sigma Aldrich) über die Oberfläche des Gehirns mit feinen Pinzetten 9. Nach ~ 5-10 s von Enzym-Anwendung, spülen Sie das Gehirn gründlich mit Kochsalzlösung. Mit super-feinen Pinzette sehr sanft kneifen und ziehen Sie die Hülle und danach reißt es über die Aufnahmeorte (AL und MB; siehe Abbildung 4E, F) zu öffnen. </li></ol> 5. Multi-unit Aufnahmen aus der Antennallobus undPilzkörper <ol><li> Legen Sie die Heuschrecken Vorbereitung (5A) unter einem Stereomikroskop von einem Galgen auf einer Schwingungsisolierung Tisch aufgehängt. </li><li> Aufrechterhaltung einer konstanten Kochsalzlösung Perfusionsrate (ungefähr 0,04 l / h) während des Experiments. Verwenden eines chlorierten Silberdraht in der Kochsalzlösung gefüllte Tasse Wachs als Masseelektrode eingetaucht. </li><li> Für PN-Aufnahmen, mit einem 16-Kanal-Silizium-Sonde (NeuroNexus Technologies, item # a2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, 5B). Vor jedem Versuch, elektroplattieren der Elektroden mit Gold, um Impedanzen im Bereich von 200 bis 300 kOhm erreichen. Verwenden Sie die Schaltung in Abbildung 7 für die Galvanotechnik gezeigt. </li><li> Positionieren Sie die Elektrode in der Nähe der Oberfläche des Antennallobus und schieben Sie es in das Gewebe mit einer manuellen Mikromanipulator (WPI, M3301R) (Abbildung 5D). </li><li> Schieben Sie den Elektrode in ~ 10 um Schritte. Warten Sie 2-3 min bei jedem Schritt und bewerten die zu erwerbend Signalqualität. In einer idealen Aufnahmeort wird extrazelluläre Signale an von verschiedenen Aufzeichnungskanälen abgeholt und ein hohes Signal-zu-Rausch-Verhältnis (SNR&gt; 3-5 mal Rauschen SDs) haben. </li><li> Für KC-Aufnahmen, verwenden Sie eine maßgeschneiderte verdrillte Tetrode (5C, Schritt-für-Schritt Fertigung in Abschnitt 6 dargestellt). Elektroplattieren dieser Elektroden, wie in Schritt 5.3 diskutiert. Platzieren Sie die Tetrode auf der Oberfläche des MB (5E) als KC Somata der Oberflächenschicht des MB 8 beschränkt sind. </li><li> Sowohl PN und KC Aufnahmen gleichzeitig aus derselben Johannisbrotgummi Zubereitung hergestellt werden, wie schematisch in 5A gezeigt. </li><li> Eine Wartezeit von mindestens 15 min nach dem Auffinden der Aufzeichnungsstelle zu einer Stabilisierung der Elektroden zu ermöglichen. </li><li> Erwerben Sie alle extrazellulären Signalen bei 15 KHz, Filter zwischen 0,3-6 KHz, und verstärken (10.000 Mal) mit einem 16-Kanal-AC-Verstärker (Biology Electronics Shop; Caltech, Pasadena, CA) (6A, B). </li></ol> 6. Verfahren zur Twisted Wire Elektrode für KC Recordings Stellen <ol><li> Um eine Multi-Unit-Elektrode für KC-Aufnahmen gestalten, verwenden isoliert Chrom-Nickel-Draht (RO800, 0,0005 &quot;Filament) 8. </li><li> Wenn acht Elektroden gewünscht werden dann wickeln Sie den Draht um einen 10-15 cm langen Stück Pappe 4 mal. Die Enden des Kartons kann mit Kunststoffschlauch abgedeckt werden, um die Kanten von Schneiden des Drahts zu verhindern. Während wrapping, stellen Sie sicher, es gibt wenig schlaff, sondern sicherzustellen, dass der Draht nicht straff gespannt ist. Behandeln Sie den Draht vorsichtig, da es leicht bricht. </li><li> Bunch die Drähte zusammen an der Spitze der Karton und mit einem Stück Klebeband (Time Tape, T-534-RP), um sie zusammenzuhalten. Schneiden die Stränge an dem anderen Ende. Entfernen Sie die Drahtlitzen und Gruppe die Drähte an dem abgeschnittenen Ende sowie mit einem anderen Stück des Bandes. </li><li> Mit einem Titer Schüttler (Thermo Scientific, Modell 4625Q), Wind die Stränge (~ 72 U / min für 3min) zu einem verdrillten Draht zu bilden. Der Boden der abgeklebt Stränge können auf die Titerplatte Rotor befestigt werden und die obere kann zu einem Galgen befestigt werden. Beim Wickeln sollte der Draht haben wenig Spielraum, aber nicht gespannt sein. </li><li> Die Isolierung schmelzen zusammen mit einer Heißluftpistole (Weller 6966C), um die einzelnen Stränge aneinander haften und bilden einen einzigen Draht. 3-4 langsam Durchgängen (3-4 Sek. jeweils) über die Länge des Drahtes sollte ausreichen, um zu erwärmen und zu verschmelzen die Stränge zusammen. Dann lassen Sie den Draht aus dem Boden und lassen Sie sich zu entspannen. Schneiden Sie den Draht in der Nähe der Enden, um das Band zu entfernen. </li><li> Stecken Sie ein Ende des Drahtes durch einen 5-6 cm langen, Glaskapillare (OD 1,0 mm, ID 0,58 mm). Necken auseinander verdrillten Draht an einem Ende mit feinen Pinzetten und Entfernen der Beschichtung durch sehr kurz torching das Ende mit einer Flamme. Dieser Schritt muss sorgfältig durchgeführt werden; Aussetzen der Draht an der Flamme zu lange verursachen die Stränge zu schmelzen und zu verwirren. </li><li> Vorsichtig trennen die 8 Stränge auf der geflammten Ende einnd Lot jeder Strang separat in einem 8-poligen IC-Sockel. Beschichtung der Spitze der IC-Fassung mit Epoxid zum Halten der Stränge und Glaskapillare vorhanden. Auch einen kleinen Tropfen von Epoxid an dem anderen Ende der Kapillare, um den Draht an Ort und Stelle (5C) zu halten. </li><li> Schließlich schneiden die Spitze des Drahtes in einem 45 Grad-Winkel mit Hartmetall Schere etwa 0,5 cm von der Kapillarspitze. </li></ol>

<ol>
	<li>Ache, B. W., Young, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+diverse+species,+conserved+principles.">Olfaction: diverse species, conserved principles.</a> Neuron. 48, 417-430 (2005).</li><li>Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+representations+of+odors+in+an+olfactory+network.">Temporal representations of odors in an olfactory network.</a> Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).</li><li>Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+identity+vs.+intensity+coding+in+an+olfactory+system.">Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system.</a> Neuron. 39, 991-1004 (2003).</li><li>Steven de Belle, J., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Associative+odor+learning+in+Drosophila+abolished+by+chemical+ablation+of+mushroom+bodies.">Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies.</a> Science. 263, 692-695 (1994).</li><li>Cassenaer, S., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modulation+of+spike-timing-dependent+plasticity+for+olfactory+learning.">Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning.</a> Nature. 482, 47-52 (2012).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporally+diverse+firing+patterns+in+olfactory+receptor+neurons+underlie+spatiotemporal+neural+codes+for+odors.">Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors.</a> Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).</li><li>Perez-Orive, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillations+and+sparsening+of+odor+representations+in+the+mushroom+body.">Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body.</a> Science. 297, 359-365 (2002).</li><li>Naraghi, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant-induced+oscillations+in+the+mushroom+bodies+of+the+locust.">Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust.</a> The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).</li><li>Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+structure+and+distribution+of+antennal+sensilla+of+the+desert+locust,+Schistocerca+gregaria+(Orthoptera:+Acrididae).">Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae).</a> Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).</li><li>Burrows, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+Potentials+in+the+Central+Terminals+of+Locust+Proprioceptive+Afferents+Generated+by+Other+Afferents+from+the+Same+Sense+Organ.">Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ.</a> Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).</li><li>Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+noise+signature+to+optimize+spike-sorting+and+to+assess+neuronal+classification+quality.">Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality.</a> Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).</li><li>Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+dynamics+versus+fixed+points+in+odor+representations+by+locust+antennal+lobe+projection+neurons.">Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons.</a> Neuron. 48, 661-673 (2005).</li><li>Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recordings+reveal+context+dependent+modulation+of+synchrony+in+odor-specific+neural+ensembles.">Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles.</a> Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Sensillum+Recordings+in+the+Insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).</li><li>Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+Encoding+of+Rapidly+Fluctuating+Odors.">Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors.</a> Neuron. 61, 570-586 (2009).</li><li>Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sparse+odor+representation+and+olfactory+learning.">Sparse odor representation and olfactory learning.</a> Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).</li><li>Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+network+dynamics+and+the+coding+of+multidimensional+signals.">Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals.</a> Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).</li><li>Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encoding+a+temporally+structured+stimulus+with+a+temporally+structured+neural+representation.">Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation.</a> Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).</li><li>MacLeod, K., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+mechanism+for+synchronization+and+temporal+patterning+of+odor-encoding+neural+assemblies.">Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies.</a> Science. 274, 976-979 (1996).</li><li>Wehr, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+afferent+and+central+temporal+patterns+in+the+locust+olfactory+system.">Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system.</a> The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).</li><li>Moreaux, L., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimating+firing+rates+from+calcium+signals+in+locust+projection+neurons+in+vivo.">Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo.</a> Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).</li><li>Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+semi-in-vivo+preparation+for+optical+recording+of+the+insect+brain.">A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).</li><li>Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor-driven+attractor+dynamics+in+the+antennal+lobe+allow+for+simple+and+rapid+olfactory+pattern+classification.">Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification.</a> Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).</li><li>Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+Lobe+Processing+Correlates+to+Moth+Olfactory+Behavior.">Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior.</a> Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).</li><li>Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+Imaging+of+Odor-evoked+Responses+in+the+Drosophila+Antennal+Lobe.">Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe.</a> J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).</li><li>Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Representation+of+Primary+Plant+Odorants+in+the+Antennal+Lobe+of+the+Moth+Heliothis+virescens+Using+Calcium+Imaging.">Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging.</a> Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die meisten Sinnesreize wecken kombinatorischen Reaktionen, die über Ensembles von Neuronen verteilt sind. Daher ist die gleichzeitige Überwachung von mehreren Neuronen-Aktivität notwendig zu verstehen, wie Stimulus-spezifische Informationen dargestellt und durch neuronale Schaltkreise im Gehirn verarbeitet werden. Hier haben wir extrazelluläre Multi-Unit-Aufnahmetechniken, um Geruch hervorgerufenen Reaktionen auf die ersten drei Bearbeitungszentren entlang der Insekten olfaktorischen charakterisieren demonstriert. ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name </td><td> Firma </td><td> Catalog Number </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Elektrophysiologie Ausrüstung </td></tr><tr><td> AC-Verstärker </td><td> GRASS </td><td> Modell P55 </td><td> für einzelne Sensillum Aufnahmen </td></tr><tr><td> Audio-Monitor (Modell 3300) </td><td> AM-Systems </td><td> 940000 </td><td></td></tr><tr><td> Custom-made 16-Kanal-Vorverstärker und Verstärker </td><td> Cal. Tech. Biologie Electronics Shop </td><td></td><td> für AL und MB-Aufnahmen </td></tr><tr><td> Datenerfassungseinheit </td><td> National Instruments </td><td> BNC-2090 </td><td></td></tr><tr><td> Lichtleiter </td><td> WPI </td><td> SI-72-8 </td><td> &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> Lichtquelle 115 V </td><td> WPI </td><td> NOVA </td><td></td></tr><tr><td> Manuelle Mikromanipulator </td><td> WPI </td><td> M3301R </td><td> für Heuschrecken Gehirn-Aufnahmen </td></tr><tr><td> Stereomicroscope1 am Galgen </td><td> Leica </td><td> M80 </td><td> für Heuschrecken Gehirn-Aufnahmen </td></tr><tr><td> Stereomicroscope2 </td><td> Leica </td><td> M205C </td><td> für einzelne Sensillum Aufnahmen </td></tr><tr><td> Vibration-Isolation-Tabelle </td><td> TMC </td><td> 63-500 Serie </td><td></td></tr><tr><td> Motorisierte Mikromanipulator </td><td> Sutter Instruments </td><td> MP285 / T </td><td></td></tr><tr><td> Oszilloskop </td><td> Tektronix </td><td> TD2014B </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Elektroden / Construction Tools &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> 16-Kanal-Elektrode </td><td> NeuroNexus </td><td> A2x2-tet-3mm 150-121 </td><td> für Antennallobus Aufnahmen </td></tr><tr><td> Borosilikat Kapillarrohre mit Filament, ID 0,69 mm </td><td> Sutter Instruments </td><td> BF120-69 bis 10 </td><td> zur Herstellung von Glas-Elektroden </td></tr><tr><td> Feinpipettenziehvorrichtung </td><td> Sutter Instruments </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Funktionsgenerator </td><td> Multimeter Warehouse </td><td> SG1639A </td><td> für Gold-Plating Elektroden </td></tr><tr><td> Goldplattierungslösung (non Cyanid) </td><td> SIFCO Industries </td><td> NC SPS 5355 </td><td></td></tr><tr><td> Impedanz-Tester </td><td> BAK Electronics Inc. </td><td> IMP-2 </td><td> für Gold-Plating Elektroden </td></tr><tr><td> SWITCH ROTARY </td><td> Electroswitch </td><td> C7D0123N </td><td> für Gold-plating Elektroden </td></tr><tr><td> Pulse Isolator </td><td> WPI </td><td> A365 </td><td> für Gold-Plating Elektroden </td></tr><tr><td> Q-Serie Elektrodenhalter </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-1091 </td><td></td></tr><tr><td> Silberdraht 0,010 &quot;Durchmesser </td><td> AM-Systems </td><td> 782500 </td><td> Erdungselektrode </td></tr><tr><td> 8 pin DIP IC-Sockel </td><td> Digikey </td><td> ED90032-ND </td><td></td></tr><tr><td> Borosilikat Kapillarrohre mit Filament, ID 0,58 mm </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0787 </td><td> verdrillte Tetrode Bau </td></tr><tr><td> Heißluftgebläse </td><td> Weller </td><td> 6966C </td><td></td></tr><tr><td> Rediohm-800 Draht </td><td> Kanthal Precision Technologies </td><td> PF002005 </td><td></td></tr><tr><td> Titer Plattenschüttler </td><td> ThermoWissenschaftlich </td><td> 4625Q </td><td> Verdrillen von Drähten </td></tr><tr><td> Carbide Schere, 4,5 &quot; </td><td> Biomedical Research Instr </td><td> 25-1000 </td><td> zum Schneiden von Twisted Tetrode Drähten </td></tr><tr><td> Feine Spitze Pinzette </td><td> HECO </td><td> 91-EF5-SA </td><td> für Hänseleien Tetrode Drähte auseinander </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Geruch Lieferung </td></tr><tr><td> 6 ml Spritze </td><td> Kendall </td><td> 1180600777 </td><td> für kundenspezifische Aktivkohlefilter </td></tr><tr><td> Brown Geruch Flaschen </td><td> Fischer </td><td> 08-912-165 </td><td></td></tr><tr><td> Holzkohle </td><td> <a href="http://BuyActivatedCharcoal.com" target="_blank">BuyActivatedCharcoal.com</a> </td><td> GAC-48C </td><td></td></tr><tr><td> Trockenmittel </td><td> Drierite </td><td> 23005 </td><td></td></tr><tr><td> Drierite Gastrocknung jar </td><td> Fischer Scientific </td><td> 09-204 </td><td></td></tr><tr><td> Schrumpfschlauch </td><td> 3M </td><td> EPS-200 </td><td> Geruchsfilter Vorbereitung </td></tr><tr><td> Injektionsnadel Aluminium-Nabe, gauge 19 </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td> zum Bereitstellen und Ableitungen für Geruch Flaschen </td></tr><tr><td> Mineralöl </td><td> Mallinckrodt Chemicals </td><td> 6357-04 </td><td> Geruchs-Verdünnung </td></tr><tr><td> Nalgene Kunststoffschlauch, 890 FEP </td><td> Thermo Scientific </td><td> 8050-0310 </td><td> für Trägergas Lieferung </td></tr><tr><td> Pneumatische picopump </td><td> WPI </td><td> sys-PV820 </td><td> Geruchs-Lieferung </td></tr><tr><td> Polyethylen-Schlauch ID 0,86 mm </td><td> Intramedic </td><td> 427421 </td><td> Geruchs-Flasche Steckdose connections und Kochsalzlösung Fülle Schlauch </td></tr><tr><td> Stoppers </td><td> Lab pur </td><td> 97041 </td><td> zum Abdichten Geruch Flaschen </td></tr><tr><td> Zeit tape </td><td> PDC </td><td> T-534-RP </td><td></td></tr><tr><td> Tubing Luer </td><td> Cole-Parmer </td><td> 30600-66 </td><td></td></tr><tr><td> Vakuumröhre </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5488K66 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Vorbereitung / Dissection </td></tr><tr><td> 100 x 15 mm Petrischale </td><td> VWR International </td><td> 89000-304 </td><td></td></tr><tr><td> 18 AWG Kupferlitze </td><td> Lapp Kabel </td><td> 4510013 </td><td> Drahtisolierung als Gummidichtungen verwendet </td></tr><tr><td> 22 AWG Schaltdraht </td><td> Alphawire </td><td> 1551 </td><td> GehirnPlattform </td></tr><tr><td> Batik Wachs </td><td> Jacquard </td><td> 7946000 </td><td></td></tr><tr><td> Dental Peripherie Wax </td><td> Henry-Schein Dental </td><td> 6652151 </td><td></td></tr><tr><td> Electrowaxer </td><td> Almore Internationale </td><td> 66000 </td><td></td></tr><tr><td> Epoxy, 5 min </td><td> Permatex </td><td> 84101 </td><td></td></tr><tr><td> Injektionsnadel Alunabe </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td></td></tr><tr><td> Protease aus Streptomyces griseus </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P5147 </td><td> für desheathing locust Gehirn </td></tr><tr><td> Faden unsteril </td><td> Fischer </td><td> NC9087024 </td><td> zum Binden der Bauch nach gut Entfernen </td></tr><tr><td> Vetbond </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td><td> zur Abdichtung amputation Seiten </td></tr><tr><td> Dumont # 1 Pinzette (grob) </td><td> WPI </td><td> 500335 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont Nr. 5 Titan Pinzette (fein) </td><td> WPI </td><td> 14096 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5SF Pinzette (super-fein) </td><td> WPI </td><td> 500085 </td><td> desheathing locust Gehirn </td></tr><tr><td> 10 cm Präparierscheren </td><td> WPI </td><td> 14393 </td><td> zum Entfernen von Beinen und Flügeln </td></tr><tr><td> Vannas Schere (fein) </td><td> WPI </td><td> 500086 </td><td> zum Entfernen von Nagelhaut, Schneiden der Vorderdarm </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Saline Profusion </td></tr><tr><td> Erweiterung mit Durchflussmengenregler gesetzt </td><td> Moore Medical </td><td> 69136 </td><td> zum Regulieren Flüssigkeitsweiterleitung </td></tr><tr><td> IV-Verabreichung Set mitY Injektionsstelle </td><td> Moore Medical </td><td> 73190 </td><td> zum Regulieren Flüssigkeitsweiterleitung </td></tr></tbody></table>

multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (schistocerca americana) olfactory circuits

Erkennung und Interpretation der Geruchssinn sind entscheidend für das Überleben vieler Organismen. Bemerkenswert ist, haben Arten in phyla auffallend ähnlich olfaktorischen Systeme darauf hindeutet, dass die biologische Ansatz zur chemischen Sensorik über evolutionäre Zeit 1 wurde optimiert. Im Insekt olfaktorische System werden Riechstoffe Geruchsrezeptor Neuronen (ORN) in der Antenne, die chemische Stimuli umzuwandeln in Züge von Aktionspotentialen transduziert. Sensorischen Input der ORN wird dann dem Antennallobus (; eine Struktur analog zu der Wirbeltier Riechkolben AL) weitergeleitet. In der AL, nehmen neuronale Repräsentationen für Gerüche in Form von raumzeitlichen Brennen Muster über Ensembles der wichtigsten Neuronen (PNs, auch als Projektionsfläche Neuronen genannt) verteilt 2,3. Die AL-Ausgang wird nachfolgend durch Kenyonzellen (KCS) in der stromabwärtigen Pilzkörper (MB), eine Struktur mit olfaktorischen Gedächtnis und Lernen 4,5 assoziiert verarbeitet. Ihre, präsentieren wir elektrophysiologische Aufnahmetechniken, um Geruch hervorgerufenen neuronalen Antworten in diesen olfaktorischen Schaltungen überwachen. Zunächst präsentieren wir einen einzigen Sensillum Aufnahme Methode, um Geruchs-evozierte Potentiale auf der Ebene von Populationen von ORN 6,7 studieren. Wir diskutieren die Verwendung von Kochsalzlösung gefüllte geschärft Glaspipetten als Elektroden, um extrazellulär überwachen ORN Antworten. Weiter präsentieren wir eine Methode, um extrazellulär überwachen PN Reaktionen unter Verwendung eines handelsüblichen 16-Kanal-Elektrode 3. Ein ähnlicher Ansatz mit einem maßgeschneiderten 8-Kanal-twisted wire Tetrode für Kenyon Zellen Aufnahmen 8 demonstriert. Wir stellen Details unserer experimentellen Aufbau und Gegenwart repräsentative Aufzeichnung Spuren für jede dieser Techniken.

Geruch hervorgerufenen Reaktionen eines einzelnen ORN an zwei verschiedene Alkohole sind in der Figur 3D dargestellt. Abhängig von dem Aufnahmeort (Sensillen Typs, die Platzierung der Elektrode) mehrgliedrige Aufnahmen erreicht werden kann. Eine rohe extrazellulären Wellenform von einem AL Aufnahme in 6A gezeigt. Aktionspotentiale oder Spikes unterschiedlicher Amplituden aus verschiedenen PNs kann in diesem Spannungsbereich Spur beobachtet werden. Obwohl d...

Watch this Scientific Journal Video about Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits at JoVE.com

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Wir zeigen Varianten der extrazellulären Multi-Unit-Aufnahmetechnik, um Geruch hervorgerufenen Reaktionen in den ersten drei Stufen der wirbellosen olfaktorischen charakterisieren. Diese Techniken können leicht an ensemble Aktivität in anderen neuronalen Systemen sowie zu untersuchen.

Multi-unit Recording Methoden zur neuronalen Aktivität in der Locust Charakterisieren (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktorische Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

multi-unit-recording-methods-to-characterize-neural-activity-locust

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

26.8K Aufrufe.  Washington University in St. Louis. Wir zeigen Varianten der extrazellulären Multi-Unit-Aufnahmetechnik, um Geruch hervorgerufenen Reaktionen in den ersten drei Stufen der wirbellosen olfaktorischen charakterisieren. Diese Techniken können leicht an ensemble Aktivität in anderen neuronalen Systemen sowie zu untersuchen.

Serie: Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

Chirurgische Implantation von Elektroden für die Neural Chronische Aufnahme Single Unit Activity und Electrocorticographic Signale

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Forschung

Neurowissenschaften

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

Optische Aufnahme überschwellige neuronale Aktivität mit Single-Cell-und Single-Spike Auflösung

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

Identifikation der olfaktorischen Flüchtige mittels Gaschromatographie-Multi-unit Recordings (GCMR) im Insect Antennallobus

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

Aufnahme und Analyse der zirkadianen Rhythmen in Laufen-Rad-Aktivität in Nagetiere

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenetische Störung der neuronalen Aktivität mit Laser Illumination in Semi-intakt<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Verwenden von Einzel Sensillum Aufnahme auf Riech Neuron Antworten von Bed Bugs zu Semiochemicals Detect

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. However, there is piling evidence that olfaction is not solely limited to chemical sensitivity, but also includes temperature sensitivity. Premetamorphic Xenopus laevis are translucent animals, with protruding nasal cavities deprived of the cribriform plate separating the nose and the olfactory bulb. These characteristics make them well suited for studying olfaction, and particularly thermosensitivity. The present article describes the complete procedure for measuring temperature responses in the olfactory bulb of X. laevis larvae. Firstly, the electroporation of olfactory receptor neurons (ORNs) is performed with spectrally distinct dyes loaded into the nasal cavities in order to stain their axon terminals in the bulbar neuropil. The differential staining between left and right receptor neurons serves to identify the &#947;-glomerulus as the only structure innervated by contralateral presynaptic afferents. Secondly, the electroporation is combined with focal bolus loading in the olfactory bulb in order to stain mitral cells and their dendrites. The 3D brain volume is then scanned under line-illumination microscopy for the acquisition of fast calcium imaging data while small temperature drops are induced at the olfactory epithelium. Lastly, the post-acquisition analysis allows the morphological reconstruction of the thermosensitive network comprising the &#947;-glomerulus and its innervating mitral cells, based on specific temperature-induced Ca2+ traces. Using chemical odorants as stimuli in addition to temperature jumps enables the comparison between thermosensitive and chemosensitive networks in the olfactory bulb.

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Here we describe a protocol for measuring and analyzing temperature responses in the olfactory bulb of Xenopus laevis. Olfactory receptor neurons and mitral cells are differentially stained, after which calcium changes are recorded, reflecting a sensitivity of some neural networks in the bulb to temperature drops induced at the nose.

Aufzeichnung von Temperatur-induzierte neuronale Aktivität durch Calcium Überwachen von Änderungen in der Riechkolben von<em&gt; Xenopus laevis</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

Quadruple Immunfärbung der olfaktorischen Glühbirne zur Visualisierung von olfaktorischen sensorischen Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...