Diese Arbeit wurde von NSF IOS 1121692, und von der University of Washington Research Foundation unterstützt.

Ein. Volatile Follection <ol><li> In diesem Beispiel verwenden wir flüchtigen Proben von M. lewisii Blumen - eine alpine Wildblumen Kalifornien beheimatet ist. Volatile werden mittels dynamischen Sorption Methoden nach Riffell et al. 14. Kurz gesagt, werden bei dieser Methode eine geschlossene Schleife Trapping System, wo Blumen in einem Teflon Beutel eingeschlossen sind. Verwendung eines inerten Vakuumpumpe, wird die Luft um die Blumen durch eine &quot;Falle&quot; einer Pasteurpipette zusammen mit Q Porapak Matrix gefüllt gesaugt. Die Abluft aus der Pumpe wird über Aktivkohle filtriert. Nach einer vorgeschriebenen Zeitperiode, in unserem Fall 24 h wird die Porapak Q-Matrix mit einem nicht-polaren Lösungsmittel, typischerweise Hexan eluiert, um das konzentrierte Extrakt sammeln. Der Extrakt wird dann im -80 ° C bis zur Analyse gelagert. Falls erforderlich, können die Proben vor der Analyse unter einem Strom von Stickstoffgas konzentriert werden. Sofern die Probe ist bereits gut charakterisierte, führen ein Aliquot der es durch eineGaschromatograph-Massenspektrometer (GC-MS), um flüchtige Komponenten zu identifizieren, bevor mit der Probe. </li></ol> 2. Elektrophysiologische Vorbereitung <ol><li> Geschnitten etwa 1 cm vom Ende des 1000 ul Pipettenspitze. Legen Sie eine Hummel (Bombus Impatiens) in der Basis der Pipettenspitze und sanft in Richtung der gegenüberliegenden Ende der Spitze drücken, bis nur noch der Kopf ausgesetzt ist. </li><li> Melt Dentalwachs und formen es um den freigelegten Kopf, um sicherzustellen, dass das Wachs klebt auf den Facettenaugen für Sicherheit und um die Biene den Kopf völlig unbeweglich. Achten Sie darauf, keine Wachs auf der Antenne der Biene zu bekommen. </li><li> Sobald der Kopf gesichert ist, einen quadratischen, fensterartige, Inzision in den Kopf Kapsel mit einer Rasierklinge Leistungsschalter oder die entsprechende Größe Skalpells um die Kutikula geschnitten. Mit der Blade-Leistungsschalter, von der dorsalen Seite des Kopfes Kapsel starten, unmittelbar hinter der Antenne und benachbart zu einer der Facettenaugen. Schneideneine gerade Linie, von einer Verbindung zur kontralateralen Auge Facettenauge. Nach dem Schneiden einer geraden Linie auf der gegenüberliegenden Facettenauge, beginnen einen Einschnitt dorsal bis die Kopfkapsel Kurven und Enden in der Nähe seines Brustkorbs. An diesem Punkt beginnen, auf das gegenüberliegende Ende des Kopfkapsel geschnitten. Schließlich, sobald eine Leitung mit dem gegenüberliegenden Ende geschnitten worden ist, eine Linie geschnitten wieder auf die Ausgangsposition der anfängliche Einschnitt. Es ist wichtig, die Kutikula, die benachbart zu der Antenne zu entfernen, wie dies das Einsetzen der Elektrode behindert wird. </li><li> Sobald die Nagelhaut geschnitten wird, verwenden Sie eine Pinzette, um die Biene Kutikula, die dann aussetzen sollte der Biene Gehirn und, noch wichtiger, die Antennalloben entfernen. Sofort beginnen Superfusion das Gehirn mit Insekten Kochsalzlösung, so dass das Gehirn nicht zu dessicated. Nachdem sich das Gehirn ausgesetzt ist, sorgfältig mit einem Paar sehr feinen Pinzette die perineural Scheide unmittelbar über den Antennalloben entfernen. Seien Sie sehr vorsichtig nicht zuPunktion der Biene Gehirn mit der Zange. </li></ol> 3. Gas-Chromatographie mit Multi-Channel-Recording <ol><li> Die Biene &quot;Vorbereitung&quot; - in einem Rohr mit seinem Gehirn ausgesetzt fixiert - ist nun bereit für die elektrophysiologische Ableitung. Platzieren der Biene in einer Klemme, die an einem magnetischen Basis, die auf einem Luftkissentisch befindet. </li><li> Anordnen einer IV Beutel, Durchflussregler, und Schläuche (gefüllt mit Insekt Kochsalzlösung), so daß die Salzlösung kontinuierlich superfuses das Gehirn. </li><li> Mit einem Mikromanipulator insertareference Elektrode aus Wolfram Draht, in der Biene ins Auge. </li><li> Mit einem separaten Mikromanipulator, legen Sie die Multi-Channel-Elektrode, wie einer gewickelten Draht Tetrode oder Silizium Multi-Channel-Elektrode (Neuronexus Technologies), in die Antennalloben der Biene. Diese Elektrode ist mit einem Vorverstärker wie die TDT Systems S-3 Z Serie mit dem Z-Bus bioamp Prozessor der TDT angeschlossen. Ausgabe vom Gas Chromatogram den Detektor über ein abgeschirmtes HF-Kabel kann eine Schnittstelle mit dem Verstärker und Datenerfassungssystem, so daß sowohl das neuronale und GC-Signal synchronisiert ist. </li><li> Warten Sie ca. 30-60 Minuten für die neuronalen Aufnahmen zu stabilisieren. Sobald die spontane Aktivität und Wellenform von Einheiten in den Aufnahme-Kanäle geworden konsistente, verwenden Sie einen Geruch Spritze, um die Bienen zu stimulieren und beobachten Sie die Reaktion der Aufzeichnungskanäle der Geruch. </li><li> Aufzuzeichnen extrazellulären Spitzen von Neuronen durch die automatische Schwellwertbildung Aufzeichnungskanäle, die 3,5 bis 5 Sigma des Signals auf den einzelnen Aufzeichnungskanäle. Manuelle Thresholding können für einige Kanäle benötigt werden, um eine Kontamination durch elektrische Störungen zu vermeiden. Die Aktionspotentiale von Neuronen wird als Spannungsspitzen in der Aufnahme Kanal angezeigt. Wenn des Kanals Spannung den Schwellenwert überschreitet, puffert das System und speichert die einige Millisekunden vor und nach dem Überschreiten der Schwelle, wodurch takinga Snap-shot der Wellenform oder Spike. </li><li> Unmittelbar neben der Luft-Tabelle ist die GC. Vor dem Einspritzen des floral Extrakt in den GC, um sicherzustellen, dass das Verfahren für die Temperaturrampe Lauf des GC korrekt ist. In unserem Beispiel verwenden wir eine Temperatur Methode beginnend bei 50 ° C für 4 min durch eine Erhöhung der Temperatur mit einer Geschwindigkeit von 10 ° C / min. bis 220 ° C, wobei zu diesem Zeitpunkt halten wir den GC für zusätzliche 6 min. Wir verwenden eine DB-5 GC-Säule (J &amp; W Scientific, Folsom, CA, USA), mit Helium als Trägergas. Der Einlass ist Splitlos mit einer Temperatur auf 200 ° C. Der Flammenionisationsdetektor Temperatur auf 230 ° C eingestellt </li><li> Injizieren die Extraktprobe des Blumenarrangements Kopfraum in die erhitzte Einspritzöffnung der GC, um die adsorbierten flüchtigen Bestandteile in die GC-Säule zu lösen. Das Abwasser aus der Säule wird 1:1 zwischen dem Flammenionisationsdetektor (FID) und der Biene-Antenne mit einem Glas &quot;Y&quot;-Anschluss (J &amp; W Scientific) aufgeteilt. Beginnen recording von der Elektrode, wie Sie eine Probe zu injizieren in die GC. </li><li> Nach der GC-Lauf abgeschlossen ist, lassen Sie die Vorbereitung Rest für 5 bis 15 min. Dann ist entweder zu injizieren ein weiteres Beispiel in den GC oder stimulieren die Vorbereitung mit einzelnen flüchtigen Verbindungen oder Mischungen von Verbindungen. In diesem letzteren Verfahren zur Stimulierung der Herstellung werden Luftimpulse von einem konstanten Luftstrom durch eine Glasspritze enthaltend ein Stück Filterpapier, die den Verbindungen hinterlegt umgeleitet. Der Geruch Stimulus wurde mittels eines Solenoid-Ventils durch die aktivierte Software gesteuert gepulst. </li><li> Wenn das Gerät Aktivität plötzlich stoppt oder Änderungen, überprüfen Sie die Tropf mit Kochsalzlösung und lassen die Vorbereitung Rest für 15 min. Wenn die spontane Aktivität nicht wieder das seinen previous level wird die Zubereitung sollte verworfen und anderen Bienen verwendet werden, wenn verfügbar. </li><li> Nach dem Experiment zu fixieren das Gehirn mit 5% Formalin für 20 min mit der Sonde immer noch im Gewebe. Weiter, Verbrauchssteuern das Gehirnund legen Sie sie in 2% Glutaraldehyd für 4 Stunden, und anschließend machen einen abgestuften Ethanol Dehydration Serie und deaktivieren Sie das Gehirn mit Methylsalicylat. Bezogen auf die Fixierung und Löschen des Gewebes, die Orte in der AL, wo die Elektroden punktiert das Gewebe sollte klar erkennbar durch konfokale Mikroskopie. </li></ol> 4. Data Analysis <ol><li> Gesammelten Daten nach dem Versuch zu trennen und zu identifizieren, die aufgezeichneten neuronalen Einheiten zu analysieren. Verwenden typische Software-Programme (Offline Sorter, MClust und SClust) an getrennten Wellenformen oder &quot;Spikes&quot; auf Spike Formen wie Peaks oder Tal-Amplitude, Peak Halbwertsbreite usw. oder vermindertem Maßnahmen beruht (Hauptkomponenten) 17 , 18 (Abb. 2). Nur solche Cluster von Spikes, dass im dreidimensionalen Raum getrennt (PC1-PC3) und sind statistisch verschieden voneinander (multivariate Varianzanalyse, p &lt;0,05) (Abbildung 2) für eine weitere Analyse. Bitte beachten SieZitat # s 17-19 für die vollständige Beschreibung der Tetrode Aufnahme und Spike-Sortier-Methoden. </li><li> Zeitstempel Spitzen in jedem Cluster, und exportieren diese Daten für die Analyse mit MATLAB oder Neuroexplorer (Nex Technologies, Winston-Salem, NC) zur Raster-Plots und Feuerrate Antworten (2, 3A) zu erstellen. </li><li> Identifizieren Sie die Retentionszeiten der flüchtigen mit den gleichzeitig aufgezeichnet GC-Daten. Mit den Retentionszeiten der flüchtigen Stoffe, die von der Spitze des Peaks des Chromatogramms bestimmt, zu Einheit Reaktionen an denjenigen Zeitpunkten untersuchen. </li><li> Um einzelne Einheit Reaktionen durch die GC-Lauf zu untersuchen, BIN die Anzahl der Spitzen in 100 msec Intervallen und untersuchen den zeitlichen Verlauf der Feuerungsrate Antworten anhand der Retentionszeit von flüchtigen Eluieren. Die Binning von Spikes in 100 msec Intervallen genügend Detail, oder das Signal, um die Zeit-Verlauf des neuronalen Reaktion auf ein Odorans Eluieren vom GC. </li><li> Um exaMine Die Population Reaktionen auf die verschiedenen eluierenden flüchtigen, integrieren die Feuerungsrate Reaktionen der einzelnen Einheiten über eine 3 sec Abtastfenster, 1,5 sec vor und 1,5 Sek. nach, die Retentionszeit der flüchtige (Abbildung 3). Dieser Zeitraum ist charakteristisch für die Dauer eines eluierenden flüchtigen vom GC. Wir zeigen Feuerungsrate Reaktionen der Einheiten durch Farbcodierung ihnen (Rot ist eine hohe Feuerungsrate Antwort; blau ist eine geringe Reaktion) und Anordnen derselben als Aktivität Matrix mit jeder Reihe, die die Reaktion auf das Ensemble GC Abstrom (Spalten) ( Abbildung 3). </li></ol>

<ol>
	<li>Hildebrand, J. G., Shepherd, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+olfactory:+converging+evidence+for+common+principles+across+phyla.">Mechanisms of olfactory: converging evidence for common principles across phyla.</a> Annual Review of Neuroscience. 20, 595-631 (1997).</li><li>Reisenman, C. E., Riffell, J. A., Bernays, E. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonistic+effects+of+floral+scent+in+an+insect-plant+interaction.">Antagonistic effects of floral scent in an insect-plant interaction.</a> Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 277, 2371-2379 (2010).</li><li>Reisenman, C. E., Riffell, J. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> International Symposium on Olfaction and Taste. 1170, 462-467 (2009).</li><li>Alarc&#243;n, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Congruence+between+visitation+and+pollen-transport+networks+in+a+California+plant-pollinator+community.">Congruence between visitation and pollen-transport networks in a California plant-pollinator community.</a> Oikos. 119, 35-44 (2010).</li><li>Alarc&#243;n, R., Waser, N. M., Ollerton, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Year-to-year+variation+in+the+topology+of+a+plant-pollinator+interaction+network.">Year-to-year variation in the topology of a plant-pollinator interaction network.</a> Oikos. 117, 1796-1807 (2008).</li><li>Riffell, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+consequences+of+innate+preferences+and+olfactory+learning+in+hawkmoth-flower+interactions.">Behavioral consequences of innate preferences and olfactory learning in hawkmoth-flower interactions.</a> P. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 3404-3409 (2008).</li><li>De Moraes, C. M., Lewis, W. J., Pare, P. W., Alborn, H. T., Tumlinson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Herbivore-infested+plants+selectively+attract+parasitoids.">Herbivore-infested plants selectively attract parasitoids.</a> Nature. 393, 570 (1998).</li><li>Carey, A. F., Wang, G., Su, C. -. Y., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+the+malaria+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odorant reception in the malaria mosquito Anopheles gambiae.</a> Nature. 464, 66-71 (2010).</li><li>Turner, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultra-prolonged+activation+of+CO2-sensing+neurons+disorients+mosquitoes.">Ultra-prolonged activation of CO2-sensing neurons disorients mosquitoes.</a> Nature. 474, 87-91 (2011).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J Vis Exp. (36), e1725 (2010).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+measurements+from+a+moth+olfactory+system.">Electrophysiological measurements from a moth olfactory system.</a> J. Vis. Exp. (49), e2489 (2011).</li><li>Roelofs, W. L., Comeau, A., Hill, A., Milicevic, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+attractant+of+the+codling+moth:+characterization+with+electroantennogram+technique.">Sex attractant of the codling moth: characterization with electroantennogram technique.</a> Science. 174, 297-299 (1971).</li><li>Riffell, J. A., Lei, H., Christensen, T. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+coding+of+behaviorally+significant+odor+mixtures.">Characterization and coding of behaviorally significant odor mixtures.</a> Current Biology. 19, 335-340 .</li><li>Riffell, J. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+correlates+of+behavior+in+the+moth+Manduca+sexta+in+response+to+complex+odors.">Neural correlates of behavior in the moth Manduca sexta in response to complex odors.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the U.S.A. 106, 19219-19226 (2009).</li><li>Raguso, R. A., Pellmyr, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+headspace+analysis+of+floral+volatiles:+a+comparison+of+methods.">Dynamic headspace analysis of floral volatiles: a comparison of methods.</a> Oikos. 81, 238-254 (1998).</li><li>Rodriguez-Saona, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Herbivore-induced+blueberry+volatiles+and+intra-plant+signaling.">Herbivore-induced blueberry volatiles and intra-plant signaling.</a> J Vis Exp. , e3440 (2011).</li><li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording:+tetrode+assembly.">Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly.</a> J Vis Exp. , e1098 (2009).</li><li>Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+large-scale+neuronal+ensembles+with+silicon+probes+in+the+anesthetized+rat.">Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat.</a> J Vis Exp. , e3282 (2011).</li><li>Deisig, N., Giurfa, M., Lachnit, H., Sandoz, J. -. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+representation+of+olfactory+mixtures+in+the+honeybee+antennal+lobe.">Neural representation of olfactory mixtures in the honeybee antennal lobe.</a> European Journal of Neuroscience. 24, 1161-1174 (2006).</li><li>St&#246;kl, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+deceptive+pollination+system+targeting+drosophilids+through+olfactory+mimicry+of+yeast.">A deceptive pollination system targeting drosophilids through olfactory mimicry of yeast.</a> Current Biology. 20, 1846-1852 (2010).</li><li>Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+untersuchungen+von+chemo-+und+mechanorezeptoren+der+antenne+des+seidenspinners+Bombyx+mori+L.">Elektrophysiologische untersuchungen von chemo- und mechanorezeptoren der antenne des seidenspinners Bombyx mori L.</a> Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 40, 8-41 (1957).</li><li>Arn, H., St&#228;dler, E., Rauscher, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electroantennographic+detector:+a+selective+and+senstitive+tool+in+the+gas+chromatographic+analysis+of+insect+pheromones.">The electroantennographic detector: a selective and senstitive tool in the gas chromatographic analysis of insect pheromones.</a> Zeitschrift f&#252;r Naturforschung. 30c, 722-725 (1975).</li><li>Schneider, D., Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rezeptorpotential+und+nervenimpulse+einzelner+olfaktorischer+sensillen+der+insektenantenne.">Rezeptorpotential und nervenimpulse einzelner olfaktorischer sensillen der insektenantenne.</a> Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 45, 405-412 (1962).</li><li>Blight, M. M., Pickett, J. A., Wadhams, L. J., Woodcock, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+perception+of+oilseed+rape+Brassica+napus+(Brassicaceae)+volatiles+by+the+cabbage+seed+weevil+Ceutorhynchus+assimilis+(Coleoptera,+Curculionidae).">Antennal perception of oilseed rape Brassica napus (Brassicaceae) volatiles by the cabbage seed weevil Ceutorhynchus assimilis (Coleoptera, Curculionidae).</a> Journal of Chemical Ecology. 21, 1649-1664 (1995).</li><li>Lin, D. Y., Shea, S. D., Katz, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Representation+of+natural+stimuli+in+the+rodent+main+olfactory+bulb.">Representation of natural stimuli in the rodent main olfactory bulb.</a> Neuron. 50, 937-949 (2006).</li><li>Lei, H., Reisenman, C. E., Wilson, C. H., Gabbur, P., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spiking+patterns+and+their+functional+implications+in+the+antennal+lobe+of+the+tobacco+hornworm+Manduca+sexta.">Spiking patterns and their functional implications in the antennal lobe of the tobacco hornworm Manduca sexta.</a> PLoS ONE. 6, e23382 (2011).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+olfactory+response+of+Culex+mosquitoes+to+a+human-+and+bird-derived+attractant.">Acute olfactory response of Culex mosquitoes to a human- and bird-derived attractant.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 18803-18808 (2009).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Insect olfaktorischen-vermittelte Verhaltensweisen treiben viele verschiedene Prozesse, einschließlich der Reproduktion, Host-Auswahl des Standortes, und die Identifizierung von geeigneten Lebensmitteln Ressourcen. Die Untersuchung dieser Prozesse erfordert die Fähigkeit, die flüchtigen Bestandteile aus der Quelle, als auch die Fähigkeit, diese Verbindungen, die Vermittlung der Verhaltensweisen identifizieren emittierten identifizieren. Erschwerend ist, dass Gerüche Dutzende bis Hunderte von einzelnen Verbindungen,...

<table border="1"><tbody><tr><td> Bezeichnung des Gegenstands </td><td> Firma </td><td> Catalog Number </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Porapak Typ Q 80-100 mesh </td><td> Fluten </td><td> WAT027060 </td><td></td></tr><tr><td> Reynolds Backofen Taschen </td><td> Reynolds </td><td></td><td></td></tr><tr><td> GC </td><td> Agilent </td><td> 7820A </td><td></td></tr><tr><td> GC-Säule </td><td> J &amp; W Scientific, Folsom, CA, USA </td><td> DB-5 (30 m, 0,25 mm, 0,25 um) </td><td></td></tr><tr><td> Analytische Heliumträgergas </td><td> Praxair </td><td> HE K </td><td> 1 ml / min </td></tr><tr><td> 16-Kanal-Silizium-Elektrode </td><td> Neuronexus Technologien </td><td> a4x4-3mm50-177 </td><td></td></tr><tr><td> Feindraht NiCr, 0,012 mm Durchmesser) </td><td> Sandvik Kanthal HP Reid </td><td> PX000004 </td><td> Für die Herstellung benutzerdefinierte Tetroden und stereotrodes </td></tr><tr><td> Vorverstärker </td><td> Tucker-Davis-System </td><td> PZ-2 </td><td></td></tr><tr><td> Verstärker </td><td> Tucker-Davis-System </td><td> RZ-2 </td><td></td></tr><tr><td> Datenerfassungssystem - OpenEx suite </td><td> Tucker-Davis-System </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Online spike-Sortierung Software - SpikePac </td><td> Tucker-Davis-System </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Offline-spike-Sortierung Software - Mclust Spike-Sortier-Toolbox </td><td> David Redish, Department of Neuroscience, Universityof Minnesota </td><td> Kostenloser Download unter <a href="http://redishlab.neuroscience.umn.edu/MClust/MClust.html" target="_blank">http://redishlab.neuroscience.umn.edu/MClust/MClust.html</a> </td><td> MATLAB-Toolbox </td></tr></tbody></table>

identification of olfactory volatiles using gas chromatography-multi-unit recordings (gcmr) in the insect antennal lobe

Alle Organismen leben in einer Welt voller Sinnesreize, die ihre Verhaltens-und physiologische Reaktion auf ihre Umgebung zu bestimmen. Der Geruchssinn ist besonders wichtig bei den Insekten, die ihre olfaktorischen Systeme verwenden, um zu reagieren, und zu unterscheiden zwischen komplexen Geruch Reize. Diese Gerüche hervorrufen Verhaltensweisen, die zu vermitteln Prozesse wie Wiedergabe und Habitatwahl 1-3. Zusätzlich chemischen Sensorik durch Insekten vermittelt Verhaltensweisen, die von großer Bedeutung für die Landwirtschaft und die menschliche Gesundheit, einschließlich der Bestäubung 4-6, Herbivorie von Nahrungspflanzen 7 und Übertragung von Krankheiten 8,9. Bezeichnung des olfaktorischen Signale und ihre Rolle im Verhalten von Insekten ist somit wichtig für das Verständnis sowohl ökologische Prozesse und menschliche Nahrung Ressourcen und Wohlbefinden. Bis heute hat die Identifizierung der flüchtigen das Verhalten von Insekten zu fahren war schwierig und oft langwierig. Übliche Techniken umfassenGaschromatographie-gekoppelte Elektroantennogramm Aufnahme (GC-EAG) und Gas einzigen Sensillum Aufnahmen (GC-SSR) 10-12 Chromatographie gekoppelt. Diese Techniken erwies sich bei der Identifizierung von bioaktiven Verbindungen von entscheidender Bedeutung. 13,14; Wir haben eine Methode, die Gas-Chromatographie gekoppelt Multi-Channel-elektrophysiologischen Ableitungen (sog. &#39;GCMR&#39;) von Neuronen im Antennallobus (das Insekt primäre Riechzentrum AL) verwendet entwickelt. Das state-of-the-art Technik ermöglicht es uns zu sondieren, wie Geruch Informationen im Insektengehirn vertreten ist. Darüber hinaus, weil neuronalen Reaktionen auf Gerüche auf dieser Ebene der olfaktorischen Verarbeitung hochsensibler wegen der Grad der Konvergenz der Antenne Rezeptor-Neuronen in AL Neuronen sind, wird AL-Aufnahmen ermöglichen den Nachweis der aktiven Bestandteile natürlicher Gerüche effizient und mit hoher Empfindlichkeit. Hier beschreiben wir GCMR und geben ein Beispiel für seine Verwendung. Mehrere allgemeinen Schritte sind INVOLved bei der Detektion von bioaktiven flüchtigen und Insektenzellen Reaktion. Volatile müssen zunächst aus den Quellen von Interesse gesammelt werden (in diesem Beispiel verwenden wir Blumen aus der Gattung Mimulus (Phyrmaceae)) und gekennzeichnet nach Bedarf mit Standard-GC-MS-Techniken 14-16. Insekten sind für die Studie unter Verwendung minimal Dissektion, wonach eine Aufnahme-Elektrode in die Antennallobus und Multi-Channel neuronalen Aufnahme beginnt eingesetzt ist. Post-Processing der neuronalen Daten dann verrät, welche insbesondere Geruchsstoffe signifikanten neuronalen Reaktionen führen durch das Insekt Nervensystem. Obwohl das Beispiel präsentieren wir hier ist spezifisch für die Bestäubung Studien können GCMR auf ein breites Spektrum der Studie Organismen und volatile Quellen erweitert werden. Zum Beispiel kann dieses Verfahren bei der Identifizierung von Geruchsstoffen anziehenden oder abstoßenden Wirtsinsekten und Pflanzenschädlinge eingesetzt werden. Darüber hinaus können GCMR auch verwendet, um Lockstoffe für Nützlinge, wie po identifizierenllinators. Die Technik kann auf nicht-Insekt Themen ausgebaut als gut.

In der GCMR Assay unter Verwendung des M. lewisii blumigen Duft, spritzen wir 3 ul der Extrakt in der GC. Die Gesamtzahl der flüchtigen Eluieren durch den GC beträgt typischerweise 60-70 flüchtigen. Der Duft von M. lewisii überwiegend aus Monoterpenoide zusammengesetzt, darunter β-Myrcen (azyklische) und α-Pinen, wobei der Rest der Duft von sechs Kohlenstoffatomen flüchtigen, wie 2-Hexanol und Sesquiterpene, die &lt;1% der Kopfraum umfassen zusammengesetzt. <p class="jove_c...

Watch this Scientific Journal Video about Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe at JoVE.com

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Geruchssinn vermitteln viele verschiedene Verhaltensweisen bei Insekten, und sind oft komplexe Mischungen von Dutzenden bis Hunderten von flüchtigen Verbindungen bestehen. Mittels Gaschromatographie mit Multi-Kanal-Aufnahme in das Insekt Antennallobus beschreiben wir eine Methode zur Identifizierung von biologisch aktiven Verbindungen.

Identifikation der olfaktorischen Flüchtige mittels Gaschromatographie-Multi-unit Recordings (GCMR) im Insect Antennallobus

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

identification-olfactory-volatiles-using-gas-chromatography-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

14.2K Aufrufe.  University of Washington. Geruchssinn vermitteln viele verschiedene Verhaltensweisen bei Insekten, und sind oft komplexe Mischungen von Dutzenden bis Hunderten von flüchtigen Verbindungen bestehen. Mittels Gaschromatographie mit Multi-Kanal-Aufnahme in das Insekt Antennallobus beschreiben wir eine Methode zur Identifizierung von biologisch aktiven Verbindungen.

Serie: Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and other social interactions. The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy to conduct, and reliable method to assay olfactory function at the level of the olfactory epithelium. Since the 1956 description of the EOG by Ottoson in frogs1, the EOG recording has been applied in many vertebrates including salamanders, rabbits, rats, mice, and humans (reviewed by Scott and Scott-Johnson, 2002, ref. 2). The recent advances in genetic modification in mice have rekindled interest in recording the EOG for physiological characterization of olfactory function in knock-out and knock-in mice. EOG recordings have been successfully applied to demonstrate the central role of olfactory signal transduction components3-8, and more recently to characterize the contribution of certain regulatory mechanisms to OSN responses9-12.
Odorant detection occurs at the surface of the olfactory epithelium on the cilia of OSNs, where a signal transduction cascade leads to opening of ion channels, generating a current that flows into the cilia and depolarizes the membrane13. The EOG is the negative potential recorded extracellularly at the surface of the olfactory epithelium upon odorant stimulation, resulting from a summation of the potential changes caused by individual responsive OSNs in the recording field2. Comparison of the amplitude and kinetics of the EOG thus provide valuable information about how genetic modification and other experimental manipulations influence the molecular signaling underlying the OSN response to odor. 
Here we describe an air-phase EOG recording on a preparation of mouse olfactory turbinates. Briefly, after sacrificing the mouse, the olfactory turbinates are exposed by bisecting the head along the midline and removing the septum. The turbinate preparation is then placed in the recording setup, and a recording electrode is placed at the surface of the olfactory epithelium on one of the medial turbinates. A reference electrode is electrically connected to the tissue through a buffer solution. A continuous stream of humidified air is blown over the surface of the epithelium to keep it moist. The vapor of odorant solutions is puffed into the stream of humidified air to stimulate the epithelium. Responses are recorded and digitized for further analysis.

The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy-to-conduct, and reliable way of assessing olfactory function at the level of the olfactory epithelium. This protocol describes a recording setup, mouse tissue preparation, data collection, and basic data analysis.

Analysieren Antworten der Maus Riechzellen Mit der Air-Phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

Forschung

Neurowissenschaften

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

Calcium Imaging von geruchs-evozierte Potentiale in der Drosophila Antennallobus

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dual-Elektrophysiologische Recordings synaptisch-evozierte astrogliale und neuronale Antworten in Acute Hippocampusschnitte

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Multi-unit Recording Methoden zur neuronalen Aktivität in der Locust Charakterisieren (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktorische Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Using Insect Electroantennogram Sensors on Autonomous Robots for Olfactory Searches

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects foraging for food or searching for mates3: the olfactory search is constrained by the physics of turbulent transport4. The concentration landscape of wind borne odors is discontinuous and consists of sporadically located patches. A pre-requisite to olfactory search is that intermittent odor patches are detected. Because of its high speed and sensitivity5-6, the olfactory organ of insects provides a unique opportunity for detection. Insect antennae have been used in the past to detect not only sex pheromones7 but also chemicals that are relevant to humans, e.g., volatile compounds emanating from cancer cells8 or toxic and illicit substances9-11. We describe here a protocol for using insect antennae on autonomous robots and present a proof of concept for tracking odor plumes to their source. The global response of olfactory neurons is recorded in situ in the form of electroantennograms (EAGs). Our experimental design, based on a whole insect preparation, allows stable recordings within a working day. In comparison, EAGs on excised antennae have a lifetime of 2 hr. A custom hardware/software interface was developed between the EAG electrodes and a robot. The measurement system resolves individual odor patches up to 10 Hz, which exceeds the time scale of artificial chemical sensors12. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is further demonstrated in driving the robot toward a source of pheromone. By using identical olfactory stimuli and sensors as in real animals, our robotic platform provides a direct means for testing biological hypotheses about olfactory coding and search strategies13. It may also prove beneficial for detecting other odorants of interests by combining EAGs from different insect species in a bioelectronic nose configuration14 or using nanostructured gas sensors that mimic insect antennae15.

We describe a protocol for using insect antennae in the form of electroantennograms (EAGs) on autonomous robots. Our experimental design allows stable recordings within a day and resolves individual odor patches up to 10 Hz. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is demonstrated in driving a robot toward an odor source.

Mit Insekten Elektroantennogramm Sensoren auf Autonome Roboter für Riech Suchen

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects ...

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first neural circuit in the AOS pathway, called the accessory olfactory bulb (AOB), plays an important role in establishing sex-typical behaviors such as territorial aggression and mating. This small (&#60;1 mm3) circuit possesses the capacity to distinguish unique behavioral states, such as sex, strain, and stress from chemosensory cues in the secretions and excretions of conspecifics. While the compact organization of this system presents unique opportunities for recording from large portions of the circuit simultaneously, investigation of sensory processing in the AOB remains challenging, largely due to its experimentally disadvantageous location in the brain. Here, we demonstrate a multi-stage dissection that removes the intact AOB inside a single hemisphere of the anterior mouse skull, leaving connections to both the peripheral vomeronasal sensory neurons (VSNs) and local neuronal circuitry intact. The procedure exposes the AOB surface to direct visual inspection, facilitating electrophysiological and optical recordings from AOB circuit elements in the absence of anesthetics. Upon inserting a thin cannula into the vomeronasal organ (VNO), which houses the VSNs, one can directly expose the periphery to social odors and pheromones while recording downstream activity in the AOB. This procedure enables controlled inquiries into AOS information processing, which can shed light on mechanisms linking pheromone exposure to changes in behavior.

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory bulb (AOB) has been difficult to study in the context of sensory coding. Here, we demonstrate a dissection that produces an ex vivo preparation in which AOB neurons remain functionally connected to their peripheral inputs, facilitating research into information processing of mouse pheromones and kairomones.

Ex vivo Zubereitungen der Intact Vomeronasalorgan und akzessorischen olfaktorischen Bulbus

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

Bestimmung der Sehzellen Spektrale Empfindlichkeit in einem Insekt Modell aus<em&gt; In Vivo</em&gt; Intrazellulärer Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

Insect-controlled Robot: A Mobile Robot Platform to Evaluate the Odor-tracking Capability of an Insect

Robotic odor source localization has been a challenging area and one to which biological knowledge has been expected to contribute, as finding odor sources is an essential task for organism survival. Insects are well-studied organisms with regard to odor tracking, and their behavioral strategies have been applied to mobile robots for evaluation. This "bottom-up" approach is a fundamental way to develop biomimetic robots; however, the biological analyses and the modeling of behavioral mechanisms are still ongoing. Therefore, it is still unknown how such a biological system actually works as the controller of a robotic platform. To answer this question, we have developed an insect-controlled robot in which a male adult silkmoth (Bombyx mori) drives a robot car in response to odor stimuli; this can be regarded as a prototype of a future insect-mimetic robot. In the cockpit of the robot, a tethered silkmoth walked on an air-supported ball and an optical sensor measured the ball rotations. These rotations were translated into the movement of the two-wheeled robot. The advantage of this "hybrid" approach is that experimenters can manipulate any parameter of the robot, which enables the evaluation of the odor-tracking capability of insects and provides useful suggestions for robotic odor-tracking. Furthermore, these manipulations are non-invasive ways to alter the sensory-motor relationship of a pilot insect and will be a useful technique for understanding adaptive behaviors.

The capability to localize an odor source is necessary for insect survival and is expected to be applicable to artificial odor-tracking. The insect-controlled robot is driven by an actual silkmoth and enables us to evaluate the odor-tracking capability of insects through a robotic platform.

Insekt gesteuerte Roboter: Ein mobiler Roboter-Plattform, die geruchs Tracking-Fähigkeit eines Insekts zur Bewertung

Robotic odor source localization has been a challenging area and one to which biological knowledge has been expected to contribute, as finding odor ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

Quadruple Immunfärbung der olfaktorischen Glühbirne zur Visualisierung von olfaktorischen sensorischen Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Untersuchung von Objekt-Vertretungen in den Makaken dorsalen Visual Stream mit Monoblock-Aufnahmen

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...