Diese Arbeit wird durch ARRA NSF MRI Instrument Development Grant # 0923179 zu FMF unterstützt. Wir danken Aqua Asberry, Lab-Koordinator für die Parker H. Petit Institut für Bioengineering und Biowissenschaften Histologie Kern, für die Unterstützung bei Gewebe Schnitte.

1. Tissue Schnitte <ol><li> Shop-Flash-gefroren, ganz Gewebe in -80 ° C Gefrierschrank bis bereit zum Schneiden. </li><li> Lassen Sie die Gewebeprobe, um die Temperatur in der Kryomikrotom erreichen, bevor Schneiden (30 min). Legen Sie die Klinge und Probentemperatur bis -30 ° C. </li><li> Sobald Gewebe hat die Temperatur erreicht, die Handhabung der Probe mit einer Pinzette, geschnittene Vorder-oder Rückseite des Gehirns je nachdem, welcher Teil des Gehirns ist von Interesse für eine ausreichende Montagefläche (dh wenn die Vorderseite des Gehirns ist von primärer Bedeutung, montieren Rückseite des Gehirns auf Chuck). <ol><li> Bewerben ~ 0,5 ml Optimal Cutting Temperatur Compound (OCT, Tissue-Tek, Sakura) um Futter in der Mitte und mit einer Pinzette, halten Probe an Ort und Stelle in OCT bis sie erstarrt. Sobald Oktober ist komplett eingefroren, Mount Futter in Probenhalter. </li><li> Eine minimale Menge der OCT verwendet, um die Probe zu montieren ist bevorzugt (im Gegensatz zur Befestigung der Probe in einem Block der OCT wie allgemein in anderen histo getanlogische Verfahren), um die Verunreinigung der Probe zu minimieren. Kontamination der Probe durch OCT ist schädlich für die DESI-und Imaging-Verfahren aufgrund Ionensuppression. </li></ol></li><li> Typische Gewebeschnitten, die für MS Imaging Bereich von 12-18 &amp;mgr; m Dicke. § Gewebe an gewünschten Dicke innerhalb des empfohlenen Bereichs. Auftauen-mounten Sie jede geschnittene Gewebe durch leichtes Berühren eines Raumtemperatur-Mikroskop Objektträger über den Abschnitt. Sobald eine Probe montiert ist, seien Sie vorsichtig nicht, um das Gewebe Abschnitt berühren, wie es die chemischen Zusammensetzungen Ausschüttungen und wird sich ändern. </li></ol> Hinweis: Wir empfehlen die Montage von zwei Sektionen pro Folie, mit einem Abschnitt für die Optimierung und die andere für die Bildgebung. Sofern Teile sind nicht für den sofortigen Imaging, Speicher Folien in -80 ° C Gefrierschrank in einer Dia-Box bis zur Analyse bereit. <ol start="5"><li> Bei der Analyse gespeichert Abschnitte, entfernen Rutsche aus dem Gefrierschrank, sofort Vakuumexsiccator übertragen und erlauben ~ 15-20min zu tauen. Verlassen der Probe im Exsikkator länger trocknet die Probe und reduzieren DESI Effizienz. Die Optimierung der DESI-Ionenquelle mit der Gewebeprobe wird geschehen soll, wenn aufgetaut wurde jedoch im Interesse der Zeit dient die Zeitspanne, während der die Probe Auftauen als ideale Zeit für die Initialisierung des Gerätes. <ol><li> Verwendung von Acetonitril mit 1% Essigsäure als Lösungsmittel DESI auf der Spritzenpumpe mit einer Flussrate von 5 ml / min drehen. Eine geringere Fließgeschwindigkeit verringert sich die Auswirkungen vor Ort Seite der DESI-Spray und effektive Pixelgröße, aber eine höhere Fließgeschwindigkeit kann notwendig sein, für eine ausreichende Empfindlichkeit. Daher ist die Fließgeschwindigkeit (in der Regel 1-5 ml / min) sollte für jede Anwendung und der gewünschten Empfindlichkeit und Auflösung optimiert werden. Stellen Sie sicher, dass die Spritze genug Lösungsmittel für die komplette Optimierung und Bildgebung bei gegebenen Durchsatz enthält. </li><li> Nachdem das Lösungsmittel erscheint tropft aus der Quelle Spitze, am Stickstoff Zerstäubergases drehen mit einem pressure von 160 psi. </li><li> Schalten Sie die Hochspannungs-Stromversorgung verbunden Ionenquelle Anwendung 3.600 V. </li></ol></li><li> Montieren Sie den Schieber auf der Bühne und Bewegung beginnen Ionenquelle und MS-Optimierung </li></ol> 2. DESI Optimization <ol><li> Die DESI-System besteht aus einer Quelle Sonde (siehe Abbildung 2), eine Spritze und Pumpe oder alternative Lösungsmittel Delivery-System, komprimierten Stickstoff, Übersetzung Probertisch und montieren. Fahren Sie mit DESI Quelle Optimierung einmal das Massenspektrometer hat für die entsprechende Massenbereich und Analyten abgestimmt worden. <ol><li> Wenn die Source-Komponenten nicht auf noch nicht eingeschaltet, um Abschnitte 1.5.1-3 für Richtungen beziehen. </li><li> Die Variablen in diesen Abschnitten sind für die Bildgebung von biologischen Geweben empfohlen. Allerdings sollten diese Variablen für verschiedene Arten von Gewebe oder Probe zu optimieren. Alternative Lösungsmittel, Strömungsgeschwindigkeiten, Zerstäubergases Drücke und Spannungen haben für Imagi gemeldetng von biologischen Geweben. 16-18 </li></ol></li><li> Stellen Sie sicher, dass zunächst die DESI-Quelle wird nicht berühren die Glasplatte, und nicht in jedem Teil des Gewebes Abschnitt gerichtet. Dadurch wird sichergestellt, dass die Sonde nicht in der ersten Optimierung beschädigt und nicht kontaminieren Teil der Einrichtung durch den Kontakt mit der Gewebeprobe. <ol><li> Eine gute Ausgangsposition ist mit der Spitze 3 mm von der Probenoberfläche und 5 mm von der MS Kapillareinlass, mit der Sonde in einem Winkel von 55 ° in Bezug auf die Probenoberfläche. Die innere Kapillare des DESI Sonde sollte erstrecken ~ 1 mm über den äußeren Kapillare. Alle diese Parameter optimiert werden. </li></ol></li><li> Die MS-Schnittstelle Kapillare sollte eine Sammlung Winkel von ca. 15 ° gegenüber der Oberfläche der Probe für eine optimale Übertragung von Ionen. Stellen Sie die Höhe der Bühne, so dass die MS Kapillare schwebt über der Oberfläche der Probe; die Kapillare sollte &lt;1 mm von der Oberfläche, so nah wie möglichohne sie zu berühren. </li><li> Ausrichten DESI Sonde in der X-Dimension in bezug auf die MS Kapillareinlass so dass sie direkt in einer Linie sind. </li><li> Passen Sie die y-und z-Positionen der DESI Quelle für optimale Empfindlichkeit mit der zusätzlichen Gewebeschnitt. Beachten Sie, dass die DESI Fühler bei einer Probenfläche gerichtet ist, wird es schließlich zu desorbieren und zu ionisieren sämtliche Analyten in diesem Bereich und das Signal wird nach und nach abnehmen, wenn dies geschieht. Darstellende diesen Schritt so schnell wie möglich ist wichtig. <ol><li> Daher gesamten Optimierungsprozess, muss die Probe unter dem Sprühkopf bewegt werden, um sicherzustellen, dass frische Probe analysiert wird und dass alle Änderungen in Signal aufgrund Quelle Optimierung, nicht Probe Erschöpfung sind. Allerdings, wenn man bedenkt, dass die vielfältigen chemischen Zusammensetzung der verschiedenen Regionen des Gewebes, ein direkter Vergleich der Ionenintensität über den gesamten Gewebeschnitt nicht ganz genau. Der Thalamus des Gehirns bietet eine einigermaßen großformatigen Bereich mitkonsequenter chemische Zusammensetzung, aber noch nicht perfekt gleichmäßig. Alternativ kann eine Kennzeichnung der roten Sharpie, die den Farbstoff Rhodamin 6G enthält ([M] +, m / z 443), auf dem Objektträger von der Probe eine starke MS Reaktion DESI und kann auch für die Optimierung verwendet werden, aber Angesichts der unterschiedlichen Form und Probe Analyten können diese Bedingungen noch nicht zu einem idealen Aufbau für biologisches Gewebe korreliert. </li><li> Empfohlene y Trennung zwischen Quelle Spitze und Kapillareinlass: ~ 4 mm, empfohlen z Trennung zwischen Spitze und Probenoberfläche: ~ 1,5 mm. Obwohl diese Parameter wird etwas anders für jede Versuchsanordnung. </li><li> Unter Berücksichtigung der Geometrie und der Winkel der Sonde, zu berücksichtigen, dass die y-und z-Dimension Positionen miteinander verbunden in Bezug auf die effektive Übertragung von Lösungsmittel und Analyt-haltigen Tröpfchen sind zu nehmen. Eine Veränderung einer Variablen erfordert eine nachträgliche Änderung in der anderen, die gleiche Sprayaufprall Position zu halten undihre Übertragung Winkeln. </li></ol></li><li> Stellen Sie den Abstand der inneren Kapillare extrudiert aus der äußeren Kapillare der Quelle für maximale Empfindlichkeit und minimale Auswirkungen Punktgröße. Achtung: Stellen Sie sicher, dass die hohe Spannung ausgeschaltet ist, während Sie diese Einstellung vornehmen. </li><li> Die Quelle Geometrie wird als optimal betrachtet werden, wenn das maximale Signal beobachtet wird. <ol><li> Die Variablen in den Abschnitten 2.5-2.6 optimiert sind miteinander verbunden, damit die Einstellung eines inhärent erfordern die Neujustierung des anderen, um den erforderlichen Source-sample-Einlaufgeometrie oder Anpassung der Bedingungen in Abschnitt 1.5.1 diskutiert pflegen- 3. </li></ol></li><li> Zusätzlich kann ein Heizelement umgebenden Transferkapillare dem Massenspektrometer Empfindlichkeit durch Erleichterung Desolvatisierung der geladenen Analyten Tröpfchen während der Ionisation erzeugt verbessern. Hier verwenden wir ein Seil gewickelt Heizung rund um den Transfer-Kapillare auf 100 ° C. </li></ol> 3. Tissue Imaging <ol><li> Während der Bildgebung, bewegt sich der Probenhalter die Probe unter der Sonde und DESI MS Einlasskapillare und alle anderen Komponenten stationär bleiben. Die Bewegung Parameter der Bühne sollte basierend auf DESI Auswirkungen plume Größe und optimale Empfindlichkeit gewählt werden. <ol><li> Eine größere Auswirkung plume wird in einer höheren Ionenintensität, da mehr Probe desorbiert führen, jedoch für die Bildgebung, wird es auch in einer größeren Pixelgröße und damit schlechter Bildauflösung führen. </li></ol></li><li> Die Übersetzung der Bühne in diesem Experiment verwendet ist die Heimat gebaut und von einem LabView-Programm, das für die Kontrolle der Rasterung Geschwindigkeit und Zeilenabstand für ein Bild mit vorgegebenen Abmessungen ermöglicht. Die Bühne Motion Control VI in diesem Experiment verwendet wird, ist es bei omnispect.bme.gatech.edu. Alternativ könnte ein im Handel erhältliches DESI Quelle und Bühne wie die automatisierte 2D Omni Spray Quelle Prosolia Inc. (Indianapolis, IN USA) verwendet werden. <ol><li> Für Hirngewebe eintypische Bild Größe ist 10 x 15 mm, und in Anbetracht der Bühne Bewegung Parameter verwendet, wird das Bild dauert ca. 3 Stunden. <ol><li> Programmieren Sie die LabView VI oder gleichwertig Steuerungssoftware für die gewünschte Bildgebung Bedingungen, mit einer Bühne Scangeschwindigkeit von 80 um / sec und Zeilenabstand zwischen den Zeilen von 200 um. Bei Verwendung des Omni Spray Quelle sollte Fahrparameter einer Scangeschwindigkeit von 100-200 um / sec und einem Linienabstand von 200 um eingestellt werden. Beachten Sie, dass diese Bewegung Parameter geändert werden abhängig von der Anzahl der gewünschten Pixel in jeder Dimension und notwendige Empfindlichkeit werden. <ol><li> Ein kleinerer Zeilenabstand ist gezeigt worden, um die Bildqualität zu verbessern, mit der Scan-Geschwindigkeit mit weniger Einfluss. 25 Allerdings ist es von Bedeutung ist zu beachten, dass diese nicht unbedingt auf und verbesserte Bildauflösung, wie das ist stark abhängig von Auswirkungen vor Ort Größe. Eine langsamere Scan-Geschwindigkeit und kleineren Zeilenabstand deutlich erhöhen wird die Zeit der Analyse und müssen deshalb optimiert werdenmiert auf jede Art von Gewebe oder Muster. </li></ol></li><li> Mit dem MS Spektrenerfassung auf 1 gesetzt scan / sec, und das Bild als 1 Pixel / Scan erstellt, definiert die Bühne Geschwindigkeit die Pixelgröße in der x-Dimension, während der Zeilenabstand bestimmt die Pixelgröße in y-Dimension. Obwohl die wahre Pixelgröße des Bildes größer ist als dieser aufgrund sprühen Ausbreitung ermöglicht langsamere Bewegung mehr Zeit für die Desorption und Detektion von Analyten. </li></ol></li><li> Geben Verzeichnispfad und Dateinamen für Position und Zeit Dateien, die bei Bildern im LabView VI aufgenommen werden. </li></ol></li><li> In Vorbereitung für massenspektrometrische Datenerfassung, berechnen die Gesamtzeit für die Bildgebung erforderlich. Das Labview Programm von unserer Gruppe verwendet automatisch stellt diesen Wert, aber wenn alternativen Steuerung verwendet wird, ist diese Berechnung erforderlich, dass die MS Datenerfassung Einstellungen. <ol><li> Bei Verwendung eines Omni Spray automatisierten Quelle und Stufe wird jede Zeile des Bildes nach erworbeneinzelnen läuft. Die Zeit pro Zeile und die Anzahl der Zeilen, die für Given Imaging Dimensionen werden anhand der Omni Spray-Software eingegeben werden in das Massenspektrometer Software. </li></ol></li><li> Stellen Sie sicher, dass das Massenspektrometer Scangeschwindigkeit 1 Spektrum / sec ist, und stellen Sie das Instrument Übernahme Zeit, um die gesamte Zeit berechnet übereinstimmen. <ol><li> Set spektralen Scan-Geschwindigkeit bis 1 Spektrum / sec. </li><li> Daten erfassen in PROFIL-Modus und stellen Sie sicher, dass die m / z-Bereich für die jeweilige Art von Interesse ist. Beachten Sie, dass DESI produziert auch mehrfach geladene Analyten, wie in ESI. </li><li> Set Akquisition Zeit zu Zeit durch Gesamtbild LabView angegebenen Anforderungen. </li></ol></li><li> Positionieren Sie den Spray Auswirkungen Fleck in der linken oberen Bereich des abzubildenden. </li><li> Beginnen Erwerb von MS-Daten und Bühne Bewegung gleichzeitig. </li><li> Nach Abschluss der Datenerfassung, zurückzukehren Massenspektrometer Standby-Modus. </li><li> Schalten Sie Hochspannung von DESI Quelle. </li><li> Drehen off Stickstoffgas. </li><li> Schalten Sie Spritzenpumpe. </li></ol> 4. Bildverarbeitung <ol><li> Massenspektrometrische Daten müssen in Kombination mit Phase Zeit und Positionsdaten als Textdateien gespeichert durch LabView &quot;gefaltet&quot; werden in ein 2D-Bild korreliert Koordinaten der Pixel mit der zugehörigen Spektren. Die hier präsentierten Bilder wurden unter Verwendung Matlab-basierte Software, die frei verfügbar ist: omnispect.bme.gatech.edu. Wenn die Daten erworben werden, mit der Omni Spray Quelle wird die Firefly Daten-Konvertierungs-Software verwendet, um die Daten-Cube für die Bild-Visualisierung in BioMAP (www.maldi-msi.org) erstellen. </li><li> Für die Daten der Jeol AccuTOF Massenspektrometer erworben, werden die aufgezeichneten Chromatogramm. CDF-Format zur weiteren Analyse exportiert werden. <ol><li> Mit der DataManager innerhalb MassCenter, zuerst konvertieren erfassten Daten an gebildetem Schwerpunkt Daten (Tools → Konvertieren Acquistion Daten an Centroid). Dann Export von Daten in. CDF-Format unter Verwendung der Tastenkombination Strg + Umschalt + E folgefolgt von Extras → Exportieren. </li></ol></li><li> Laden Sie die roh. Cdf Massenspektraldaten und die beiden Textdateien, Position und Zeit, um die OmniSpect Website. Firefly-verarbeiteten Bilddaten visualisiert werden in BioMAP. <ol><li> Die weitere Verarbeitung der Daten inklusive statistischer Auswertung von nicht-negative Matrix-Faktorisierung oder Plotten eines einzelnen Ions von Interesse können direkt auf der Website vorgenommen werden. </li><li> Alternativ kann die Rohdaten Würfel zur Analyse in Matlab exportiert werden. </li></ol></li></ol>

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	<li>Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+Imaging+of+Biological+Samples:+Localization+of+Peptides+and+Proteins+Using+MALDI-TOF+MS.">Molecular Imaging of Biological Samples: Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS.</a> Anal. Chem. 69, 4751-4760 (1997).</li><li>Pacholski, M. L., Winograd, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+with+Mass+Spectrometry.">Imaging with Mass Spectrometry.</a> Chem. Rev. 99, 2977-3006 (1999).</li><li>Wiseman, J. M., Ifa, D. R., Song, Q., Cooks, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+Imaging+at+Atmospheric+Pressure+Using+Desorption+Electrospray+Ionization+(DESI)+Mass+Spectrometry.">Tissue Imaging at Atmospheric Pressure Using Desorption Electrospray Ionization (DESI) Mass Spectrometry.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 45, 7188-7192 (2006).</li><li>Nemes, P., Laser Vertes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+Ablation+Electrospray+Ionization+for+Atmospheric+Pressure,+in+Vivo,+and+Imaging+Mass+Spectrometry.">Laser Ablation Electrospray Ionization for Atmospheric Pressure, in Vivo, and Imaging Mass Spectrometry.</a> Anal. Chem. 79, 8098-8106 (2007).</li><li>Nemes, P., Vertes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atmospheric-pressure+Molecular+Imaging+of+Biological+Tissues+and+Biofilms+by+LAESI+Mass+Spectrometry.">Atmospheric-pressure Molecular Imaging of Biological Tissues and Biofilms by LAESI Mass Spectrometry.</a> J. Vis. Exp. (43), e2097 (2010).</li><li>Van Berkel, G. J., Kertesz, V., Koeplinger, K. A., Vavrek, M., Kong, A. -. N. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liquid+microjunction+surface+sampling+probe+electrospray+mass+spectrometry+for+detection+of+drugs+and+metabolites+in+thin+tissue+sections.">Liquid microjunction surface sampling probe electrospray mass spectrometry for detection of drugs and metabolites in thin tissue sections.</a> J. Mass Spectrom. 43, 500-508 (2008).</li><li>Tak&#225;ts, Z., Wiseman, J. M., Gologan, B., Cooks, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mass+Spectrometry+Sampling+Under+Ambient+Conditions+with+Desorption+Electrospray+Ionization.">Mass Spectrometry Sampling Under Ambient Conditions with Desorption Electrospray Ionization.</a> Science. 306, 471-473 (2004).</li><li>Venter, A., Sojka, P. E., Cooks, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+Dynamics+and+Ionization+Mechanisms+in+Desorption+Electrospray+Ionization+Mass+Spectrometry.">Droplet Dynamics and Ionization Mechanisms in Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry.</a> Anal. Chem. 78, 8549-8555 (2006).</li><li>Costa, A. B., Cooks, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simulation+of+atmospheric+transport+and+droplet-thin+film+collisions+in+desorption+electrospray+ionization.">Simulation of atmospheric transport and droplet-thin film collisions in desorption electrospray ionization.</a> Chem. Commun. , 3915-3917 (2007).</li><li>Costa, A. B., Graham Cooks, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simulated+splashes:+Elucidating+the+mechanism+of+desorption+electrospray+ionization+mass+spectrometry.">Simulated splashes: Elucidating the mechanism of desorption electrospray ionization mass spectrometry.</a> Chem. Phys. Lett. 464, 1-8 (2008).</li><li>Konermann, L., Ahadi, E., Rodriguez, A. D., Vahidi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unraveling+the+Mechanism+of+Electrospray+Ionization.">Unraveling the Mechanism of Electrospray Ionization.</a> Anal. Chem. 85, 2-9 (2012).</li><li>Kebarle, P., Verkerk, U. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrospray:+From+ions+in+solution+to+ions+in+the+gas+phase,+what+we+know+now.">Electrospray: From ions in solution to ions in the gas phase, what we know now.</a> Mass Spectrom. Rev. 28, 898-917 (2009).</li><li>Green, F. M., Salter, T. L., Gilmore, I. S., Stokes, P., O'Connor, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+electrospray+solvent+composition+on+desorption+electrospray+ionisation+(DESI)+efficiency+and+spatial+resolution.">The effect of electrospray solvent composition on desorption electrospray ionisation (DESI) efficiency and spatial resolution.</a> Analyst. 135, 731-737 (2010).</li><li>Van Berkel, G. J., Kertesz, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+Sampling+and+Imaging+of+Analytes+Separated+on+Thin-Layer+Chromatography+Plates+Using+Desorption+Electrospray+Ionization+Mass+Spectrometry.">Automated Sampling and Imaging of Analytes Separated on Thin-Layer Chromatography Plates Using Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry.</a> Anal. Chem. 78, 4938-4944 (2006).</li><li>Ifa, D. R., Wu, C., Ouyang, Z., Cooks, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Desorption+electrospray+ionization+and+other+ambient+ionization+methods:+current+progress+and+preview.">Desorption electrospray ionization and other ambient ionization methods: current progress and preview.</a> Analyst. 135, 669-681 (2010).</li><li>Eberlin, L. S., Ferreira, C. R., Dill, A. L., Ifa, D. R., Cooks, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Desorption+electrospray+ionization+mass+spectrometry+for+lipid+characterization+and+biological+tissue+imaging.">Desorption electrospray ionization mass spectrometry for lipid characterization and biological tissue imaging.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1811, 946-960 (2011).</li><li>Wu, C., Ifa, D. R., Manicke, N. E., Cooks, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+imaging+of+adrenal+gland+by+desorption+electrospray+ionization+mass+spectrometry.">Molecular imaging of adrenal gland by desorption electrospray ionization mass spectrometry.</a> Analyst. 135, 28-32 (2010).</li><li>Wiseman, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Desorption+electrospray+ionization+mass+spectrometry:+Imaging+drugs+and+metabolites+in+tissues.">Desorption electrospray ionization mass spectrometry: Imaging drugs and metabolites in tissues.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 105, 18120-18125 (2008).</li><li>Eberlin, L. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Classifying+Human+Brain+Tumors+by+Lipid+Imaging+with+Mass+Spectrometry.">Classifying Human Brain Tumors by Lipid Imaging with Mass Spectrometry.</a> Cancer Res. 72, 645-654 (2012).</li><li>Wiseman, J. M., Ifa, D. R., Venter, A., Cooks, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ambient+molecular+imaging+by+desorption+electrospray+ionization+mass+spectrometry.">Ambient molecular imaging by desorption electrospray ionization mass spectrometry.</a> Nat. Protocols. 3, 517-524 (2008).</li><li>Van Berkel, G. J., Ford, M. J., Deibel, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thin-Layer+Chromatography+and+Mass+Spectrometry+Coupled+Using+Desorption+Electrospray+Ionization.">Thin-Layer Chromatography and Mass Spectrometry Coupled Using Desorption Electrospray Ionization.</a> Anal. Chem. 77, 1207-1215 (2005).</li><li>Lane, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Desorption+electrospray+ionization+mass+spectrometry+reveals+surface-mediated+antifungal+chemical+defense+of+a+tropical+seaweed.">Desorption electrospray ionization mass spectrometry reveals surface-mediated antifungal chemical defense of a tropical seaweed.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 106, 7314-7319 (2009).</li><li>Kertesz, V., Van Berkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scanning+and+Surface+Alignment+Considerations+in+Chemical+Imaging+with+Desorption+Electrospray+Mass+Spectrometry.">Scanning and Surface Alignment Considerations in Chemical Imaging with Desorption Electrospray Mass Spectrometry.</a> Anal. Chem. 80, 1027-1032 (2008).</li><li>Kertesz, V., Van Berkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+imaging+resolution+in+desorption+electrospray+ionization+mass+spectrometry.">Improved imaging resolution in desorption electrospray ionization mass spectrometry.</a> Rapid Commun. Mass Spectrom. 22, 2639-2644 (2008).</li><li>Campbell, D., Ferreira, C., Eberlin, L., Cooks, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+spatial+resolution+in+the+imaging+of+biological+tissue+using+desorption+electrospray+ionization.">Improved spatial resolution in the imaging of biological tissue using desorption electrospray ionization.</a> Anal. Bioanal. Chem. 404, 389-398 (2012).</li><li>Chaurand, P., Cornett, D. S., Angel, P. M., Caprioli, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Whole-body+Sections+Down+to+Cellular+Level,+Multiscale+Imaging+of+Phospholipids+by+MALDI+Mass+Spectrometry.">From Whole-body Sections Down to Cellular Level, Multiscale Imaging of Phospholipids by MALDI Mass Spectrometry.</a> Mol. Cell. Proteomics. 10, (2011).</li><li>Dill, A., Eberlin, L., Costa, A., Ifa, D., Cooks, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Data+quality+in+tissue+analysis+using+desorption+electrospray+ionization.">Data quality in tissue analysis using desorption electrospray ionization.</a> Anal. Bioanal. Chem. 401, 1949-1961 (2011).</li><li>Jackson, S. N., Wang, H. -. Y. J., Woods, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Profiling+of+Lipid+Distribution+in+Brain+Tissue+Using+MALDI-TOFMS.">Direct Profiling of Lipid Distribution in Brain Tissue Using MALDI-TOFMS.</a> Anal. Chem. 77, 4523-4527 (2005).</li><li>Jackson, S. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MALDI-ion+mobility-TOFMS+imaging+of+lipids+in+rat+brain+tissue.">MALDI-ion mobility-TOFMS imaging of lipids in rat brain tissue.</a> J. Mass Spectrom. 42, 1093-1098 (2007).</li><li>Wang, H. -. Y. J., Post, S. N. J. J., Woods, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+minimalist+approach+to+MALDI+imaging+of+glycerophospholipids+and+sphingolipids+in+rat+brain+sections.">A minimalist approach to MALDI imaging of glycerophospholipids and sphingolipids in rat brain sections.</a> Int. J. Mass Spectrom. 278, 143-149 (2008).</li><li>Wu, B., Becker, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+of+elements+and+molecules+in+biological+tissues+and+cells+in+the+low-micrometer+and+nanometer+range.">Imaging of elements and molecules in biological tissues and cells in the low-micrometer and nanometer range.</a> Int. J. Mass Spectrom. 307, 112-122 (2011).</li><li>Eberlin, L. S., Ifa, D. R., Wu, C., Cooks, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Vizualization+of+Mouse+Brain+by+Lipid+Analysis+Using+Ambient+Ionization+Mass+Spectrometry.">Three-Dimensional Vizualization of Mouse Brain by Lipid Analysis Using Ambient Ionization Mass Spectrometry.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 49, 873-876 (2010).</li><li>Seeley, E. H., Caprioli, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+Imaging+by+Mass+Spectrometry:+A+New+Frontier.">3D Imaging by Mass Spectrometry: A New Frontier.</a> Anal. Chem. 84, 2105-2110 (2012).</li><li>Nemes, P., Barton, A. A., Vertes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Imaging+of+Metabolites+in+Tissues+under+Ambient+Conditions+by+Laser+Ablation+Electrospray+Ionization+Mass+Spectrometry.">Three-Dimensional Imaging of Metabolites in Tissues under Ambient Conditions by Laser Ablation Electrospray Ionization Mass Spectrometry.</a> Anal. Chem. 81, 6668-6675 (2009).</li><li>Pulfer, M., Murphy, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrospray+mass+spectrometry+of+phospholipids.">Electrospray mass spectrometry of phospholipids.</a> Mass Spectrom. Rev. 22, 332-364 (2003).</li><li>Han, X., Holtzman, D. M., McKeel, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasmalogen+deficiency+in+early+Alzheimer's+disease+subjects+and+in+animal+models:+molecular+characterization+using+electrospray+ionization+mass+spectrometry.">Plasmalogen deficiency in early Alzheimer's disease subjects and in animal models: molecular characterization using electrospray ionization mass spectrometry.</a> J. Neurochem. 77, 1168-1180 (2001).</li><li>Murphy, E. J., Schapiro, M. B., Rapoport, S. I., Shetty, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phospholipid+composition+and+levels+are+altered+in+down+syndrome+brain.">Phospholipid composition and levels are altered in down syndrome brain.</a> Brain Res. 867, 9-18 (2000).</li><li>Han, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alterations+in+Myocardial+Cardiolipin+Content+and+Composition+Occur+at+the+Very+Earliest+Stages+of+Diabetes:+A+Shotgun+Lipidomics+Study.">Alterations in Myocardial Cardiolipin Content and Composition Occur at the Very Earliest Stages of Diabetes: A Shotgun Lipidomics Study.</a> Biochemistry. 46, 6417-6428 (2007).</li></ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Die Optimierung der DESI Quellgeometrie ist entscheidend für eine erfolgreiche MSI Experimente. Die mehreren Variablen, die zur Ausrichtung des Systems unmittelbar auf Empfindlichkeit und Auflösung. Wenn während der Optimierung, hat der Experimentator Schwierigkeiten bei der Beschaffung Signal, empfehlen wir die Verwendung rot Sharpie Stelle auf der Folie als Maßstab gezeichnet; der Farbstoff Rhodamin 6G, m / z 443, erzeugt ein starkes Signal in der positiven Ionen-Modus und kann verwendet werden für anfängliche O...

A correction was made to <a href="http://www.jove.com/video/50575" target="_parent">Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry</a>. There was an error with an author's name. The author's surname was appended with a missing character:
Rachel V. Bennett
instead of:
Rachel V. Bennet

Erratum: Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Untargeted Bildgebung mittels Massenspektrometrie ermöglicht die Übernahme von chemischen Informationen für die Entdeckung und Hypothesen-generierenden Anwendungen. Gezielte Bildgebung eines bekannten chemischen von Interesse auf der anderen Seite kann eine erhöhte Empfindlichkeit und Selektivität durch spezifische Verfahren Entwicklung zu erleichtern. Massenspektrometrie Imaging (MSI) wird am häufigsten auf Gewebe mit MALDI, 1 Sekundärionen-Massenspektrometrie (SIMS), 2 und Umgebungstemperatur Ionisation Techniken, einschließlich Desorption Elektrospray-Ionisation (DESI), 3 Laserablation-Elektrospray-Ionisation (LAESI), 4 durchgeführt, 5 und flüssigen Mikro-junction-Oberfläche Probenahmesonde (LMJ-SSP). 6 In MALDI und SIMS, müssen die Proben physikalisch aus der Probe entfernt werden, und müssen flach und dünn, wie sie im Hochvakuum analysiert. MALDI erfordert Beschichtung der Probe mit einer Strahlung absorbierenden Matrix, das Hinzufügen einer zusätzlichen und umständlich Schritt zur Probenvorbereitung. SIMShat die höchste laterale Auflösung, aber Beschuss mit hochenergetischen Teilchen verursacht umfangreiche molekulare Fragmentierung. Deshalb füllen MSI durch Umgebungslicht Methoden eine Nische, wo weiche Analyse mit minimaler Probenvorbereitung ist wünschenswert. Doch bis heute werden alle Methoden noch durch das Erfordernis der flachen Probe Flächen begrenzt. DESI verwendet eine pneumatisch unterstützte aufgeladen Lösungsmittel Spray an der Probenoberfläche gerichtet zu desorbieren und zu ionisieren Analyten. 7 Das Arbeitsmodell für die Desorption und anschließende Ionisation durch DESI als &quot;Tropfen Pick-up-Modell&quot; bekannt ist. 8-10 Die geladenen primären Tröpfchen hergestellt von der DESI Sonde mit der Oberfläche kollidiert, Benetzung und Ausbildung einer Dünnschicht, in die der Analyt durch eine Fest-Flüssig-microextraction Mechanismus 8 Nachfolgende Tröpfchenkollisionen ergeben Impulsübertragung und Start des zweiten Tröpfchen, die das Material von der Oberfläche entnommen wird aufgelöst . 9,10 Letztlich GasPhase Ionen sind vermutlich durch ESI Fortsätze nach dem Ionenverdampfung, Ladung Rückstand Modelle oder andere Modelle, 11 hergestellt werden, wobei der genaue Ionenbildung Verfahren DESI erst noch zu experimentell bewiesen. 12 DESI Empfindlichkeit ist stark abhängig von der Löslichkeit der Analyt in dem Solvens, wie Desorption beruht auf der lokalisierten microextraction. 13 In Verbindung mit einem Software-gesteuerten Probentisch verwendet, wird die Probe mit unidirektional Spur Schrittmotors unter der DESI Ionisationselektrode abgetastet und durch den Zeitbereich, m / z Informationen mit der chemischen Spezies räumliche Verteilung (Fig. 1) korreliert. Seit dem ersten proof of principle DESI-MSI Experiment von Van Berkel und Kertesz im Jahr 2006 berichtet, hat 14 die Technik deutlich gereift 15 mit gemeldeten Anwendungen in der Analyse von Lipiden, 3,16 Drogenmetaboliten 17,18 disease Biomarker, 19 Hirngewebe, 3,18,20 Lungengewebe, 18 Nierengewebe, 18 Hodengewebe, 18 Nebennieren, 17 Dünnschichtchromatographieplatten, 21 und Algen Oberflächen. 22. Die Routine Auflösung von Bildern von DESI-MSI erhaltene 100-200 um, die letztlich durch die wirksame Fläche durch das Spray extrahiert wird bestimmt, sondern Auflösungen so niedrig wie 40 um berichtet worden. 23-25 ​​Solche Auflösung und einfache Analyse macht DESI-MSI geeignet für die schnelle und einfache Analyse von biologischen Gewebeproben mit Oberflächen im Bereich 0,5-5 cm 2, so dass der Erwerb von wertvollen Geodaten besser zu verstehen biologischen Prozessen 26. Hier wird als ein Beispiel für eine typische DESI-MSI-Anwendung, überprüfen wir die Einzelheiten des Verfahrens für die Durchführung einer erfolgreichen Experiment mit bildgebenden von Lipiden im Rattenhirn Gewebe. Die beiden wichtigsten Schritte in dem Protokoll sind dieGewebepräparation 27 und DESI Optimierung der Ionenquelle, wie unten beschrieben.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="always">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Tissue-Tek O.C.T. Compound</td>
			<td>Sakura-Finetek</td>
			<td>4583</td>
			<td><a href="http://www.sakuraeu.com/products/showitem.asp?cat=11&amp;subcat=48" target="_blank">http://www.sakuraeu.com/products/showitem.asp?cat=11&amp;subcat=48</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Acetonitrile</td>
			<td>EMD</td>
			<td>AX0156-6</td>
			<td>OmniSolv, LC-MS Grade</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Acetic Acid</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>695092-500 ml</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Cryostat microtome</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>CryoStar* NX70</td>
			<td>Any available microtome can be used for tissue sectioning <a href=" http://www.thermoscientific.com/ecomm/servlet/productsdetail?productId=13958375&amp;groupType=PRODUCT&amp;searchType=0&amp;storeId=11152&amp;from=search&amp;ca=cryostar" target="_blank"> http://www.thermoscientific.com/ecomm/servlet/productsdetail?productId=13958375&amp;groupType=PRODUCT&amp;searchType=0&amp;storeId=11152&amp;from=search&amp;ca=cryostar</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Omni Spray;DESI Spray Head</td>
			<td>Prosolia Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Can also use the 2-D Omni Spray; Source kit instead of assembling components of imaging experiment <a href=" http://www.prosolia.com/sources.php" target="_blank"> http://www.prosolia.com/sources.php</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>High Voltage Power Supply</td>
			<td>Stanford Research Systems, Inc.</td>
			<td>PS350/5000V-25W</td>
			<td><a href="http://www.thinksrs.com/products/PS300.htm" target="_blank">http://www.thinksrs.com/products/PS300.htm</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Rope heater, RTD, controller</td>
			<td>Omega</td>
			<td></td>
			<td><a href="http://www.omega.com/toc_asp/subsectionSC.asp?subsection=M02&amp;book=Heaters" target="_blank">http://www.omega.com/toc_asp/subsectionSC.asp?subsection=M02&amp;book=Heaters</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Labview</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>Version 7.1 </td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Translational stage</td>
			<td>Prior Scientific</td>
			<td>Optiscan II</td>
			<td><a href="http://www.prior.com/productinfo_auto_motorized_optiscan.html" target="_blank">http://www.prior.com/productinfo_auto_motorized_optiscan.html</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>AccuTOF Mass Spectrometer</td>
			<td>JEOL</td>
			<td>JMS-T100LC</td>
			<td>Can use any mass spectrometer equipped with an extended capillary atmospheric pressure interface</td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

imaging of biological tissues by desorption electrospray ionization mass spectrometry

Massenspektrometrie Imaging (MSI) bietet ungezielte molekularen Informationen mit der höchsten Spezifität und räumlicher Auflösung für die Untersuchung von biologischen Geweben zu den hundert bis zehn Mikrometer-Skala. Wenn unter Umgebungsbedingungen durchgeführt wird Probe Vorbehandlung überflüssig und vereinfacht damit das Protokoll unter Beibehaltung der hohen Qualität der erhaltenen Informationen. Desorption Elektrospray-Ionisation (DESI) ist ein Spray auf Umgebungstemperatur MSI Technik, die für die direkte Entnahme von Oberflächen im Freien, auch in vivo ermöglicht. In Verbindung mit einem Software-gesteuerten Probentisch verwendet, wird die Probe unter der DESI Ionisationselektrode gerastert und in den Zeitbereich, m / z Informationen mit der chemischen Spezies räumliche Verteilung korreliert. Die Genauigkeit der DESI-MSI Ausgang hängt von der Quelle Ausrichtung und Positionierung in Bezug auf die Probenoberfläche und Massenspektrometer Einlass. Hier prüfen wir, wie man Gewebeschnitte für DESI vorzubereiten imaging und zusätzlichen experimentellen Bedingungen, die direkt auf die Bildqualität. Insbesondere beschreiben wir das Protokoll für die Bildgebung von Rattenhirn Gewebeschnitten durch DESI-MSI.

Abbildung 3 zeigt ein repräsentatives Spektrum von einer unbehandelten Rattenhirn Abschnitt erhalten. Im positiven Modus wird das Massenspektrum von Phosphatidylcholine aufgrund ihres hohen Ionisierungseffizienz (zurückzuführen auf die positiv geladenen quaternären Ammoniumgruppen) dominiert. Die gesamte Ionenbild der Gewebeschnitt ist auch in Fig. 3 gezeigt, mit umfangreicher Signal über den gesamten Abschnitt des Gehirns. Key Lipide erfasst sind in Tabelle 1 durc...

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Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Desorption Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie (DESI-MS) ist eine Methode, mit der Umgebungsluft Proben, einschließlich biologischen Geweben, mit minimaler Probenvorbereitung abgebildet werden kann. Durch Rastern der Probe unterhalb der Ionisationselektrode, bietet dieses Spray-basierte Technik ausreichender räumlicher Auflösung auf molekularen Eigenschaften von Interesse in Gewebeschnitten zu erkennen.

Imaging von biologischem Gewebe durch Desorption Elektrospray-Ionisation-Massenspektrometrie

Mass spectrometry imaging (MSI) provides untargeted molecular information with the highest specificity and spatial resolution for investigating biological ...

imaging-biological-tissues-desorption-electrospray-ionization-mass

Research

JoVE Journal

Bioengineering

18.4K Aufrufe.  Georgia Institute of Technology. Desorption Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie (DESI-MS) ist eine Methode, mit der Umgebungsluft Proben, einschließlich biologischen Geweben, mit minimaler Probenvorbereitung abgebildet werden kann. Durch Rastern der Probe unterhalb der Ionisationselektrode, bietet dieses Spray-basierte Technik ausreichender räumlicher Auflösung auf molekularen Eigenschaften von Interesse in Gewebeschnitten zu erkennen.

Serie: Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Characterizing Bacterial Volatiles using Secondary Electrospray Ionization Mass Spectrometry (SESI-MS)

Secondary electrospray ionization mass spectrometry (SESI-MS) is a method developed for the rapid detection of volatile compounds, without the need for sample pretreatment. The method was first described by Fenn and colleagues1 and has been applied to the detection of illicit drugs2 and explosives3-4, the characterization of skin volatiles5, and the analysis of breath6-7.
SESI ionization occurs by proton transfer reactions between the electrospray solution and the volatile analyte, and is therefore suitable for the analysis of hetero-organic molecules, just as in traditional electrospray ionization (ESI). However, unlike standard ESI, the proton transfer process of SESI occurs in the vapor phase rather than in solution (Fig. 1), and therefore SESI is best suited for detecting organic volatiles and aerosols.
We are expanding the use of SESI-MS to the detection of bacterial volatiles as a method for bacterial identification and characterization8. We have demonstrated that SESI-MS volatile fingerprinting, combined with a statistical analysis method, can be used to differentiate bacterial genera, species, and mixed cultures in a variety of growth media.8 Here we provide the steps for obtaining bacterial volatile fingerprints using SESI-MS, including the instrumental parameters that should be optimized to ensure robust bacterial identification and characterization.

Characterizing Bacterial Volatiles using Secondary Electrospray Ionization Mass Spectrometry SESI-MS

Secondary electrospray ionization mass spectrometry (SESI-MS) enables the detection of volatile organic compounds (VOCs) without the need for any sample pretreatment. This protocol provides instructions for the rapid (within minutes) characterization of bacterial VOCs using SESI-MS.

Charakterisierung Bakterielle Flüchtige mit Secondary Elektrospray-Ionisation-Massenspektrometrie (SESI-MS)

Secondary electrospray ionization mass spectrometry (SESI-MS) is a method developed for the rapid detection of volatile compounds, without the need for ...

Forschung

Biotechnik

High Resolution 3D Imaging of Ex-Vivo Biological Samples by Micro CT

Non-destructive volume visualization can be achieved only by tomographic techniques, of which the most efficient is the x-ray micro computerized tomography (&mu;CT).
High resolution &mu;CT is a very versatile yet accurate (1-2 microns of resolution) technique for 3D examination of ex-vivo biological samples1, 2. As opposed to electron tomography, the &mu;CT allows the examination of up to 4 cm thick samples. This technique requires only few hours of measurement as compared to weeks in histology. In addition, &mu;CT does not rely on 2D stereologic models, thus it may complement and in some cases can even replace histological methods3, 4, which are both time consuming and destructive. Sample conditioning and positioning in &mu;CT is straightforward and does not require high vacuum or low temperatures, which may adversely affect the structure. The sample is positioned and rotated 180&deg; or 360&deg;between a microfocused x-ray source and a detector, which includes a scintillator and an accurate CCD camera, For each angle a 2D image is taken, and then the entire volume is reconstructed using one of the different available algorithms5-7. The 3D resolution increases with the decrease of the rotation step. The present video protocol shows the main steps in preparation, immobilization and positioning of the sample followed by imaging at high resolution.

High Resolution 3D Imaging of Ex-Vivo Biological Samples by Micro CT

Non-destructive volume visualization can be achieved only by tomographic techniques, of which the most efficient is the x-ray micro computerized tomography ( CT).

Hochauflösende 3D Imaging von Ex-Vivo Biologische Proben von Micro-CT

Non-destructive volume visualization can be achieved only by tomographic techniques, of which the most efficient is the x-ray micro computerized ...

Bacterial Immobilization for Imaging by Atomic Force Microscopy

AFM is a high-resolution (nm scale) imaging tool that mechanically probes a surface. It has the ability to image cells and biomolecules, in a liquid environment, without the need to chemically treat the sample. In order to accomplish this goal, the sample must sufficiently adhere to the mounting surface to prevent removal by forces exerted by the scanning AFM cantilever tip. In many instances, successful imaging depends on immobilization of the sample to the mounting surface. Optimally, immobilization should be minimally invasive to the sample such that metabolic processes and functional attributes are not compromised. By coating freshly cleaved mica surfaces with porcine (pig) gelatin, negatively charged bacteria can be immobilized on the surface and imaged in liquid by AFM. Immobilization of bacterial cells on gelatin-coated mica is most likely due to electrostatic interaction between the negatively charged bacteria and the positively charged gelatin. Several factors can interfere with bacterial immobilization, including chemical constituents of the liquid in which the bacteria are suspended, the incubation time of the bacteria on the gelatin coated mica, surface characteristics of the bacterial strain and the medium in which the bacteria are imaged. Overall, the use of gelatin-coated mica is found to be generally applicable for imaging microbial cells.

Live Gram-negative and Gram-positive bacteria can be immobilized on gelatin-coated mica and imaged in liquid using Atomic Force Microscopy (AFM).

Bakterielle Immobilisierung für Imaging von Atomic Force Microscopy

AFM is a high-resolution (nm scale) imaging tool that mechanically probes a surface.  It has the ability to image cells and biomolecules, in a liquid ...

Cellular Lipid Extraction for Targeted Stable Isotope Dilution Liquid Chromatography-Mass Spectrometry Analysis

The metabolism of fatty acids, such as arachidonic acid (AA) and linoleic acid (LA), results in the formation of oxidized bioactive lipids, including numerous stereoisomers1,2. These metabolites can be formed from free or esterified fatty acids. Many of these oxidized metabolites have biological activity and have been implicated in various diseases including cardiovascular and neurodegenerative diseases, asthma, and cancer3-7. Oxidized bioactive lipids can be formed enzymatically or by reactive oxygen species (ROS). Enzymes that metabolize fatty acids include cyclooxygenase (COX), lipoxygenase (LO), and cytochromes P450 (CYPs)1,8. Enzymatic metabolism results in enantioselective formation whereas ROS oxidation results in the racemic formation of products.
While this protocol focuses primarily on the analysis of AA- and some LA-derived bioactive metabolites; it could be easily applied to metabolites of other fatty acids. Bioactive lipids are extracted from cell lysate or media using liquid-liquid (l-l) extraction. At the beginning of the l-l extraction process, stable isotope internal standards are added to account for errors during sample preparation. Stable isotope dilution (SID) also accounts for any differences, such as ion suppression, that metabolites may experience during the mass spectrometry (MS) analysis9. After the extraction, derivatization with an electron capture (EC) reagent, pentafluorylbenzyl bromide (PFB) is employed to increase detection sensitivity10,11. Multiple reaction monitoring (MRM) is used to increase the selectivity of the MS analysis. Before MS analysis, lipids are separated using chiral normal phase high performance liquid chromatography (HPLC). The HPLC conditions are optimized to separate the enantiomers and various stereoisomers of the monitored lipids12. This specific LC-MS method monitors prostaglandins (PGs), isoprostanes (isoPs), hydroxyeicosatetraenoic acids (HETEs), hydroxyoctadecadienoic acids (HODEs), oxoeicosatetraenoic acids (oxoETEs) and oxooctadecadienoic acids (oxoODEs); however, the HPLC and MS parameters can be optimized to include any fatty acid metabolites13.
Most of the currently available bioanalytical methods do not take into account the separate quantification of enantiomers. This is extremely important when trying to deduce whether or not the metabolites were formed enzymatically or by ROS. Additionally, the ratios of the enantiomers may provide evidence for a specific enzymatic pathway of formation. The use of SID allows for accurate quantification of metabolites and accounts for any sample loss during preparation as well as the differences experienced during ionization. Using the PFB electron capture reagent increases the sensitivity of detection by two orders of magnitude over conventional APCI methods. Overall, this method, SID-LC-EC-atmospheric pressure chemical ionization APCI-MRM/MS, is one of the most sensitive, selective, and accurate methods of quantification for bioactive lipids.

This protocol will demonstrate the extraction and analysis of free and esterified bioactive fatty acids from cells. Fatty acids are accurately quantified using stable isotope dilution, chiral liquid chromatography, electron capture atmospheric chemical ionization multiple reaction monitoring mass spectrometry (SID-LC-ECAPCI-MRM/MS).

Cellular Lipidextraktion für Targeted Stable Isotope Dilution Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie-Analyse

The metabolism of fatty acids, such as arachidonic acid (AA) and linoleic acid (LA), results in the formation of oxidized bioactive lipids, including ...

Analyzing Cellular Internalization of Nanoparticles and Bacteria by Multi-spectral Imaging Flow Cytometry

Nanoparticulate systems have emerged as valuable tools in vaccine delivery through their ability to efficiently deliver cargo, including proteins, to antigen presenting cells1-5. Internalization of nanoparticles (NP) by antigen presenting cells is a critical step in generating an effective immune response to the encapsulated antigen. To determine how changes in nanoparticle formulation impact function, we sought to develop a high throughput, quantitative experimental protocol that was compatible with detecting internalized nanoparticles as well as bacteria. To date, two independent techniques, microscopy and flow cytometry, have been the methods used to study the phagocytosis of nanoparticles. The high throughput nature of flow cytometry generates robust statistical data. However, due to low resolution, it fails to accurately quantify internalized versus cell bound nanoparticles. Microscopy generates images with high spatial resolution; however, it is time consuming and involves small sample sizes6-8. Multi-spectral imaging flow cytometry (MIFC) is a new technology that incorporates aspects of both microscopy and flow cytometry that performs multi-color spectral fluorescence and bright field imaging simultaneously through a laminar core. This capability provides an accurate analysis of fluorescent signal intensities and spatial relationships between different structures and cellular features at high speed.
	Herein, we describe a method utilizing MIFC to characterize the cell populations that have internalized polyanhydride nanoparticles or Salmonella enterica serovar Typhimurium. We also describe the preparation of nanoparticle suspensions, cell labeling, acquisition on an ImageStreamX system and analysis of the data using the IDEAS application. We also demonstrate the application of a technique that can be used to differentiate the internalization pathways for nanoparticles and bacteria by using cytochalasin-D as an inhibitor of actin-mediated phagocytosis.

In this article, we describe a method utilizing multi-spectral imaging flow cytometry to quantify the internalization of polyanhydride nanoparticles or bacteria by RAW 264.7 cells.

Die Analyse der zellulären Internalisierung Nanopartikel und Bakterien durch Multi-Spectral Imaging Durchflusszytometrie

Nanoparticulate  systems have emerged as valuable tools in vaccine delivery through their  ability to efficiently deliver cargo, including proteins, to ...

Sample Preparation Strategies for Mass Spectrometry Imaging of 3D Cell Culture Models

Three dimensional cell cultures are attractive models for biological research. They combine the flexibility and cost-effectiveness of cell culture with some of the spatial and molecular complexity of tissue. For example, many cell lines form 3D structures given appropriate in vitro conditions. Colon cancer cell lines form 3D cell culture spheroids, in vitro mimics of avascular tumor nodules. While immunohistochemistry and other classical imaging methods are popular for monitoring the distribution of specific analytes, mass spectrometric imaging examines the distribution of classes of molecules in an unbiased fashion. While MALDI mass spectrometric imaging was originally developed to interrogate samples obtained from humans or animal models, this report describes the analysis of in vitro three dimensional cell cultures, including improvements in sample preparation strategies. Herein is described methods for growth, harvesting, sectioning, washing, and analysis of 3D cell cultures via matrix-assisted laser desorption/ionization-mass spectrometry (MALDI-MS) imaging. Using colon carcinoma 3D cell cultures as a model system, this protocol demonstrates the ability to monitor analytes in an unbiased fashion across the 3D cell culture system with MALDI-MSI.

Immortalized cancer cell lines can be grown as 3D cell cultures, a valuable model for biological research. This protocol describes mass spectrometry imaging of 3D cell cultures, including improvements in the sample preparation platform. The goal of this protocol is to instruct users to prepare 3D cell cultures for mass spectrometry imaging analysis.

Probenvorbereitung Strategien für Massenspektrometrie Imaging von 3D-Zellkulturmodelle

Three dimensional cell cultures are attractive models for biological research. They combine the flexibility and cost-effectiveness of cell culture with ...

Qualitative Characterization of the Aqueous Fraction from Hydrothermal Liquefaction of Algae Using 2D Gas Chromatography with Time-of-flight Mass Spectrometry

Two-dimensional gas chromatography coupled with time-of-flight mass spectrometry is a powerful tool for identifying and quantifying chemical components in complex mixtures. It is often used to analyze gasoline, jet fuel, diesel, bio-diesel and the organic fraction of bio-crude/bio-oil. In most of those analyses, the first dimension of separation is non-polar, followed by a polar separation. The aqueous fractions of bio-crude and other aqueous samples from biofuels production have been examined with similar column combinations. However, sample preparation techniques such as derivatization, solvent extraction, and solid-phase extraction were necessary prior to analysis. In this study, aqueous fractions obtained from the hydrothermal liquefaction of algae were characterized by two-dimensional gas chromatography coupled with time-of-flight mass spectrometry without prior sample preparation techniques using a polar separation in the first dimension followed by a non-polar separation in the second. Two-dimensional plots from this analysis were compared with those obtained from the more traditional column configuration. Results from qualitative characterization of the aqueous fractions of algal bio-crude are discussed in detail. The advantages of using a polar separation followed by a non-polar separation for characterization of organics in aqueous samples by two-dimensional gas chromatography coupled with time-of-flight mass spectrometry are highlighted.

A two-dimensional gas chromatography-time-of-flight mass spectrometry method is described for characterization of the aqueous fraction of bio-crude produced from hydrothermal liquefaction of algae. This protocol can also be employed to analyze the aqueous fraction of liquid products from fast pyrolysis, catalytic fast pyrolysis, catalytic deoxygenation and hydro-treating.

Qualitative Charakterisierung der wässrigen Fraktion von hydrothermale Verflüssigung von Algen mit Hilfe von 2D-Gaschromatographie mit Time-of-Flight Mass Spectrometry

Two-dimensional gas chromatography coupled with time-of-flight mass spectrometry is a powerful tool for identifying and quantifying chemical components in ...

Whole-body Mass Spectrometry Imaging by Infrared Matrix-assisted Laser Desorption Electrospray Ionization (IR-MALDESI)

Ambient ionization sources for mass spectrometry (MS) have been the subject of much interest in the past decade. Matrix-assisted laser desorption electrospray ionization (MALDESI) is an example of such methods, where features of matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI) (e.g., pulsed nature of desorption) and electrospray ionization (ESI) (e.g., soft-ionization) are combined. One of the major advantages of MALDESI is its inherent versatility. In MALDESI experiments, an ultraviolet (UV) or infrared (IR) laser can be used to resonantly excite an endogenous or exogenous matrix. The choice of matrix is not analyte dependent, and depends solely on the laser wavelength used for excitation. In IR-MALDESI experiments, a thin layer of ice is deposited on the sample surface as an energy-absorbing matrix. The IR-MALDESI source geometry has been optimized using statistical design of experiments (DOE) for analysis of liquid samples as well as biological tissue specimens. Furthermore, a robust IR-MALDESI imaging source has been developed, where a tunable mid-IR laser is synchronized with a computer controlled XY translational stage and a high resolving power mass spectrometer. A custom graphical user interface (GUI) allows user selection of the repetition rate of the laser, number of shots per voxel, step-size of the sample stage, and the delay between the desorption and scan events for the source. IR-MALDESI has been used in variety of applications such as forensic analysis of fibers and dyes and MSI of biological tissue sections. Distribution of different analytes ranging from endogenous metabolites to exogenous xenobiotics within tissue sections can be measured and quantified using this technique. The protocol presented in this manuscript describes major steps necessary for IR-MALDESI MSI of whole-body tissue sections.

Whole-body Mass Spectrometry Imaging by Infrared Matrix-assisted Laser Desorption Electrospray Ionization IR-MALDESI

A mass spectrometry imaging (MSI) source operated at atmospheric pressure was developed by coupling mid-infrared laser desorption and electrospray post-ionization. Exogenous ice matrix was used as the energy-absorbing matrix to facilitate resonant desorption of tissue-related material. This manuscript provides a step-by-step protocol for performing IR-MALDESI MSI of whole-body neonatal mouse.

Ganzkörper-Massenspektrometrie Imaging durch Infrarot-Matrix-assistierte Laser-Desorptions-Elektrospray-Ionisations (IR-MALDESI)

Ambient ionization sources for mass spectrometry (MS) have been the subject of much interest in the past decade. Matrix-assisted laser desorption ...

Engineering Three-dimensional Epithelial Tissues Embedded within Extracellular Matrix

The architecture of branched organs such as the lungs, kidneys, and mammary glands arises through the developmental process of branching morphogenesis, which is regulated by a variety of soluble and physical signals in the microenvironment. Described here is a method created to study the process of branching morphogenesis by forming engineered three-dimensional (3D) epithelial tissues of defined shape and size that are completely embedded within an extracellular matrix (ECM). This method enables the formation of arrays of identical tissues and enables the control of a variety of environmental factors, including tissue geometry, spacing, and ECM composition. This method can also be combined with widely used techniques such as traction force microscopy (TFM) to gain more information about the interactions between cells and their surrounding ECM. The protocol can be used to investigate a variety of cell and tissue processes beyond branching morphogenesis, including cancer invasion.

This manuscript describes a soft lithography-based technique to engineer uniform arrays of three-dimensional (3D) epithelial tissues of defined geometry surrounded by extracellular matrix. This method is amenable to a wide variety of cell types and experimental contexts and allows for high-throughput screening of identical replicates.

Technik Dreidimensionale Epithelgewebe Eingebettet in extrazellulären Matrix

The architecture of branched organs such as the lungs, kidneys, and mammary glands arises through the developmental process of branching morphogenesis, ...

Engineering 'Golden' Fluorescence by Selective Pressure Incorporation of Non-canonical Amino Acids and Protein Analysis by Mass Spectrometry and Fluorescence

Fluorescent proteins are fundamental tools for the life sciences, in particular for fluorescence microscopy of living cells. While wild-type and engineered variants of the green fluorescent protein from Aequorea victoria (avGFP) as well as homologs from other species already cover large parts of the optical spectrum, a spectral gap remains in the near-infrared region, for which avGFP-based fluorophores are not available. Red-shifted fluorescent protein (FP) variants would substantially expand the toolkit for spectral unmixing of multiple molecular species, but the naturally occurring red-shifted FPs derived from corals or sea anemones have lower fluorescence quantum yield and inferior photo-stability compared to the avGFP variants. Further manipulation and possible expansion of the chromophore&#39;s conjugated system towards the far-red spectral region is also limited by the repertoire of 20 canonical amino acids prescribed by the genetic code. To overcome these limitations, synthetic biology can achieve further spectral red-shifting via insertion of non-canonical amino acids into the chromophore triad. We describe the application of SPI to engineer avGFP variants with novel spectral properties. Protein expression is performed in a tryptophan-auxotrophic E. coli strain and by supplementing growth media with suitable indole precursors. Inside the cells, these precursors are converted to the corresponding tryptophan analogs and incorporated into proteins by the ribosomal machinery in response to UGG codons. The replacement of Trp-66 in the enhanced &#34;cyan&#34; variant of avGFP (ECFP) by an electron-donating 4-aminotryptophan results in GdFP featuring a 108 nm Stokes shift and a strongly red-shifted emission maximum (574 nm), while being thermodynamically more stable than its predecessor ECFP. Residue-specific incorporation of the non-canonical amino acid is analyzed by mass spectrometry. The spectroscopic properties of GdFP are characterized by time-resolved fluorescence spectroscopy as one of the valuable applications of genetically encoded FPs in life sciences.

Engineering &#039;Golden&#039; Fluorescence by Selective Pressure Incorporation of Non-canonical Amino Acids and Protein Analysis by Mass Spectrometry and Fluorescence

Synthetic biology enables the engineering of proteins with unprecedented properties using the co-translational insertion of non-canonical amino acids. Here, we presented how a spectrally red-shifted variant of a GFP-type fluorophore with novel fluorescence spectroscopic properties, termed &#34;gold&#34; fluorescent protein (GdFP), is produced in E. coli via selective pressure incorporation (SPI).

Engineering-"Golden" Fluoreszenz durch Selektionsdruck Einbeziehung der nicht-kanonischen Aminosäuren und Protein-Analyse durch Massenspektrometrie und Fluoreszenz