CHO-P-Zellen waren eine Art Geschenk von Dr. Barbara Furie (Beth Israel Deaconess Medical Center, Harvard Medical School). Diese Arbeit wurde vom National Institute of Health HL095722 Zuschuss unterstützt, um JMK Diese Arbeit wurde zum Teil auch von einem Movember-Prostate Cancer Foundation Challenge Award zu JMK unterstützt

1. Zellkultur <ol><li> Menschlichen Promyelozytenleukämie (HL-60-Zellen) <ol><li> Kultur HL-60-Zellen in 75 cm 2-Kolben mit 15 ml Iscove-modifiziertem Dulbecco-Medium (IMDM) mit 20% (v / v) fötalem Rinderserum (FBS), 1% (v / v) L-Glutamin und 1 ergänzt % (v / v) Penicillin-Streptomycin. </li><li> Ändern Medien alle 3 Tage durch Absaugen Hälfte der Zellsuspension Volumen und mit komplettem IMDM Medien zu ersetzen. </li><li> Für Carboxyfluoresceindiacetat, Succinimidylester (CFSE) Färbung Zentrifuge HL-60-Zellsuspension (400 × g, 5 min), Resuspendieren in einer 1 &amp;mgr; M CFSE-Lösung (in vorgewärmtem PBS) und Inkubation für 15 min bei 37 ° C. Dann Zentrifuge Zellen absaugen Stand und resuspendieren Zellen in frischem vorgewärmten Medium für 30 min. Waschen der Zellen in PBS und dann zum Walzversuche (siehe 1B für repräsentative Bild von CFSE-gefärbten HL-60-Zellen auf P-sel-beschichtete Oberfläche). </li></ol></li></ol><p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Hinweis: CFSE-Färbung ist optional und wird hier vorgestellt, um den Roll Phänomen in der mikrofluidischen Kanal zu demonstrieren. Die Analyse der in dieser Handschrift präsentiert Walzparameter wurde am ungefärbten Zellen unter Verwendung von Standard-Hell Bildgebung durchgeführt. <ol start="2"><li> Lung mikrovaskulären Endothelzellen (LMVECs) <ol><li> Mantel 100 mm Petrischalen mit 0,1% Gelatine-Lösung (v / v in PBS) und bei 37 ° C für mindestens 30 min. </li><li> Kultur LMVECs auf mit Gelatine beschichteten 100 mm Petrischalen in völliger endothelialen Wachstumsmedium (Endothelial Basal Medium-2 (EBM-2)), mit einer spezifischen Wachstums Ergänzung Kit ergänzt, siehe Reagenzien). Ändern Medien jeden zweiten Tag und Sub-Kultur-Zellen bei Erreichen von 80-90% Konfluenz. </li><li> Für Sub-Kultur, waschen Sie die Zellen mit PBS und dann lösen die Zellen mit 4 ml 1x Trypsin-EDTA für 3 min bei 37 ° C und neutralisieren in einem gleichen Volumen von kompletten EBM-2-Medien. Übertragen der Zellsuspension in ein 15 ml-Röhrchen und SchleuderE (400 × g, 5 min). Nach der Zentrifugation das Pellet in 1 ml komplette Medien-und Endothelzellen zählen Zellen mit einer Zählkammer. Nicht über-Durchgang der Zellen, da dies Auswirkungen auf ihre Morphologie und Funktion-Nutzung nur Zellen unter Kanal 7 für alle Experimente. </li></ol></li></ol><ol start="3"><li> Chinese Hamster Ovary-P-Selectin (CHO-P) Zellen <ol><li> CHO-P-Zellen, die stabil transfizierten CHO-Zellen der menschlichen P-sel auszudrücken sind, wurden von Mitarbeitern (Beth Israel Deaconess Medical Center, Harvard Medical School) 11,12 vorgesehen. </li><li> Kultur CHO-P-Zellen in T175-cm 2-Kolben in 25 ml F-12-Medium. </li><li> Zur Passagierung waschen Zellen mit 10 ml PBS für 4-5 sec und dann in 10 ml 1 × Trypsin-EDTA trypsinize für 3 min bei 37 ° C, gefolgt von Neutralisation in Vollmedien. </li><li> Centrifuge die Zellsuspension (400 × g, 5 min), vorsichtig den Überstand aspirieren, Zellpellet in 1 ml Voll Medien und zählen Sie die Zellen miteine Zählkammer. </li></ol></li></ol> 2. Der Betrieb der integrierten Multi-Well-Platte mikrofluidischen System <ol><li> Achten Sie darauf, alle Geräte richtig angeschlossen ist, und schalten Sie die verschiedenen Module: Computer, Controller, invertierten Mikroskop und CCD-Kamera. </li><li> Öffnen Sie die Imaging-Software, stellen Sie sicher, dass der Multi-Well-Platte-Modul und das Abbildungsmodul richtig auf dem Bildschirm dargestellt. </li><li> Verbinden Sie die Rohre der Dampffalle (an den Controller angeschlossen), und schließen Sie sie auch auf die Druckschnittstelle. </li><li> Legen Sie die Multi-Well-Platte in der Plattenheizung /-Adapter. Hinzufügen Reagenzien in die Vertiefungen (unten beschrieben) und legen Schnittstelle auf der Oberseite der Platte. Zeigen Platte für die Bildgebung auf automatisierten Bühne. </li><li> Die Schnittstelle wird an der Oberseite der Platte und wendet einen pneumatischen Druck von der Steuerung an der Oberseite der Vertiefungen, die Antriebsfluid durch die Mikrofluidkanäle mit der festgelegten Durchflussrate leicht gesteuert unter Verwendung der Multi-Well-PlatteModul-Bildschirm unter Handbetrieb. </li><li> Reagenzien in der Kanalströmung über einem Beobachtungsraum, zwischen den Brunnen entfernt. Mikrofluidik-Kanal Abmessungen sind 350 um breit x 70 um groß. Die Länge des linearen Kanals beträgt 1 mm und der Boden der Kanäle weist eine 180 um Deckglas, das mit Hellfeld, Phasen, Fluoreszenz-und konfokale Mikroskopie kompatibel ist. </li><li> Erwerben Sie Videos mit einer CCD-Kamera (Strom Erwerb, 11 Bilder / s) und über kompatible Software zu analysieren. </li></ol> 3. Beschichtung von Mikrofluidik-Kanäle mit einem Protein-Substrat oder eine Zellschicht <ol><li> Die Beschichtung mikrofluidischen Kanal mit Fibronektin oder P-/E-selectin <ol><li> Herstellung von 1 ml von 20 ug / ml Fibronektin-Lösung in PBS. Volumen ändern, basierend auf der Anzahl von Kanälen zu beschichtende (25-50 verwenden ul Fibronectin pro Kanal). </li><li> In 25-50 ul von Fibronektin-Lösung zu jeder Eintritts gut. Bewerben Scherkraft von 2 dyn / cm 2für 5 Minuten, um den Kanal zu durchströmen. Bitte beachten Sie die Perle der Flüssigkeit, die in der Steckdose auch. Inkubation für 30-45 min bei RT </li><li> Saugen Sie die Lösung aus Brunnen (nicht direkt aus dem Mittelkreis, die den Kanal speist nicht absaugen) 1,13. In 200 bis 500 ul PBS in die Steckdose und gut waschen Kanal mit PBS, indem Scherströmung von 2 dyn / cm 2 für 5 min. Der Kanal wird nun korrekt mit Fibronektin und einsatzbereit beschichtet. </li><li> Zur Beschichtung mit P-oder E-sel, bereiten eine 5 ug / ml Lösung des gewünschten humanen rekombinanten Protein in PBS, und die Mantel-Kanäle, wie oben bei 37 ° C beschrieben, wobei 1 h Inkubation, um die Oberflächenbeschichtung zu ermöglichen. </li></ol></li><li> Erstellung von CHO-P oder LMVEC Monoschicht innerhalb der mikrofluidischen Kanal <ol><li> Sanft trypsinize Zellen aus den Kulturschalen für 3 min, löschen mit einem 2-fachen Volumen der Voll Medien und Zentrifuge (5 min bei 400 x g). Die Zellen mit 10 ml Voll Medien und Zentrifuge (5 min bei 400 x g) again. </li><li> Zählen der Zellen, um die Zellkonzentration in der Suspension zu bestimmen. Um die Bildung einer konfluenten Monoschicht LMVEC innerhalb des Kanals sicherstellen, einen Zellkonzentration auf 15-20 Millionen Zellen / ml. Für einen konfluenten CHO-P Zellschicht, verwenden Sie 50-60000000 Zellen / ml. Verwenden 25-50 ul Zellsuspension für jeden Kanal - bestimmen Anfangszellzahl für das Experiment entsprechend verwendet. </li><li> In 25-50 ul der Zellsuspension in der entsprechenden Konzentration an den Einlass auch. Legen Sie die Platte auf dem Mikroskoptisch und Zellen einzuführen in den Kanal (2 dyn / cm 2), bis die Zellen werden auf dem Bildschirm füllt den gesamten Kanäle beobachtet und dann den Fluss zu stoppen. </li><li> Füllen Sie beide Auslass-und Einlass mit 200 ul entweder voll oder CHO LMVEC Medien. Lassen Sie die Zellen absetzen und sich für 3 Stunden in den Brutschrank (37 ° C, 5% CO 2). </li><li> Nach 3 Stunden Inkubation, waschen Sie den Kanal mit Vollmedien (2 dyn / cm 2, 10-15 min) zu entfernen ungebundenZellen. Zellen sollte nun erscheinen vollständig konfluenten und der Kanal ist jetzt einsatzbereit. Je nach Anfangszellaussaatdichte, können zusätzliche 2-3 Stunden Absetzzeit erforderlich sein, um eine vollständige Bedeckung der Oberfläche mit den Zellen zu gewährleisten. </li></ol></li></ol> 4. LMVEC Pro-inflammatorische Aktivierung und Blockierung der Antikörper P-/E-selectin <ol><li> Bereiten Sie eine TNF-α-Lösung (10 ng / ml) in LMVEC Grundmedien. </li><li> Entzündliche Aktivierung LMVEC in den Kanälen zu induzieren, werden 100 &amp;mgr; l der TNF-α-Lösung zu dem Einlaß und auch die Lösung in den Kanal einzuführen, indem Scherströmung von 2 dyn / cm 2 für 5 min. Für Steuerkanäle (nicht aktivierten ECs), 100 l LMVEC Grundmedien mit dem Einlass gut und in den Kanal (2 dyn / cm 2, 5 min) einzuführen. Channel ist nun bereit für ein Walztest. </li><li> Um P-sel und E-sel auf LMVECs und CHO-P-Zellen zu blockieren, führen zu neutralisieren P-sel (Klon AK4, 5 pg / ml in basal Medien) oder E-sel (Klon P2H3, 5 ug / ml in Basalmedium)-Antikörper in den Kanal und Inkubation für 1 h bei 37 ° C. Weiter, Waschkanälen mit Basalmedium (2 dyn / cm 2 für 5 min). Kanäle sind nun bereit für ein Walztest. </li></ol> 5. HL-60-Rollen-Assay auf Substrat / Zellmonolayer-Coated mikrofluidischen Kanälen <ol><li> Sorgfältig die Kanäle unter dem Mikroskop, um zu bestätigen, dass die Kanäle richtig beschichtet (im Fall der Beschichtung mit Zellen sollten bei einer vollständig konfluenten Zellmonoschicht beobachtet werden.) </li><li> Um HL-60-Zellsuspension für die Rollversuche, Zentrifuge HL-60-Zellsuspension (5 min bei 400 x g) vorbereiten und einmal mit Grundmedien waschen. Zählen der Zellen und Resuspension in IMDM (Grundmedium, enthaltend Ca 2 + und Mg 2 +), um eine HL-60-Zellsuspension mit 5 Millionen Zellen / ml zu erstellen. Verwenden 25-50 ul Zellsuspension für jeden Kanal, den Rolltest durchzuführen. </li><li> In 25-50 ul der Zell UntBrnsion, um gut in der temperaturgesteuerten Halteplatte (37 ° C) und auf den Mikroskoptisch Entnahmestelle, Ort Platte. Nächstes vorstellen Zellen in den Kanal, indem Scherkraft von 2 dyn / cm 2 (Zellen sollten innerhalb von 10-15 sec aus der Steckdose zum Einlass fließt beachten). </li><li> Um die Roll Reaktion als Funktion der Scherbeanspruchung zu untersuchen, reduzieren Scher bis 0,25 dyn / cm 2 und in jeder gewünschten Scher erwerben 20-30 sec-Videos (mit Hilfe der Funktion &quot;Strom Erwerb&quot;) (Scher erhöhen allmählich von 0,25 bis 5 dyn / cm 2. Es ist auch möglich, höhere Schere verwenden). </li><li> Erwerben Sie Videos mit einer CCD-Kamera (Strom Erwerb, 11 Frames / s) und zu analysieren, Rollwege und Rollgeschwindigkeiten über kompatible Software. </li></ol> 6. Durchflusszytometrie zur Expression von Oberflächenmolekülen erkennen <ol><li> Nach Trypsinierung, bereiten eine Zellsuspension (mit 1-2 x 10 5 Zellen / Probe) des gewünschten Zelltyp (HL-60, CHO-P oder LMVECs) in PBS (- / -), mit 2% FBS. Waschen der Zellen zweimal und bringen Probenvolumen 50 ul (unter Verwendung des gleichen Puffers). </li><li> Inkubation jeder Probe mit dem gewünschten fluorophorkonjugierten Ab (siehe beigefügte Tabelle für detaillierte Informationen) bei 4 ° C für 20 min (mit Alufolie abdecken). </li><li> Waschen Sie die Zellen (gleichen Puffer) und bringen endgültige Volumen von gefärbten Zellsuspension zu 200 ul. Analyse Proben unter Verwendung eines Durchflusszytometers, um die Expression von Oberflächenmolekülen zu detektieren. </li></ol>

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Ther. 16, 571-579 (2008).</li><li>Enoki, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+mesenchymal+cell+engraftment+by+IGF-1+improves+left+ventricular+function+in+rats+undergoing+myocardial+infarction.">Enhanced mesenchymal cell engraftment by IGF-1 improves left ventricular function in rats undergoing myocardial infarction.</a> Int. J. Cardiol. 138, 9-18 (2010).</li></ol>

Autoren erklären, keinen Interessenkonflikt.

Eine der großen Herausforderungen in der erfolgreichen Übersetzung von exogenen zellbasierte Therapie ist die Unfähigkeit, effizient liefern Zellen zu Websites von Verletzungen und Entzündungen, die mit hoher Effizienz engraftment 3. Zellroll stellt einen entscheidenden Schritt in den Prozess der Zell Homing, die Erleichterung der Verzögerung der Zellen an den Wänden der Blutgefäße, was schließlich zu ihrem festen Adhäsion und Trans durch das Endothel in das Gewebe 5 führt. Besseres Vers...

Eine der großen Herausforderungen bei der erfolgreichen klinischen Übersetzung von Zell-basierten Therapie ist die ineffiziente Lieferung oder Targeting von systemisch infundiert Zellen an gewünschten Stellen 3,4. Folglich gibt es eine ständige Suche nach Ansätzen zur Zelle Homing zu verbessern, und zwar Zelle Rollen, als eine Strategie, um die Zelltherapie zu verbessern. Zellroll auf die Blutgefäße ist ein wichtiger Schritt in der Zelle Homing Kaskade, klassisch für Leukozyten, die zu Krankheit Stellen 5 rekrutiert werden, definiert. Dieser Schritt wird durch spezifische Interaktionen zwischen Endothelzellen Selektine geregelt, dh P-und E-Selektin (P-und E-sel) und ihre Gegenliganden auf der Oberfläche von Leukozyten 5,6. Ein besseres Verständnis und eine verbesserte Effizienz der Zell Homing und insbesondere der Walzschritt, sind von großer Bedeutung bei der Suche nach neuen Plattformen, um zellbasierte Therapie zu verbessern. Bisher ist dies durch die Verwendung parallel Platte Strömungskammern (PPFCs), bestehend aus zwei flachen Plattform erreichtes mit einer Dichtung dazwischen, mit einem Zulauf-und Ablauföffnung auf der oberen Platte angeordnet ist, durch welche eine Zellsuspension wird unter Verwendung einer Spritzenpumpe 7,8, 9 perfundiert. Die Oberfläche der Bodenplatte kann mit einer entsprechenden Zellmonolayer / Substrate beschichtet werden und die Interaktion zwischen Zellen durchblutet und der Oberfläche unter Scherströmung ist dann 7 erkundet. Allerdings ist PPFC ein niedriger Durchsatz, Reagenz aufwendig und ziemlich langweilig Methode, mit Blasenbildung, Leckage, und schlecht kontrollierten Fluss präsentiert große Nachteile. Eine alternative Technik zur herkömmlichen PPFC ist ein Multi-Well-Platte mikrofluidischen System, ermöglicht höhere Durchsatzleistung der zellulären Assays (bis zu 10 mal höher als PPFCs) unter genauer, computergesteuerten Scherströmung mit geringen Reagenzienverbrauch 1,10. Zellrollversuche sind in den mikrofluidischen Kanälen durchgeführt, die mit Zellmonoschichten oder gentechnisch Substrate beschichtet werden können und abgebildet using ein Mikroskop, mit Rolleigenschaften analysiert leicht mit einer geeigneten Software. In dieser Studie zeigen wir die Fähigkeiten dieser Multi-Well-Platte mikrofluidischen System, indem man die Rolleigenschaften des menschlichen Promyelozyten-Leukämie (HL-60)-Zellen auf verschiedenen Oberflächen. HL-60 rollen auf Substraten wie P-und E-sel als auch auf Zellmonoschichten, die verschiedene Walz Rezeptoren analysiert. Zusätzlich Antikörper (Ab) wurde verwendet, um die Blockierung direkte Beteiligung von spezifischen Selectine bei der Vermittlung der Rollbewegung des HL-60 auf diesen Oberflächen zu demonstrieren. Roll Experimente wurden mit erhöhten Durchsatz unter stabilen Scherströmung durchgeführt wird, mit minimalen Reagenz / Zelle Verbrauch, die eine effiziente Analyse der wichtigsten Parameter wie Rollwalzgeschwindigkeit, die Anzahl der rollenden Zellen und Rollweg Eigenschaften.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human Lung Microvascular Endothelial Cells</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-2527</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P-selectin-expressing Chinese Hamster Ovary Cells (CHO-P)</td>
			<td>Kind gift by Dr. Barbara Furie11,12</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HL-60 Cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CCL-240</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Cell Culture Reagents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endothelial Basal Medium</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-3156</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EBM-2 Media</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-3156</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endothelial Basal Medium Supplements</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-4147</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGM-2 MV SingleQuots</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-4147</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IMDM - Iscove&#39;s Modified Dulbecco&#39;s Medium 1x</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>12440</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F-12 (1x) Nutrient Mixture (Ham)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11765-054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin Streptomycin (P/S)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutamine (L/G) 200 mM</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>25030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>Atlanta Biologicals</td>
			<td>Sa550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dishes</td>
			<td>BD Falcon</td>
			<td>BD-353003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 mm Cell Culture Dish, Tissue-Culture Treated Polystyrene</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge Tubes (15 ml polypropylene conical tubes)</td>
			<td>MedSupply Partners</td>
			<td>TC1500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75 Flasks</td>
			<td>BD Falcon</td>
			<td>353136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelatin Solution (2%)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G1393</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dPBS (without calcium chloride and magnesium chloride)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA Solution (10x)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T4174</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Antibodies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-hE-Selectin/CD62E</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>BBA21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Conjugated Mouse IgG1</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>BBA21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-hP-Selectin</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>BBA34</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Conjugated Mouse IgG1</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>BBA34</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Mouse IgG&#173;1 &#954; Isotype Control</td>
			<td>BD Bioscience</td>
			<td>555748</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-SLeX /CD15s Ab, Clone: 5F18</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>SC70545</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Conjugated</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>SC70545</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal Mouse IgM-FITC Isotype Control</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>SC2859</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE Mouse Anti-Human CD162, Clone: KPL-1</td>
			<td>BD Pharmingen</td>
			<td>556055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE Mouse IgG1 k Isotype Control</td>
			<td>BD Pharmingen</td>
			<td>550617</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-P-Selectin Ab (AK4)</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>SC19996</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-E-Selectin Ab, Clone P2H3</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>MAB2150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse IgG1 Isotype Control</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>SC3877</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Other Reagents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant Human TNF-alpha</td>
			<td>PeproTech</td>
			<td>300-01A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Trace CFSE Cell Proliferation Kit - For Flow Cytometry</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>C34554</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human P-selectin-FC recombinant protein</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>137-PS-050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human E-selectin-FC recombinant protein</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>724-ES-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibronectin Human, Plasma</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>33016-015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bioflux 1000</td>
			<td>Fluxion Biosciences</td>
			<td>Bioflux Montage was the software used to run the experiments and analyze the data</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BioFlux 48-well plates</td>
			<td>Fluxion Biosciences</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Accuri C6 Flow Cytometer</td>
			<td>BD Bioscience</td>
			<td>CFlow Plus was the software used to run the experiments and analyze the data</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nikon Eclipse Ti-S</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CoolSnap HQ2 CCD camera</td>
			<td>Photometrics</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

systematic analysis of in vitro cell rolling using a multi-well plate microfluidic system

Eine große Herausforderung für zellbasierte Therapie ist die Unfähigkeit, systemisch Ziel, eine große Menge von lebensfähigen Zellen mit hoher Effizienz zu Geweben von Interesse nach intravenöser oder intraarterieller Infusion. Folglich erhöht Zelle Homing wird derzeit als eine Strategie, um die Zelltherapie zu verbessern sucht. Zell Rollen auf dem vaskulären Endothel ist ein wichtiger Schritt im Prozess der Zell Homing und kann in-vitro unter Verwendung eines Parallelplattenlaufkammer (PPFC) untersucht werden. Dies ist jedoch ein extrem mühsam, niedrige Durchsatz-Assay, mit schlecht eingestellten Strömungsbedingungen. Stattdessen haben wir eine Multi-Well-Platte mikrofluidischen System, das Studium der Zellrolleigenschaften unter genau kontrollierten, physiologisch relevanten Scherströmung 1,2 ermöglicht einen höheren Durchsatz. In dieser Arbeit wird gezeigt, wie die Rolleigenschaften von HL-60 (menschliche Promyelozytenleukämie-Zellen) auf P-und E-Selectin beschichteten Oberflächen sowie auf Zellmonoschicht-beschichteten Oberflächen werden readily sucht. Um besser zu simulieren entzündlichen Bedingungen wurde die mikrofluidische Kanaloberfläche mit Endothelzellen (ECs), die dann mit Tumor-Nekrose-Faktor-α (TNF-α) aktiviert wurden, signifikant erhöht Wechselwirkungen mit HL-60-Zellen unter dynamischen Bedingungen beschichtet. Die verbesserte Durchsatz und integrierter Multi-Parameter-Analyse-Software-Plattform, die eine schnelle Analyse von Parametern wie Walzgeschwindigkeiten und Rollbahn ermöglicht, sind wichtige Vorteile für die Beurteilung der Zellrollverhalten in-vitro. Die eine schnelle und genaue Analyse von technischen Konzepten, die auf Zell Walz-und Referenz auswirken, kann diese Plattform Voraus exogene zellbasierte Therapie helfen.

HL-60-Zellen rollen auf P-und E-Selektin-Oberflächen, aber nicht auf Fibronektin HL-60-Zellen gelten als Goldstandard &quot;Rollen&quot;, wie sie eine Vielzahl von Homing-Liganden, einschließlich der rollenden Liganden P-Glykoprotein-sel-Liganden-1 (PSGL-1) und Sialyl-Lewis-X (SLeX) 5,14 (Abbildung 1A ausdrücken ). Die Oberflächenprotein PSGL-1 wirkt als ein Gerüst für das Tetrasaccharid SLeX, Vermittlung spezifische Wechselwirkung mit P-und E-sel, der auf dem ...

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Systematic Analysis of In Vitro Cell Rolling Using a Multi-well Plate Microfluidic System

Diese Studie verwendet eine Multi-Well-Platte mikrofluidischen System, deutlichen Erhöhung des Durchzellroll Studien unter physiologisch relevanten Scherströmung. Angesichts der Bedeutung der Zellvoll in der Mehrschrittzellen Homing Kaskade und die Bedeutung der Referenzzelle nach systemischer Abgabe exogener Populationen von Zellen in Patienten, bietet dieses System als Screening-Plattform zellbasierte Therapie verbessern Potential.

Systematische Analyse von<em&gt; In-vitro-</em&gt; Zellroll Mit einer Multi-Well-Platte mikrofluidischen System

A major challenge for cell-based therapy is the inability to systemically target a large quantity of viable cells with high efficiency to tissues of ...

systematic-analysis-vitro-cell-rolling-using-multi-well-plate

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Systematic Analysis of In Vitro Cell Rolling Using a Multi-well Plate Microfluidic System

11.9K Aufrufe.  Brigham and Women's Hospital.  Diese Studie verwendet eine Multi-Well-Platte mikrofluidischen System, deutlichen Erhöhung des Durchzellroll Studien unter physiologisch relevanten Scherströmung. Angesichts der Bedeutung der Zellvoll in der Mehrschrittzellen Homing Kaskade und die Bedeutung der Referenzzelle nach systemischer Abgabe exogener Populationen von Zellen in Patienten, bietet dieses System als Screening-Plattform zellbasierte Therapie verbessern Potential. 

Serie: Systematic Analysis of In Vitro Cell Rolling Using a Multi-well Plate Microfluidic System

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in vitro. Nutrients delivered by vasculature fail to reach all parts of tumors, giving rise to heterogeneous microenvironments consisting of viable, quiescent and necrotic cell types. Many cancer drugs fail to effectively penetrate and treat all types of cells because of this heterogeneity. Monolayers of cancer cells do not mimic this heterogeneity, making it difficult to test cancer drugs with a suitable in vitro model. Our microfluidic devices were fabricated out of PDMS using soft lithography. Multicellular tumor spheroids, formed by the hanging drop method, were inserted and constrained into rectangular chambers on the device and maintained with continuous medium perfusion on one side. The rectangular shape of chambers on the device created linear gradients within tissue. Fluorescent stains were used to quantify the variability in apoptosis within tissue. Tumors on the device were treated with the fluorescent chemotherapeutic drug doxorubicin, time-lapse microscopy was used to monitor its diffusion into tissue, and the effective diffusion coefficient was estimated. The hanging drop method allowed quick formation of uniform spheroids from several cancer cell lines. The device enabled growth of spheroids for up to 3 days. Cells in proximity of flowing medium were minimally apoptotic and those far from the channel were more apoptotic, thereby accurately mimicking regions in tumors adjacent to blood vessels. The estimated value of the doxorubicin diffusion coefficient agreed with a previously reported value in human breast cancer. Because the penetration and retention of drugs in solid tumors affects their efficacy, we believe that this device is an important tool in understanding the behavior of drugs, and developing new cancer therapeutics.

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We present the procedure for fabrication and operation of a microfluidic device that recreates heterogeneous tumor microenvironments in vitro. The variability in apoptosis within tumor tissue was quantified using fluorescent stains and the effective diffusion coefficient of the chemotherapeutic drug doxorubicin into tumor tissue was evaluated.

Mikrofluidik-Vorrichtung für die Neuerstellung eines Tumor-Mikroumgebung<em&gt; In Vitro</em

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in ...

Forschung

Biotechnik

Studying Cell Rolling Trajectories on Asymmetric Receptor Patterns

Lateral displacement of cells orthogonal to a flow stream by rolling on asymmetric receptor patterns presents an opportunity for development of new devices for label-free separation and analysis of cells1. Such devices may use lateral displacement for continuous-flow separation, or receptor patterns that modulate adhesion to distinguish between different cell phenotypes or levels of receptor expression. Understanding the nature of cell rolling trajectories on receptor-patterned substrates is necessary for engineering of the substrates and design of such devices.
Here, we demonstrate a protocol for studying cell rolling trajectories on asymmetric receptor patterns that support cell rolling adhesion2. Well-defined, &mu;m-scale patterns of P-selectin receptors were fabricated using microcontact printing on gold-coated slides that were incorporated in a flow chamber. HL60 cells expressing the PSGL-1 ligand 3were flowed across a field of patterned lines and visualized on an inverted bright field microscope. The cells rolled and tracked along the inclined edges of the patterns, resulting in lateral deflection1. Each cell typically rolled for a certain distance along the pattern edges (defined as the edge tracking length), detached from the edge, and reattached to a downstream pattern. Although this detachment makes it difficult to track the entire trajectory of a cell from entrance to exit in the flow chamber, particle-tracking software was used to analyze and yield the rolling trajectories of the cells during the time when they were moving on a single receptor-patterned line. The trajectories were then examined to obtain distributions of cell rolling velocities and the edge tracking lengths for each cell for different patterns.
This protocol is useful for quantifying cell rolling trajectories on receptor patterns and relating these to engineering parameters such as pattern angle and shear stress. Such data will be useful for design of microfluidic devices for label-free cell separation and analysis.

We describe a protocol to observe and analyze cell rolling trajectories on asymmetric receptor-patterned substrates. The resulting data are useful for engineering of receptor-patterned substrates for label-free cell separation and analysis.

Studieren Zellrollen Trajectories auf Asymmetric Rezeptor Patterns

Lateral displacement of cells orthogonal to a flow stream by rolling on asymmetric receptor patterns presents an opportunity for development of new ...

Microfluidic Picoliter Bioreactor for Microbial Single-cell Analysis: Fabrication, System Setup, and Operation

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described in detail. The PLBR can be utilized for the analysis of single bacteria and microcolonies to investigate biotechnological and microbiological related questions concerning, e.g.&#160;cell growth, morphology, stress response, and metabolite or protein production on single-cell level. The device features continuous media flow enabling constant environmental conditions for perturbation studies, but in addition allows fast medium changes as well as oscillating conditions to mimic any desired environmental situation. To fabricate the single use devices, a silicon wafer containing sub micrometer sized SU-8 structures served as the replication mold for rapid polydimethylsiloxane casting. Chips were cut, assembled, connected, and set up onto a high resolution and fully automated microscope suited for time-lapse imaging, a powerful tool for spatio-temporal cell analysis. Here, the biotechnological platform organism Corynebacterium glutamicum&#160;was seeded into the PLBR and cell growth and intracellular fluorescence were followed over several hours unraveling time dependent population heterogeneity on single-cell level, not possible with conventional analysis methods such as flow cytometry. Besides insights into device fabrication, furthermore, the preparation of the preculture, loading, trapping of bacteria, and the PLBR cultivation of single cells and colonies is demonstrated. These devices will add a new dimension in microbiological research to analyze time dependent phenomena of single bacteria under tight environmental control. Due to the simple and relatively short fabrication process the technology can be easily adapted at any microfluidics lab and simply tailored towards specific needs.

In this protocol the fabrication, setup and basic operation of a microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) for single-cell analysis of prokaryotic microorganisms is introduced. Industrially relevant microorganisms were analyzed as proof of principle allowing insights into growth rate, morphology, and phenotypic heterogeneity over certain time periods, hardly possible with conventional methods.

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described ...

Use of a High-throughput In Vitro Microfluidic System to Develop Oral Multi-species Biofilms

There are few high-throughput in vitro systems which facilitate the development of multi-species biofilms that contain numerous species commonly detected within in vivo oral biofilms. Furthermore, a system that uses natural human saliva as the nutrient source, instead of artificial media, is particularly desirable in order to support the expression of cellular and biofilm-specific properties that mimic the in vivo communities. We describe a method for the development of multi-species oral biofilms that are comparable, with respect to species composition, to supragingival dental plaque, under conditions similar to the human oral cavity. Specifically, this methods article will describe how a commercially available microfluidic system can be adapted to facilitate the development of multi-species oral biofilms derived from and grown within pooled saliva. Furthermore, a description of how the system can be used in conjunction with a confocal laser scanning microscope to generate 3-D biofilm reconstructions for architectural and viability analyses will be presented. Given the broad diversity of microorganisms that grow within biofilms in the microfluidic system (including Streptococcus, Neisseria, Veillonella, Gemella, and Porphyromonas), a protocol will also be presented describing how to harvest the biofilm cells for further subculture&#160;or DNA extraction and analysis. The limits of both the microfluidic biofilm system and the current state-of-the-art data analyses will be addressed. Ultimately, it is envisioned that this article will provide a baseline technique that will improve the study of oral biofilms and aid in the development of additional technologies that can be integrated with the microfluidic platform.

Use of a High-throughput In Vitro Microfluidic System to Develop Oral Multi-species Biofilms

The goal of this methods paper is to describe the use of a microfluidic system for the development of multi-species biofilms that contain species typically identified in human supragingival dental plaque.&#160;Methods to describe biofilm architecture, biofilm viability, and an approach to harvest biofilm for culture-dependent or culture-independent analyses are highlighted.

Verwendung eines Hochdurchsatz-<em&gt; In-vitro-</em&gt; Mikrofluidik-System auf die mündliche Multi-Spezies-Biofilme entwickeln

There are few high-throughput in vitro systems which facilitate the development of multi-species biofilms that contain numerous species commonly detected ...

Eye Irritation Test (EIT) for Hazard Identification of Eye Irritating Chemicals using Reconstructed Human Cornea-like Epithelial (RhCE) Tissue Model

To comply with the Seventh Amendment to the EU Cosmetics Directive and EU REACH legislation, validated non-animal alternative methods for reliable and accurate assessment of ocular toxicity in man are needed. To address this need, we have developed an eye irritation test (EIT) which utilizes a three dimensional reconstructed human cornea-like epithelial (RhCE) tissue model that is based on normal human cells. The EIT is able to separate ocular&#160;irritants and corrosives (GHS Categories 1 and 2 combined) and those that do not require labeling (GHS No Category). The test utilizes two separate protocols, one designed for liquid chemicals and a second, similar protocol for solid test articles. The EIT prediction model uses a single exposure period (30 min for liquids, 6 hr for solids) and a single tissue viability cut-off (60.0% as determined by the MTT assay). Based on the results for 83 chemicals (44 liquids and 39 solids) EIT achieved 95.5/68.2/ and 81.8% sensitivity/specificity and accuracy (SS&#38;A) for liquids, 100.0/68.4/ and 84.6% SS&#38;A for solids, and 97.6/68.3/ and 83.1% for overall SS&#38;A. The EIT will contribute significantly to classifying the ocular irritation potential of a wide range of liquid and solid chemicals without the use of animals to meet regulatory testing requirements. The EpiOcular EIT method was implemented in 2015 into the OECD Test Guidelines as TG 492.

Eye Irritation Test EIT for Hazard Identification of Eye Irritating Chemicals using Reconstructed Human Cornea-like Epithelial RhCE Tissue Model

We have developed an eye irritation test which utilizes a three dimensional reconstructed human cornea-like epithelial (RhCE) tissue model. The test is able to discriminate between ocular irritant and corrosive materials (GHS Categories 1 and 2 combined) and those that do not require labeling (GHS No Category).

Test auf Augenreizung (EIT) zur Kennzeichnung der Gefahr von Augen Reizt Chemicals mit rekonstruierter menschlicher Hornhaut-ähnlichen Epithelial (RhCE) Gewebemodell

To comply with the Seventh Amendment to the EU Cosmetics Directive and EU REACH legislation, validated non-animal alternative methods for reliable and ...

A Method for Determination and Simulation of Permeability and Diffusion in a 3D Tissue Model in a Membrane Insert System for Multi-well Plates

In vitro cultivated skin models have become increasingly relevant for pharmaceutical and cosmetic applications, and are also used in drug development as well as substance testing. These models are mostly cultivated in membrane-insert systems, their permeability toward different substances being an essential factor. Typically, applied methods for determination of these parameters usually require large sample sizes (e.g., Franz diffusion cell) or laborious equipment (e.g., fluorescence recovery after photobleaching (FRAP)). This study presents a method for determining permeability coefficients directly in membrane-insert systems with diameter sizes of 4.26 mm and 12.2 mm (cultivation area). The method was validated with agarose and collagen gels as well as a collagen cell model representing skin models. The permeation processes of substances with different molecular sizes and permeation through different cell models (consisting of collagen gel, fibroblast, and HaCaT) were accurately described.
Moreover, to support the above experimental method, a simulation was established. The simulation fits the experimental data well for substances with small molecular size, up to 14 x 10-10 m Stokes radius (4,000 MW), and is therefore a promising tool to describe the system. Furthermore, the simulation can considerably reduce experimental efforts and is robust enough to be extended or adapted to more complex setups.

A method for determination of permeability in a membrane insert system for multi-well plates and in silico parameter optimization for the calculation of diffusion coefficients using simulation are presented.

Eine Methode zur Bestimmung und Simulation von Durchlässigkeit und Diffusion in einem 3D Gewebe-Modell in einer Membran einfügen System für Multi-well-Platten

In vitro cultivated skin models have become increasingly relevant for pharmaceutical and cosmetic applications, and are also used in drug development as ...

Automated Slide Scanning and Segmentation in Fluorescently-labeled Tissues Using a Widefield High-content Analysis System

Automated slide scanning and segmentation of fluorescently-labeled tissues is the most efficient way to analyze whole slides or large tissue sections. Unfortunately, many researchers spend large amounts of time and resources developing and optimizing workflows that are only relevant to their own experiments. In this article, we describe a protocol that can be used by those with access to a widefield high-content analysis system (WHCAS) to image any slide-mounted tissue, with options for customization within pre-built modules found in the associated software. Not originally intended for slide scanning, the steps detailed in this article make it possible to acquire slide scanning images in the WHCAS which can be imported into the associated software. In this example, the automated segmentation of brain tumor slides is demonstrated, but the automated segmentation of any fluorescently-labeled nuclear or cytoplasmic marker is possible. Furthermore, there are a variety of other quantitative software modules including assays for protein localization/translocation, cellular proliferation/viability/apoptosis, and angiogenesis that can be run. This technique will save researchers time and effort and create an automated protocol for slide analysis.

Here we describe a protocol for the automated segmentation of fluorescently labeled tissues on slides using a widefield high-content analysis system (WHCAS). This protocol has wide-ranging applications in any field which involves the quantitation of fluorescent markers in biological tissues including the biological sciences, medical engineering, and health sciences.

Automatisierte Dia scannen und Segmentierung in Gewebekulturen beschriftet Gewebe mit einem Weitfeld High-Content Analysesystem

Automated slide scanning and segmentation of fluorescently-labeled tissues is the most efficient way to analyze whole slides or large tissue sections. ...

Gene Expression Analysis of Endothelial Cells Exposed to Shear Stress Using Multiple Parallel-plate Flow Chambers

We describe a workflow for the analysis of gene expression from endothelial cells subject to a steady laminar flow using multiple monitored parallel-plate flow chambers. Endothelial cells form the inner cellular lining of blood vessels and are chronically exposed to the frictional force of blood flow called shear stress. Under physiological conditions, endothelial cells function in the presence of various shear stress conditions. Thus, the application of shear stress conditions in in vitro models can provide greater insight into endothelial responses in vivo. The parallel-plate flow chamber previously published by Lane et al.9 is adapted to study endothelial gene regulation in the presence and absence of steady (non-pulsatile) laminar flow. Key adaptations in the set-up for laminar flow as presented here include a large, dedicated environment to house concurrent flow circuits, the monitoring of flow rates in real-time, and the inclusion of an exogenous reference RNA for the normalization of quantitative real-time PCR data. To assess multiple treatments/conditions with the application of shear stress, multiple flow circuits and pumps are used simultaneously within the same heated and humidified incubator. The flow rate of each flow circuit is measured continuously in real-time to standardize shear stress conditions throughout the experiments. Because these experiments have multiple conditions, we also use an exogenous reference RNA that is spiked-in at the time of RNA extraction for the normalization of RNA extraction and first-strand cDNA synthesis efficiencies. These steps minimize the variability between samples. This strategy is employed in our pipeline for the gene expression analysis with shear stress experiments using the parallel-plate flow chamber, but parts of this strategy, such as the exogenous reference RNA spike-in, can easily and cost-effectively be used for other applications.

Here, a workflow for the culture and gene expression analysis of endothelial cells under fluid shear stress is presented. Included is a physical arrangement for simultaneously housing and monitoring multiple flow chambers in a controlled environment and the use of an exogenous reference RNA for quantitative PCR.

Gen Expressionsanalyse von Endothelzellen ausgesetzt um Stress mit mehreren Parallel-Platte Fluss Kammern Scheren

We describe a workflow for the analysis of gene expression from endothelial cells subject to a steady laminar flow using multiple monitored parallel-plate ...

Live Cell Analysis of Shear Stress on Pseudomonas aeruginosa Using an Automated Higher-Throughput Microfluidic System

A higher-throughput microfluidic in vitro bioreactor coupled with fluorescence microscopy has been used to study bacterial biofilm growth and morphology, including Pseudomonas aeruginosa (P. aeruginosa). Here, we will describe how the system can be used to study the growth kinetics and the morphological properties such as the surface roughness and textural entropy of P. aeruginosa strain PA01 that expresses an enhanced green fluorescent protein (PA01-EGFP). A detailed protocol will describe how to grow and seed PA01-EGFP cultures, how to set up the microscope and autorun, and conduct the image analysis to determine growth rate and morphological properties using a variety of shear forces that are controlled by the microfluidic device. This article will provide a detailed description of a technique to improve the study of PA01-EGFP biofilms which eventually can be applied towards other strains of bacteria, fungi, or algae biofilms using the microfluidic platform.

Live Cell Analysis of Shear Stress on Pseudomonas aeruginosa Using an Automated Higher-Throughput Microfluidic System

Here, we describe the use of a higher-throughput microfluidic bioreactor coupled with a fluorescent microscope for the analysis of shear stress effects on Pseudomonas aeruginosa biofilms expressing green fluorescent proteins, including instrument set up, the determination of biofilm coverage, growth rate, and morphological properties.

Pseudomonas Aeruginosa mit einem automatisierten höheren Durchsatz mikrofluidischen System Zelle Analyse der Schubspannung weiterleben

A higher-throughput microfluidic in vitro bioreactor coupled with fluorescence microscopy has been used to study bacterial biofilm growth and morphology, ...

Establishing Single-Cell Based Co-Cultures in a Deterministic Manner with a Microfluidic Chip

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases including cancer. However, it is challenging to clarify the complex mechanism of intercellular interactions in highly heterogeneous cell populations using conventional co-culture systems because the heterogeneity of the cell subpopulation is obscured by the average values; the conventional co-culture systems can only be used to describe the population signal, but are incapable of tracking individual cells behavior. Furthermore, conventional single-cell experimental methods have low efficiency in cell manipulation because of the Poisson distribution. Microfabricated devices are an emerging technology for single-cell studies because they can accurately manipulate single cells at high-throughput and can reduce sample and reagent consumption. Here, we describe the concept and application of a microfluidic chip for multiple single-cell co-cultures. The chip can efficiently capture multiple types of single cells in a culture chamber (~46%) and has a sufficient culture space useful to study the cells&#39; behavior (e.g., migration, proliferation, etc.) under cell-cell interaction at the single-cell level. Lymphatic endothelial cells and oral squamous cell carcinoma were used to perform a single-cell co-culture experiment on the microfluidic platform for live multiple single-cell interaction studies.

This report describes a microfluidic chip-based method to set up a single cell culture experiment in which high-efficiency pairing and microscopic analysis of multiple single cells can be achieved.

Etablierung von Single-Cell-basierten Kokulturen auf deterministischem Weg mit einem mikrofluidischen Chip

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases ...