Forschung in dieser Veröffentlichung berichtet, wurde von der National Institute of Arthritis und Muskel-Skelett-und Hautkrankheiten, Teil der National Institutes of Health, unter Verleihungsnummer R01-AR063084 unterstützt. Der Inhalt ist ausschließlich der Verantwortung der Autoren und nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health.

Dieses Tier Protokoll wurde zugelassen und ist in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Vorschriften her von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) an der Ohio State University eingestellt. Alle Richtlinien von der lokalen IACUC entwickelt werden, sind in Übereinstimmung mit dem Tierversuchs Guide von Office of Laboratory Animal Welfare an den National Institutes of Health entwickelt. 1. Anästhesie und Intubation <ol><li> Autoklav alle Instrumente und chirurgische Versorgung vor dem Gebrauch. Während des gesamten Verfahrens tragen sterile Einweg-OP-Handschuhe. Halten Sie einen sterilen Bereich während des gesamten Verfahrens. Verwendung einer sterilen Tuch vorgeschlagen, aber nicht in dem Video gezeigt, um eine bessere Visualisierung von anatomischen Landmarken auf der Maus zu ermöglichen. </li><li> Platzieren jede Maus einzeln in einer Induktionskammer bereitzustellen Anästhesie unter Verwendung von 5% Isofluran und Sauerstoff mit einer Flussrate von 0,4 L / min bis Verlust des Stellreflexes, und dann halten the tierischen mit 2% Isofluran in 100% Sauerstoff mit einer Strömung von 0,4 l / min durch eine Röhre zu dem Nasenkonus Narkosegerät angeschlossen, bis der Trachealtubus eingesetzt ist. Das Isofluran Anästhesie-Maschine verwendet wird, sollte in geeigneter Weise entlüftet und mit Aktivkohlefiltern ausgerüstet, um die Exposition des Chirurgen zu Isofluran Dämpfe während des Verfahrens zu minimieren. Der Nasenkonus ist zu bemerken, aber nicht in dem Video gezeigt, zur Visualisierung der Manipulationen zu ermöglichen, um die Maus zu intubieren. </li><li> Rasur der Brust des Tieres mit einem Tier-Haarschneidemaschine an einem anderen Ort als der Chirurgie Plattform, um eine Kontamination der Chirurgie Lage zu vermeiden. </li><li> Platzieren Sie die Maus in Rückenlage auf Chirurgie-Plattform für die anschließende Intubation. Eine einfache kleine Styropor-Plattform als Betriebsplattform zu dienen. Decken Sie die Plattform mit einem vorsterilisierten drapieren, um eine sterile Oberfläche bereitzustellen. Platzieren ein Heizkissen zwischen der Plattform und Abdecktuch um die Körpertemperatur der Mäuse in surgica haltenl Verfahren. </li><li> Bringen Sie eine Länge von 2-0 Seidenfaden von mindestens 10 cm zu der Plattform mit Klebeband und dann die Schleife des Fadens um die vorderen oberen Schneidezähne. Positionieren des Kegels in unmittelbarer Nähe (2-3 cm) mit dem Rand der Plattform über der Nase der Maus. Ziehen Sie die Maus straff und befestigen Sie es an der Plattform durch den Schwanz mit einem Stück Klebeband. </li><li> Sicherung der Beine bis zu den Seiten des Körpers mit Strängen des Bandes. Es ist wichtig, daß die vorderen Schenkel sind nicht überlastet, da dies die Atmung beeinträchtigen. </li><li> Bereiten Sie die rasierte Operationsstellen mit Betadine und Alkohol vor den Hals und Brust Einschnitte vorgenommen werden. </li><li> Legen Sie die Plattform mit der Maus den Kopf in die Richtung des Bedieners. Schneiden Sie ein 0,5 cm Median Gebärmutterhalskrebs Hautschnitt. Trennen Sie die Lappen der Schilddrüse an ihren Landenge, die sternohyoideus Muskel, wo die Luftröhre kann unter den Muskel zu sehen aussetzen. </li><li> Entfernen Sie die innere Nadel einer 18-Gauge-Trokar, damit es als intub kann verwendet werden,ation Röhre. Die Nadelspitze kann als Halterung dienen und 1 cm des Außenrohres kann als Trachealtubus zu dienen. </li><li> Halten Sie die Zunge der Maus mit einer gebogenen Pinzette in einer Hand und bewegen Sie es leicht nach oben. Sehen Sie sich die Luftröhre durch den Hals-Hautschnitt. Mit der anderen Hand sanft legen Sie die Intubationstubus, bis das Rohr innerhalb der Luftröhre gesehen. </li><li> Sobald der Schlauch in der Luftröhre, verschieben Sie die gebogenen Pinzette in anderen Hand in Richtung der Röhre und entfernen Sie die innere Nadel schnell. Wenn das Rohr nicht in die Luftröhre eingeführt werden, sollte die Röhre herausgezogen werden, damit die Herstellung Atemwegserkrankungen. Es ist wichtig, die Spitze des Rohres bis zu zeigen, wenn es um nicht Einführen des Rohres in die Speiseröhre anstelle der Trachea nahe der Kehle. </li></ol> 2. Lüftung und Fixation <ol><li> Künstliche Beatmung mit Beatmungsgerät ein Tier Entlüftung 2% Isofluran in Sauerstoff mit einer Flussrate von 0,4 L / min. Verwenden Sie einen modifizierten Y-shaPE-Anschluss, um die Intubationstubus mit dem Beatmungsgerät zu verbinden. Die korrekte Positionierung des Trachealtubus kann durch Beurteilen der symmetrisch Thoraxexpansion bestätigt werden. </li><li> Stellen Sie das Atemvolumen bei 260 ul / Hub-und Lüftungsrate beträgt 130 Schläge pro Minute, die auf das Körpergewicht einer bestimmten Maus bei Bedarf angepasst werden kann. </li><li> Entfernen Sie das Band auf dem Schwanz, und schalten Sie die Maus vorsichtig, um es in einem richtigen Seitenlage für die nachfolgende Operation zu platzieren. Verwenden Sie Klebeband, um den Schwanz und die Beine auf die Plattform wieder zu sichern. </li><li> Legen Sie die rektale Sonde, um die Körpertemperatur zu überwachen und stellen Sie die Erwärmung Pad, um die Temperatur um 37 ° C zu halten </li><li> Befestigen Sie die Sonde auf die Plattform mit Klebeband. Spritzen subkutan Bupivacain an der Einschnittstelle, um den Bereich zu betäuben, bevor der Schnitt gemacht wird. </li></ol> 3. Thorakotomie <ol><li> Machen Sie einen Schrägschnitt, der etwa 1 cm lang ist an einem Standort 2 mm von der linkenSternalrand in der Richtung, wo der linke Vorderbein trifft der Körper (etwa 1-2 mm unter dem das Bein-und Körper verbinden). Die oberflächliche Brust Vene in der Nähe von dieser Website und der Schnitt ist so vorzunehmen, dass die seitlichen Ende des Einschnitts geht bis zu, aber nicht in die Vene geschnitten. </li><li> Schneiden wenn die Brustmuskel, die Rippen unter aussetzen. Während dieses Schritts zu vermeiden versehentliche Verletzung des Gefäßes. Wenn die Blutung auftritt, verwenden Sie Wattestäbchen, um Blutungen zu stoppen, bevor Sie den nächsten Schritt 7. </li><li> Visualisieren Sie die Rippen und Lunge Aufblasen durch die dünne und halbtransparente Brustwand. Öffnen Sie die Brusthöhle mit OP-Schere, eine 6-8 mm Schnitt in der dritten Zwischenrippenraum zu machen. Dieser Einschnitt sollte mindestens 2 mm von der Brustbeinrand, wo der Brustwandarterie befindet. Schäden an der Arterie wird schwere Blutungen, die nur schwer zu kontrollieren ist zu produzieren. </li><li> Legen Sie die vorge sterilisiert hausgemachte Brust Retraktoren into der Schnitt und sanft nach hinten ziehen, um den Einschnitt zu öffnen, so dass es etwa 8-10 mm breit, während sie vorsichtig, um die Lunge zu vermeiden. Die Gurtstraffer sollte auf die chirurgische Plattform mit Stiften befestigt werden. </li><li> An diesem Punkt sollte die Herz sichtbar sein, jedoch wird die Lunge immer noch einen Teil des Herzens abzudecken. Nehmen Sie den Herzbeutel vorsichtig mit einer gebogenen Pinzette, ziehen Sie sie auseinander, und schieben Sie das Gewebe hinter den Wundhaken. Während dieser Manipulation wird die Lunge und vom Herzen weg zu heben. </li></ol> 4. Positioning LAD <ol><li> Suchen Sie die LAD auf der Oberfläche des Herzens durch eine Dissektionsmikroskop. Die LAD läuft in der Mitte der Herzwand von nahe der Herzspitze nach unten durch die linke Herzkammer. Die KOP erscheint leuchtend rot und wird stark werden pulsierende. Die Vene hier ist manchmal für die LAD falsch, aber die richtige Beleuchtung kann helfen, unterscheiden die beiden Schiffe. Wenn die Beleuchtung zu hell ist es schwierig sein kann, um die Farbe zu schätzen wissenUnterschiede zwischen den Gefäßen. </li><li> Verwenden Sie eine sterile Wattebausch Fragment mit einem Durchmesser von etwa 1-2 mm, um die LAD für die Ligation vorzubereiten. Legen Sie die Baumwolle zwischen dem linken Vorhof und der linken Herzkammer, die den linken Vorhof zu heben und zu helfen setzen die KOP und klären ihre Position. Wenn die LAD kann nicht gefunden werden, kann das Fragment ferner so der linke Vorhof ist noch höher angehoben, um die Aorta, wo das LAD stammt offenbaren geschoben werden. </li></ol> 5. LAD-Ligation <ol><li> Die ideale Positionierung für die Ligatur ist ca. 2 mm niedriger als die Spitze des linken Ohrmuschel. Die Lungen Stamm kann als Marker zur Identifizierung der linken Ohrmuschel verwendet werden. Alternativ kann das Ligationsposition als Punkt 1-2 mm von der Verzweigung der linken Kranz visualisiert werden. Verwenden gebogenen Pinzette vorsichtig anwenden Druck an einem Ort unmittelbar unter dem Punkt Ligation bestimmt. Dadurch wird es einfacher, die Arterie zu sehen und wird auch helfen, halten das Herz in Ortund vereinfachen den Bund Ligatur. Drücken Sie nicht mit der Zange für mehr als 5 Sekunden gelten zu einer Zeit und Kompression des Herzens, die Pump verändern könnten. </li><li> Verwenden Sie eine Nadel verjüngt, um ein 6-0 Seidenfaden unter der LAD passieren, während die Beobachtung mit einem Binokular. Legen Sie die Nadel unter die Arterie mit Präzision wie die Nadel des linken Ventrikels Kammer eintreten, wenn zu tief platziert oder beschädigen LAD, wenn die Nadel ist zu flach. Wenn der LAD ist verletzt entfernen Sie die Nadel und nähen die LAD um Blutungen zu kontrollieren, aber wenn die Blutung nicht kontrolliert werden kann ist es vorzuziehen, das Tier einschläfern. </li><li> Machen Sie eine lockere Doppelknoten mit der Naht, so dass ein 2-3 mm Durchmesser Schleife, durch die ein 2-3 mm langes Stück des PE-10-Schlauch 8 platziert. </li><li> Ziehen Sie die Schleife um die Arterie und Schläuche befestigen Sie dann die Schleife durch das Binden einer zusätzlichen slipknot, kümmert sich nicht um die Ventrikel Wand beschädigen. Für dauerhafte Ligation direkt binden die LAD mit einem9 Knoten. Bestätigen Sie den Verschluss der LAD, indem Sie für Aussehen einer helleren Farbe in der vorderen Wand des LV, die innerhalb von wenigen Sekunden nach der Ligation erscheinen soll. </li><li> Entfernen Sie die Rückzieh und schließen die Wunde vorübergehend durch Kneifen der Haut zusammen mit einer Bulldogge Klemme. Die Länge der Zeit, dass Ischämie aufrechterhalten hängt von der Experimentdesign, ist aber häufig 20, 30, 45 oder 60 min. Die Maus bleibt auf dem Beatmungsgerät für die Dauer der LAD Okklusion. </li></ol> 6. Reperfusion <ol><li> Nach der Ischämie Zeitraum entfernen Sie die Bulldogge Clip und legen Sie die Brust-Haken, um die Ligatur aus. Lösen Sie den Knoten und die PE-10-Schlauch zu entfernen. Reperfusion Bestätigen durch Beobachtung einer Rückkehr der rosa-rote Farbe der vorderen Wand des LV nach 15-20 sek. </li><li> Verlassen Sie die Naht an Ort und Stelle, wenn 2% Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) und Blau-Färbung wird nach der Reperfusion durchgeführt werden. Wenn Färbung ist nicht erforderlich, kann die Naht be entfernt. </li><li> Die Reperfusion Zeit wird auf dem Versuchsplan abhängen, in der Regel überspannt von 1 Stunde bis 24 Stunden. </li></ol> 7. Brustverschluss und postoperative Pflege <ol><li> Schließen Sie den Brustraum durch Nähen schloss die Inzision in der 3. Zwischenrippenraum mit 4-0 Seidenfaden. Es ist wichtig, dass die Lungen sind der Naht und nach der 3. und 4. gefangen Rippen miteinander vernäht werden, nicht. Während das Binden der Nahtknoten ist es hilfreich, leichten Druck auf der Brust mit dem Nadelhalter gelten für jeden Raum, die Luft in den Brustraum eingefangen werden können, zu minimieren. </li><li> Schließen Sie alle Muskelschichten mit kontinuierlicher Nähte mit 4-0 Seide. Verwenden Nylonnaht, die Haut mit einer fortlaufenden Naht schließen. Alternativ kann die Haut mit unterbrochener Naht geschlossen werden. </li><li> Beim Nähen ist komplett nicht mehr der Fluss von Isofluran während Sauerstoff fließt weiter. Sobald die Maus bewegt seine Schnurrhaare oder Schwanz es, Schulterd beginnen, Versuche, spontan zu atmen. Entfernen Sie die Maus vom Beatmungsgerät mit Intubationstubus noch in der Luftröhre gehalten. </li><li> Beobachten Sie das Tier vorsichtig, bis die Maus wieder eine normale Atmung und dann extubiert die Maus. Das Rohr sollte langsam entfernt werden, um Aspiration von Sekreten der Mundhöhle zu vermeiden. </li><li> Bestätigen Sie die Maus nicht in jedem Atemnot beobachten, die für weitere 3-5 min vor der Rückgabe an einem Käfig. Wenn Anzeichen von Austrocknung sind nach der Operation beobachtet, bieten bis zu 0,5 ml steriler Kochsalzlösung durch intraperitoneale Injektion. </li><li> Für die postoperative Analgesie, verwalten ein Opioid-Analgetikum (Buprenorphin, 0,1 mg / kg) subkutan (SC), bevor das Tier ist die ambulante und bieten eine zusätzliche Dosis alle 4-6 Stunden für die nächsten 24 Stunden danach. Überprüfen Sie die Tier Anzeichen von Leiden bei 12 Stunden nach der Operation. Simulation von Myokardinfarkt mit Überleben Operation erfordert eine Bewertung von Schmerzen und Leiden folgenden Erholung von der surgery. Die aktuelle geeignete Verfahren ist es, Analgesie für den ersten 24 Stunden nach einer invasiven Verfahren mit zusätzlichen Dosen gegeben als durch Gewichtsverlust oder Anzeichen von Schmerzen gerechtfertigt ist. Für dauerhafte Ligation sollte das Körpergewicht täglich verfolgt werden, um zu helfen, um die Erholung des Tieres zu messen. </li><li> Ibuprofen (Motrin), ein nicht-steroidale Entzündungshemmer (NSAID) mit entzündungshemmenden, Analgesie und fiebersenkende Aktivität oder andere NSAIDs, im Trinkwasser der Tiere als 0,2 mg / ml-Lösung für zwei Tage vor der Operation gestellt werden und bis zu 7 Tage nach der Operation in zusammen mit der Buprenorphin, um zusätzliche Schmerz / Not verwalten. </li></ol> 8. Messung der Infarktgröße <ol><li> Anesthetize intubieren und die Maus am Ende der gewünschten Reperfusionszeit. Schneiden Sie die Brusthaut in der Mittellinie auf den Schwertfortsatz. Öffnen der Bauch und die Membran unter dem Brustkorb und von beiden Seiten des Medioklavikularlinie. </li> &lt;li&gt; Expose das Herz und dann wieder ligieren die LAD in der gleichen Lage. Kanülieren die Aorta so 10% Phthaloblau langsam direkt in die Aorta, das Herz für die Abgrenzung des ischämischen Zone von der nicht-ischämischen Zone 10 Fleck eingespritzt werden. </li><li> Schnell das Herz herausschneiden und waschen Sie es in 30 mM KCl (Kaliumchlorid-Lösung), um den Herzschlag einstellen und ermöglichen eine konsistente Schnitte. Frieren Sie das Herz für mindestens 4 Stunden bei -20 ° C und schneiden Sie das Herz in Scheiben von 1 mm unter Verwendung einer Herz-Matrix Trennvorrichtung 11. </li><li> Inkubieren Herzscheiben mit 2% TTC bei 37 ° C für 40 min. Der Infarktbereich wird als ein weißer Bereich abgegrenzt, während lebensfähige Gewebe rot färbt. </li><li> Fix die gefärbten Scheiben mit 10% Formaldehyd über Nacht, was dazu beitragen wird, den Kontrast zwischen dem Infarktbereich und dem normalen Gewebe zu erhöhen. Fotografieren Sie die Scheiben und berechnen Sie den Risikobereich (AAR), die nicht-ischämischen Zone und das Infarktgebiet mit ImageJ Software. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 9. Die Messung der Herzenzyme Messen kardialem Troponin I (cTnI) im Serum der Mäuse durch Blutentnahme von der Pfortader und dann Isolieren Serum durch Zentrifugation. Serum cTnI Ebenen werden dann mit einer schnellen quantitativen cTnI-Assay 12 bestimmt.

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Dr. Noah Weisleder ist ein Gründer und Chief Scientific Officer bei der TRIM-edizin, Inc.

Maus myokardialen Ischämie-Reperfusion-Modelle sind eine effektive Methode für Herz-Kreislaufforschung in die klinische akuten oder chronischen Herzerkrankungen 13,14 simulieren. Erhebliche Anstrengungen wurden angewendet zu entwickeln und zu verfeinern, chirurgische Ansätze, die ischämische Ereignisse und Reperfusionsschäden in den Herzen der verschiedenen Tierarten zu produzieren. Zwar gibt es besondere Vorteile für die Verwendung von verschiedenen Tieren Systemen hat die Maus Merkmale, die großes In...

Tiermodelle von Myokardinfarkt (MI) in der Forschung der komplexen Pathophysiologie von ischämischen Herzkrankheiten 1 wichtig. Ischämie-Reperfusion (I / R) Verletzungen ist ein wesentlicher Faktor der myokardialen Schäden während MI generiert. Die durch Okklusion der Herz-Kreislauf hergestellt Anfangs Ischämie Verletzung kann in MI-Patienten durch den Einsatz der Angioplastie, um die Perfusion in einer zeitgemäßen Weise wiederherzustellen minimiert werden. Während dieser Intervention hat stark die Zahl der Todesfälle infolge akuter MI, Wiederherstellung der Blutfluss in den ischämischen Bereich Ergebnisse in I / R-Schaden, die zum Tod von Kardiomyozyten führt reduziert. Dieser Verlust der Herzmuskelmasse trägt zur verminderten Herzleistung und Entwicklung hin zu Herzversagen. So ist das Studium der Mechanismen, die in Kardiomyozyten Tod von I / R Verletzungen führen eine wichtige Linie der Untersuchung in der kardiovaskulären Forschung. Chirurgische Koronarligatur ist eine nützliche Technik, um Versuchsmodelle von MI in verschiedenen Tierarten zu induzieren, including der Ratte, Hund und Schwein. Veröffentlichungen in verschiedenen Labors sind verschiedene Verfahren zur Einrichtung der Mäuse Herzmodell von I / R-Schaden 2,3 eingeführt. Um einen Einblick in diese Mechanismen zu gewinnen, müssen wir Zugang zu zuverlässigen Tiermodellen, die mehrere Aspekte der MI Pathologie reproduzieren können. Entwicklung solcher Modelle ist auch wichtig für die Prüfung therapeutische Ansätze zur Behandlung von Myokardinfarkt und zugehörigen I / R-Schaden. Die meisten der derzeit verfügbaren chirurgischen Techniken zu MI bei Versuchstieren zu simulieren damit chirurgische Dissektion in die Brusthöhle, um den linken vorderen absteigenden Arterie (LAD), die dann durch eine Ligatur für definierten Zeitraum in der Zeit, die ischämischen Ereignis erzeugen verschlossen aussetzen. Dann Ligatur entfernt werden, um für Reperfusion des ischämischen Bereich und die Erzeugung von I / R-Schadens zu ermöglichen. Eine Haupteinschränkung dieser Ansätze, daß die Position der Literatur über die LAD ist nicht immer genau wiedergegeben werden, wobeikönnen, um Unterschiede in der Schwere der MI durch diesen Ansatz induziert führen. Die meisten verfügbaren Techniken nur allgemein beschrieben die ungefähre Position der LAD in der vorderen Wand des Herzens. Wie die Verzweigung und die Richtung der LAD kann bei einzelnen Tieren variieren die Lage nicht immer festgelegt und können leicht verwechselt werden 4,5, während der Operation 6 was zu möglichen Komplikationen. Die Folgen unsachgemäßer Platzierung der Ligatur von Variabilität in der Größe des Infarkts in der linken Herzkammer induziert, um die Spezifität des Modells vollständig Kompromisse laufen. Hier präsentieren wir eine modifizierte Methode für myokardiale I / R und permanente Ligation in Mäusen, die für eine verbesserte Genauigkeit der Platzierung der Ligatur auf der KOP ermöglicht. Durch die Anwendung spezifische Ansätze für die erste Inzision und Dissektion interne, als auch die Verwendung von Manipulationen, um die Atrien zu heben, um besseres Verständnis der LAD und der Stelle, wo es aus der Aorta tritt ermöglichen. Gründung derPosition auf der LAD und seine Herkunft bietet die Möglichkeit, die LAD reproduzierbar zu ligieren. Dieses Modell der myokardialen I / R und permanente Ligation verringert nicht nur die Variation der Infarktgröße nach der Operation, es kann auch das Auftreten von übermäßiger Blutung während der Operation zu verringern.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="845">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:347px;">PhysioSuite with RightTemp Homeothermic Warming</td>
			<td style="width:192px;">Kent Scientific Corp</td>
			<td style="width:139px;">PS-RT</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Light source</td>
			<td style="width:192px;">Zeiss</td>
			<td style="width:139px;">KL 1500 LCD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Mouse Heart Slicer Matrix</td>
			<td style="width:192px;">Zivic Miller</td>
			<td style="width:139px;">HSMS001-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Micro Tray - Base, Lid, &#38; Mat (6.0 x 10 x 0.75)</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">6100A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride</td>
			<td style="width:192px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">T8877</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (Buprenex Injectable)</td>
			<td>Reckitt Benkiser Healthcare</td>
			<td>NDC 12496-0757-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">bupivacaine</td>
			<td style="width:192px;">Hospira</td>
			<td>NDC 0409-1163-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>NDC 5260-04-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine Soultion&#160;</td>
			<td>Purdue Pharma</td>
			<td>25655-41-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mouse Cardiac Troponin T(cTnT) ELISA</td>
			<td>Kamiya Biomedical Company</td>
			<td>KT-58997</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Fine Scissors</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">14040-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">11251-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dumont #3 Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">11231-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Castroviejo Micro Needle Holders</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12060-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Slim Elongated Needle Holder</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12005-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Round Handled Needle Holders</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12075-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Omano Trinocular Stereoscope</td>
			<td style="width:192px;">Microscope.com</td>
			<td style="width:139px;">OM99-V6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">SB2 Boom Stand with Universal Arm</td>
			<td style="width:192px;">Microscope.com</td>
			<td style="width:139px;">V6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Tracheal Tube, 0.5mm, 1/16in Y</td>
			<td style="width:192px;">Kent Scientific Corp</td>
			<td style="width:139px;">RSP05T16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Anesthesia Systems for Rodents and Small Animals</td>
			<td style="width:192px;">VetEquip, Inc</td>
			<td style="width:139px;">901807</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">4-0 silk taper suture</td>
			<td style="width:192px;">Sharpoint&#8482; Products</td>
			<td style="width:139px;">DC-2515N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">6-0 silk taper suture</td>
			<td style="width:192px;">Sharpoint&#8482; Products</td>
			<td style="width:139px;">DC-2150N</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery

Akuter oder chronischer Myokardinfarkt (MI) sind kardiovaskuläre Ereignisse zu hohen Morbidität und Mortalität. Die Festlegung der pathologischen Mechanismen bei der Arbeit während MI und die Entwicklung wirksamer Therapieansätze erfordert Methodik reproduzierbar simulieren die klinische Inzidenz und spiegeln die pathophysiologischen Veränderungen mit MI verbunden. Hier beschreiben wir eine chirurgische Methode, MI in Mausmodellen induzieren, die für Kurzzeit-Ischämie-Reperfusion (I / R)-Verletzungen sowie permanente Ligation verwendet werden kann. Der große Vorteil dieses Verfahrens ist, um den Standort des linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) zu erleichtern, um für eine genaue Ligation dieser Arterie zu ermöglichen, Ischämie im linken Ventrikel des Herzens Maus induzieren. Genaue Positionierung der Ligatur auf LAD erhöht die Reproduzierbarkeit der Infarktgröße und erzeugt somit zuverlässigere Ergebnisse. Mehr Präzision bei der Platzierung der Ligatur wird die Standard-Operationsverfahren zu verbessern, um in Mäusen MI simulieren, thus Verringerung der Zahl der Versuchstiere, die für statistisch relevante Studien und verbessern unser Verständnis der Mechanismen, die Herstellung kardiale Dysfunktion folgenden MI. Dieses Mausmodell der MI ist auch nützlich für die präklinische Prüfung von Behandlungen Targeting myokardialen Schäden nach MI.

Nach 24 Stunden Reperfusion, die Analyse der Infarktgröße und der Region-at-Risk (AAR), durch Phthaloblau Farbstoff und Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC), Ligation der LAD kann durch Beobachtung Blanchieren von Herzgewebe distal der Naht bestätigt werden sowie Störungen der vorderen Wand. Reperfusion kann durch die Rückkehr der roten Farbe des Myokards und die Demonstration von einer gewissen Erholung der Vorderwand Bewegung überprüft werden. Infarkt Bereiche (weiß) sollten in Gefahr...

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A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Wir stellen ein chirurgisches Verfahren, experimentelle Ischämie / Reperfusions (I / R) Schädigung induzieren Myokardinfarkt (MI) in Mausmodellen, die für mehr Klarheit in der Positionierung der Ligation an der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) simulieren können, um die Reproduzierbarkeit zu erhöhen MI Experimente in Mäusen.

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

a-murine-model-myocardial-ischemia-reperfusion-injury-through

Research

JoVE Journal

Medicine

38.8K Aufrufe.  The Ohio State University.  Wir stellen ein chirurgisches Verfahren, experimentelle Ischämie / Reperfusions (I / R) Schädigung induzieren Myokardinfarkt (MI) in Mausmodellen, die für mehr Klarheit in der Positionierung der Ligation an der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) simulieren können, um die Reproduzierbarkeit zu erhöhen MI Experimente in Mäusen. 