이 책에서보고 된 연구는 관절염 및 근골격계의 국립 연구소 및 피부 질환, 대상 번호 R01-AR063084에서 건강의 국립 연구소의 일부에 의해 지원되었다. 내용은 전적으로 저자의 책임이며 반드시 국립 보건원의 공식 견해를 대변하지 않습니다.

이 동물 프로토콜의 승인을 오하이오 주립 대학에서 기관 동물 케어 및 사용위원회 (IACUC)에 의해 명시된 지침과 규정에 따라가되었습니다. 지역 IACUC에 의해 개발 된 모든 정책은 건강의 국립 연구소에서 실험 동물 복지 사무소에 의해 개발 된 동물 실험 가이드를 준수합니다. 1. 마취 및 기관 내 삽관 <ol><li> 사용하기 전에 모든 장비와 수술 용품을 압력솥. 절차를 통해 멸균 일회용 수술 장갑을 착용 할 것. 절차에 걸쳐 무균 영역을 유지한다. 멸균 드레이프의 사용은 권장하지만, 마우스의 해부학 적 랜드 마크의 더 나은 시각화 수 있도록 비디오에 표시되지 않습니다. </li><li> 유도 챔버에 개별적으로 각 마우스를 놓고 반사 손실을 보상하기까지 0.4 L / 분의 유속으로 5 % 이소 플루 란과 산소를​​ 사용하여 마취를 제공하고 번째 유지기관 튜브가 제 위치에 고정 될 때까지 마취 장치에 접속 노즈콘 튜브에 의해 0.4 L / 분의 유량으로 100 % 산소의 2 % 이소 플루 란으로 E 동물. 사용 된 이소 플루 란 마취 기계를 적절하게 배출 및 절차 중에 이소 플루 란 가스로 외과 의사의 노출을 최소화하기 위해 카본 필터가 장착되어야한다. 노즈콘을 언급하지만, 마우스를 삽관하는 조작의 시각화를 허용하기 위해 비디오에 도시되지 않는다. </li><li> 수술 위치의 오염을 방지하기 위해 수술 플랫폼이 아닌 다른 위치에있는 동물 머리 어선과 동물의 가슴을 면도. </li><li> 이후 삽관 수술 플랫폼에 누운 위치에 마우스를 놓습니다. 간단한 작은 스티로폼 플랫폼은 운영 플랫폼 역할을 할 수 있습니다. 멸균 된 표면을 제공하기 위해 사전 멸균 드레이프와 플랫폼을 커버. surgica있는 쥐의 체온을 유지하기 위해 플랫폼과 드레이프간에 가열 패드를 배치L 절차. </li><li> 테이프로 플랫폼에 10 cm 이상 2-0 실크 봉합사의 길이를 연결 한 후 전면 상단 앞니 주변에 루프 봉합. 마우스의 코를 통해 플랫폼의 가장자리에 근접 (2-3 인치) 콘을 배치합니다. 마우스 팽팽하게 당겨 테이프의 조각으로 꼬리 플랫폼에 고정. </li><li> 테이프의 가닥과 본체의 양측에 다리를 고정. 이것이 호흡을 손상시킬 수있는 전면 사지가 과도하게 확장되지 않습니다하는 것이 중요합니다. </li><li> 목과 가슴 절개가되기 전에 베타 딘과 알코올로 면도 외과 사이트를 준비합니다. </li><li> 마우스 머리 연산자의 방향으로 가리키는 플랫폼을 놓습니다. 0.5 cm 중간 경부 피부 절개를 잘라. 기관은 근육에서 볼 수있는 sternohyoideus 근육을 노출하기 위해 지협에서 갑상선 엽 (叶)을 분리합니다. </li><li> 그것이 intub으로 사용할 수 있도록 18 게이지 트로 카의 내 바늘을 제거ATION 관. 니들 포인트 홀더 역할을 할 수 및 외부 튜브의 1cm는 기관 튜브의 역할을 할 수있다. </li><li> 한 손으로 곡선 집게로 쥐의 혀를 잡고 약간 위쪽으로 이동합니다. 자궁 경부 피부 절개를 통해 기관을 볼 수 있습니다. 튜브가 기관 내부에서 볼 때까지 부드럽게 삽관 튜브를 삽입하는 다른 손을 사용합니다. </li><li> 마자 튜브는 기관에서와 같이, 튜브를 향해 반면에 곡선 집게를 이동하고 신속 내 바늘을 제거한다. 튜브는 기관에 삽입 할 수없는 경우에, 관은 호흡 문제를 피하기 위해 생산 인출되어야한다. 그것은 대신 기관의 식도에 튜브를 삽입하는 것을 방지하기 위해 목에 근접 할 때까지 튜브의 팁을 지적하는 것이 중요하다. </li></ol> 2. 환기 및 고정 <ol><li> 동물 용 인공 호흡기를 0.4 L / 분의 유속으로 산소 2 % 이소 플루 란을 배출하여 인공 환기. 수정 된 Y-SHA를 사용인공 호흡기와 기관 내 삽관 튜브를 연결하는 PE 커넥터에 연결합니다. 기관 튜브의 정확한 위치는 대칭 가슴 팽창을 판정함으로써 확인 될 수있다. </li><li> 260 μL / 행정 및 환기 속도로 갯벌 볼륨을 설정하면 특정 마우스 필요한 경우의 체중을 조절할 수 있습니다 분당 130 스트로크입니다. </li><li> 꼬리에 테이프를 제거하고 이후 수술을 오른쪽 측와위에 배치 부드럽게 마우스를 켭니다. 다시 플랫폼으로 꼬리와 다리를 고정하는 테이프를 사용합니다. </li><li> 체온을 모니터링하는 직장​​ 프로브를 넣고 37 º C. 주위 온도를 유지하기 위해 온난화 패드를 조정 </li><li> 테이프를 사용하여 플랫폼에 프로브를 고정합니다. 절개가 이루어지기 전에 지역을 마비하기 위해 절개 사이트에서 부피 바카 인의 피하 주사. </li></ol> 3. 개흉술 <ol><li> 멀리 왼쪽에서 사이트 2mm에 약 1cm 길이 경사 절개를합니다왼쪽 앞 다리는 몸 (다리와 몸이 결합 위치를 아래 약 1 ~ 2 mm)를 만나는 곳의 방향으로 흉골. 피상적 흉부 정맥이 사이트 부근에 위치하며 절개의 측면 끝까지 들어가도록 절개해야한다,하지만 정맥으로 절단하지 않습니다. </li><li> 가슴 근육 아래 갈비뼈를 노출하지만 잘라. 이 단계에서는 선박의 사고로 부상을 방지. 출혈이 발생하면, 다음 7 단계로 진행하기 전에 출혈을 멈추게하는면 도포를 사용합니다. </li><li> 갈비뼈를 시각화하고 얇고 반투명 가슴 벽을 통해 폐를 팽창. 세 번째 늑간에 6-8 밀리미터 절개를하는 외과 용 가위를 사용하여 흉강을 엽니 다. 이 절개는 내흉 동맥이있는 흉골에서 2mm 이상이어야한다. 동맥에 손상을 제어하기 어려운 무거운 출혈을 생성합니다. </li><li> 미리 살균 만든 가슴 견인기가 int로 삽입폐 않도록주의하면서 폭 넓은 8 ~ 10 ㎜이다 그래서 O 부드럽게 절개하고 절개를 엽니 다 철수. 견인기는 핀 수술 플랫폼에 연결해야합니다. </li><li> 이 시점에서 마음 그러나, 폐는 여전히 마음의 한 부분을 다룰 것, 볼 수 있어야합니다. 곡선 포셉 부드럽게 심낭을 선택, 그것을 떨어져 당기고, 견인기 뒤에 조직을 밀어 넣습니다. 이 조작 동안 폐까지 떨어져 심장에서 올라옵니다. </li></ol> 4. 위치 LAD <ol><li> 해부 현미경을 통해 마음의 표면에 LAD를 찾습니다. LAD는 좌심실을 통해 다운 마음의 정점 근처에서 심장 벽의 중간을 실행합니다. LAD는 밝은 빨간색 표시 강하게 펄스됩니다. 여기 정맥은 때때로 그러나 적절한 조명은 두 배를 구분하는 데 도움이 될 수 있습니다, LAD 오해한다. 조명이 너무 밝은 경우 색을 평가하기가 어려울 수 있습니다혈관 사이의 차이. </li><li> 결찰에 대한 LAD를 준비하는 약 1 ~ 2 mm의 직경과 멸균 면봉 조각을 사용합니다. 좌심방을 들어 올려 LAD를 노출하고 그 위치를 명확히하는 데 도움이되는, 좌심방과 좌심실 사이의면을 넣습니다. LAD가 위치 할 수없는 경우, 조각은 그래서 좌심방이 LAD가 발생한 대동맥을 나타 내기 위해 더 높은를 들어 올려에 추가 하락 할 수 있습니다. </li></ol> 5. LAD 내고 <ol><li> 합자위한 이상적인 위치는 왼쪽 귓바퀴의 끝보다 약 2mm 낮다. 폐 트렁크 왼쪽 귓바퀴를 식별 마커로서 사용할 수있다. 또한, 결찰 위치는 멀리 좌 회선의 분기에서 포인트 1-2밀리미터으로 시각화 할 수 있습니다. 부드럽게 즉시 의도 결찰 지점 아래 사이트에서 압력을 적용 할 곡선 집게를 사용합니다. 이렇게하면 동맥을 볼 수 있도록하고 또한 장소에 마음을 유지하는 데 도움이됩니다와 합자를 묶는 간단. 한 번에 5 초 이상 집게와 압력을 적용하고 펌핑을 변경할 수있는 마음의 압축을 피하지 마십시오. </li><li> 해부 현미경으로 관찰하면서 LAD 아래 6-0 실크 봉합사를 통과 테이퍼 바늘을 사용합니다. 바늘이 너무 많이 배치하면 좌심실 챔버를 입력하거나 바늘이 너무 얕은 경우 LAD을 손상 될 수 정밀도로 동맥에서 바늘을 삽입합니다. LAD 부상되면 출혈이 제어 할 수없는 경우는 동물을 안락사하는 것이 바람직하다, 바늘을 제거하고 출혈을 제어하기 LAD 봉합. </li><li> PE-10 튜브의 2 ~ 3 mm 길이의 조각이 8 배치되는을 통해 2-3 mm 직경의 루프를 떠나, 봉합 느슨한 두 번 매듭을합니다. </li><li> 다음 심실 벽을 손상하지 않도록주의하면서, 하나의 추가 매듭을 묶는하여 루프를 고정하는 동맥과 튜브 주위에 루프를 조입니다. 영구 결찰에 직접와 LAD 넥타이9 매듭. 결찰 후 몇 초 이내에 나타납니다 LV의 앞쪽 벽에 옅은 색의 외관을 검사하여 LAD의 폐쇄를 확인합니다. </li><li> 트랙터를 제거하고 겸자와 함께 피부를 집어 일시적으로 상처를 닫습니다. 허혈이 유지되는 시간의 길이는 실험 디자인에 따라 다르지만, 흔히 20, 30, 45 또는 60 분이다. 마우스는 LAD의 동맥 폐쇄의 기간 동안 인공 호흡기에 남아 있습니다. </li></ol> 6. 재관류 <ol><li> 허혈 기간 후 불독 클립을 제거하고 합자를 노출하는 가슴 견인기를 삽입합니다. 매듭을 풀어 PE-10 튜브를 제거합니다. 15 ~ 20 초 후에 LV의 전벽의 분홍색 붉은 색의 반환을 관찰하여 재관류를 확인합니다. </li><li> 2 % 트리 페닐 테트라 졸륨 클로라이드 (TTC), 청색 염색은 재관류 후 수행 할 경우 장소에 봉합을 남겨주세요. 염색이 필요없는 경우에, 봉합은 B 수전자 제거. </li><li> 재관류 시간은 일반적으로 1 시간부터 24 시간까지 걸친 실험 설계에 의존 할 것이다. </li></ol> 7. 가슴 폐쇄 및 수술 후 관리 <ol><li> 봉제 흉강을 닫고 4-0 실크 봉합사와 3 차 늑간에 절개를 종료합니다. 그것은 폐는 봉합의 명확하고 3 번째로 갇혀 4 번째 갈비뼈가 함께 봉합하는이되지 않는 것이 중요합니다. 봉합사의 매듭을 묶는 동안은 흉강에 갇혀 될 수있는 실내 공기를 최소화하기 위해 바늘 홀더와 가슴에 약간의 압력을 적용하는 것이 도움이된다. </li><li> 4-0 실크를 사용하여 연속 봉합과 근육의 모든 레이어를 닫습니다. 연속 봉합으로 피부를 닫습니다 나일론 봉합사를 사용합니다. 대안 적으로, 피부가 중단 봉합사로 폐쇄 될 수있다. </li><li> 산소의 흐름을 계속하면서 봉합이 완료 중단 이소 플루 란의 흐름 경우. 마우스는 수염이나 꼬리 해, 어깨에 매는를 이동하면자발적으로 호흡하는 시도를 시작하는 거라고. 삽관 튜브와 인공 호흡기에서 마우스를 제거 여전히 기관에 보관. </li><li> 마우스가 정상적인 호흡 패턴을 재개 한 후 마우스를 튜브를 빼내 때까지 신중하게 동물을 관찰한다. 튜브는 구강 분비물의 흡입을 피하기 위해 천천히 제거되어야한다. </li><li> 마우스가 케이지에 반환하기 전에 또 다른 3 ~ 5 분 정도를 관찰하여 어떤 호흡 곤란에이 아닙니다. 탈수의 증상이 수술 후 관찰되는 경우, 복강 내 주사에 의해 멸균 식염수 0.5 ㎖까지 제공한다. </li><li> 수술 후 진통제의 경우, 동물이 외래 전에 아편 진통제 (부 프레 노르 핀, 0.1 ㎎ / ㎏) 피하 (SC)를 관리하고 추가 량에게 다음 24 시간 동안 매 4-6 시간을 제공합니다. 수술 후 12 시간에서 고통의 동물의 흔적을 확인합니다. 생존 수술을 이용하여 심근 경색의 시뮬레이션 스와 회복 다음과 같은 고통과 고통의 평가가 필요rgery. 현재 승인 된 모범 사례로 인해 체중 감소 또는 고통의 흔적을 보증으로 주어진 추가 용량을 가진 침략 절차에 따라 처음 24 시간 동안 진통을 제공하는 것입니다. 영구 결찰를 들어, 체중은 동물의 회복을 측정하는 데 도움이 매일 추적해야합니다. </li><li> 이부프로펜 (모 트린)는 항염증제, 진통제 및 해열제 활동, 또는 다른 비 스테로이드 성 소염 진통제와 비 스테로이드 성 항 염증 약물 (NSAID)는, 수술 전 이틀 동안 0.2 ㎎ / ㎖ 용액으로서 동물의 식용에 제공 할 수있다 추가 통증 / 고통을 관리하는 부 프레 노르 핀과 함께 수술 후 7 일까지. </li></ol> 심근 경색 크기의 8. 측정 <ol><li> 마취 및 원하는 재관류 시간의 끝에서 마우스를 삽관. xyphoid에 중간 선에있는 가슴의 피부를 잘라. 흉곽 아래와 쇄골 라인의 양쪽에서 복부와 횡경막을 엽니 다. </li> &lt;리&gt; 마음을 노출하고 같은 위치에 LAD를 다시 결찰. 그래서 10 %의 프 탈로 블루 천천히 비 허혈성 영역 (10)으로부터 허혈성 영역의 묘사에 대한 마음을 얼룩하는 대동맥에 직접 주입 할 수있는 대동맥을 Cannulate. </li><li> 신속하게 마음을 절제 및 심장의 박동을 중지하고 일관성 절편 수 있도록 30 ㎜의 KCl (염화칼륨 용액)으로 세척. -20 ° C에서 최소 4 시간 동안 마음을 동결 장치 (11)를 구획 심장 매트릭스를 사용하여 1mm의 조각으로 마음을 잘라. </li><li> 40 분 동안 37 ° C에서 2 % TTC 심장 조각을 품어. 생존 가능한 조직을 적색 얼룩 반면 경색 부분은 흰색 영역으로 경계가된다. </li><li> 경색 영역과 정상 조직 사이의 대비를 향상하는 데 도움이되는, 하룻밤 10 %의 포름 알데히드와 스테인드 조각을 수정. 조각을 사진과 위험 지역 (AAR), 비 허혈성 영역과 I​​mageJ에 소프트웨어를 사용하여 경색 면적을 계산. </li></ol> &lt;P 클래스 = &quot;jove_title&quot;&gt; 9. 심장 효소 레벨 측정 포털 정맥에서 혈액을 획득 한 후 원심 분리하여 혈청을 분리하여 마우스의 혈청에있는 I (cTnI 상승) 수준의 심장 트로포 닌을 측정합니다. 혈청 cTnI 상승 수준은 다음 양적 빠른 째의 cTnI 분석 (12)에 결정된다.

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박사 노아 Weisleder는 TRIM-edicine, 주식 회사의 설립자 겸 최고 과학 책임자이다

마우스 심근 허혈 - 재관류 모델은 임상 급성 또는 만성 심장 질환 (13, 14)를 시뮬레이션하는 심장 혈관 연구를위한 효과적인 방법입니다. 상당한 노력은 허혈성 이벤트와 여러 가지 동물 유형의 마음 재관류 손상을 일으킬 수술 방법을 개발하고 구체화 적용되었습니다. 다른 동물 시스템의 사용에 특히 장점이 있지만, 마우스는 마우스의 심장에 심근 I / R 생산에 광범위한 관심을 이끌고?...

심근 경색 (MI)의 동물 모델은 허혈성 심장 질환 (1)의 복잡한 기전 연구에 중요하다. 허혈 - 재관류 (I / R) 부상 MI 중에 발생하는 심근 손상이 주요 원인이다. 관상 동맥 순환의 폐색에 의해 생성 된 초기 허혈 손상은 적시에 살포를 복원하는 혈관 성형술의 사용에 의해 MI 환자에서 최소화 할 수있다. 이 개입은 크게 급성 MI, 심근 죽음에 이르게 I / R 상해에서 허혈 영역의 결과로 혈액의 흐름의 복원에 사망자 수를 감소하고 있지만. 심근 질량이 손실은 심 박출량과 심장 마비를 향해 진행을 감소에 기여한다. 따라서, I / R 상해에서 심근 죽음을 초래하는 메커니즘의 연구는 심장 혈관 연구에서 탐구의 중요한 라인이다. 외과 관상 동맥 결찰은 다양한 동물의 종류에있는 MI의 모델을 유도 할 수있는 유용한 실험 기법, includi에있다쥐, 개, 돼지를 겨. 다른 실험실에서 출판물 I / R 상해 2,3의 쥐 심장 모델의 설립에 관한 다양한 방법을 도입했습니다. 이러한 메커니즘에 대한 통찰력을 얻기 위해 우리는 MI 병리의 여러 측면을 재현 할 수있는 신뢰할 수있는 동물 모델에 액세스 할 수 있어야합니다. 이러한 모델의 개발은 MI의 처리와 관련 I / R 손상에 대한 치료 방법을 테스트하기 위해 필수적이다. 실험 동물에서 MI를 시뮬레이션하는 현재 수술 기법의 대부분은 허혈성 이벤트를 생성하는 시간에 정의 된 기간 동안 합자에 의해 폐색되어 동맥 (LAD)를 좌전 하행을 노출 흉강에 수술 절개를 포함한다. 그 합자 I / R 손상의 허혈 영역 및 발생의 재관류를 허용하도록 제거 될 수있다. LAD에 대한 문헌의 위치를​​ 항상 정확하게 재현되지 않도록, 이러한 방법 중 하나를 주요 제한이 방법에 의해 유도 된 MI의 심각도의 변화로 이어질 수 있습니다. 사용 가능한 대부분의 기술은 일반적으로 심장의 앞쪽 벽에 LAD의 대략적인 위치를 설명했다. LAD의 분기 및 방향은 위치가 항상 고정되어 있지 및 수술 6시 발생할 수있는 합병증에 이르는, 4,5 쉽게 혼동 될 수있는 개별 동물 다를 수 있음. 합자의 부적절한 배치의 결과는 완전히 모델의 특이성을 손상하는 좌심실에 유도 경색의 크기 변화에서 실행할 수 있습니다. 여기에서 우리는 심근 I / R 및 LAD의 합자의 위치의 정확도를 향상 할 수 있습니다 생쥐의 영구 결찰에 대한 수정 방법을 제시한다. 초기 절개 및 내부 해부뿐만 아니라,이 대동맥에서 나온다 LAD와 사이트의 더 감사 할 수 있도록 심방을 들어 올리는 조작의 사용에 대한 구체적인 접근 방법을 적용하여. 설립LAD와 그 기원에 위치 재현 방식으로 LAD을 결찰 할 수있는 기회를 제공합니다. 심근 I / R 영구적 결찰 모델 수술 후 경색 크기의 편차를 감소 할뿐 아니라 작동 중에 과도한 출혈의 빈도를 감소시킬 수있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="845">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:347px;">PhysioSuite with RightTemp Homeothermic Warming</td>
			<td style="width:192px;">Kent Scientific Corp</td>
			<td style="width:139px;">PS-RT</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Light source</td>
			<td style="width:192px;">Zeiss</td>
			<td style="width:139px;">KL 1500 LCD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Mouse Heart Slicer Matrix</td>
			<td style="width:192px;">Zivic Miller</td>
			<td style="width:139px;">HSMS001-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Micro Tray - Base, Lid, &#38; Mat (6.0 x 10 x 0.75)</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">6100A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride</td>
			<td style="width:192px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">T8877</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (Buprenex Injectable)</td>
			<td>Reckitt Benkiser Healthcare</td>
			<td>NDC 12496-0757-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">bupivacaine</td>
			<td style="width:192px;">Hospira</td>
			<td>NDC 0409-1163-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>NDC 5260-04-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine Soultion&#160;</td>
			<td>Purdue Pharma</td>
			<td>25655-41-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mouse Cardiac Troponin T(cTnT) ELISA</td>
			<td>Kamiya Biomedical Company</td>
			<td>KT-58997</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Fine Scissors</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">14040-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">11251-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dumont #3 Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">11231-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Castroviejo Micro Needle Holders</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12060-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Slim Elongated Needle Holder</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12005-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Round Handled Needle Holders</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12075-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Omano Trinocular Stereoscope</td>
			<td style="width:192px;">Microscope.com</td>
			<td style="width:139px;">OM99-V6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">SB2 Boom Stand with Universal Arm</td>
			<td style="width:192px;">Microscope.com</td>
			<td style="width:139px;">V6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Tracheal Tube, 0.5mm, 1/16in Y</td>
			<td style="width:192px;">Kent Scientific Corp</td>
			<td style="width:139px;">RSP05T16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Anesthesia Systems for Rodents and Small Animals</td>
			<td style="width:192px;">VetEquip, Inc</td>
			<td style="width:139px;">901807</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">4-0 silk taper suture</td>
			<td style="width:192px;">Sharpoint&#8482; Products</td>
			<td style="width:139px;">DC-2515N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">6-0 silk taper suture</td>
			<td style="width:192px;">Sharpoint&#8482; Products</td>
			<td style="width:139px;">DC-2150N</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery

급성 또는 만성 심근 경색 (MI)은 높은 병적 상태와 사망률의 결과로 심혈관 이벤트입니다. MI 동안 직장에서 병리학 적 메커니즘을 수립하고 효과적인 치료 방법을 개발하는 것은 재현 임상 발생을 시뮬레이션하고 MI와 관련된 병태 생리 학적 변화를 반영하는 방법이 필요합니다. 여기, 우리는 단기 허혈 재관류 (I / R) 부상을 입 영구 결찰에 사용할 수있는 마우스 모델에서 MI를 유도 할 수있는 수술 방법에 대해 설명합니다. 이 방법의 주요 이점은 쥐 심장의 좌심실에서 허혈을 유도하기 위해이 동맥의 결찰 정확한 있도록 좌전 하행 동맥 (LAD)의 위치를​​ 용이하게하는 것이다. LAD의 합자의 정확한 위치는 경색 크기의 재현성을 향상하여보다 신뢰성있는 결과를 얻을 수 있습니다. 합자의 배치에 더 큰 정밀도는 t, 마우스, 미시간을 시뮬레이션하는 표준 수술 방법을 향상시킬 것입니다HUS 통계적으로 중요한 연구에 필요한 실험 동물의 수를 감소시키고 다음 MI 심장 부전의 제조 메커니즘에 대한 이해를 향상시킨다. MI의이 마우스 모델은 MI 다음과 심근 손상을 대상으로 치료의 전임상 시험에 유용합니다.

재관류, 경색 크기 및 면적에 위험 (AAR), 프 탈로 블루 염료 및 트리 페닐 테트라 졸륨 클로라이드 (TTC)에 의해, LAD의 결찰 봉합사에 심근 조직 원위의 창백을 관찰함으로써 확인 될 수있는 분석에 24 시간 뒤에 뿐만 아니라 앞쪽에 벽의 장애. 재관류는 심근 조직 및 앞쪽에 벽 운동의 일부 복구의 시범에 붉은 색의 반환에 의해 확인 될 수있다. 경색 영역 (흰색)는 위험 (빨간색)?...

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A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

우리는 재현성을 높이기 위해 좌전 하행 동맥 (LAD)에 결찰의 위치에서 더 명확 수 있습니다 마우스 모델에서 심근 경색 (MI)을 시뮬레이션하기 위해 실험 허혈 / 재관류 (I / R) 손상을 유발하는 수술 방법을 소개합니다 마우스에있는 MI 실험.

왼쪽 앞쪽에 내림차순 동맥의 결찰을 통해 심근 허혈 - 재관류 손상의 생쥐 모델

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

39.1K 조회수.  The Ohio State University.  우리는 재현성을 높이기 위해 좌전 하행 동맥 (LAD)에 결찰의 위치에서 더 명확 수 있습니다 마우스 모델에서 심근 경색 (MI)을 시뮬레이션하기 위해 실험 허혈 / 재관류 (I / R) 손상을 유발하는 수술 방법을 소개합니다 마우스에있는 MI 실험. 

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Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

마우스의 급성 신장 손상 및 사후 상해 섬유증의 허혈 - 재관류 모델

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

연구

의학

Permanent Ligation of the Left Anterior Descending Coronary Artery in Mice: A Model of Post-myocardial Infarction Remodelling and Heart Failure

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It is characterized by fluid retention, shortness of breath, and fatigue, in particular on exertion. Heart failure is a growing public health problem, the leading cause of hospitalization, and a major cause of mortality. Ischemic heart disease is the main cause of heart failure.
Ventricular remodelling refers to changes in structure, size, and shape of the left ventricle. This architectural remodelling of the left ventricle is induced by injury (e.g., myocardial infarction), by pressure overload (e.g., systemic arterial hypertension or aortic stenosis), or by volume overload. Since ventricular remodelling affects wall stress, it has a profound impact on cardiac function and on the development of heart failure. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is used to investigate ventricular remodelling and cardiac function post-myocardial infarction. This model is fundamentally different in terms of objectives and pathophysiological relevance compared to the model of transient ligation of the left anterior descending coronary artery. In this latter model of ischemia/reperfusion injury, the initial extent of the infarct may be modulated by factors that affect myocardial salvage following reperfusion. In contrast, the infarct area at 24 hr after permanent ligation of the left anterior descending coronary artery is fixed. Cardiac function in this model will be affected by 1) the process of infarct expansion, infarct healing, and scar formation; and 2) the concomitant development of left ventricular dilatation, cardiac hypertrophy, and ventricular remodelling.
Besides the model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery, the technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented in detail.

Heart failure is the leading cause of hospitalization and a major cause of mortality. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is applied to investigate ventricular remodelling and cardiac dysfunction post-myocardial infarction. The technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented.

마우스의 왼쪽 전방 내림차순 관상 동맥의 영구 결찰 : 심근 경색 리모델링과 심장 마비의 모델

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

창자 허혈 - 재관류 손상의 쥐 모델

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

안압 상승을 통해 망막 허혈 - 재관류 손상의 마우스 모델

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

Ischemic heart disease (IHD), or acute coronary syndrome (ACS), is one of the leading causes of death in the United States. IHD is characterized by reduced blood supply to the heart, resulting in the loss of oxygen to and the ensuing necrosis of the heart muscle. The MI model has gained popularity for its use as a short-term ischemia-reperfusion model and a long-term permanent ligation model. Below, we describe a reliable method for the permanent ligation of the LAD. With mouse genetic engineering technology becoming more advanced, and with an increasing availability of quality murine surgical instruments, the mouse has become a popular model for MI surgeries. Our surgical model incorporates the use of an easily reversible anesthetic for the rapid recovery of the mouse; a minimally invasive endotracheal intubation without involving a tracheotomy; and a thoracentesis through the original thoracotomy site without creating an additional incision in the chest, as is done in some other methods, to effectively remove excess blood and air from the chest cavity. This method is comparatively less invasive than other methods, which dramatically reduces surgical and post-surgical complications and mortality and improves reproducibility.

Murine Left Anterior Descending LAD Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

We provide a reliable method for left anterior descending artery (LAD) ligation in a mouse model. This method is comparatively less invasive than other methods, involving endotracheal intubation, a left-sided thoracotomy approach, and thoracentesis. This method can be used as a model for both acute and chronic myocardial infarction (MI).

쥐 왼쪽 앞쪽에 내림차순 (LAD) 관상 동맥 결찰 : 심근 경색에 대한 개선 및 단순화 된 모델

Ischemic heart disease (IHD), or acute coronary syndrome (ACS), is one of the leading causes of death in the United States. IHD is characterized by ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

쥐의 심근 허혈 재관류 후 관상 동맥 흐름 예비의 평가

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

왼쪽 전방 내림차순 관상 동맥의 영구 결찰을 사용하는 뮤린 심근 경색 모델

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

재건 미세 수술에서 허혈 재관류 손상의 연구를위한 전 임상 쥐 모델

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

뮤린 모델에서 허혈혈 재관류 부상 후 줄기 세포의 지연 된 자궁 내 납품

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

온난 허혈/재관류 손상의 쥐 폐 이식 모델: 결과 개선을 위한 최적화

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...