We would like to thank Prof David Walker for his technical advice and provision of equipment in the development of this technique. This work is supported by the Victorian Government&#8217;s Operational Infrastructure Support Program. This work was partly supported by the Victorian Government&#8217;s Operational Infrastructure Support Program.

HINWEIS: Die folgenden Versuchsverfahren wird von der Tierethikkommission an der Monash University genehmigt und in Übereinstimmung mit den Australian Code of Practice für die Pflege und Verwendung von Tieren zu wissenschaftlichen Zwecken (2006) durchgeführt. Erwachsene weibliche C57BL / 6 Mäuse verwendet, um die repräsentative Ergebnisse zu generieren wurden aus den Monash Tierdienstleistungen erhalten. Die Mäuse wurden in einen bestimmten Erreger frei, kontrollierter Temperatur und Luftfeuchtigkeit Zimmer mit einem 12 Stunden Licht-Dunkel-Zyklus gehalten. Diese Mäuse hatten freien Zugang zu Nahrung und Wasser. 1. Initial Setup <ol><li> Schließen Sie den Laptop / Desktop bis zum Datenerfassungsmaschine für die Aufnahme über ein USB-Kabel. </li><li> Schließen Sie den Brückenverstärker von &quot;Ausgang 1&quot; bis &quot;Eingang 1&quot; des Datenerfassungsmaschine über eine BNC-Kabel. </li><li> Legen Sie die Druckwandler in &quot;Kanal 1&quot; des Oktal-Brücke Amp. Schalten Sie die Datenerfassung Maschine auf und öffnen Sie die Analyse-Software. Die Software sollte automatischdie Geräte-Setup automatisch erkennen (siehe Materialien und Ausrüstung Tabelle). </li><li> Offener Kanal Einstellungen im Setup-Tool-Bar der Software gefunden. Ändern Sie die Anzahl der Kanäle auf 1 aufgezeichnet. </li><li> Richten Sie das Barometer auf Raumdruck und die Wassersäule Gerät, um den Brückenverstärker kalibrieren zu messen. Die Wassersäule Vorrichtung zwei 5 ml-Spritze serologische Pipetten durch einen Kunststoffschlauch verbunden ist. </li><li> Füllen Sie die Spalten mit Wasser und sorgen für die Wasserstände mit einem Lineal ausgeglichen sind. Schließen Sie ein Stück Kunststoffschlauch an die Spitze der jeweiligen Pipette. Abbildung 2 zeigt die Wassersäule aufzubauen. </li></ol> 2. Brückenverstärker Kalibrierung Hinweis: Um in die Wassersäule Kalibrieren Sie den Brückenverstärker eine Injektion von Luft erforderlich ist, um eine 1 cm H 2 O Ablenkung zu schaffen. Dies wird unter einem Satz von Bedingungen erfolgen und ist abhängig von Vorrichtung des Benutzers. Zur Klarstellung diese Schritte demonstrate wie dieses Labor würde die Kalibrierung durchzuführen. <ol><li> Zurückzuziehen 1-ml-Spritze auf 300 ul; ist, die Spritze an den Absperrhahn am Ende der Rohrleitung auf der rechten Seite der Wassersäule. HINWEIS: Sicherstellen, dass der Hahn geöffnet ist an der Spritze und der Wassersäule, und geschlossen, um die Raumluft. Wenn die Wasserstände sind an dieser Stelle nicht ausgeglichen ist, drehen Sie den Hahn, so dass sie offen für Raumluft und der Wassersäule ist, wird dieser das Wasser wieder auszugleichen. Der Schlauch auf der linken Seite der Wassersäule sollte mit dem Druckwandler verbunden ist, um die Druckänderung durch Eintauchen der Spritze induziert wurden. </li><li> Befestigen Sie den Schlauch von der Wassersäule auf der linken Seite, um den Anschluss auf der Druckwandler (obere Ring des Wandlers). </li><li> Wählen Sie das Scroll-Down-Menü gefunden neben dem Hauptbildschirm auf Kanal 1 auf der rechten Seite der Software, und wählen Sie &quot;Brücke Amp&quot; (siehe Materialien und Ausrüstung Tabelle). </li><li> Eingebendie Einstellungen zu 5 mV, 20 Hz Tiefpass, kreuzen Sie das &quot;Invert&quot; und klicken Sie auf &quot;Null&quot;. Klicken Sie auf &quot;Null&quot; um die Kurve bei ~ 0 mV eingestellt. Reduzieren Sie die Fenstergröße auf 4: 1 für einfache Betrachtung. </li><li> Mit allem, was einzurichten, drücken Sie die 1-ml-Spritze, so dass es für 3 Sekunden. Dies wird eine plötzliche Spitze auf der Software zeigen, weil der Druck geändert hat. Wenn die 300 ul gedrückt wird, wird der Druck des Wassers in der Wassersäule von 1 cm zu bewegen. Diese bekannte Wert wird dazu beitragen, kalibrieren Sie den Brückenverstärker. HINWEIS: Der Druckanstieg in der Kammer auf Grund der Vertiefung 300 ul entspricht der für spätere Berechnungen verwendet P K-Wert. </li><li> Wählen Sie &quot;Eingabeeinheiten&quot; auf der linken unteren Ecke des BRIDGE AMP Fenster gefunden. </li><li> Markieren Sie die &quot;Hintergrund Spur&quot; vor der Spitze anders als die &quot;Null-Region&quot; bekannt. <ol><li> Klicken Sie auf den Pfeil neben &quot;Punkt 1&quot; und dies wird die bac produzierenkground Signal im Bereich von -0,002 mV-0.002 mV (der Wert wird nie genau bei 0 mV). </li><li> Typ &quot;0&quot; in dem Fenster benachbart zum Hintergrundsignal-Fenster. </li></ol></li><li> Markieren Sie das &quot;erhöhte Druckbereich der Kurve&quot; aus, wenn die Spritze gedrückt. Klicken Sie auf den Pfeil neben der Nummer 2 und der Wert sollte in Bereich von 0,9-1,2 mV sein. <ol><li> Typ &quot;1&quot; in das Fenster neben dem Fenster &quot;erhöhten Druck&quot;. Für eine visuelle Klärung Schritte 2.7 und 2.8 beziehen sich auf 3. Werte außerhalb der angegebenen kann zu Schäden an der Brücke Oktal Amp zeigen Bereiche gefunden Figur. </li></ol></li><li> Gehen Sie zu &#39;definieren Einheiten &quot;in der oberen rechten Ecke des Fensters und wählen Sie&quot; cm H 2 O &quot;. Wenn diese Option nicht zur Verfügung steht, kann es manuell eingegeben werden. Klicken Sie auf OK. </li><li> Zurück zu den &quot;Brücke Amp&quot;-Menü (siehe 2.1). Wählen Sie 1 mV und setzen Verstärker auf &quot;Null&quot;;. Dies wird Kalibrierung abzuschließen und die Wassersäule sicher entfernt werden kann. </li></ol> 3. Aufnahme Lungenfunktion <ol><li> Wiegen Sie die Maus (g). HINWEIS: Eine Woche vor der physiologischen Beurteilung vorstellen die Maus an die Plethysmographie Kammerumgebung. Dies wird in Akklimatisierung zu unterstützen und reduzieren Stress, wenn dieses Verfahren zu einem späteren Zeitpunkt. Für eine schematische Gesamt Nachweis der UWBP Setup, siehe Bild 4. </li><li> Messung der Körpertemperatur mit einer rektalen Thermometers. Schmieren Sie das Thermometer mit Vaseline vor dem Einsetzen. Notieren Sie sich die Temperaturanzeige und reinigen das Schmiermittel mit 80% (v / v) Ethanol. Bei Verwendung sehr kleiner Tiere wie neonatale Maus Jungtieren kann die mittlere Körpertemperaturwert mit einem Infrarot-Thermometer anstelle bestimmt werden. </li><li> Legen Sie die Temperatur / Feuchtefühler auf der Ein-Loch-Ende der Plethysmographie Kammer. Notieren Sie die Temperatur, Luftfeuchtigkeit und barometric Druck in der Kammer Plethysmographie vor dem Platzieren der Maus innerhalb. </li><li> Platzieren Sie die Maus in die Plethysmographie Kammer, decken das offene Ende leicht. Dies ermöglicht die Maus um sich zu akklimatisieren. Schließen Sie die Kammer. </li><li> Mit der Temperatur / Feuchtefühler in der Seite der Plethysmographie Kammer mit einem Loch eingeführt, jetzt legen Sie die Wandler und die Spritze in der anderen Seite mit den beiden Löchern. </li><li> Drücken Sie &#39;Start&#39; auf dem Software-Programm und Rekord für ca. 15-45 Sekunden. Rekord 5-10 sec von Daten, wo das Tier bewegt sich nicht. Bewegung basalen Atemphysiologie der Tiere verändern und schlechte Ergebnisse. Atmungs sollte auf einem linearen Weg auf der Programm oszillieren. Dies sind verwendbare Daten. Hinweis: Wasserlassen oder Stuhlgang kann zu einer Erhöhung der Temperatur und Luftfeuchtigkeit innerhalb der Kammer Plethysmographie führen. Dies wird bei der Analyse Ergebnisse zu verschleiern. Im Falle eines Wasserlassen oder Stuhlgang, stoppen Sie die Aufnahme sofort und reinigen plethysmography Kammer mit 80% (v / v) Ethanol. Siehe für eine visuelle Darstellung der suboptimalen Ergebnissen, wo sollten die Daten abgelehnt Abbildung 6. </li><li> Nach der Aufnahme der 45 Sekunden, drücken Sie &quot;Stop&quot; auf der Software (siehe Tabelle Materialien und Ausrüstung)-Programm. Entfernen Sie die Maus vom Plethysmographie Kammer und sofort die Kammertemperatur und Luftfeuchtigkeit aufzeichnen. Nicht kontinuierlich Rekord für mehr als 45 Sekunden, da dies die Tier betonen. </li><li> Bringen Sie die Maus, um seinem Käfig, Spray und wischen die Kammer mit 80% (v / v) Ethanol. </li><li> Ermöglichen die Kammer zu trocknen und wieder den Ausgangswert der Temperatur und Feuchtigkeit, bevor auf die nächste Maus. Wiederholen Sie die Schritte 3,1-3,9 für nachfolgende Tiere. Hinweis: Wenn mehrere Tiere untersucht, dass die Kammertemperatur und die Feuchtigkeit in der Nähe Rückkehr zu Basislinienwerten vor jedem neuen Tier in die Kammer eingebracht. </li></ol> 4. Plethysmographie Analyse Nichtte: die Atmungsparameter wie Atemvolumen (V T) und Minutenvolumen die folgenden Variablen gemessen werden müssen berechnen: Atemfrequenz (Atemzüge / min), Gesamtatemzykluszeit (sec), Inspiration / Ablaufzeit (Ti / Te, Sekunden) und Druckänderung aufgrund jeder Atemzugvolumen (P T). 1 veranschaulicht die Variablen, die von einer Spur gemessen werden kann. Die folgenden Schritte verwenden eine Software (siehe Materialien und Ausrüstung Tabelle), diese Variablen zu messen. Bei der Analyse, zu vermeiden Regionen der Spur enthalten, Sniffing oder Bewegung. Für reproduzierbare Ergebnisse wird mindestens 5 Sekunden guter Atmungs Spur erforderlich. Ein Beispiel für verschiedene Atem Spuren beziehen sich auf die 5 und 6. <ol><li> Öffnen Sie den Bildschirm auf Vollbild stellen im Hinblick auf die 1: 1, und wählen Sie 5 Sekunden von nutzbaren Daten. Eine repräsentative Schnappschuss davon ist in 5 gezeigt. </li><li> Öffnen Sie den Mini-Daten Pad Fenster an der Spitze der Pro gefundenGramm in der Registerkarte Datapad. Wählen Sie Kanal 1 und wählen Sie &quot;Zyklus-Messungen&quot; in der linken Spalte und &quot;durchschnittliche zyklische Höhe&quot; in der rechten Spalte. <ol><li> Wählen Sie &quot;Option&quot; und setzen den Maßstab für Mindestspitzenerfassung bis 1 (ms). Dies wird Nachweis von jedem Spitzenwert zu ermöglichen und wird extrem wichtig, wenn kleine Tiere, die kleinen Schwingungen zu erzeugen. </li><li> Klicken Sie auf &#39;OK&#39;. Dies wird &quot;wegen jedem Atemvolumen Druckbiegung&quot; (P T)-Messung zu präsentieren. </li></ol></li><li> In der Mini-Datenlage, wählen Sie &#39;Zyklus Messungen&#39;, gefolgt von &#39;Ereigniszählung &quot;und klicken Sie auf&#39; OK &#39;. Dies wird die &quot;Frequenz&quot; (f) Messung zu präsentieren. <ol><li> Frequenz muss an Atemzügen / min umgerechnet werden. Dies wird durch Multiplizieren des Wertes von 60 Sekunden und Teilen der Antwort der Gesamtzeit der Aufnahme (min) durchgeführt. </li></ol></li><li> In der Mini-Datenlage, wählen Sie &#39;cycle-Messungen &quot;, gefolgt von&quot; Zeit &quot;und klicken Sie auf &#39;OK&#39;. Dies wird die &quot;Gesamtatemzykluszeit&quot; (T tot, sec) Messung zu präsentieren. </li><li> Die nächsten Schritte werden verwendet, um einen Makrobefehl zu erstellen, um Spitzen und Ausatmung Zeitwerte zu generieren. Sicherstellen, dass der Cursor direkt über dem Maximum des Peaks / Trog und fügen Sie einen Kommentar am 9. sequentielle Höhen und Tiefen. Beginnen Sie mit der Spitze des Schwingungs wie in Figur 5 gezeigt. </li><li> Anschließend wählen Sie Fenster: Daten-Pad und Spalte 1. In dem Fenster, das auf &quot;Auswahl-Informationen&quot; in der linken Spalte, &quot;Dauer&quot; in der rechten Spalte und klicken Sie auf &#39;OK&#39; erscheint. </li><li> Wählen Sie Makro an der Spitze des Programms gefunden und starten Sie dann die Aufnahme. Wählen Sie nun Befehle: &#39;Suchen&#39;, &#39;Go&#39;, &#39;Start der Datei&#39; und klicken Sie auf &#39;Suchen&#39;. </li><li> Wählen Sie Befehle: &#39;Suchen&#39; und &#39;Suchen Kommentare&#39;. Geben Sie den gleichen Satz für den Kommentar-Box in der &#39;enthält&#39; vorgesehene Feld eingegeben haben. Wählen Sie die &quot;Zurück zum Punkt wählen&quot; Tab und &#39;Suchen&#39;. </li><li> Wählen Sie Befehle: &quot;Daten-Pad hinzufügen &#39;. Als nächstes wählen Sie Makro: Makro-Befehle und beginnen zu wiederholen. Die Wiederholungszahl angezeigten Fenster sollten auf 9 eingestellt werden. </li><li> Wählen Sie den Befehl: &quot;Weitersuchen&quot;. Wählen Sie den Befehl: &quot;Daten-Pad hinzufügen &#39;. Wählen Sie Makro-Befehle und Ende wiederholen schließlich. <ol><li> Wählen Sie nun das Makro und beenden Sie die Aufnahme. Speichern und benennen Sie das Makro nach dem Tiernummer. HINWEIS: Einrichten des Makros für jedes Tier kann das Makro für Längsschnittstudien verwendet werden und spart Zeit. </li></ol></li><li> Das Makro kann jetzt ausgeführt werden, um die Inspiration (T i) und Verfall (T e) Zeit zwischen den einzelnen Kommentar zu erhalten. Die Daten werden unter Kanal 1 der Datapad erscheinen. Ablauf und Inspiration erfolgt fortlaufend und die Daten werden in dieser Reihenfolge angezeigt. <ol><li> Die Daten müssen manuell in Einatmung und Ausatmung Werte aufgeteilt werden. Der Mittelwert der vier Datenwerte für jeden Parameter, den Mittelwert T i und T e zu erhalten. </li></ol></li><li> Wenn die Primärwerte wurden mit dem Atemvolumen (V T, ML) abgeleitet wird, berechnet werden. Um das Atemvolumen die Gleichung der Drorbaugh und Fenn 8 verwendet zu erhalten: V T (ml) = (P T / P K) x (V K) x ((T CORE (P B - P C)) / (T CORE (P B - C P) - T C (P B - P CORE))) Wo V T: Tidalvolumen P k: Druckablenkung durch jede Injektion von 1 ml (siehe Schritt 2.5) T Kern: Kerntemperatur von jedem Tier P C: Wasserdampfdruck bei Raumtemperatur X Relative Luftfeuchtigkeit in chamber T C: Temperatur in der Tierkammer P Kern: Druck bei Körpertemperatur (Wasserdampfdruck bei Körpertemperatur x 1,0) P t: Druck Ablenkung durch jedes Atemvolumen V k: Volume Injektion für die Kalibrierung P B: Luftdruck </li><li> Sobald die Atemvolumen wurde so berechnet, die folgenden Parameter bestimmt werden: <ul><li> Minutenvolumen (ml / min) = V T XF </li><li> Minutenvolumen (ml / min / kg) = (V T XF) / Körpergewicht (kg) </li><li> V T (ml / kg) = V T (ml) / Körpergewicht (kg) </li><li> Inspirations Kapazität (%) = T i / T tot </li><li> Inspirationsflussrate (ml / s) = V T / T i </li><li> Verhältnis von Inspirationszeit zu Ablaufzeit = T i / T e </li><li> Gesamtzykluszeit (sec) = Inspirationszeit (sec) + Ablaufzeit (sec) </li></ul></li></ol>

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The authors declare that they have no competing interests. The authors have no conflicts to disclose.

Die hier beschriebene Technik ist eine nicht-invasive Methode zur Beurteilung der respiratorischen Parameter der ungehemmten und nicht narkotisierten Mäusen. Die Stärken dieses Protokoll sind seine Einfachheit und Präzision, um die Lungenfunktion in Längsrichtung mit minimalen Artefakten zu messen. Es gibt jedoch einige Einschränkungen und kritische Schritte zu dem Verfahren angemerkt werden. Erstens und am wichtigsten, muss die Maus ruhig in der Kammer für mindestens fünf Sekunden lang. Mehrspannungs das Atemmus...

Lungenfunktionsstörung ist eine der Hauptursachen von Morbidität und Mortalität auf der Welt. Die Bedingung ist durch eine unzureichende Sauerstoffaustausch, auch mit Husten, Brustschmerzen und Atemnot gekennzeichnet. Erkrankung der Atemwege entfallen ca. 10% der Mortalität weltweit 1. Nach Angaben der Weltgesundheitsorganisation werden Mortalitätsraten mit steigender Tendenz aufgrund anhaltender Rauchen, Umweltverschmutzung und Berufsreizstoffe. UWBP ist eine sinnvolle Ergänzung für das Studium der Physiologie der Lunge, die stark Komplimente traditionellen biochemischen und histologischen Analysen 2. Andere Verfahren zur Lungenbewertung verwendet werden, nicht die gleichen Vorteile bieten wie UWBP. Invasive Plethysmographie ist eine häufig verwendete Technik, die das Tier anästhesiert 3,4 und somit sind resultierende Atmungsmessungen nicht reflektierenden eines natürlichen Zustand erfordert. Ferner wird die Anforderung für die mechanische Beatmung und chemischen Herausforderungen entgegen zukünftige Messungen 3,4.Ein anderes Verfahren zum Sammeln von Atemdaten durch erzwungene Schwingung, die empfindlicher auf Änderungen der Atmungsparameter feineren Vergleich zu UWBP 5 ist. Erzwungene Schwingung ist jedoch eine invasive Technik und erfordert Tier Beendigung der Datenerfassung 5-7. UWBP geht darum, ein Tier in einer spezialisierten Kammer. Während der Inspiration wird die Luft erwärmt und Gezeiten in der Lunge zunehmenden Wasserdampfdruck befeuchtet und thermische Ausdehnung der Gas 8 verursacht. Dieser Effekt führt zu einer Nettoänderung der Luftvolumen Schaffung einer Druckerhöhung innerhalb des Plethysmographen Kammer 8. Das Gegenteil tritt während der Exspiration die Schaffung einer Atemwellenform von dem Tier. Wellenformanalyse wird dann verwendet, um aus den Atem Spur zu messen: Atemfrequenz (Atemzüge / min), Gesamtatemzykluszeit (sec), Inspiration / Ablaufzeit (Ti / Te, sec) und Veränderungen in der Druck aufgrund jedem Atemvolumen (P T). <strong&gt; Abbildung 1 veranschaulicht jedes Messungen Herkunft aus einer Atem Spur. Diese Messungen sind einfach zu berechnen und mehrere Atmungsparameter können aus diesen Messungen abgeleitet werden. Diese Parameter sind: Atemvolumen (das Volumen der Luft, die zwischen normalen und Ausatmung), Minutenvolumen (Volumen von Gas aus der Lunge pro Minute eingeatmet), Inspirationsarbeitszyklus (der Prozentsatz der Inspirationszeit auf die Gesamtatemzyklusdauer) und inspiratorische Flussrate (die Menge an Luft in einer gegebenen Zeit angeregt). UWBP eine präzise, ​​nicht-invasive, quantitative Analyse von Atemphysiologie in Tiermodellen und kann zur Messung des Fortschreitens der Erkrankung der Atemwege und die Lungenfunktion 6,9 verwendet werden. Im Gegensatz zu anderen Techniken Plethysmographie, vermeidet UWBP die Anwendung von Betäubungsmitteln, Beschränkungen und invasive Manipulationen, die Artefakte und experimentelle Variabilität 6,9 herzustellen. Anästhesie Atmung zu unterdrücken,verändern Herzfrequenz und kann eine Herausforderung bis 10 regulieren. Stützen induzieren eine Erhöhung der Atmung durch zusätzliche Stress durch Corticosteron und Adrenalin frei 11,13. Das Hauptmerkmal der UWBP wiederholt physiologischen Beurteilung was sie für eine Längsschnittstudien. UWBP wird dringend für die Längs Beurteilung der Lungenphysiologie empfohlen und bietet eine wertvolle Fähigkeit für zukünftige Atemarzneimittelbewertung. Bleomycin, Ovalbumin, und Hypoxie wurden verwendet, um Atem Herausforderungen in mehreren Studien induzieren und UWBP erfolgreich genaue physiologische Lungenbewertung 7,9,13-16 gemessen. Das beschriebene Protokoll ist für erwachsene Standardlabormäusen konzipiert. Allerdings hat UWBP auf andere Tiere wie Ratten, Meerschweinchen und Primaten 17-20 angepasst. UWBP ist nicht nur auf die Beurteilung Lungenfehlfunktion beschränkt, sondern auch für die Beurteilung der Lungenreifung 3 verwendet.Die Vielseitigkeit, Einfachheit und Reproduzierbarkeit der UWBP haben eine ausgezeichnete Technik zur Bewertung der Lungenfunktion bei Tieren festgestellt. Verschiedene Software (siehe Materialien und Geräte-Tabelle) wird benötigt um dieses Verfahren zu folgen. Ein erfahrener Wissenschaftler in der Lage wäre, dieses Protokoll mit einer Maus innerhalb 1 Stunde durchzuführen.

<table><tbody><tr><td>LabChart 7 software (for Macintosh)</td><td>ADINSTRUMENTS</td><td>MLU60/7</td><td>used in protocol step 4</td></tr><tr><td>PowerLab 8/30 (model ML870)</td><td>ADINSTRUMENTS</td><td>PL3508</td><td></td></tr><tr><td>Octal Bridge Amp (model ML228)</td><td>ADINSTRUMENTS</td><td>FE228</td><td></td></tr><tr><td>Black BNC to BNC cable (1 m)</td><td>ADINSTRUMENTS</td><td>MLAC01</td><td></td></tr><tr><td>Macintosh OS</td><td>Apple Inc.</td><td></td><td>Mac OS X 10.4 or later</td></tr><tr><td>Surgipack Digital Rectal Thermometer</td><td>Vega Technologies</td><td>MT-918</td><td></td></tr><tr><td>Grass volumeteric pressure transducer PT5A</td><td>Grass Instruments Co.</td><td>Model number PT5A; serial No. L302P4.</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Syringe</td><td>Becton Dickinson (BD)</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>5 ml Serological syringe pipettes</td><td>Greiner Bio One</td><td>606160</td><td>Connected via plastic tubing</td></tr><tr><td>Balance/Scales</td><td>VWR International, Pty Ltd</td><td>SHIMAUW220D</td><td>Any weighing balance with of 0.1 gram resolution</td></tr><tr><td>HM40 Humidity &amp;amp; temperature meter</td><td>Vaisala</td><td>HM40A1AB</td><td></td></tr><tr><td>Barometer</td><td>Barometer World</td><td>1586</td><td></td></tr><tr><td>Laboratory tubing</td><td>Dow Corning</td><td>508-101</td><td>Used to connect water column to the syringe and pressure transducer</td></tr><tr><td>Cylindrical Perspex Chamber</td><td>Dynalab Corp.</td><td></td><td>Custom built cylindrical chamber with internal dimensions as follows: 50 mm(w) x 1,500 mm(l). There are two lids for each side, with dimensions 80 mm(l) x 80 mm(w). Each lid has a 60 mm wide circular hole cut on the face of the lid 50 mm deep. This allows the chamber to fit into the lid. A rubber ring is fitted around each hole of the lid where the chamber will fit. For attachment of syringe and pressure transducer, the openings are 5 mm in diameter. For attachment of humidity probe, the openings are 25 mm in diameter.</td></tr><tr><td>80% Ethanol (4 L)</td><td>VWR International, Pty Ltd</td><td>BDH1162-4LP</td><td></td></tr></tbody></table>

measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography

Atemfunktionsstörung ist eine der führenden Ursachen von Morbidität und Mortalität in der Welt und die Sterberate weiter steigen. Quantitative Beurteilung der Lungenfunktion in Nagetiermodellen ist ein wichtiges Instrument in der Entwicklung künftiger Therapien. Häufig für die Beurteilung der Atemfunktion einschließlich invasiver Plethysmographie und erzwungenen Schwingung verwendeten Techniken. Während diese Techniken wertvolle Informationen, die Datenerfassung birgt Artefakte und experimentelle Variabilität aufgrund der Notwendigkeit für die Anästhesie und / oder invasiven Instrumenten des Tieres. Im Gegensatz dazu ungebremst Ganzkörper-Plethysmographie (UWBP) bietet eine präzise, ​​nicht-invasive, quantitative Weg, auf dem die Atmungsparameter zu analysieren. Diese Technik vermeidet die Verwendung von Anästhesie und Beschränkungen, die den traditionellen Plethysmographie Techniken gemeinsam ist. Dieses Video wird die UWBP Verfahren einschließlich der Geräte einzurichten, die Kalibrierung und die Lungenfunktion Aufnahme zu demonstrieren. Eswird erklärt, wie die gesammelten Daten zu analysieren, zu identifizieren sowie experimentelle Ausreißer und Artefakte, die von Tierbewegungen zur Folge hat. Die mit dieser Technik erhalten Atmungsparameter umfassen Atemvolumen, Minutenvolumen, Inspirations Einschaltdauer, Einatemströmungsgeschwindigkeit und das Verhältnis von Inspiration Zeit, um Ablaufzeit. UWBP nicht auf spezielle Fähigkeiten verlassen und ist kostengünstig durchzuführen. Ein Schlüsselmerkmal der UWBP und attraktiv für potentielle Nutzer, ist die Fähigkeit, wiederholte Messungen der Lungenfunktion am gleichen Tier durchzuführen.

Wenn dieses Verfahren korrekt ausgeführt wurde, wird eine einheitliche Schwing Spur auf der Datenanalyse-Software erstellt. Das Verfahren bietet eine Atem Spur innerhalb von wenigen Minuten nach dem Setup mit einfachen Rechen Berechnungen aufgeführt Atemparameter zu bestimmen. Abbildung 5 ein geeigneter Atem Spur von einem Steuer (gesunden) Maus. Entsprechende oszillierende Daten erzeugt wird, wenn das Tier nicht aktiv bewegen. UWBP ist eine äußerst nützliche und zuverl...

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Measuring Respiratory Function in Mice Using Unrestrained Whole-body Plethysmography

Die Beurteilung der Atemphysiologie hat traditionell auf Techniken, die Zurückhaltung oder Sedierung des Tieres erfordern verlassen. Hemmungslose Ganzkörper-Plethysmographie, jedoch bietet eine präzise, ​​nicht-invasive, quantitative Analyse der Atemphysiologie in Tiermodellen. Darüber hinaus ermöglicht das Verfahren wiederholt Atem Bewertung der Mäuse so dass für Langzeitstudien.

Messatemfunktion im Maus Mit Hemmungslose Ganzkörper-Plethysmographie

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative ...

measuring-respiratory-function-mice-using-unrestrained-whole-body

Research

JoVE Journal

Biology

30.2K Aufrufe.  Monash Institute of Medical Research.  Die Beurteilung der Atemphysiologie hat traditionell auf Techniken, die Zurückhaltung oder Sedierung des Tieres erfordern verlassen. Hemmungslose Ganzkörper-Plethysmographie, jedoch bietet eine präzise, ​​nicht-invasive, quantitative Analyse der Atemphysiologie in Tiermodellen. Darüber hinaus ermöglicht das Verfahren wiederholt Atem Bewertung der Mäuse so dass für Langzeitstudien. 

Serie: Measuring Respiratory Function in Mice Using Unrestrained Whole-body Plethysmography

Measuring Exocytosis in Neurons Using FM Labeling

The ability to measure the kinetics of vesicle release can help provide insight into some of the basics of neurotransmission.  Here we used real-time imaging of vesicles labeled with FM dye to monitor the rate of presynaptic vesicle release.  FM4-64 is a red fluorescent amphiphilic styryl dye that embeds into the membranes of synaptic vesicles as endocytosis is stimulated.  Lipophilic interactions cause the dye to greatly increase in fluorescence, thus emitting a bright signal when associated with vesicles and a nominal one when in the extracellular fluid. After a wash step is used to help remove external dye within the plasma membrane, the remaining FM is concentrated within the vesicles and is then expelled when exocytosis is induced by another round of electrical stimulation. The rate of vesicles release is measured from the resulting decrease in fluorescence.  Since FM dye can be applied external and transiently, it is a useful tool for determining rates of exocytosis in neuronal cultures, especially when comparing the rates between transfected synapses and neighboring control boutons.



The ability to measure the kinetics of vesicle release can help provide insight into some of the basics of neurotransmission. Here we used real-time imaging of vesicles labeled with the red fluorescent dye FM 4-64 to measure the rate of presynaptic vesicle release in hippocampal neuronal cultures.

Mess-Exocytose in Neuronen mit FM Labeling

The ability to measure the kinetics of vesicle release can help provide insight into some of the basics of neurotransmission.  Here we used real-time ...

Forschung

Biologie

Murine Model of Allergen Induced Asthma

Asthma is a major cause of morbidity and mortality, affecting some 300 million people throughout the world.1 More than 8% of the US population has asthma, with the prevalence increasing.2 As with other diseases, animal models of allergic airway disease greatly facilitate understanding of the underlying pathophysiology, help identify potential therapeutic targets, and allow preclinical testing of possible new therapies. Models of allergic airway disease have been developed in several animal species, but murine models are particularly attractive due to the low cost, ready availability, and well-characterized immune systems of these animals.3 Availability of a variety of transgenic strains further increases the attractiveness of these models.4 Here we describe two murine models of allergic airway disease, both employing ovalbumin as the antigen. Following initial sensitization by intraperitoneal injection, one model delivers the antigen challenge by nebulization, the other by intratracheal delivery. These two models offer complementary advantages, with each mimicking the major features of human asthma.5
The major features of acute asthma include an exaggerated airway response to stimuli such as methacholine (airway hyperresponsiveness; AHR) and eosinophil-rich airway inflammation. These are also prominent effects of allergen challenge in our murine models,5,6 and we describe techniques for measuring them and thus evaluating the effects of experimental manipulation. Specifically, we describe both invasive7 and non-invasive8 techniques for measuring airway hyperresponsiveness as well as methods for assessing infiltration of inflammatory cells into the airways and the lung. Airway inflammatory cells are collected by bronchoalveolar lavage while lung histopathology is used to assess markers of inflammation throughout the organ. These techniques provide powerful tools for studying asthma in ways that would not be possible in humans.

Experimental mouse models of allergic asthma offer new possibilities for studying disease pathogenesis and developing new therapeutics. These models are well suited to measuring factors governing the allergic immune response, airway inflammation, and pulmonary pathophysiology.

Mausmodell von Allergen-induzierte Asthma

Asthma is a major cause of morbidity and mortality, affecting some 300 million people throughout the world.1 More than 8% of the US population has asthma, ...

Immunologie und Infektion

Method to Obtain Pattern of Breathing in Senescent Mice through Unrestrained Barometric Plethysmography

Unrestrained barometric plethysmography (UBP) is a method for quantifying the pattern of breathing in mice, where breathing frequency, tidal volume, and minute ventilation are routinely reported. Moreover, information can be collected regarding the neural output of breathing, including the existence of central apneas and augmented breaths. An important consideration for UBP is obtaining a breathing segment with a minimal impact of anxious or active behaviors, to elucidate the response to breathing challenges. Here, we present a protocol that allows for short, quiet baselines to be obtained in aged mice, comparable to waiting for longer bouts of quiet breathing. The use of shorter time segments is valuable, as some strains of mice may be increasingly excitable or anxious, and longer periods of quiet breathing may not be achieved within a reasonable timeframe. We placed 22 month-old mice in a UBP chamber and compared four 15 s quiet breathing segments between minutes 60&#8211;120 to a longer 10 min quiet breathing period that took&#160;2&#8211;3 h to acquire. We also obtained counts of central apneas and augmented breaths prior to the quiet breathing segments, following a 30 min familiarization period. We show that 10 min of quiet breathing is comparable to using a much shorter 15 s duration. Additionally, the time leading up to these 15 s quiet breathing segments can be used to gather data regarding apneas of central origin. This protocol allows investigators to collect pattern-of-breathing data in a set amount of time and makes quiet baseline measures feasible for mice that may exhibit increased amounts of excitable behavior. The UBP methodology itself provides a useful and noninvasive way to collect pattern-of-breathing data and allows for mice to be tested over several time points.

Unrestrained barometric plethysmography is used to quantify the pattern of breathing in awake mice. We show that 15 s segments under a standardized protocol display similar values to an extended duration of quiet breathing. This methodology also allows for the quantification of apnea and augmented breaths during the first hour in the chamber.

Methode, um Muster der Atmung in seneszierenden Mäusen durch hemmungslose Barometrische Plethysmographie zu erhalten

Unrestrained barometric plethysmography (UBP) is a method for quantifying the pattern of breathing in mice, where breathing frequency, tidal volume, and ...

Verhalten

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

Eine reversible, nicht-invasive Methode für Airway Resistance-Messungen und bronchoalveolären Lavage Sampling in Mäuse

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Intraperitoneal Glucose Tolerance Test, Measurement of Lung Function, and Fixation of the Lung to Study the Impact of Obesity and Impaired Metabolism on Pulmonary Outcomes

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese individuals worldwide by 2030, thus representing a growing socioeconomic burden. Simultaneously, obesity-related comorbidities, including diabetes as well as heart and chronic lung diseases, are continuously on the rise. Although obesity has been associated with increased risk for asthma exacerbations, worsening of respiratory symptoms, and poor control, the functional role of obesity and perturbed metabolism in the pathogenesis of chronic lung disease is often underestimated, and underlying molecular mechanisms remain elusive. This article aims to present methods to assess the effect of obesity on metabolism, as well as lung structure and function. Here, we describe three techniques for mice studies: (1) assessment of intraperitoneal glucose tolerance (ipGTT) to analyze the effect of obesity on glucose metabolism; (2) measurement of airway resistance (Res) and respiratory system compliance (Cdyn) to analyze the effect of obesity on lung function; and (3) preparation and fixation of the lung for subsequent quantitative histological assessment. Obesity-related lung diseases are probably multifactorial, stemming from systemic inflammatory and metabolic dysregulation that potentially adversely influence lung function and the response to therapy. Therefore, a standardized methodology to study molecular mechanisms and the effect of novel treatments is essential.

The incidence of obesity is rising and increases the risk of chronic lung diseases. To establish the underlying mechanisms and preventive strategies, well-defined animal models are needed. Here, we provide three methods (glucose-tolerance-test, body plethysmography, and lung fixation) to study the effect of obesity on pulmonary outcomes in mice.

Intraperitoneale Glucose-Toleranz-Test, Messung der Lungenfunktion und Fixierung der Lunge, um die Auswirkungen von Übergewicht und beeinträchtigter Stoffwechsel auf pulmonale Ergebnisse studieren

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese ...

Repeated Measurement of Respiratory Muscle Activity and Ventilation in Mouse Models of Neuromuscular Disease

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated measurements over weeks or months of accessory respiratory muscle activity while simultaneously measuring ventilation in a non-anesthetized, freely behaving mouse. The technique includes the surgical implantation of a radio transmitter and the insertion of electrode leads into the scalene and trapezius muscles to measure the electromyogram activity of these inspiratory muscles. Ventilation is measured by whole-body plethysmography, and animal movement is assessed by video and is synchronized with electromyogram activity. Measurements of muscle activity and ventilation in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis are presented to show how this tool can be used to investigate how respiratory muscle activity changes over time and to assess the impact of muscle activity on ventilation. The described methods can easily be adapted to measure the activity of other muscles or to assess accessory respiratory muscle activity in additional mouse models of disease or injury.

This paper introduces a method for repeated measurements of ventilation and respiratory muscle activity in a freely behaving amyotrophic lateral sclerosis (ALS) mouse model throughout disease progression with whole-body plethysmography and electromyography via an implanted telemetry device.

Wiederholte Messung der Atemmuskelaktivität und Ventilation in Mausmodellen von neuromuskulären Erkrankungen

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated ...

Medizin

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

Auswertung der Atemwege Mechanik in Mäuse mit den Forced Oscillation Technique

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to non-invasively assess some features of the respiratory function in humans as well as in laboratory animals. The present article focuses on the application of the double-chamber plethysmography (DCP) in small animals. It provides background information on the methodology as well as a detailed step-by-step procedure to successfully assess respiratory function in conscious, spontaneously breathing animals in a non-invasive manner. The DCP can be used to monitor the respiratory function of multiple animals in parallel, as well as to identify changes induced by aerosolized substances over a chosen time period and in a repeated manner. Experiments on control and allergic mice are used herein to demonstrate the utility of the technique, explain the associated outcome parameters, as well as to discuss the related advantages and shortcomings. Overall, the DCP provides valid and theoretically sound readouts that can be trusted to evaluate the respiratory function of conscious small animals both at baseline and after challenges with aerosolized substances.

The objective of the present article is to provide a detailed description of the recommended procedures to evaluate respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography.

Beurteilung der Atemfunktion in bewusste Mäuse durch Doppel-Kammer-Plethysmographie

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

Simplified Whole Body Plethysmography to Characterize Lung Function During Respiratory Melioidosis

Surrogate animal models of disease are subject to the 3Rs of Responsible Research. There is a frequent revisiting of refinements to animal models to ensure that both animal welfare and scientific insights advance with the availability of new technologies. This article demonstrates the use of Simplified Whole Body Plethysmography (sWBP) to non-invasively study respiratory failure in a model of lethal respiratory melioidosis. sWBP has the sensitivity to detect breathing in mice through the entirety of the course of the disease, allowing for the moribund-associated symptoms (bradypnea and hypopnea) to be measured and potentially used to develop humane endpoint criteria.
Some of the benefits of sWBP in the context of respiratory disease are that host breath monitoring comes the closest of any physiologic measurement at assessing dysfunction of the primary infected tissue, namely, the lung. In addition to biological significance, the use of sWBP is rapid and non-invasive, minimizing stress in research animals. This work demonstrates the use of in-house sWBP apparatus to monitor disease throughout the course of respiratory failure in the murine model of respiratory melioidosis.

This protocol presents the construction and use of a Simplified Whole Body Plethysmography apparatus to monitor bacterial respiratory disease progression non-invasively.

Vereinfachte Ganzkörperplethysmographie zur Charakterisierung der Lungenfunktion bei respiratorischer Melioidose

Surrogate animal models of disease are subject to the 3Rs of Responsible Research. There is a frequent revisiting of refinements to animal models to ...

Nichtinvasive Echtzeit-Ganzkörperplethysmographie bei Hustenempfindlichkeit bei Mäusen

Methods for Detecting Cough and Airway Inflammation in Mice

Chronic cough, which lasts for more than 8 weeks, is one of the most common complaints requiring medical attention, and patients suffer from a huge socioeconomic burden and a marked decrement in quality of life. Animal models can mimic the complex pathophysiology of the cough and are important tools for cough research. The detection of cough sensitivity and airway inflammation is of great significance for studying the complex pathological mechanism of cough. This article describes the measurement of cough using a noninvasive and real-time whole-body plethysmography (WBP) system and the normative procedures for harvesting tissue samples (including blood, lung, spleen, and trachea) of mice. It introduces some methods to assess airway inflammation, including pathological changes in hematoxylin and eosin (HE)-stained lung and trachea sections, the total protein concentration, the uric acid concentration, and the lactate dehydrogenase (LDH) activity in the supernatant of bronchoalveolar lavage fluid (BALF), and the leukocytes and differential cell counts of BALF. These methods are reproducible and serve as valuable tools to study the complex pathophysiology of cough.

Autor im Rampenlicht: Untersuchung der Pathophysiologie von chronischem Husten

Here, we describe the measurement of cough using a noninvasive and real-time whole-body plethysmography (WBP) system and the normative procedures for harvesting tissue samples of mice and introduce some methods to assess airway inflammation.

Methoden zum Nachweis von Husten und Atemwegsentzündungen bei Mäusen

Chronic cough, which lasts for more than 8 weeks, is one of the most common complaints requiring medical attention, and patients suffer from a huge ...