This work was supported by the grant P01HL107151 from the NHLBI/NIH. The authors also gratefully acknowledge the support and access to instrumentation provided through grant P41GM103490 from the NIGMS/NIH.

HINWEIS: Lab Sicherheitsbedenken Im Einklang mit Standard-Labor Best Practices, beachten Sie Folgendes. Bewahren Sie alle organischen Lösemittel in geeigneten Standorten. Bewahren Sie alle Abfallstoffe in der chemischen Abfallbehälter mit klarer Kennzeichnung von chemischen Zusammensetzungen. Da mehrere Reagenzien in diesen Protokollen sind potenziell karzinogen oder erzeugen flüchtige brennbare Gase, behandeln alle Reagenzien in einer Abzugshaube mit Belüftung. Tragen Sie persönliche Schutzausrüstung wie Handschuhe, Kittel und Schutzbrille beim Arbeiten mit organischen Lösungsmitteln. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/51840/51840fig1highres.jpg" width="450px" /> Abbildung 1. Verfahren zur In-Gel-O-Glykomik. (A) Die Proteine ​​von Interesse werden durch SDS-PAGE aufgetrennt, durch entsprechende Färbeverfahren (Coomassie oder Silber) erfaßt und ausgeschnitten. Ausgeschnitten Gelstücke werden in Scheiben geschnittenin kleine Würfel, entfärbt und mit Ethylacetat gewaschen, um Verunreinigungen, mit anschließender MS Analyse stören reduzieren. Ein Teil des Gels Scheibe für in-Gel-Trypsin-Verdauung und anschließende proteomic Charakterisierung mittels LC-MS / MS reserviert werden. (B) O-verknüpften Glykane aus gelöst Glykoproteine ​​durch In-Gel reduktive β-Eliminierung freigesetzt. Wesentliche Schritte sind: Entsalzung und Borat Entfernung durch Azeotrop mit Methanol. (C) O-verknüpften Glykanen durch reduktive β-Eliminierung freigesetzt permethylierten und anschließend in wässrige und organische Phasen aufgetrennt. Sulfoglycans quantitativ in der oberen (wässrigen) Phase gewonnen, während neutrale und sialyliert Glykane Partition in die untere (DCM) Schicht. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/51840/51840fig2highres.jpg" width="700px" /> Abbildung 2. Ausschnitt Flussdiagramm zum In-Gel Glykomik. Jede experimental in Figur 1 dargestellten Schritt wird einzeln erläutert. (A) Gel Entfärben und EtOAc Extraktion, (B) direkt in-Gel-reduktive β-Eliminierung für O-gebundene Glykan Release, und (C) Permethylierung und Phase-Partition. <a href="/files/ftp_upload/51840/51840fig2highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version der Figur zu sehen.</a> 1. Gel Ausschneiden und Entfernen von Gel-abgeleiteten Schadstoffe <ol><li> Vor dem Start des Verfahrens vorzubereiten Chemikalien und Reagenzien in der Materialliste aufgeführt. </li><li> Lösen Proteins auf SDS-PAGE-Gel unter Verwendung von Standard-Tris-Glycin-Puffer-Systeme. Stain trennten Proteine ​​entweder mit Coomassie Brilliant Blue oder Silberfärbung. Im allgemeinen ist die Wiedergewinnung von O-verknüpften Glykanen von silbergefärbten Gelen etwa 80-90% der von Coomassie-gefärbten Gelen erreicht Erholung. </li><li> Nach der Elektrophorese, legen Sie das Gel auf einer Glasplatte und der Verbrauch ter Region von Interesse mit einem sauberen Skalpell oder einer Rasierklinge. </li><li> Um die Ausbeute der O-Glykane zu erhöhen, das Gel Band von Interesse Übertragung auf ein anderes Glasplatte und schneiden Sie die ausgeschnittenen Gel Stück in ca. 2 mm Würfel schneiden. Vermeiden Sie Gelstückchen kleiner als 1 mm Würfel, weil glycan Erholung verringert. Übertragen die kleine Gelstücke in ein Schraubenglasröhrchen (13 x 100 mm) mit einer Edelstahlmikros. </li><li> 1 ml 25 mM Ammoniumbicarbonat (AMBIC, NH 4 HCO 3) in das Probenröhrchen, die Kappe der Glasröhre mit einem Teflon-ausgekleidete Schraubdeckel verschließen und vorsichtig mischen durch Schwenken des Rohres vor dem Stehenlassen für 10 min. Kräftigem Rühren beschäftigen Sie nicht, um zu vermeiden Ripping die Gelstücke. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig AMBIC aus dem Glasrohr entweder mit einer Pasteur Glaspipette oder einer Pipette mit einem extra langen Kunststoffspitze ausgestattet. Vermeiden Zerschlagung und Übertragen der kleine Gelstücke beim Entfernen der AMBIC Lösung. </li><li> 1 ml Acetonitril (ACN), um dasGlasrohr, Kappe, und vorsichtig mischen durch Schwenken Rohr lassen, bevor Ständer für 10 min. Sicherzustellen, dass die Gelstücke werden vollständig mit dem Lösungsmittel bedeckt ist. Falls erforderlich, drücken Gelstückchen off von Rohrwand und in Lösungsmittel mit Pipettenspitze. </li><li> Abpipettieren ACN aus dem Glasrohr und wiederholen Sie die Schritte 1.5-1.7, bis die blaue Farbe wird eliminiert. Wiederholen mindestens fünf aufeinander AMBIC / ACN Wäschen falls erforderlich. Für Silber gefärbten Gelen, verwenden Sie ein destain Kit. Gehen Sie zum nächsten Schritt, wenn das Gel Stück dreht gleichmäßig weiß, während in ACN. </li><li> Pipettieren Sie die Flüssigkeit aus dem Glasrohr, rekapitulieren das Rohr, 1 ml AMBIC und lassen Sie stehen für 5 min. </li><li> Entfernen AMBIC und mit 2 ml Ethylacetat (EtOAc), um das Glasrohr. Recap Rohr mit Teflon ausgekleideten Deckel und bei 4 ° C über Nacht mit end-over-end Agitation oder alternativ durchführen drei EtOAc Wäschen bei Raumtemperatur für jeweils 30 min. Je länger die EtOAc waschen, desto effizienter ist die Entfernung von Verunreinigungen. </li><li> Entfernendie endgültige EtOAc waschen und führen jeweils drei Waschungen mit 2 ml H 2 O. Die vollständige Entfernung der EtOAc wird dafür sorgen, eine robuste reduktive β-Eliminierungsreaktion. </li><li> Abpipettieren H 2 O und entwässern das Gel durch einmaliges Waschen mit 1 ml ACN. HINWEIS: Nach dem Trocknen werden die dehydratisierten Gels bereit für in-Gel-β-Eliminierung. Dehydratisiert Gelstücke bei -20 ° C bis zur Verwendung gelagert werden. </li><li> Stoppen Sie den Waschvorgang bei jedem Schritt und die Gelstücke bei 4 ° C lagern über Nacht, unabhängig von der Puffer oder Lösung auf das Gel aufgetragen wird (AMBIC, ACN, H 2 O). Starten Probenvorbereitung jederzeit innerhalb der nächsten 2 Tage. </li><li> Verwenden Sie einen Teil der entfärbten und dehydrierte Gelstücke für Protein-ID durch Standardproteomische Ansätze. </li></ol> 2. In-Gel-O-Glykan Freigabe durch reduktive β-Elimination <ol><li> Bereiten Sie eine Stammlösung von 1 M Natronlauge (NaOH) mit 50% NaOH oder NaOH fest und lagern bei 4 ° C bis zur Verwendung. <ol&gt; <li> Nehmen Sie 5,2 ml 50% NaOH (oder 4 g festes NaOH) und stellen Sie die Lautstärke auf 100 ml bis 1 M NaOH-Lösung zu machen. Verdünnt das 1 M NaOH Stammlösung 100 mM NaOH, die bei 4 ° C bis zu 6 Monate ohne Wirkungsverlust in reduktive β-Eliminierungsreaktionen gespeichert werden können. </li></ol></li><li> Stellen 2 M Natriumborhydrid (NaBH 4) in 100 mM NaOH. Auflösen von 38 mg NaBH 4 in 0,5 ml von 100 mM NaOH. Im Allgemeinen verwenden 0,5-1,0 ml der Borhydrid-Lösung für jede Probe. Variiert das Volumen der Reaktionslösung auf die Menge des getrockneten Gelstücke in Schritt 1 hergestellt erwarten, 0,5 ml Natriumborhydrid-Lösung für 1-2 geschnitten Gelstücke (Schritt 1,3) zu verwenden. </li><li> In 500 ul 100 mM NaOH zu den dehydrierten Gelstücke und stehen lassen für 3-5 min auf Eis, um das Gel auf die Grundbedingungen, die Glykan Erholung verbessern Gleichgewicht. </li><li> In 500 ul 2 M NaBH 4 in 100 mM NaOH, was zu Endkonzentrationen von 1 M NaBH <sub&gt; 4 in 100 mM NaOH. Vorsichtig mischen das Rohr und Inkubation bei 45 ° C für 18 h. <ol><li> Während der ersten Stunde der Inkubation vorsichtig mischen das Röhrchen alle 15 min. Vermeiden Sie starke Unruhe, denn es kann die Gelstücke fragmentieren. Führen Sie die Reaktion in einem gut äquilibriert Inkubator / Ofen oder im Thermoblock. Stellen Sie sicher, dass die Gel-Stücke werden mit Reaktionslösung abgedeckt. </li></ol></li><li> Die Reaktion durch Entfernen der Probenröhrchen aus dem Inkubator oder Wärmeblock und stellen Sie es auf Eis. HINWEIS: Nachdem die β-Eliminierungsreaktion für 18 Stunden ablaufen, muss der Entsalzungsverfahren am selben Tag durchgeführt werden. </li></ol> 3. Entsalzung auf Kationenaustauschchromatographie <ol><li> Während die Probenröhrchen auf Eis, um übermäßige Wärmeentwicklung zu vermeiden, langsam 10% Essigsäure (AcOH) tropfenweise zu der Base zu neutralisieren. Vortexen Sie vorsichtig den Probenröhrchen zwischen den Zugaben von AcOH. Seien Sie vorsichtig, um Säure langsam und tropfenweise als zusätzauf der Säure ein &quot;Vulkan&quot; von Blasen zu erzeugen. Zentrifugieren, um Blasen zu beseitigen und zu verhindern Übergreifen, falls erforderlich. <ol><li> Um die große Menge an Natrium in dem Reaktionsgemisch zu entfernen, muss das Reaktionsgemisch durch eine kleine Kationenaustauschsäule (Dowex oder AG-50W-X8-Harz, H + Form). </li><li> Waschen des Kationenaustauscherharzes mit 1 M NaOH und 1 M HCl vor einzusetzen, um Verunreinigungen, die mit MS-Analyse stören, selbst wenn das Harz von analytischer Qualität zu entfernen. </li><li> Weichen Sie das Harz in 1 M NaOH und entfernen Lösung durch Dekantieren. In de-ionisiertes Wasser, entfernen Wasser, dann 1 M HCl. </li></ol></li><li> Wiederholen Sie diese Schritte, bis die Lösung über dem Harz ist farblos. Waschen Sie die gereinigte Harz mit entsalztem Wasser und lagern in 5% AcOH bei 4 ° C. </li><li> Um eine kleine Glassäule, kratz machen und brechen Sie die Spitze eines Pasteur Glaspipette mit einer Keramikschneider, so dass die Verjüngung der Pipettenspitze ist ca. 1 cm lang. Necken neben einen Stopfen aus Glaswolle und drücken gegen die Spitze bildet einen Träger für das Harzbett. Sichern Sie die Pipettensäule mit einer Klammer oder Wäscheklammer und kann über einen Reagenzglas. </li><li> Mit 1 ml Methanol (MeOH) und 3 ml 5% AcOH Waschen Sie die leere Pipette. Swirl H + Dowex oder AG50 Kationenaustauscherharz Schlamm in 5% AcOH gespeichert und übertragen der Slurry genug, um eine 1 ml Bettvolumen in der Pipette Spalte Pasteur zu produzieren. </li><li> Spülen der Säule mit fünf Bänden von 5% AcOH. Check durchströmt für das Auftreten von Harzpartikeln und nicht mit der Säule, wenn Harzes festgestellt wird. </li><li> Zeigen Spalte über einen neuen Schraubverschluss Glasrohr (16 x 125 mm) und Lastprobe. Sammeln des Durchflusses durch und eluierte Glycane mit mindestens 3 Volumina 5% AcOH in derselben Röhre. </li><li> Decken Sie die Röhrchen mit Parafilm und machen kleine Löcher mit einer Nadel. Legen Sie das Probenröhrchen bei -80 ° C oder auf Trockeneis. Einmal eingefroren, trocknen Sie die Probe durch Gefriertrocknung. Bewahren Sie das getrocknete Material bei -20 °C bis zur Verwendung. </li></ol> 4. Borat Removal <ol><li> Bereiten Sie 10% AcOH in MeOH. Nehmen Sie 10 ml Eisessig und die Lautstärke anpassen, um 100 ml mit Methanol. Dieses Reagenz in einer Glasflasche mit Teflon ausgekleideten Deckel für bis zu 6 Monate. </li><li> In 300 ul 10% AcOH in MeOH auf die getrocknete, gefriergetrockneten Probenröhrchen und Wirbel. Entfernen des resultierenden Trimethylborat durch Verdampfen unter einem N 2 -Strom. HINWEIS: Mischen Boratsalze mit Methanol unter sauren Bedingungen produziert Borsäuretrimethylester die eine flüchtige Verbindung ist. </li><li> Trocken unter N 2 -Strom bei 37 ° C. Nach dem Trocknen einen weiteren Aliquot AcOH in MeOH wie in Schritt 4.2 beschrieben. Trocknen der Flüssigkeit für 5 min unter Stickstoff (N 2) Strom bei 37 ° C. <ol><li> Wiederholen Resuspension und Trocknen mindestens 3 mal. Bewahren Sie das getrocknete Material bei -20 ° C bis zur Verwendung. </li></ol></li></ol> 5. C18 Aufräum <ol><li> Gleichgewicht kommen eine C18-Kartusche Spalte(Größe 1 ml, 100 mg Harz) mit drei Volumina ACN und fünf Bände von 5% AcOH. Beschleunigen Sie den Durchgang der Gleichgewichtslösungen durch Anwendung von milden Luftüberdruck. </li><li> In 500 ul 5% AcOH zum entsalzt und Borat freies Probenglas und lösen durch Wirbel. </li><li> Laden resuspendiert Probe auf die äquilibrierte Säule C18 und sammeln die Durchströmung in eine Glas Schraubkappe Rohr (13 x 100 mm). O-Glycane eluieren mit 3 ml 5% AcOH in derselben Röhre. </li><li> Parafilm den Schlauch, stellen kleine Löcher mit einer kleinen Nadel oder verwenden lose verschlossenen PTFE ausgekleideten Deckel, um das Rohr zu decken, und frieren Sie die Probe bei -80 ° C oder auf Trockeneis. Entfernung des Lösungsmittels durch Lyophilisation. Bewahren Sie die getrocknete Probe bei -20 ° C bis zur Verwendung. </li></ol> 6. Grundvorbereitung Permethylierung HINWEIS: Um robuste Permethylierung erzielen, bereiten NaOH Schlamm frisch. Alle Glaswaren für Permethylierung Reaktionen verwendet werden, sollten ausgiebig gereinigt werden. <ol><li> Um die Basis Reagenz für Permethylierung vorzubereiten, fügen Sie 400 ul 50% NaOH auf eine saubere Glasschraubenoberrohr (13 x 100 mm). In 800 ul wasserfreiem MeOH und Wirbel. </li><li> 4 ml wasserfreiem Dimethylsulfoxid (DMSO) und Wirbel, um einen weißen Niederschlag zu erzeugen. </li><li> Zentrifuge bei 600 × g für 1 min, um das Präzipitat zu pelletieren. Abpipettieren Überstand entfernen und entsorgen. Fügen zusätzliche 4 ml wasserfreiem DMSO zu dem Pellet. Vortex. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 6.2 und 6.3 mindestens drei Mal oder bis kein weißer Niederschlag bildet. </li><li> Löse das pelle Basis in 3 ml wasserfreiem DMSO und vorsichtig mischen durch Pipettieren up-and-down mit einem sauberen Pasteurpipette. </li><li> Verwenden Sie die Basis sofort für die folgenden Permethylierung Reaktion als sie nicht gespeichert werden kann. </li></ol> 7. Permethylierung Veröffentlicht Glykane <ol><li> In 200 ul wasserfreiem DMSO auf die C18-gereinigten Probe und Wirbel oder beschallen zu suspendieren. </li><li> In 300 ul der resuspended Grundschlicker zur Probe und sofort 100 l Iodmethan (MEI). Dichtungsrohr mit Teflon ausgekleideten Deckel und kräftig für 5 min mit dem Wirbel. </li><li> Um die Reaktion zu stoppen Permethylierung, 2 ml 5% AcOH auf Eis und Wirbel. Pipettenlösung nach oben und unten 5 Mal, um das verbleibende Volumen von MeI durch Verdunstung zu reduzieren. HINWEIS: Die AcOH neutralisiert die Lösung und Entfernung von MeI erhöht die Extraktionseffizienz sulfatierter Glycane in die Wasserphase während der Phase-Partition. </li><li> 2 ml Dichlormethan (DCM) und Wirbel. Zentrifuge bei 600 × g für 1 min bei Raumtemperatur, um die wässrige und organische Phase zu trennen. </li><li> Übertragen die obere Schicht (wässrige Phase, die den Großteil der permethylierten sulfatierte Glycane enthält) in eine neue Glasröhrchen (13 x 100 mm). </li><li> 2 ml H 2 O zu der organischen Phase und Wirbel. Zentrifuge bei 600 xg für 1 min, die wässrigen und organischen Phasen trennen und verbinden diese zweite wässrige Phase mit der Tannest wässrige Phase (Schritt 7.5). </li><li> Wiederholen Sie Schritt 7.6 und 7.5 noch dreimal, aber es gibt keine Notwendigkeit, die wässrigen Phasen aus den nachfolgenden Partitionen resultierende speichern. </li><li> Entfernen Sie die endgültige Deckschicht (wässrige Phase) so viel wie möglich von der Bodenschicht (organische Phase) und übertragen Sie die untere Schicht (organische Phase) in eine separate neue Glasrohr mit sauberen Pasteurpipette. </li><li> Trocknet die organische Phase unter N 2 -Strom bei 42 ° C. </li><li> Decken Sie die Röhrchen mit Parafilm und bei -20 ° C bis zur Verwendung. </li></ol> 8. C18 Aufräum permethylierter Sulfated O-Glykane von der wässrigen Phase <ol><li> Äquilibrieren eine C18 Kartusche-Säule mit drei Volumina ACN und fünf Volumina 5% AcOH. </li><li> Laden die wässrigen Phasen gesammelt und aus den Schritten 7.5 und 7.6 auf die Säule kombiniert. </li><li> Mit 10 ml H 2 O zum Entsalzen Waschen der Säule. </li><li> Eluieren die permethylierten sulfatierten O-Glykane in eine neue Glasrohr mit 2 mlvon 50% ACN. Verwenden Sie eine zusätzliche Elution mit 85% ACN, auf die Einziehung permethylierten sulfatierten O-Glykane auf größeren Oligosaccharide verbessern. </li><li> Trocken Eluate unter einem Stickstoffstrom auf 42 ° C. </li><li> Bewahren Sie das getrocknete Material bei -20 ° C bis zu 6 Monate vor MS-Analyse. </li></ol> 9. Massenspektrometrie von permethylierten O-Glykane <ol><li> Analyse permethylierte O-Glykane durch direkte Infusion in eine geeignete Massenspektrometer unter Verwendung einer Nanoelektroquelle an einem Spritzenflussrate von 0,40-0,60 &amp; mgr; l / min bei 210 ° C Kapillare Temperatur. Für Fragmentierung durch CID in MS / MS und MS n einer Ionenfalle Instrument gelten 30-40% Kollisionsenergie. </li><li> Bei negativen Ionenmodus wiederherzustellen permethylierte sulfatierte O-Glycans in 50 ul Methanol / 2-Propanol / 1-Propanol / 13 mM wässrige Ammoniumacetatlösung (16: 3: 3: 2 nach Volumen). Bei positiven Ionenmodus, rekonstruieren permethyliertes neutral / sialyliert O-Glykane in 50 ul 1 mM Natriumhydroxid in Methanol / Wasser (1: 1). </li><li> Verwenden Sie die Gesamtionen Mapping (TIM) und Neutralverlust-Scan (NL-Scan) Funktionalität des Xcalibur Softwarepaket Version 2.0 für MSN Analyse auf einzelne O-Glykanstrukturen 13,19 charakterisieren. </li></ol>

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J. 5 (4), 397-409 (1988).</li><li>Ashline, D., Singh, S., Hanneman, A., Reinhold, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Congruent+strategies+for+carbohydrate+sequencing.+1.+Mining+structural+details+by+MSn.">Congruent strategies for carbohydrate sequencing. 1. Mining structural details by MSn.</a> Anal. Chem. 77 (19), 6250-6262 (2005).</li><li>Lapadula, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Congruent+strategies+for+carbohydrate+sequencing.+3.+OSCAR:+an+algorithm+for+assigning+oligosaccharide+topology+from+MSn+data.">Congruent strategies for carbohydrate sequencing. 3. OSCAR: an algorithm for assigning oligosaccharide topology from MSn data.</a> Anal. Chem. 77 (19), 6271-6279 (2005).</li><li>Ashline, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbohydrate+structural+isomers+analyzed+by+sequential+mass+spectrometry.">Carbohydrate structural isomers analyzed by sequential mass spectrometry.</a> Anal. Chem. 79 (10), 3830-3842 (2007).</li><li>Thomsson, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+salivary+mucin+MG1+(MUC5B)+carries+a+repertoire+of+unique+oligosaccharides+that+is+large+and+diverse.">The salivary mucin MG1 (MUC5B) carries a repertoire of unique oligosaccharides that is large and diverse.</a> Glycobiology. 12 (1), 1-14 (2002).</li><li>Yu, S. Y., Wu, S. W., Hsiao, H. H., Khoo, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enabling+techniques+and+strategic+workflow+for+sulfoglycomics+based+on+mass+spectrometry+mapping+and+sequencing+of+permethylated+sulfated+glycans.">Enabling techniques and strategic workflow for sulfoglycomics based on mass spectrometry mapping and sequencing of permethylated sulfated glycans.</a> Glycobiology. 19 (10), 1136-1149 (2009).</li><li>Yu, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Priming+mass+spectrometry-based+sulfoglycomic+mapping+for+identification+of+terminal+sulfated+lacdiNAc+glycotope.">Priming mass spectrometry-based sulfoglycomic mapping for identification of terminal sulfated lacdiNAc glycotope.</a> Glycoconj J. 30 (2), 183-194 (2013).</li><li>Kumagai, T., Katoh, T., Nix, D. B., Tiemeyer, M., Aoki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In-gel+&#946;-elimination+and+aqueous-organic+partition+for+improved+O-+and+sulfoglycomics.">In-gel &#946;-elimination and aqueous-organic partition for improved O- and sulfoglycomics.</a> Anal. Chem. 85 (18), 8692-8699 (2013).</li></ol>

The authors declare no competing financial interest.

Combining in-gel reductive &#946;-elimination with aqueous-organic extraction enhances the sensitivity and depth of structural data that can be acquired for characterizing sulfated and non-sulfated O-linked glycans harvested from small amounts of mucin-type glycoproteins resolved from other proteins by SDS-PAGE. The essential advances of the technical approaches presented in this study are: (a) facile removal of gel derived contaminants by simple washing steps; (b) quantitative recovery of permethylated sulfoglycans in t...

Glykosylierung ist eine wesentliche Protein posttranslationale Modifikation, einen Beitrag zu organismal Physiologie, Gewebepathologie und zelluläre Erkennungs 1-3. Trotz großer Fortschritte in der analytischen Glycoscience, Charakterisierung der komplette Vielfalt der Glykane auf ein spezifisches Protein bleibt eine äußerst schwierige Aufgabe, vor allem auf Proteine ​​aus primären biologischen Quellen isoliert. Dennoch ist die Mikroheterogenität von Glycoprotein Glykane betrifft häufig funktionelle Wechselwirkungen mit anderen Proteinen. Daher ist die Charakterisierung von Glykan Vielfalt für das Verständnis der physiologischen Bedeutung der Zell- und Gewebe Glykosylierung 4,5. Um den Beitrag der Glykoprotein Glykosylierung an Gewebe Physiologie und Pathophysiologie, robust, sensibel, und umfassende glycomic Analysetechniken verstehen immer wichtiger geworden. In Proteomanalyse werden Proteinidentifikationen im Allgemeinen durch LC-MS erreicht/ MS-Analyse der tryptischen Peptide 6. Proteinverdauung kann mit einem gereinigten Protein oder Proteine ​​durch SDS-PAGE aufgelöst folgenden in-Gel-Verdau mit Proteasen, wie Trypsin 7-9 durchgeführt werden. Voranreicherung des Proteingemisches durch SDS-PAGE erhöht die Tiefe und die Genauigkeit der Protein ID. Die Entwicklung analoger Strategien für glycomic Analyse Glykoprotein Glykosylierung liegt an der Spitze der Glycoscience. Die zwei Hauptklassen von Glycanen auf Proteingerüste entweder durch N-Bindung oder O-Verknüpfung gebunden ist. N-verknüpfte Glykane an Asparagin gebunden (Asn) -Reste als Teil einer Sequon definiert als Asn-X-Ser / Thr / Cys gefunden (X ist eine beliebige Aminosäure außer Prolin), und kann durch enzymatischen Verdau mit Peptid-N veröffentlicht -glycanase (PNGaseF oder A), entweder in Lösung, in-Gel oder auf dem Blot 10-12. O-Glycane werden hauptsächlich zu Serin (Ser) oder Threonin (Thr) Reste gebunden. Jedoch nur ein Enzym ist idenziert, die fähig sind zum Frei O-verknüpften Glykanen von Glykoprotein, und es hat eine extrem begrenzte Glykan Spezifität Lösen nur die einfachsten O-verknüpften Glykanen. Chemische Freigabestrategien bleiben die Methode der Wahl für die umfassende Veröffentlichung von O-verknüpften Glykane von Glykoproteinen. Reduzierenden oder nicht-reduzierenden β-Eliminierung oder Hydrazinolyse gut charakterisiert sind chemische Trenntechniken und sind derzeit die am häufigsten verwendeten Ansätze zum Lösen O-verknüpften Glykanen von Glykoproteinen 13,14. Obwohl die reduktive β-Eliminierung wurde verwendet, um O-verknüpften Glykanen von Glykoproteinen durch SDS-PAGE getrennt lösen, benötigt früheren Ansätzen HPLC-Trennung für die anschließende Analyse 15-17. Mehrdimensionale MS (MS n) Analyse liefert derzeit die reichste Quelle von Strukturdaten zur Charakterisierung Glykane von Glykoproteinen isoliert in den von den meisten biologischen Quellen erwarteten Mengen freigesetzt. Die Tiefe der MS-basierte strukturelle Charakterisierung wird stark durch permethylating die frei Glykane vor ihrer Analyse erleichtert. Permethylierung verbessert Ionisation und neigt dazu, molare Signalantworten in einem breiten Spektrum von Glykanstrukturen 18,19 auszugleichen. Darüber hinaus Permethylierung eindeutig Tags Terminal und substituierte Monosaccharideinheiten mit unverwechselbaren Massen, wodurch Strukturaufklärung 20-23. Beispielsweise sind saure Glykane im allgemeinen schwierig, nicht-permethyliertes Arten von MS zu erfassen. Obwohl saure Glycane können in negativen Ionenmodus durch MS nachgewiesen werden kann, ist es unmöglich, beide sauren und neutralen Glykanen in der gleichen Ionenmodus zu detektieren. Ein Hauptvorteil der Glycan Permethylierung ist, dass alle freien Hydroxylgruppen (OH) an Monosaccharid Substituenten ein Glykan mit einer Methylgruppe (OCH 3 oder OMe), wodurch eine sialylierte Glycane der Ladungen neutralisiert werden verschlossen werden, so dass sie als detektierbare als permethyliertem neutral (asialo) Glykane. Jedoch sind die Hydroxylgruppen des Sulfateinheiten auf sulfoglycans beständig Permethylierung, was Retention anionischer Ladung, die Ionisation unterdrückt und die Empfindlichkeit verringert. Diese Unterdrückung verhindert derzeit umfangreiche glycomic Analyse von sehr komplexen Glykoproteine ​​wie Mucinen, die eine hohe Häufigkeit von sulfatierten Glycanen 24-26 tragen. Jüngste Berichte über Reinigungs sulfatierte Glykane Verwendung geladen, Reverse-Phase-Chromatographie zu reinigen und zu separaten permethylierten Glykane vor MALDI-Analyse. Dieses Verfahren beruht auf der vollständigen Trennung von sulfatierten und nicht-sulfatierten Glycanen mit verschiedenen mobilen Phasen zur Elution, die wir gefunden haben, die weniger streng als organische Phasentrennung zu sein. Daher sind neue Methoden zur Detektion und Anreicherung sulfoglycans hier vorgestellt. Diese Techniken erlauben die quantitative Rückgewinnung von sulfatierter Glycane in der wässrigen Phase nach der Wasser: DCM (Dichlormethan)Extraktion, die regelmäßig am Ende des Glycan Permethylierung Reaktionen 27 durchgeführt wird. Wichtig ist, dass diese robuste Trennung von permethyliertes sulfoglycans aus einer Mischung von permethyliertes nicht-sulfatierte Glykane gleichzeitig bereichert für geladene Spezies gleichzeitig vereinfacht MS2 Fragmentierungsmuster. Eine umfassende Protokoll für verbesserte in-Gel-O-gebundene Glycan-Analyse wird ebenfalls vorgestellt. Das verbesserte Protokoll verbessert glycan Recovery, erhöht die strukturelle Informationen erhältlich durch MS n Analyse permethyliertes Glykane und verbessert die Empfindlichkeit um wesentliche Glykoproteine ​​aus biologischen Quellen isoliert angewendet sulfoglycomic Analysen. Dieses Protokoll wird für O-gebundene Glycan Analyse ganzer Glykoprotein Extrakte oder eines bestimmten Glykoproteins von Interesse durch SDS-PAGE bestimmt, und ist aus drei Versuchsverfahren besteht; A) Gel-clean-up, B) In-Gel reduktive β-Eliminierung und C) Glycan permethynung. Das Ziel ist es, umfassende O-verknüpften glycomic Daten für Glykoproteine ​​aus Primärquellen von biologischem Interesse (Abbildung 1) geerntet erhalten. Glycoproteine ​​durch SDS-PAGE getrennt werden durch Färben und interessante Banden werden herausgeschnitten und das resultierende Gel Band wird in kleine Stücke geschnitten visualisiert. Die Gelstücke werden entfärbt und Ethylacetat Waschungen unterworfen, um Verunreinigungen Gel (2A) zu entfernen. Glycan Freisetzung wird durch In-Gel reduktive β-Eliminierung (2B) erreicht, und die Freigabe Glycane permethyliert werden. Wässrig-organischen Extraktions folgenden Permethylierung quantitativ Partitionen Die anionische sulfatierte Glykane vom nicht-sulfatierten neutrale Glykane (2C). In-Gel reduktive β-Eliminierung zu wässrig-organischen Extraktions gekoppelt ermöglicht die Charakterisierung von O-verknüpften Glykanen und sulfoglycans von kleinen Mengen von Glykoprotein durch SDS-PAGE getrennt freigegeben. Die strategischen Überblick ist summarized in Figur 1 und die Einzelheiten sind in Figur 2 gezeigt. Zusätzlich kann ein Teil der entfärbt und gewaschen Gelstücke Protein ID durch Standard LC-MS / MS Proteomiktechniken verwendet werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="812">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:155px;">Company</td>
			<td style="width:124px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:303px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:231px;">Water, deionized water</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>270733-4L</td>
			<td style="width:303px;">CHROMASOLV, for HPLC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Acetic acid, Glacial</td>
			<td style="width:155px;">Fisher</td>
			<td>A38-500</td>
			<td style="width:303px;">Certified ACS&#8805;99.7 w/w %</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Methanol</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>34860-4L-R</td>
			<td style="width:303px;">CHROMASOLV, for HPLC, &#8805;99.9%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Ammonium bicarbonate</td>
			<td style="width:155px;">Fluka</td>
			<td>09830-500G</td>
			<td style="width:303px;">BioUltra, &#8805;99.5% (T), Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Acetonitrile</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>34998-4L</td>
			<td style="width:303px;">CHROMASOLV Plus, for HPLC, &#8805;99.9%, Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Ethyl acetate</td>
			<td style="width:155px;">Fluka</td>
			<td>34972-1L-R</td>
			<td style="width:303px;">LC-MS CHROMASOLV, Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Sodium borohydride</td>
			<td style="width:155px;">Aldrich</td>
			<td>213462-25G</td>
			<td style="width:303px;">ReagentPlus, 99%, Step 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Iodomethane</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>289566-100G</td>
			<td style="width:303px;">ReagentPlus, 99.5%,&#160; Step 6.&#160; Store at 4 &#176;C until use.&#160; Sit at room temperature before use.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Sodium hydroxide solution, 50% w/w</td>
			<td style="width:155px;">Fisher</td>
			<td>SS254-1</td>
			<td style="width:303px;">Certified, Step 6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Dimethyl sulfoxide, anhydrous</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>276855-1L</td>
			<td style="width:303px;">Anhydrous, &#8805;99.9%, Step 6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Methanol, anhydrous</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>322415-100ML</td>
			<td style="width:303px;">Anhydrous, 99.8%, Step 6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Dichloromethane</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>34856-4L</td>
			<td style="width:303px;">CHROMASOL&#174;, for HPLC, &#8805;99.8%, contains amylene as stabilizer, Step 7</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:231px;">Dowex 50WX8 hydrogen formhydrogen form 100-200&#160;mesh</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>217506-500G</td>
			<td style="width:303px;">Step 3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">AG 50W-X8 Resin&#160;</td>
			<td style="width:155px;">Bio-Rad</td>
			<td>142-1441</td>
			<td style="width:303px;">Step 3</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:231px;">BAKERBOND spe 1 ml x 100 mg Solid Phase Extraction Column, PP, Octadecyl (C18) Reverse Phase</td>
			<td style="width:155px;">JT Baker</td>
			<td>JT-7020-01</td>
			<td style="width:303px;">Step 5 and 8</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">7.5% Mini-PROTEAN TGX Precast Gel&#160;</td>
			<td style="width:155px;">Bio-Rad</td>
			<td></td>
			<td style="width:303px;">Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Bio-Safe Coomassie Stain&#160;</td>
			<td style="width:155px;">Bio-Rad</td>
			<td>161-0786</td>
			<td style="width:303px;">G-250, Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Silver Stain Kit for Mass Spectrometry</td>
			<td style="width:155px;">Pierce</td>
			<td>24600</td>
			<td style="width:303px;">Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Oligosaccharides Kit (Maltotriose, Dp3: R474140)</td>
			<td style="width:155px;">Supelco&#160;</td>
			<td>47265</td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Oligosaccharides Kit (Maltotetraose, Dp4: R474135)</td>
			<td style="width:155px;">Supelco&#160;</td>
			<td>47265</td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Disposable Pasteur Pipets, Glass, Short Tip</td>
			<td style="width:155px;">VWR</td>
			<td>14673-010</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:231px;">PYREX 13 x 100 mm Disposable Round Bottom Threaded Culture Tubes</td>
			<td style="width:155px;">Corning</td>
			<td>99447-13</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:231px;">PYREX 16 x 125 mm Disposable Round Bottom Threaded Culture Tubes</td>
			<td style="width:155px;">Corning</td>
			<td>99447-16</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Phenolic Caps/Closures with PTFE-Faced Rubber Liner</td>
			<td style="width:155px;">Kimble</td>
			<td>45066C-13</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Phenolic Caps/Closures with PTFE-Faced Rubber Liner</td>
			<td style="width:155px;">Kimble</td>
			<td>45066C-15</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hamilton HPLC syringe</td>
			<td style="width:155px;">HAMILTON</td>
			<td>81265</td>
			<td style="width:303px;">volume 500&#160;&#956;L, needle size 22 ga&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hamilton HPLC syringe</td>
			<td style="width:155px;">HAMILTON</td>
			<td>81165</td>
			<td style="width:303px;">volume 250&#160;&#956;L, needle size 22 ga</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hamilton HPLC syringe</td>
			<td style="width:155px;">HAMILTON</td>
			<td>81065</td>
			<td style="width:303px;">volume 100&#160;&#956;L, needle size 22s ga&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hamilton HPLC syringe</td>
			<td style="width:155px;">HAMILTON</td>
			<td>80965</td>
			<td style="width:303px;">volume 50&#160;&#956;L, needle size 22s ga</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hamilton Calibrated Syringes</td>
			<td style="width:155px;">HAMILTON</td>
			<td>80300</td>
			<td style="width:303px;">volume 10&#160;&#956;L, needle size 26s ga&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:231px;">Petri Dish Glass 100mm x 15mm</td>
			<td style="width:155px;">GSC INTERNATIONAL INC</td>
			<td>1500-4</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use, Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Bard-Parker Surgical Blades</td>
			<td style="width:155px;">Fisher</td>
			<td>371310</td>
			<td style="width:303px;">Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Reacti-Therm Heating/Stirring Module</td>
			<td style="width:155px;">Pierce</td>
			<td>18870</td>
			<td style="width:303px;">Step 1, 4 and 7</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Heating Blocks</td>
			<td style="width:155px;">Fisher</td>
			<td>125D</td>
			<td style="width:303px;">Step 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Pyrex fiber glass wool borosilicate pore size 8&#160;&#956;m</td>
			<td style="width:155px;">Aldrich</td>
			<td>CLS3950</td>
			<td style="width:303px;">Step 3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Fused Silica CutterTubing cutter</td>
			<td style="width:155px;">alltech</td>
			<td>3194</td>
			<td style="width:303px;">Step 3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Multi-tube vortexers&#160;</td>
			<td style="width:155px;">VWR</td>
			<td>444-7063</td>
			<td style="width:303px;">Step 6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Lyophilizer 25EL Freezemobile</td>
			<td style="width:155px;">Virtis</td>
			<td>25EL</td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Centrifuge</td>
			<td style="width:155px;">VWR</td>
			<td>Clinical 50</td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;"></td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td></td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">LTQ Orbitrap Discovery</td>
			<td style="width:155px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td style="width:303px;">0</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

improved in-gel reductive &#946;-elimination for comprehensive o-linked and sulfo-glycomics by mass spectrometry

Separation of proteins by SDS-PAGE followed by in-gel proteolytic digestion of resolved protein bands has produced high-resolution proteomic analysis of biological samples. Similar approaches, that would allow in-depth analysis of the glycans carried by glycoproteins resolved by SDS-PAGE, require special considerations in order to maximize recovery and sensitivity when using mass spectrometry (MS) as the detection method. A major hurdle to be overcome in achieving high-quality data is the removal of gel-derived contaminants that interfere with MS analysis. The sample workflow presented here is robust, efficient, and eliminates the need for in-line HPLC clean-up prior to MS. Gel pieces containing target proteins are washed in acetonitrile, water, and ethyl acetate to remove contaminants, including polymeric acrylamide fragments. O-linked glycans are released from target proteins by in-gel reductive &#946;-elimination and recovered through robust, simple clean-up procedures. An advantage of this workflow is that it improves sensitivity for detecting and characterizing sulfated glycans. These procedures produce an efficient separation of sulfated permethylated glycans from non-sulfated (sialylated and neutral) permethylated glycans by a rapid phase-partition prior to MS analysis, and thereby enhance glycomic and sulfoglycomic analyses of glycoproteins resolved by SDS-PAGE.

Effect Ethylacetat Behandlung Vor In-Gel-reduktive β-Elimination Ein repräsentatives Massenspektrum permethylierter O-gebundene Glycan Proben von Rinder Mucin Verwendung im Gel reduktive β-Eliminierung freigesetzt wird in 3 gezeigt. Die EtOAc-Wasch der Gelstücke SDS Polyacrylamid und Verunreinigungen, mit anschließender MS-Analyse 27 stören effektiv entfernt. <img alt="Figur 3...

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Improved In-gel Reductive &amp;#946;-Elimination for Comprehensive O-linked and Sulfo-glycomics by Mass Spectrometry

In order to comprehensively explore the diversity of O-linked glycans, a new procedure for in-gel reductive &#946;-elimination, combined with permethylation and a rapid phase-partition method, is applied to the analysis of O-linked glycans directly released from glycoproteins resolved by SDS-PAGE and amenable to subsequent glycomic analysis by mass spectrometry.

Verbesserte In-Gel-reduktive β-Elimination für umfassende O-gebundene und Sulfo-Glykomik durch Massenspektrometrie

Separation of proteins by SDS-PAGE followed by in-gel proteolytic digestion of resolved protein bands has produced high-resolution proteomic analysis of ...

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Improved In-gel Reductive &#946;-Elimination for Comprehensive O-linked and Sulfo-glycomics by Mass Spectrometry

Unit 1

Nucleophilic Substitution and Elimination Reactions of Alkyl Halides

SCIENTISTS IN ACTION

11.7K Aufrufe.  University of Georgia.   

Serie: Improved In-gel Reductive &#946;-Elimination for Comprehensive O-linked and Sulfo-glycomics by Mass Spectrometry

Large Scale Non-targeted Metabolomic Profiling of Serum by Ultra Performance Liquid Chromatography-Mass Spectrometry (UPLC-MS)

Non-targeted metabolite profiling by ultra performance liquid chromatography coupled with mass spectrometry (UPLC-MS) is a powerful technique to investigate metabolism. The approach offers an unbiased and in-depth analysis that can enable the development of diagnostic tests, novel therapies, and further our understanding of disease processes. The inherent chemical diversity of the metabolome creates significant analytical challenges and there is no single experimental approach that can detect all metabolites. Additionally, the biological variation in individual metabolism and the dependence of metabolism on environmental factors necessitates large sample numbers to achieve the appropriate statistical power required for meaningful biological interpretation. To address these challenges, this tutorial outlines an analytical workflow for large scale non-targeted metabolite profiling of serum by UPLC-MS. The procedure includes guidelines for sample organization and preparation, data acquisition, quality control, and metabolite identification and will enable reliable acquisition of data for large experiments and provide a starting point for laboratories new to non-targeted metabolite profiling by UPLC-MS.

Large Scale Non-targeted Metabolomic Profiling of Serum by Ultra Performance Liquid Chromatography-Mass Spectrometry UPLC-MS

Non-targeted metabolite profiling by ultra performance liquid chromatography coupled with mass spectrometry (UPLC-MS) is a powerful technique to investigate metabolism. This article outlines a typical workflow utilized for non-targeted metabolite profiling of serum including sample organization and preparation, data acquisition, data analysis, quality control, and metabolite identification.

Large Scale Non gezielte Metabolomic Profiling von Serum von Ultra Performance Liquid Chromatography-Mass Spectrometry (UPLC-MS)

Non-targeted metabolite profiling by ultra performance liquid chromatography coupled with mass spectrometry (UPLC-MS) is a powerful technique to ...

Forschung

Chemie

A Study of the Complexation of Mercury(II) with Dicysteinyl Tetrapeptides by Electrospray Ionization Mass Spectrometry

In this study we evaluated a method for the characterization of complexes, formed in different relative ratios of mercury(II) to dicysteinyl tetrapeptide, by electrospray ionization orbitrap mass spectrometry. This strategy is based on previous successful characterization of mercury-dicysteinyl complexes involving tripeptides by utilizing mass spectrometry among other techniques. Mercury(II) chloride and a dicysteinyl tetrapeptide were incubated in a degassed buffered medium at varying stoichiometric ratios. The complexes formed were subsequently analyzed on an electrospray mass spectrometer consisting of a hybrid linear ion- and orbi- trap mass analyzer. The electrospray ionization mass spectrometry (ESI-MS) spectra were acquired in the positive mode and the observed peaks were then analyzed for distinct mercury isotopic distribution patterns and associated monoisotopic peak. This work demonstrates that an accurate stoichiometry of mercury and peptide in the complexes formed under specified electrospray ionization conditions can be determined by using high resolution ESI MS based on distinct mercury isotopic distribution patterns.

A Study of the Complexation of MercuryII with Dicysteinyl Tetrapeptides by Electrospray Ionization Mass Spectrometry

The characterization of complexes formed in different relative ratios of mercury(II) to dicysteinyl tetrapeptides by electrospray ionization orbitrap mass spectrometry is presented.

Eine Studie der Komplexierung von Quecksilber (II) mit Dicysteinyl Tetrapeptide durch Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie

In this study we evaluated a method for the characterization of complexes, formed in different relative ratios of mercury(II) to dicysteinyl tetrapeptide, ...

Real-time Breath Analysis by Using Secondary Nanoelectrospray Ionization Coupled to High Resolution Mass Spectrometry

Exhaled volatile organic compounds (VOCs) have aroused considerable interest, since they can serve as biomarkers for disease diagnosis and environmental exposure in a non-invasive manner. In this work, we present a protocol to characterize the exhaled VOCs in real time by using secondary nanoelectrospray ionization coupled to high resolution mass spectrometry (Sec-nanoESI-HRMS). The homemade Sec-nanoESI source was readily set up based on a commercial nanoESI source. Hundreds of peaks were observed in the background-subtracted mass spectra of exhaled breath, and the mass accuracy values are -4.0-13.5 ppm and -20.3-1.3 ppm in the positive and negative ion detection modes, respectively. The peaks were assigned with accurate elemental composition according to the accurate mass and isotopic pattern. Less than 30 s is used for one exhalation measurement, and it takes approximately 7 min for six replicated measurements.

A protocol for characterizing chemical composition of exhaled breath in real time by using secondary nanoelectrospray ionization coupled to high resolution mass spectrometry is demonstrated.

Echtzeit-Atem-Analyse mithilfe von sekundären Nanoelectrospray Ionisation mit hochauflösenden Massenspektrometrie gekoppelt

Exhaled volatile organic compounds (VOCs) have aroused considerable interest, since they can serve as biomarkers for disease diagnosis and environmental ...

Synthesis and Mass Spectrometry Analysis of Oligo-peptoids

Peptoids are sequence-controlled peptide-mimicking oligomers consisting of N-alkylated glycine units. Among many potential applications, peptoids have been thought of as a type of molecular information storage. Mass spectrometry analysis has been considered the method of choice for sequencing peptoids. Peptoids can be synthesized via solid phase chemistry using a repeating two-step reaction cycle. Here we present a method to manually synthesize oligo-peptoids and to analyze the sequence of the peptoids using tandem mass spectrometry (MS/MS) techniques. The sample peptoid is a nonamer consisting of alternating N-(2-methyloxyethyl)glycine (Nme) and N-(2-phenylethyl)glycine (Npe), as well as an N-(2-aminoethyl)glycine (Nae) at the N-terminus. The sequence formula of the peptoid is Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, where Ac is the acetyl group. The synthesis takes place in a commercially available solid-phase reaction vessel. The rink amide resin is used as the solid support to yield the peptoid with an amide group at the C-terminus. The resulting peptoid product is subjected to sequence analysis using a triple-quadrupole mass spectrometer coupled to an electrospray ionization source. The MS/MS measurement produces a spectrum of fragment ions resulting from the dissociation of charged peptoid. The fragment ions are sorted out based on the values of their mass-to-charge ratio (m/z). The m/z values of the fragment ions are compared against the nominal masses of theoretically predicted fragment ions, according to the scheme of peptoid fragmentation. The analysis generates a fragmentation pattern of the charged peptoid. The fragmentation pattern is correlated to the monomer sequence of the neutral peptoid. In this regard, MS analysis reads out the sequence information of the peptoids.

A protocol is described for the manual synthesis of oligo-peptoids followed by sequence analysis by mass spectrometry.

Synthese- und Massenspektrometrie der Oligo-peptoids

Peptoids are sequence-controlled peptide-mimicking oligomers consisting of N-alkylated glycine units. Among many potential applications, peptoids have ...

Analyzing Protein Architectures and Protein-Ligand Complexes by Integrative Structural Mass Spectrometry

Proteins are an important class of biological macromolecules that play many key roles in cellular functions including gene expression, catalyzing metabolic reactions, DNA repair and replication. Therefore, a detailed understanding of these processes provides critical information on how cells function. Integrative structural MS methods offer structural and dynamical information on protein complex assembly, complex connectivity, subunit stoichiometry, protein oligomerization and ligand binding. Recent advances in integrative structural MS have allowed for the characterization of challenging biological systems including large DNA binding proteins and membrane proteins. This protocol describes how to integrate diverse MS data such as native MS and ion mobility-mass spectrometry (IM-MS) with molecular dynamics simulations to gain insights into a helicase-nuclease DNA repair protein complex. The resulting approach provides a framework for detailed studies of ligand binding to other protein complexes involved in important biological processes.

Mass spectrometry (MS) has emerged as an important tool for the investigation of structure and dynamics of macromolecular assemblies. Here, we integrate MS-based approaches to interrogate protein complex formation and ligand binding.

Analyse von Protein-Architekturen und Protein-Ligand-komplexen durch Integrative strukturelle Massenspektrometrie

Proteins are an important class of biological macromolecules that play many key roles in cellular functions including gene expression, catalyzing ...

High-throughput and Comprehensive Drug Surveillance Using Multisegment Injection-Capillary Electrophoresis-Mass Spectrometry

New analytical methods are urgently needed to enable high-throughput, yet comprehensive drug screening, given an alarming opioid and prescription drug crisis in public health. Conventional urine drug testing based on a two-tier immunoassay screen followed by a gas chromatography-tandem mass spectrometry (GC-MS/MS) or liquid chromatography-tandem mass spectrometry (LC-MS/MS) method are expensive and prone to bias while being limited to targeted panels of known drugs of abuse (DoA). Herein, we outline an improved method for drug surveillance that allows for the resolution and detection of an expanded panel of DoA and their metabolites when using multisegment injection-capillary electrophoresis-mass spectrometry (MSI-CE-MS). Multiplexed separations of ten urine samples with a quality control by CE (&lt; 3 min/sample) in conjunction with full-scan data acquisition using a time-of-flight mass spectrometer (TOF-MS) under positive ion mode detection allows for the identification and quantification of DoA above recommended cut-off levels. An excellent resolution of drug isomers and isobars, including background interferences, are achieved when using MSI-CE-MS with an electrokinetic spacer between sample segments, where accurate mass/molecular formula together with the comigration of a matching deuterated internal standard and the detection of one or more bio-transformed metabolites facilitate DoA identification over a wider detection window. Additionally, urine samples can be analyzed directly without enzyme deconjugation for the rapid screening without complicated sample workup. MSI-CE-MS enables the surveillance of a broad spectrum of DoA that is required for the treatment monitoring of high-risk patients, including confirming prescribed drug adherence, revealing illicit drug use/substitution, and evaluating optimal dosage regimes as required for new advances in precision medicine.

Here we describe a high-throughput method for comprehensive drug surveillance that allows for the improved resolution and detection of large panels of drugs of abuse and their metabolites, with quality control based on multisegment injection-capillary electrophoresis-mass spectrometry.

High-Throughput und umfassende Droge-Überwachung mittels Massenspektrometrie Multisegment-Injektion-Kapillar-Elektrophorese

New analytical methods are urgently needed to enable high-throughput, yet comprehensive drug screening, given an alarming opioid and prescription drug ...

Analysis of Complex Molecules and Their Reactions on Surfaces by Means of Cluster-Induced Desorption/Ionization Mass Spectrometry

Desorption/Ionization Induced by Neutral SO2 Clusters (DINeC) is employed as a very soft and efficient desorption/ionization technique for mass spectrometry (MS) of complex molecules and their reactions on surfaces. DINeC is based on a beam of SO2 clusters impacting on the sample surface at low cluster energy. During cluster-surface impact, some of the surface molecules are desorbed and ionized via dissolvation in the impacting cluster; as a result of this dissolvation-mediated desorption mechanism, low cluster energy is sufficient and the desorption process is extremely soft. Both surface adsorbates and molecules of which the surface is composed of can be analyzed. Clear and fragmentation-free spectra from complex molecules such as peptides and proteins are obtained. DINeC does not require any special sample preparation, in particular no matrix has to be applied. The method yields quantitative information on the composition of the samples; molecules at a surface coverage as low as 0.1 % of a monolayer can be detected. Surface reactions such as H/D exchange or thermal decomposition can be observed in real-time and the kinetics of the reactions can be deduced. Using a pulsed nozzle for cluster beam generation, DINeC can be efficiently combined with ion trap mass spectrometry. The matrix-free and soft nature of the DINeC process in combination with the MSn capabilities of the ion trap allows for very detailed and unambiguous analysis of the chemical composition of complex organic samples and organic adsorbates on surfaces.

Neutral SO2 clusters of low kinetic energy (&#60; 0.8 eV/constituent) are used to desorb complex surface molecules such as peptides or lipids for further analysis by means of mass spectrometry using an ion trap mass spectrometer. No special sample preparation is required, and real-time observation of reactions is possible.

Analyse komplexer Moleküle und ihrer Reaktionen auf Oberflächen mittels Cluster-induzierter Desorption/Ionisationsmassspektrometrie

Desorption/Ionization Induced by Neutral SO2 Clusters (DINeC) is employed as a very soft and efficient desorption/ionization technique for mass ...

Capillary Electrophoresis Mass Spectrometry Approaches for Characterization of the Protein and Metabolite Corona Acquired by Nanomaterials

The adsorption of biomolecules from surrounding biological matrices to the surface of nanomaterials (NMs) to form the corona has been of interest for the past decade. Interest in the bio-nano interface arises from the fact that the biomolecular corona confers a biological identity to NMs and thus causes the body to identify them as &#8220;self&#8221;. For example, previous studies have demonstrated that the proteins in the corona are capable of interacting with membrane receptors to influence cellular uptake and established that the corona is responsible for cellular trafficking of NMs and their eventual toxicity. To date, most research has focused upon the protein corona and overlooked the possible impacts of the metabolites included in the corona or synergistic effects between components in the complete biomolecular corona. As such, this work demonstrates methodologies to characterize both the protein and metabolite components of the biomolecular corona using bottom-up proteomics and metabolomics approaches in parallel. This includes an on-particle digest of the protein corona with a surfactant used to increase protein recovery, and a passive characterization of the metabolite corona by analyzing metabolite matrices before and after NM exposures. This work introduces capillary electrophoresis &#8211; mass spectrometry (CESI-MS) as a new technique for NM corona characterization. The protocols outlined here demonstrate how CESI-MS can be used for the reliable characterization of both the protein and metabolite corona acquired by NMs. The move to CESI-MS greatly decreases the volume of sample required (compared to traditional liquid chromatography &#8211; mass spectrometry (LC-MS) approaches) with multiple injections possible from as little as 5 &#181;L of sample, making it ideal for volume limited samples. Furthermore, the environmental consequences of analysis are reduced with respect to LC-MS due to the low flow rates (&#60;20 nL/min) in CESI-MS, and the use of aqueous electrolytes which eliminates the need for organic solvents.

Here we present a protocol to characterize the complete biomolecular corona, proteins, and metabolites, acquired by nanomaterials from biofluids using a capillary electrophoresis &#8211; mass spectrometry approach.

Kapillarelektrophorese Massenspektrometrie Ansätze zur Charakterisierung der protein- und metaboliten Korona, die von Nanomaterialien erfasst werden

The adsorption of biomolecules from surrounding biological matrices to the surface of nanomaterials (NMs) to form the corona has been of interest for the ...

Covalent Labeling with Diethylpyrocarbonate for Studying Protein Higher-Order Structure by Mass Spectrometry

Characterizing a protein&#39;s higher-order structure is essential for understanding its function. Mass spectrometry (MS) has emerged as a powerful tool for this purpose, especially for protein systems that are difficult to study by traditional methods. To study a protein&#39;s structure by MS, specific chemical reactions are performed in solution that encode a protein&#39;s structural information into its mass. One particularly effective approach is to use reagents that covalently modify solvent accessible amino acid side chains. These reactions lead to mass increases that can be localized with residue-level resolution when combined with proteolytic digestion and tandem mass spectrometry. Here, we describe the protocols associated with use of diethylpyrocarbonate (DEPC) as a covalent labeling reagent together with MS detection. DEPC is a highly electrophilic molecule capable of labeling up to 30% of the residues in the average protein, thereby providing excellent structural resolution. DEPC has been successfully used together with MS to obtain structural information for small single-domain proteins, such as &#946;2-microglobulin, to large multi-domain proteins, such as monoclonal antibodies.

The experimental procedures for performing diethylpyrocarbonate-based covalent labeling with mass spectrometric detection are described. Diethylpyrocarbonate is simply mixed with the protein or protein complex of interest, leading to the modification of solvent accessible amino acid residues. The modified residues can be identified after proteolytic digestion and liquid chromatography/mass spectrometry analysis.

Kovalente Markierung mit Diethylpyrocarbonat zur Untersuchung der Proteinstruktur höherer Ordnung durch Massenspektrometrie

Characterizing a protein&#39;s higher-order structure is essential for understanding its function. Mass spectrometry (MS) has emerged as a powerful tool ...

Characterizing RNA Modifications in Single Neurons Using Mass Spectrometry

Post-transcriptional modifications (PTMs) of RNA represent an understudied mechanism involved in the regulation of translation in the central nervous system (CNS). Recent evidence has linked specific neuronal RNA modifications to learning and memory paradigms. Unfortunately, conventional methods for the detection of these epitranscriptomic features are only capable of characterizing highly abundant RNA modifications in bulk tissues, precluding the assessment of unique PTM profiles that may exist for individual neurons within the activated behavioral circuits. In this protocol, an approach is described&#8212;single-neuron RNA modification analysis by mass spectrometry (SNRMA-MS)&#8212;to simultaneously detect and quantify numerous modified ribonucleosides in single neurons. The approach is validated using individual neurons of the marine mollusk, Aplysia californica, beginning with surgical isolation and enzymatic treatment of major CNS ganglia to expose neuron cell bodies, followed by manual single-neuron isolation using sharp needles and a micropipette. Next, mechanical and thermal treatment of the sample in a small volume of buffer is done to liberate RNA from an individual cell for subsequent RNA digestion. Modified nucleosides are then identified and quantified using an optimized liquid chromatography-mass spectrometry method. SNRMA-MS is employed to establish RNA modification patterns for single, identified neurons from A. californica that have known morphologies and functions. Examples of qualitative and quantitative SNRMA-MS are presented that highlight the heterogeneous distribution of RNA modifications across individual neurons in neuronal networks.

Post-transcriptional modifications of RNA represent an understudied layer of translation regulation that has recently been linked to central nervous system plasticity. Here, sample preparation and liquid chromatography-tandem mass spectrometry approach is described for simultaneous characterization of numerous RNA modifications in single neurons.

Charakterisierung von RNA-Modifikationen in einzelnen Neuronen mittels Massenspektrometrie

Post-transcriptional modifications (PTMs) of RNA represent an understudied mechanism involved in the regulation of translation in the central nervous ...