Die Autoren möchten Vergangenheit Mitglieder der Auf-Labor bedanken: Sam-Kyu Kim, Kathryn Plichta und Victoria Miranda-Thompson für ihre Beiträge zur Verbesserung der viele dieser Protokolle. Wir erkennen die National Science Foundation Förderung (Zuschüsse IOS-0840932 und IOS-0724978) auf SP Lager.

1. Bodenprobenentnahme <ol><li> Betrachten Sie die eine Mindestfläche von 2 - 4 m 2 für jede Probennahmestelle. </li><li> Sammeln von Bodenproben in einer Tiefe von mindestens 15 cm (Fig. 4). </li><li> Nehmen Sie sich mindestens fünf Stichproben in diesem Bereich. </li><li> Nehmen Sie 3 Teilproben pro Probe. Je nach Ziel der Studie entweder kombinieren die Teilstichproben oder bewahren Sie diese getrennt. </li><li> Platzieren Sie jede Probe in einem Plastikbeutel. Betrachten Doppel Absacken zu Austreten von Proben (Abbildung 4) zu vermeiden. </li><li> Label-Proben mit einem wasserfesten Filzstift. Fügen Sie die folgenden Informationen von jeder Probenahmestelle: Site-Informationen (einschließlich Ort / Raum / Site-Namen und GPS-Koordinaten-Informationen), Datum, Lebensraum, verbunden Vegetation, Temperatur, Höhe, usw. HINWEIS: Falls zutreffend, sammeln und / oder aufzeichnen die Anwesenheit von Insekten oder anderen Wirbellosen mit der Probe zur späteren Identifizierung gesammelt. Sie können potenzielle natur stellenal EPN Gastgeber. </li><li> Saubere Sammel Werkzeuge zwischen den Proben durch gründliches Waschen mit Wasser und / oder Desinfektions sie mit 70% Ethanol oder 0,5% Bleichmittel-Lösung. </li><li> Halten Proben in einem Kühler (8-15 ° C) während des Transports zum Labor. </li><li> Nehmen Sie einen Teil der Bodenprobe für die Analyse von Informationen über Bodenbeschaffenheit, Beschaffenheit, Feuchtigkeit, elektrische Leitfähigkeit oder andere gewünschte Bodenparameter zu erhalten. </li></ol> . 2 Nematode Isolierung aus Bodenproben: Insect-Hetze Technik <ol><li> Entfernen Sie alle Fremdkörper (dh., Steine, Holzstücke oder Rinde, Blätter, etc.) Mit Ihren Proben gesammelt, um eine Kontamination mit Mikroorganismen saprobischen vermeiden. </li><li> Fügen Sie Wasser, um den Boden zu befeuchten und die Bewegung der Nematoden zu erleichtern. HINWEIS: Verwenden Sie eine Sprühflasche, um die Feuchtigkeit der Erde langsam zu erhöhen. </li><li> Es werden ca. 200 bis 250 ml feuchten Boden an einem sauberen Kunststoffbehälter mit einem Deckel. </li><li> In Insektenköder. Betrachten 5 bis 10 Insekten an der Bodenoberfläche jeder Probe (Abbildung 5). </li><li> Bedecken Sie den Behälter mit einem Deckel und schalten Behälter auf den Kopf. </li><li> Aufrechterhaltung Behälter im Dunkeln bei RT (es mindestens 22 - 25 ° C). </li><li> Prüfen Behälter alle 2 - 3 Tage und entfernen abgestorbene Insekten. HINWEIS: fügen Sie zusätzliche gesunde Insekten zu jedem Behälter zur weiteren Hetze der Bodenprobe. </li><li> Entfernen tote Insekten aus den Behältern. HINWEIS: Cadavers mit einem braunen oder ockerfarbenen Färbung in der Regel durch steinernematids parasitiert, während ziegelrot bis dunkelviolett Leichen werden von heterorhabditids parasitiert. </li><li> Spülen Leichen in sterilem Wasser. </li><li> Zeigen Leichen in einem modifizierten Weiß Falle zur Rückgewinnung von Nematoden Nachkommen (siehe Verfahren unten). </li></ol> . 3 Nematode Erholung von Infected Cadavers: Modifizierte Weiß-Falle <ol><li> Setzen Sie die Spitze einer 50 (oder 60) mm Durchm. Petrischale in eine größere Schale (100 mm). </li><li> Stellen Sie eine SündeGLE kreisförmigen Filterpapier (Whatman Nr. 1) in der kleineren Schale. </li><li> Platz Leichen auf dem Filterpapier des kleineren Gericht dafür, dass Leichen nicht gegenseitig berühren, um Verunreinigungen zu vermeiden. </li><li> Füllen Sie den äußeren (größeren) Petrischale mit ca. 20 ml steriles destilliertes Wasser. Kein Wasser in der Schale, die die Leichen hält nicht hinzu. </li><li> Decken Sie die große Petrischale und seinen Inhalt mit dem Deckel (Abbildung 6). </li><li> Beschriften Sie Gerichte entsprechend. Fügen Sie die folgenden Informationen: Name Nematode (Art / Isolat), Infektion (Datum Infektion wurde gesetzt) ​​und Trap-Datum (das ist das Datum, die Falle aufgestellt). </li><li> Halten Falle bei RT bis Entstehung von Infektionsjugendstadien (IJ) auftritt. 25 Tage abhängig von der Nematodenarten und / oder Belastung betrachtet - Dieser Prozess kann zwischen 10 nehmen. </li><li> Ernte mit Wasser IJs durch Entfernen des größeren Spiegel der Falle und gießt Wasser mit Nematoden in ein Becherglas. </li><li> Nematoden ermöglichen, um den Boden der Dekantier-bEaker. Dieser Vorgang kann einige Minuten dauern. </li><li> Gießen Sie Wasser sorgfältig darauf achten, Nematoden im Boden des Bechers zu bleiben. </li><li> Nematoden spülen, indem mehr Wasser und ermöglicht Nematoden zu dekantieren. 3-mal, bis das Wasser ist sauber - Dieser Schritt kann 2 wiederholt werden. </li><li> Platzieren Nematodensuspension in einer Gewebekulturflasche (250 ml). Halten Konzentration der Suspension auf 1000 - 3000 Nematoden / ml. </li><li> Speicher Kolben mit Nematodensuspension in einem Kühlraum oder Brutschrank zwischen 10 - 20 ° C. Hinweis: Überprüfen Sie gespeichert Kolben periodisch Haltbarkeit von EPN ist variabel. Normalerweise steinernematids kann für 6 gespeichert werden - 12 Monate ohne die Notwendigkeit von Subkultur, während heterorhabditids kann mehr regelmäßige Kontrolluntersuchungen erforderlich. </li></ol>

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Keine Interessenskonflikte erklärt.

Dieser Nachweis ist der erste von zwei Darstellungen, die eine Reihe von Techniken, die häufig zur Untersuchung EPN und ihrer symbiotischen Bakterien verwendet werden, zu beschreiben. Diese Techniken stellen wichtige Schritte für die erfolgreiche Etablierung von EPN Kulturen im Labor und bilden auch die Grundlage für andere Biotests, die EPN als Modellorganismen für die Forschung zu verwenden. Verschiedene Bodenuntersuchungen von EPN haben gezeigt, dass die Größe und Verteilung können...

Viele Nematoden mit Insekten verbunden, und ihre Wirt-Interaktionen reichen von Vorteil für schädlich. Hierbei konzentrieren wir uns auf eine Gruppe von Nematoden, die Krankheitserreger von Insekten sind, die auch als Nematoden (oder EPN) bekannt. Zwei Familien Nematoden gehören zu dieser Gruppe von Nematoden: Steinernematidae und Heterorhabditidae 11,13. Die pathogene Wirkung ist in der Tat durch ihre Interaktion mit fakultativ anaeroben Darmbakterien (Bakterien Xenorhabdus assoziieren mit steinernematids und Bakterien Photorhabdus assoziieren mit heterorhabditids) 2 erlassen. Die Bakterien werden von einem Host zu einem anderen Insekt von der einzigen frei lebenden Nematoden-Bühne, der dritten Stufe infektiöse juvenile (auch als dauer jugendlich, Jugend-oder Infektions IJ bekannt), die in der Erde lebt vektorisiert. Einmal in der Insekten, die Nematoden lösen die Bakterien in die Hämolymphe der Insekten, die die Insekten-Wirts durch massive Blutvergiftung zu töten. Die Bakterien auchdes Insekts Gewebe abbauen und sich der Nematoden Nahrungsquelle, so dass sie, um zu reifen und sich zu vermehren. Üblicherweise werden eine oder zwei Generationen wachsenen Nematoden im Insekten kadaver hergestellt. Die Nachkommen der letzten Erwachsenengeneration reassoziiert mit ein paar Bakterienzellen in eine Art und Weise zu spezialisieren, als ihre bisherigen Ernährungs Beziehung, und pflegen diese Zellen im Darm, als sie aus bewegen sich von der Insekten-Kadaver in den Boden, wo sie andere Insekten parasitieren zu erwarten 6,11,14 (Abbildung 1). Seit ihrer Entdeckung im Jahre 1927, EPN wurden als wertvolle Alternativen zu chemischen Pflanzenschutzmitteln, da sie eine Vielzahl von Insekten, die landwirtschaftliche Schädlinge 3,4,5 sind parasitieren. Doch in den letzten zwei Jahrzehnten, diese Nematoden und ihre symbiontischen Bakterien wurden als formbar Modellsystem zur Untersuchung der biologischen, ökologischen und evolutionären Aspekte der Wirt-Mikroben-interactio anerkannt14 ns. Das Ziel dieser Präsentation ist es, die Methoden und Techniken, die am häufigsten für Bodenproben und die Isolierung von EPN eingesetzt zu zeigen. Eine Vielzahl von Werkzeugen zur Verfügung und kann für das Sammeln von Bodenproben verwendet werden, einschließlich: Boden Loten, Spachtel, post-Erdbohrer, Schnecken, Probenahmerohre, Handschaufeln, unter anderem (Abbildung 2). Je nach Zweck der Untersuchung können zwei Verfahren für die Probenahme berücksichtigt werden: a) geschichtet, b) Zufallsauswahl (Fig. 3). Die geschichtete Stichprobe wird üblicherweise als Teil einer intensiven Studie in einem bestimmten Bereich oder abgegrenzt über einen bestimmten Zeitraum verwendet wird. Im allgemeinen wird ein transect abgegrenzt und Bodenproben werden in festgelegten Abständen in der transect über einen Zeitraum (3A) 15 genommen. Die Zufallsstichprobe wird in der Regel eingesetzt, wenn die sich auf ein weites Gebiet. Dieses Probenahmestrategie ist für die Untersuchung der Vielfalt der EPN f verwendetrom einen großen geographischen Bereich oder die Region (3B) 12. Je nach Schwerpunkt der Studie, die eine breite Palette von Höhen-, Boden-Texturen und Lebensräumen (z. B.., Feldern, Wäldern, Wiesen, Parks, Stränden, Uferbereiche, etc.) kann eine Reihe von Faktoren berücksichtigt werden. Wir zeigen die Insekten-Hetze Technik, die ursprünglich von Bettwäsche und Akhurst 1 beschrieben wurde, und stellt eine einfache und selektive Alternative für die Wiederherstellung EPN von Bodenproben. Dies ist ein selektives Verfahren, das auf der Prämisse, dass die Nematoden (IJ-Stufe) wird zu einem Insektenwirtszogen werden und parasitieren sie basiert. Diese Technik kann auch zur Isolierung von anderen Insektenpathogene wie Pilze, Bakterien und 8,10 zu berücksichtigen. Wir haben auch die modifizierte Weiß-Trap-Technik, die für das Abrufen von Nematoden Nachkommen von infizierten Insekten 7,14 Hosts verwendet wird, zu demonstrieren. Dies ist eine mühe erfüllthod, die den Vorteil von Abrufen einer &quot;sauberen&quot; Nematoden Nachkommen frei von Schmutz von den erniedrigenden Insektenkadaver bietet. Schließlich sind die beschriebenen und in diesem Artikel gezeigt Techniken entsprechen denen konzipiert und / oder im Labor als auch solche mit verschiedenen Kollegen und Mitarbeitern beschrieben.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Galleria mellonella&lt;/em&gt;</td><td>Timberline</td><td>http://www.timberlinefisheries.com/ProductDetails.asp?ProductCode=WAXLG</td><td>For insect baiting technique</td></tr><tr><td>Filter paper, 55 mm Grade 1 Cellulose</td><td>Whatman/VWR</td><td>28450-048</td><td>Infection chamber and White trap assembly</td></tr><tr><td>60 x 15 mm Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-092</td><td>Infection chamber and White trap assembly</td></tr><tr><td>100 x 15 mm Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-088</td><td>Infection chamber and White trap assembly</td></tr><tr><td>ZIPloc plastic bags</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td></td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Mechanical pipettor P1000, P200 ml</td><td>VWR</td><td>89130-562; 89130-566&amp;nbsp;</td><td>Infection chamber and White trap assembly</td></tr><tr><td>Pippetor tips 1000ml, 200 ml</td><td>VWR</td><td>16466-004 ; 53510</td><td>Infection chamber and White trap assembly</td></tr><tr><td>Bleach</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td></td><td>Soil sampling , disinfecting</td></tr><tr><td>Sodium hypochlorite</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td></td><td>Soil sampling , disinfecting</td></tr><tr><td>70% Ethyl alochol</td><td>AAPER</td><td>17212945</td><td>Soil sampling , disinfecting</td></tr><tr><td>Shovels</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td>N/A</td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Tubular soil sampler</td><td>Accuproducts</td><td></td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Soil probe, long handle</td><td>Nupla&amp;nbsp;</td><td>PRB4T 69401 Classic</td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Measuring tape</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td></td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Flagging tape, various colors</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td></td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Tissue culture flasks</td><td>VWR</td><td>Falcon, 29185-304&amp;nbsp;</td><td>White trap, collection of EPN</td></tr><tr><td>Wash bottles, polyethylene, wide mouth</td><td>VWR</td><td>16650-107</td><td>White trap, collection of EPN</td></tr></tbody></table>

soil sampling and isolation of entomopathogenic nematodes (steinernematidae, heterorhabditidae)

Nematoden (aka EPN) stellen eine Gruppe von Bodenbewohner-Nematoden, die eine Vielzahl von Insekten parasitieren. Diese Nematoden gehören zu zwei Familien: Steinernematidae und Heterorhabditidae. Bisher wurden mehr als 70 Arten in der Steinernematidae beschrieben worden, und es sind etwa 20 Spezies in der Heterorhabditidae. Die Nematoden haben eine Partnerschaft mit mutualistic Enterobacteriaceae Bakterien und zusammen sind sie als starke insektizide Komplex, der eine Vielzahl von Insektenarten tötet handeln. Hierbei konzentrieren wir uns auf die am häufigsten verwendeten Techniken zum Sammeln von EPN Boden betrachtet. Der zweite Teil dieser Präsentation konzentriert sich auf die Insekten-Hetze Technik, einer weit verbreiteten Ansatz für die Isolierung von EPN aus Bodenproben, und die modifizierte Weiß-Trap-Technik, die für die Wiederherstellung dieser Nematoden aus infizierten Insekten verwendet wird. Diese Methoden und Techniken sind wichtige Schritte für die erfolgreiche Etablierung von EPN Kultnahmen im Labor und auch die Grundlage für andere Biotests, die diese Nematoden als Modellorganismen für die Forschung in anderen biologischen Disziplinen zu betrachten. Die in dieser Präsentation gezeigten Techniken entsprechen denen, durchgeführt und / oder entworfen von Mitgliedern der SP Auf Labor sowie diejenigen, die von verschiedenen Autoren beschrieben.

Bodenprobenentnahme Dritten Stufe infektiösen jungen EPN sind die einzigen frei lebenden Stadien in diesen Nematoden-Lebenszyklus, die im Boden (Abbildung 1) befinden. Daher sammeln Bodenproben ist eine sehr effiziente Methode, um diesen Nematoden erholen. 4 zeigt ein Bodenprofil, der die Tiefe an dem Proben zu entnehmen. Erhaltung der Feuchtigkeit einer Probe ist ein Schlüsselfaktor für das Überleben der Nematoden. Folglich ist es wichtig, Bodenproben i...

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Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Nematoden sind Bodenbewohner-Rundwürmer, die eine Vielzahl von Insekten parasitieren. Wir zeigen, Stichprobenverfahren zur Isolierung dieser Nematoden aus dem Boden mit zwei Techniken: das Insekt Hetze und die modifizierte Weiß Falle, für die Gewinnung von Nematoden aus Bodenproben und infizierten Insektenkadaver auf.

Bodenproben und Isolierung von Nematoden (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

soil-sampling-isolation-entomopathogenic-nematodes-steinernematidae

Research

JoVE Journal

Environment

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

24.9K Aufrufe.  University of Arizona.  Nematoden sind Bodenbewohner-Rundwürmer, die eine Vielzahl von Insekten parasitieren. Wir zeigen, Stichprobenverfahren zur Isolierung dieser Nematoden aus dem Boden mit zwei Techniken: das Insekt Hetze und die modifizierte Weiß Falle, für die Gewinnung von Nematoden aus Bodenproben und infizierten Insektenkadaver auf. 

Serie: Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Design and Operation of a Continuous 13C and 15N Labeling Chamber for Uniform or Differential, Metabolic and Structural, Plant Isotope Labeling

Tracing rare stable isotopes from plant material through the ecosystem provides the most sensitive information about ecosystem processes; from CO2 fluxes and soil organic matter formation to small-scale stable-isotope biomarker probing. Coupling multiple stable isotopes such as 13C with 15N, 18O or&#160;2H has the potential to reveal even more information about complex stoichiometric relationships during biogeochemical transformations. Isotope labeled plant material has been used in various studies of litter decomposition and soil organic matter formation1-4. From these and other studies, however, it has become apparent that structural components of plant material behave differently than metabolic components (i.e. leachable low molecular weight compounds) in terms of microbial utilization and long-term carbon storage5-7. The ability to study structural and metabolic components separately provides a powerful new tool for advancing the forefront of ecosystem biogeochemical studies. Here we describe a method for producing 13C and 15N labeled plant material that is either uniformly labeled throughout the plant or differentially labeled in structural and metabolic plant components.
Here, we present the construction and operation of a continuous 13C and 15N labeling chamber that can be modified to meet various research needs. Uniformly labeled plant material is produced by continuous labeling from seedling to harvest, while differential labeling is achieved by removing the growing plants from the chamber weeks prior to harvest. Representative results from growing Andropogon gerardii Kaw demonstrate the system&#39;s ability to efficiently label plant material at the targeted levels. Through this method we have produced plant material with a 4.4 atom%13C and 6.7 atom%15N uniform plant label, or material that is differentially labeled by up to 1.29 atom%13C and 0.56 atom%15N in its metabolic and structural components (hot water extractable and hot water residual components, respectively). Challenges lie in maintaining proper temperature, humidity, CO2 concentration,&#160;and light levels in an airtight 13C-CO2 atmosphere for successful plant production. This chamber description represents a useful research tool to effectively produce uniformly or differentially multi-isotope labeled plant material for use in experiments on ecosystem biogeochemical cycling.

Design and Operation of a Continuous 13C and 15N Labeling Chamber for Uniform or Differential, Metabolic and Structural, Plant Isotope Labeling

This method explains how to build and operate a continuous 13C and 15N isotope labeling chamber for uniform or differential plant tissue labeling. Representative results from metabolic and structural labeling of Andropogon gerardii are discussed.

Aufbau und Betrieb einer Dauer<sup&gt; 13</sup&gt; C und<sup&gt; 15</sup&gt; N Labeling Kammer für Uniform oder Differential, Stoffwechsel-und Struktur, Pflanze Isotope Labeling

Tracing rare stable isotopes from plant material through the ecosystem provides the most sensitive information about ecosystem processes; from CO2 fluxes ...

Forschung

Umwelt

Integrated Field Lysimetry and Porewater Sampling for Evaluation of Chemical Mobility in Soils and Established Vegetation

Potentially toxic chemicals are routinely applied to land to meet growing demands on waste management and food production, but the fate of these chemicals is often not well understood. Here we demonstrate an integrated field lysimetry and porewater sampling method for evaluating the mobility of chemicals applied to soils and established vegetation. Lysimeters, open columns made of metal or plastic, are driven into bareground or vegetated soils. Porewater samplers, which are commercially available and use vacuum to collect percolating soil water, are installed at predetermined depths within the lysimeters. At prearranged times following chemical application to experimental plots, porewater is collected, and lysimeters, containing soil and vegetation, are exhumed. By analyzing chemical concentrations in the lysimeter soil, vegetation, and porewater, downward leaching rates, soil retention capacities, and plant uptake for the chemical of interest may be quantified. Because field lysimetry and porewater sampling are conducted under natural environmental conditions and with minimal soil disturbance, derived results project real-case scenarios and provide valuable information for chemical management. As chemicals are increasingly applied to land worldwide, the described techniques may be utilized to determine whether applied chemicals pose adverse effects to human health or the environment.

Field lysimetry and porewater sampling allow researchers to evaluate the fate of chemicals applied to soils and established vegetation. The goal of this protocol is to demonstrate how to install required instrumentation and collect samples for chemical analysis during integrated field lysimetry and porewater sampling experiments.

Integrierte Feld Lysimetrie und Porenwasserprobennahme für die Bewertung von Chemical Mobilität in Böden und Vegetation Gegründet

Potentially toxic chemicals are routinely applied to land to meet growing demands on waste management and food production, but the fate of these chemicals ...

Development of Metarhizium anisopliae as a Mycoinsecticide: From Isolation to Field Performance

A major concern when developing commercial mycoinsecticides is the kill speed compared to that of chemical insecticides. Therefore, isolation and screening for the selection of a fast-acting, highly virulent entomopathogenic fungus are important steps. Entomopathogenic fungi, such as Metarhizium, Beauveria, and Nomurea, which act by contact, are better suited than Bacillus thuringiensis or nucleopolyhedrosis virus (NPV), which must be ingested by the insect pest. In the present work, we isolated 68 Metarhizium strains from infected insects using a soil dilution and bait method. The isolates were identified by the amplification and sequencing of the ITS1-5.8S-ITS2 and 26S rDNA region. The most virulent strain of Metarhizium anisopliae was selected based on the median lethal concentration (LC50) and time (LT50) obtained in insect bioassays against III-instar larvae of Helicoverpa armigera. The mass production of spores by the selected strain was carried out with solid-state fermentation (SSF) using rice as a substrate for 14 days. Spores were extracted from the sporulated biomass using 0.1% tween-80, and different formulations of the spores were prepared. Field trials of the formulations for the control of an H. armigera infestation in pigeon peas were carried out by randomized block design. The infestation control levels obtained with oil and aqueous formulations (78.0% and 70.9%, respectively) were better than the 63.4% obtained with chemical pesticide.

Development of Metarhizium anisopliae as a Mycoinsecticide: From Isolation to Field Performance

Here, we report the different stages involved in the knowledge-based development of an effective mycoinsecticide, including the isolation, identification, screening, and selection of the "best-fit" entomopathogenic fungus, Metarhizium anisopliae, for the control of insect pests in agriculture.

Entwicklung von<em&gt; Metarhizium anisopliae</em&gt; Als Mycoinsektizid: Von der Isolation bis zur Field Performance

A major concern when developing commercial mycoinsecticides is the kill speed compared to that of chemical insecticides. Therefore, isolation and ...

In vivo and In vitro Rearing of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae and Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (EPN) (Steinernematidae and Heterorhabditidae) have a mutualistic partnership with Gram-negative Gamma-Proteobacteria in the family Enterobacteriaceae. Xenorhabdus bacteria are associated with steinernematids nematodes while Photorhabdus are symbionts of heterorhabditids. Together nematodes and bacteria form a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species in an intimate and specific partnership. Herein, we demonstrate in vivo and in vitro techniques commonly used in the rearing of these nematodes under laboratory conditions. Furthermore, these techniques represent key steps for the successful establishment of EPN cultures and also form the basis for other bioassays that utilize these organisms for research. The production of aposymbiotic (symbiont&#8211;free) nematodes is often critical for an in-depth and multifaceted approach to the study of symbiosis. This protocol does not require the addition of antibiotics and can be accomplished in a short amount of time with standard laboratory equipment. Nematodes produced in this manner are relatively robust, although their survivorship in storage may vary depending on the species used. The techniques detailed in this presentation correspond to those described by various authors and refined by P. Stock&#8217;s Laboratory, University of Arizona (Tucson, AZ, USA). These techniques are distinct from the body of techniques that are used in the mass production of these organisms for pest management purposes.

In vivo and In vitro Rearing of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae and Heterorhabditidae

The goal of this presentation is to demonstrate in vivo and in vitro techniques for the rearing of entomopathogenic nematodes. In vivo methods consider the rearing of these nematodes with an insect host, whereas the in vitro methods utilize rich agar media.

In-vivo-und In-vitro-Aufzucht von Nematoden (Steinernematidae und Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (EPN) (Steinernematidae and Heterorhabditidae) have a mutualistic partnership with Gram-negative Gamma-Proteobacteria in the ...

Biotechnik

Rapid Isolation of Wild Nematodes by Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild nematodes in their natural environments are valuable for understanding many aspects of biology, including the selective regimes in which distinctive genomic and phenotypic characters evolve, the genetic basis for complex trait variation, and the natural genetic diversity fundamental to all animal populations. This manuscript describes a simple and efficient method for extracting nematodes from their natural substrates, including rotting fruits, flowers, fungi, leaf litter, and soil. The Baermann funnel method, a classical nematology technique, selectively isolates active nematodes from their substrates. Because it recovers nearly all active worms from the sample, the Baermann funnel technique allows for the recovery of rare and slow-growing genotypes that co-occur with abundant and fast-growing genotypes, which might be missed in extraction methods that involve multiple generations of reproduction. The technique is also well suited to addressing metagenetic, population-genetic, and ecological questions. It captures the entire population in a sample simultaneously, allowing an unbiased view of the natural distribution of ages, sexes, and genotypes. The protocol allows for deployment at scale in the field, rapidly converting substrates into worm plates, and the authors have validated it through fieldwork on multiple continents.

This protocol outlines a method for efficiently extracting live nematodes from natural substrates in the field.

Schnelle Isolierung wilder Nematoden durch Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild ...

Genetik

Culturing and Genetically Manipulating Entomopathogenic Nematodes

Entomopathogenic nematodes in the genera Heterorhabditis and Steinernema are obligate parasites of insects that live in the soil. The main characteristic of their life cycle is the mutualistic association with the bacteria Photorhabdus and Xenorhabdus, respectively. The nematode parasites are able to locate and enter suitable insect hosts, subvert the insect immune response, and multiply efficiently to produce the next generation that will actively hunt new insect prey to infect. Due to the properties of their life cycle, entomopathogenic nematodes are popular biological control agents, which are used in combination with insecticides to control destructive agricultural insect pests. Simultaneously, these parasitic nematodes represent a research tool to analyze nematode pathogenicity and host anti-nematode responses. This research is aided by the recent development of genetic techniques and transcriptomic approaches for understanding the role of nematode secreted molecules during infection. Here, a detailed protocol on maintaining entomopathogenic nematodes and using a gene knockdown procedure is provided. These methodologies further promote the functional characterization of entomopathogenic nematode infection factors.

Entomopathogenic nematodes live in symbiosis with bacteria and together they successfully infect insects by undermining their innate immune system. To promote research on the genetic basis of nematode infection, methods for maintaining and genetically manipulating entomopathogenic nematodes are described.

Kultivierung und genetische Manipulation entomopathogener Nematoden

Entomopathogenic nematodes in the genera Heterorhabditis and Steinernema are obligate parasites of insects that live in the soil. The main characteristic ...

Immunologie und Infektion

Isolation and Selection of Entomopathogenic Fungi from Soil Samples and Evaluation of Fungal Virulence against Insect Pests

Entomopathogenic fungi (EPF) are one of the microbial control agents for integrated pest management. To control local or invasive pests, it is important to isolate and select indigenous EPF. Therefore, the soil bait method combined with the insect bait (mealworm, Tenebrio molitor) system was used in this study with some modifications. The isolated EPF were then subjected to the virulence test against the agricultural pest Spodoptera litura. Furthermore, the potential EPF strains were subjected to morphological and molecular identifications. In addition, the conidia production and thermotolerance assay were performed for the promising EPF strains and compared; these data were further substituted into the formula of effective conidia number (ECN) for laboratory ranking. The soil bait-mealworm system and the ECN formula can be improved by replacing insect species and integrating more stress factors for the evaluation of commercialization and field application. This protocol provides a quick and efficient approach for EPF selection and will improve the research on biological control agents.

Here we present a protocol based on the&#160;mealworm (Tenebrio molitor)-bait system that was used for isolating and selecting entomopathogenic fungi (EPF) from soil samples. An effective conidia number (ECN) formula is used to select high stress tolerant EPF based on physiological characteristics for pest microbial control in the field.

Isolierung und Selektion entomopathogener Pilze aus Bodenproben und Bewertung der Pilzvirulenz gegen Schadinsekten

Entomopathogenic fungi (EPF) are one of the microbial control agents for integrated pest management. To control local or invasive pests, it is important ...

Biologie

Comparison of Methods for Isolating Entomopathogenic Fungi from Soil Samples

The goal of the present study is to compare the effectiveness of using insect baits versus artificial selective medium for isolating entomopathogenic fungi (EPF) from soil samples. The soil is a rich habitat for microorganisms, including EPF particularly belonging to the genera Metarhizium and Beauveria, which can regulate arthropod pests. Biological products based on fungi are available in the market mainly for agricultural arthropod pest control. Nevertheless, despite the high endemic biodiversity, only a few strains are used in commercial bioproducts worldwide. In the present study, 524 soil samples were cultured on potato dextrose agar enriched with yeast extract supplemented with chloramphenicol, thiabendazole, and cycloheximide (CTC medium). The growth of fungal colonies was observed for 3 weeks. All Metarhizium and Beauveria EPF were morphologically identified at the genus level. Additionally, some isolates were molecularly identified at the species level. Twenty-four out of these 524 soil samples were also surveyed for EPF occurrence using the insect bait method (Galleria mellonella and Tenebrio molitor). A total of 51 EPF strains were isolated (41 Metarhizium spp. and 10 Beauveria spp.) from the 524 soil samples. All fungal strains were isolated either from croplands or grasslands. Of the 24 samples selected for comparison, 91.7% were positive for EPF using Galleria bait, 62.5% using Tenebrio bait, and 41.7% using CTC. Our results suggested that using insect baits to isolate the EPF from the soil is more efficient than using the CTC medium. The comparison of isolation methods in addition to the identification and conservation of EPF has a positive impact on the knowledge about biodiversity. The improvement of EPF collection supports scientific development and technological innovation.

Entomopathogenic fungal colonies are isolated from tropical soil samples using Tenebrio bait, Galleria bait, as well as selective artificial medium, i.e., potato dextrose agar enriched with yeast extract supplemented with chloramphenicol, thiabendazole, and cycloheximide (CTC medium).

Vergleich von Methoden zur Isolierung entomopathogener Pilze aus Bodenproben

The goal of the present study is to compare the effectiveness of using insect baits versus artificial selective medium for isolating entomopathogenic ...

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative sparsity of information about C. elegans in its natural context comes from the challenges involved in the identification of the small nematode in nature. Despite these challenges, an increasing focus on the ecology of C. elegans has caused a wealth of new information regarding its life outside of the laboratory. The intensified search for C. elegans in nature has contributed to the discovery of many new Caenorhabditis species and revealed that congeneric nematodes frequently cohabitate in the wild, where they feed on microbial blooms associated with rotting plant material. The identification of new species has also revealed that the androdioecious mating system of males and self-fertilizing hermaphrodites has evolved three times independently within Caenorhabditis. The other two selfing species, C. briggsae and C. tropicalis, share the experimental advantages of C. elegans and have enabled comparative studies into the mechanistic basis of important traits, including self-fertilization. Despite these advances, much remains to be learned about the ecology and natural diversity of these important species. For example, we still lack functional information for many of their genes, which might only be attained through an understanding of their natural ecology. To facilitate ecological research of selfing Caenorhabditis nematodes, we developed a highly scalable method to collect nematodes from the wild. Our method makes use of mobile data collection platforms, cloud-based databases, and the R software environment to enhance researchers&#39; ability to collect nematodes from the wild, record associated ecological data, and identify wild nematodes using molecular barcodes.

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

This protocol can be used to perform large-scale ecological surveys of selfing Caenorhabditis nematodes. The primary advantage of this method is the efficient organization and analysis of ecological and molecular data associated with the nematodes collected from nature.

Ein hochgradig skalierbarer Ansatz zur Durchführung ökologischer Untersuchungen von selbstsüchtigen Caenorhabditis-Nematoden

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative ...

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant matter, especially rotten fruits like apples or on compost heaps. It is also associated with certain invertebrate hosts such as slugs and woodlice. These habitats are rich in microbes, which serve as food for C. elegans and which can also persistently colonize the nematode gut. To date, the exact diversity and consistency of the native C. elegans microbiota across habitats and geographic locations is not fully understood. Here, we describe a suitable approach for isolating C. elegans from nature and characterizing the microbiota of worms. Nematodes can be easily isolated from compost material, rotting apples, slugs, or attracted by placing apples on compost heaps. The prime time for finding C. elegans in the Northern Hemisphere is from September until November. Worms can be washed out of collected substrate material by immersing the substrate in buffer solution, followed by the collection of nematodes and their transfer onto nematode growth medium or PCR buffer for subsequent analysis. We further illustrate how the samples can be used to isolate and purify the worm-associated microorganisms and to process worms for 16S ribosomal RNA analysis of microbiota community composition. Overall, the described methods may stimulate new research on the characterization of the C. elegans microbiota across habitats and geographic locations, thereby helping to obtain a comprehensive understanding of the diversity and stability of the nematode's microbiota as a basis for future functional research.

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is one of the main model species in biology, yet almost all research is performed in the absence of its naturally associated microbes. The methods described here will help to improve our understanding of the diversity of associated microbes as a basis for future functional C. elegans research.

Isolierung und Charakterisierung der natürlichen Mikrobiota des Modellnematoden Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant ...

Bodenproben und Isolierung von Nematoden (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Zusammenfassung

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Aufbau und Betrieb einer Dauer