המחברים מבקשים להודות לחברים בעבר במעבדה המלאי: סם-קיו קים, קתרין Plichta וויקטוריה מירנדה-תומפסון על תרומתם לשיפור של רבים מהפרוטוקולים הללו. אנו מכירים את תמיכת הקרן הלאומית למדע (מענקי IOS-0,840,932 וIOS-0,724,978) לבורסת SP.

1. אוסף דוגמאות קרקע <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שקול המשתרע על שטח מינימאלי של 2 - 4 מ &#39;2 עבור כל אתר דגימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאסוף דגימות קרקע בעומק של לפחות 15 סנטימטר (איור 4). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח לפחות 5 דגימות אקראיות בתוך תחום זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח 3 subsamples לדגימה. בהתאם למטרת המחקר, או לשלב את subsamples או לשמור אותם בנפרד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים כל דגימה בשקית ניילון. שקול כפול לצוד, כדי למנוע דליפה של דגימות (איור 4). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דוגמאות לייבל עם סמן עמיד למים. כלול את המידע הבא מכל אתר דגימה: מידע באתר (כולל יישוב / אזור / שם אתר ולתאם מידע GPS), תאריך, בית גידול, צמחייה קשורה, טמפרטורה, גובה, וכו &#39; הערה: במידת צורך, לאסוף ו / או להקליט את נוכחותם של חרקים או חסרי חוליות אחרות שנאספו במדגם לזיהוי שלאחר מכן. הם עשויים לייצג נאטור פוטנציאלמארחים אל EPN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כלי איסוף נקיים בין דגימות על ידי שטיפה ביסודיות עם מים ו / או חיטוים עם 70% אתנול או 0.5% פתרון אקונומיקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור דגימות בצידנית (8-15 מעלות צלזיוס) במהלך הובלה למעבדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את חלק של דגימת הקרקע לניתוח כדי להשיג מידע על הרכב קרקע, מרקם, לחות, מוליכות חשמליות או פרמטרים אדמה רצויים אחרים. </li></ol> . 2 בידוד נמטודות מדגימות קרקע: טכניקת חרקים מתגרה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את כל פסולת (כלומר., סלעים, חתיכות עץ או קליפה, עלים, וכו &#39;.) שנאסף בדגימות שלך כדי למנוע זיהום עם מיקרואורגניזמים saprobic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוסיף מים כדי ללחלח את הקרקע ולהקל על התנועה של נמטודות. הערה: השתמש בבקבוק ספריי כדי להגדיל את רמת הלחות של הקרקע באיטיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח כ 200-250 מיליליטר של אדמה לחה במכל פלסטיק נקי עם מכסה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף פיתיונות חרקים. שקול 5-10 חרקים על פני הקרקע של כל דגימה (איור 5). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כסה את המכל עם מכסה ולהפוך את מכולות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על מכולות בחושך ועל RT (בדרך כלל 22-25 מעלות צלזיוס). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק מכולות כל 2 - 3 ימים ולהסיר חרקים מתים. הערה: להוסיף חרקים בריאים נוספים לכל מכולה למתגרה נוסף של דגימת הקרקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את החרקים מתים מהמכולות. הערה: גוויות עם חום או צבע אוקר בדרך כלל parasitized ידי steinernematids, בעוד הלבנים האדומים לגופות סגולות כהות parasitized ידי heterorhabditids. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לשטוף גופות במים סטריליים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים גופות במלכודת לבנה הותאם להתאוששות של צאצאי נמטודות (ראה הליך בהמשך). </li></ol> מלכודת לבנה השתנה:. 3 נמטודות שחזור מגוויות נגועות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את החלק העליון של קוטר 50 (או 60) מ&quot;מ. צלחת פטרי בתוך צלחת גדולה יותר (100 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת חטא אחדנייר GLE מעגלי מסנן (# Whatman 1) בתוך הצלחת קטנה יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גופות מניחים על נייר הסינון של המנה קטנה יותר מה שהופך את גופות בטוחים לא נוגעות זה בזה, כדי למנוע כל זיהום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא את צלחת פטרי החיצונית (גדולה יותר) עם CA. 20 מיליליטר של מים מזוקקים סטריליים. אל תוסיפו מים בצלחת שמחזיקה את הגופות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסה את צלחת פטרי הגדולה ואת התוכן שלה עם המכסה (איור 6). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תווית מנות בהתאם. הוסף את הפרטים הבאים: שם נמטודות (מינים / לבודד), תאריך זיהום (זיהום נקבע מועד) ותאריך מלכודת (זה תאריך המלכודת מוגדרת). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור מלכודת ב RT עד הופעתה של התולעת שלבים לנוער (IJS) מתרחשת. תהליך זה יכול לקחת בין 10-25 ימים בהתאם למין נמטודות ו / או המאמץ הנחשב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מים קציר עם IJS על ידי הסרת הצלחת הגדולה יותר של המלכודת ולשפוך מים עם נמטודות לתוך מבחנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר לנמטודות למזוג לתחתית בתייקר. תהליך זה עשוי לקחת כמה דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים מים בזהירות, מה שהופך נמטודות בטוחה תישאר בתחתית הכוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לשטוף נמטודות על ידי הוספה יותר מים ומאפשרים לנמטודות למזוג. צעד זה יכול להיות חוזר ונשנה 2 - 3 פעמים עד שהמים נקיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח השעיה נמטודות בבקבוק תרבית רקמה (250 מיליליטר). שמור על ריכוז של ההשעיה ל1,000 - 3,000 מיליליטר / נמטודות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בקבוק חנות עם תליוני נמטודות בחדר קר או בחממה בין 10-20 ° C. הערה: לבדוק צלוחיות מאוחסנות מעת לעת כפי שחיי מדף של EPN הוא משתנה. בדרך כלל ניתן לאחסן steinernematids ל6-12 חודשים ללא הצורך בsubculturing, ואילו heterorhabditids עשוי לדרוש בדיקות תקופתיות יותר. </li></ol>

<ol>
	<li>Bedding, R. A., Akhurst, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+technique+for+the+detection+of+insect+parasitic+rhabditid+nematodes+in+soil.">A simple technique for the detection of insect parasitic rhabditid nematodes in soil.</a> Nematologica. 21, 109-110 (1975).</li><li>Boemare, N. E., Akhurst, R. A., Dworkin, M., Falkow, S., Rosenberg, E., Schleifer, K. -. H., Stackebrandt, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Genera Photorhabdus and Xenorhabdus. In The Prokaryotes. , 473-488 (2007).</li><li>Gaugler, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Entomopathogenic Nematology. , (2002).</li><li>Gaugler, R., Kaya, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Entomopathogenic Nematode s in Biological Control. , (1990).</li><li>Hazir, S., Keskin, N., Stock, S. P., Kaya, H. K., &#214;zcan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diversity+and+distribution+of+entomopathogenic+nematodes+(Rhabditida:+Steinernematidae+and+Heterorhabditidae)+in+Turkey.">Diversity and distribution of entomopathogenic nematodes (Rhabditida: Steinernematidae and Heterorhabditidae) in Turkey.</a> Biodiversit., &amp; Conservation. 12, 375-386 (2003).</li><li>Kaya, H. K., Gaugler, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Entomopathogenic+nematodes.">Entomopathogenic nematodes.</a> Annual Review of Entomology. 38, 181-206 (1993).</li><li>Kaya, H. K., Stock, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Techniques in insect nematology. In Manual of techniques in insect pathology. , 281-324 (1997).</li><li>Lacey, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Manual of techniques in invertebrate pathology. , (2012).</li><li>McCoy, C. W., Shapiro-Ilan, D., Duncan, L., Nguyen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Entomopathogenic+nematodes+and+other+natural+enemies+as+mortality+factors+for+larvae+of+Diaprepes+abbreviatus+(Coleoptera:+Curculionidae).">Entomopathogenic nematodes and other natural enemies as mortality factors for larvae of Diaprepes abbreviatus (Coleoptera: Curculionidae).</a> Biological Control. 19, 182-190 (2000).</li><li>Meyling, N. V., Eilenberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Occurrence+and+distribution+of+soil+borne+entomopathogenic+fungi+within+a+single+organic+agroecosystem.">Occurrence and distribution of soil borne entomopathogenic fungi within a single organic agroecosystem.</a> Agriculture, ecosystem., &amp; environment. 113, 336-341 (2006).</li><li>Poinar, G. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Taxonomy and biology of Steinernematidae and Heterorhabditidae. In: Entomopathogenic Nemtaodes in Biological. , 23-61 (1990).</li><li>Stock, S. P., Gress, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diversity+and+phylogenetic+relationships+of+entomopathogenic+nematodes+(Steinernematidae+and+Heterorhabditidae)+from+the+Sky+Islands+of+southern+Arizona.">Diversity and phylogenetic relationships of entomopathogenic nematodes (Steinernematidae and Heterorhabditidae) from the Sky Islands of southern Arizona.</a> Journal of invertebrate pathology. 92, 66-72 (2006).</li><li>Stock, S. P., Hunt, D. J., Grewal, P. S., Ehlers, R. U., Shapiro-Ilan, D. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nematode+morphology+and+systematics.">Nematode morphology and systematics.</a> Nematodes as biological control agents. CAB International Publishing. , 3-43 (2005).</li><li>Stock, S. P., Goodrich&#8211;Blair, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Entomopathogenic+nematodes+and+their+bacterial+symbionts:+The+inside+out+of+a+mutualistic+association.">Entomopathogenic nematodes and their bacterial symbionts: The inside out of a mutualistic association.</a> Symbiosis. 46, 65-75 (2008).</li><li>Stuart, R. J., Gaugler, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patchiness+in+populations+of+entomopathogenic+nematodes.">Patchiness in populations of entomopathogenic nematodes.</a> Journal of Invertebrate Pathology. 64, 39-45 (1994).</li><li>White, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+obtaining+infective+nematode+larvae+from+cultures.">A method for obtaining infective nematode larvae from cultures.</a> Science. 66, 302-303 (1927).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

הפגנה זו היא הראשונה מבין שתי מצגות המתארות את מספר הטכניקות המשמשות בדרך כלל ללימוד EPN והחיידקים סימביוטיים שלהם. טכניקות אלו מייצגות שלבים עיקריים להקמה המוצלחת של תרבויות EPN במעבדה וגם יוצרות את הבסיס למבדקים אחרים שמעסיקים EPN כמו אורגניזמים מודל למחקר. <p class="jove...

נמטודות רבות הקשורים לחרקים, ואינטראקציות המארח שלהם נעות בין מועיל למזיק. במסמך זה, אנו מתמקדים בקבוצה של נמטודות, כי הם פתוגנים של חרקים, הידוע גם בנמטודות entomopathogenic (או EPN). שתי משפחות נמטודות שייכות לקבוצה זו של נמטודות: Steinernematidae וHeterorhabditidae 11,13. ההשפעה פתוגניים שלהם היא בעובדה שמעניקה את האינטראקציה שלהם עם חיידקים אנאירוביים פקולטטיביים enteric (חיידקי Xenorhabdus לקשר עם steinernematids וחיידקים Photorhabdus לקשר עם heterorhabditids) 2. החיידקים וקטורים ממארח ​​חרק אחד למשנהו על ידי את הבמה רק נמטודות חיים החופשית, לנוער בשלב השלישי התולעת (הידוע גם בנוער dauer, לנוער התולעת או IJ), שחיה בקרקע. ברגע שנכנס החרקים, נמטודות לשחרר את החיידקים לתוך hemolymph של החרקים, שהורג את מארח החרק על ידי הרעלת דם מסיבית. החיידקים גםבזות רקמות של החרקים ולהיות מקור המזון &#39;נמטודות, ומאפשר להם להגיע לבגרות ולהתרבות. בדרך כלל, דור אחד או שניים של נמטודות המבוגר מיוצר בתוך פגר החרקים. הצאצאים של reassociates הדור המבוגר שעבר עם כמה תאי חיידקיים במתמחים יותר בצורה מאשר היחסים התזונתיים הקודמים שלהם, ולטפח את התאים האלה במעיים שלהם, כאשר הם עוברים מ פגר החרקים לתוך האדמה שם הם ממתינים לחרקים אחר לparasitize 6,11,14 (איור 1). מאז הגילוי שלהם ב1927, EPN היה נחשב חלופות בעלות ערך לחומרי הדברה כימית כפי שהם יכולים parasitize מגוון רחב של חרקים, כי הם מזיקים חקלאיים 3,4,5. עם זאת, בשני העשורים האחרונים, נמטודות אלה וחיידקים סימביוטיים הוכרו כמערכת מודל נזיל לחקר היבטים ביולוגיים, אקולוגיים והאבולוציוני של interactio מארח-חיידק14 NS. המטרה של מצגת זו היא להראות את השיטות וטכניקות הנפוצות ביותר לדגימת אדמה ובידוד של EPN. מגוון רחב של כלים זמין ויכול לשמש לאיסוף דגימות קרקע ובם: מקלפות אדמה, כפות סיידים, חופרי הודעה חור, מקדחים, צינורות דגימה, אתים שני, בין השאר (איור 2). בהתאם לצורך של המחקר, יכולות להיחשב שתי אסטרטגיות דגימה:) מרובדת, ב) דגימה אקראית (איור 3). הדגימה מרובדת משמשת בדרך כלל כחלק מלימוד אינטנסיבי באזור מסוים או demarked על פני תקופה נתונה של זמן. באופן כללי, חתך הוא demarked ודגימות קרקע נלקחות במרווחי זמן קבועים בחתך על פני תקופה של זמן (איור 3 א) 15. הדגימה האקראית היא בדרך כלל מועסק כאשר מתמקדים באזור נרחב. אסטרטגיית דגימה זו הייתה בשימוש ללימוד המגוון של EPN וrom שטח גדול גיאוגרפי או באזור (איור 3 ב) 12. מספר גורמים יכולים להיחשב בהתאם למיקוד של המחקר הכולל מגוון רחב של גבהים, מרקמי קרקע ובתי גידול (לדוגמא., שדות מעובדים, יערות, שטחי מרעה, פארקים, חופי ים, אזורי riparian, וכו &#39;). אנחנו מראים את הטכניקה מתגרה חרקים, שתוארה במקור על ידי מצעים ו1 Akhurst ומהווה חלופה פשוטה וסלקטיבית לשחזור EPN מדגימות קרקע. זהו הליך סלקטיבית המבוסס על ההנחה כי נמטודות (שלב IJ) יימשך למארח חרקים וparasitize זה. טכניקה זו יכולה להיחשב גם לבידוד של פתוגנים אחרים חרקים כגון פטריות, חיידקים ו8,10. אנחנו גם מדגימים את טכניקת מלכודת לבנה שונה המשמשת לאחזור צאצאי נמטודות ממארחי חרקים נגועים 7,14. זה מאמץ נפגשהוד שמציע את היתרון של אחזור נמטודות צאצאים &quot;נקיים&quot; ללא פסולת מגוויות חרקים משפילות. לבסוף, הטכניקות המתוארות ומוצגות במאמר זה מתאימות לאלה שהגו ו / או שבוצעו במעבדה שלנו, כמו גם אלה שתוארו על ידי עמיתים ומשתפי פעולה שונים.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Galleria mellonella&lt;/em&gt;</td><td>Timberline</td><td>http://www.timberlinefisheries.com/ProductDetails.asp?ProductCode=WAXLG</td><td>For insect baiting technique</td></tr><tr><td>Filter paper, 55 mm Grade 1 Cellulose</td><td>Whatman/VWR</td><td>28450-048</td><td>Infection chamber and White trap assembly</td></tr><tr><td>60 x 15 mm Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-092</td><td>Infection chamber and White trap assembly</td></tr><tr><td>100 x 15 mm Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-088</td><td>Infection chamber and White trap assembly</td></tr><tr><td>ZIPloc plastic bags</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td></td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Mechanical pipettor P1000, P200 ml</td><td>VWR</td><td>89130-562; 89130-566&amp;nbsp;</td><td>Infection chamber and White trap assembly</td></tr><tr><td>Pippetor tips 1000ml, 200 ml</td><td>VWR</td><td>16466-004 ; 53510</td><td>Infection chamber and White trap assembly</td></tr><tr><td>Bleach</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td></td><td>Soil sampling , disinfecting</td></tr><tr><td>Sodium hypochlorite</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td></td><td>Soil sampling , disinfecting</td></tr><tr><td>70% Ethyl alochol</td><td>AAPER</td><td>17212945</td><td>Soil sampling , disinfecting</td></tr><tr><td>Shovels</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td>N/A</td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Tubular soil sampler</td><td>Accuproducts</td><td></td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Soil probe, long handle</td><td>Nupla&amp;nbsp;</td><td>PRB4T 69401 Classic</td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Measuring tape</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td></td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Flagging tape, various colors</td><td>Ace Hardware or local hardware store</td><td></td><td>Soil sampling</td></tr><tr><td>Tissue culture flasks</td><td>VWR</td><td>Falcon, 29185-304&amp;nbsp;</td><td>White trap, collection of EPN</td></tr><tr><td>Wash bottles, polyethylene, wide mouth</td><td>VWR</td><td>16650-107</td><td>White trap, collection of EPN</td></tr></tbody></table>

soil sampling and isolation of entomopathogenic nematodes (steinernematidae, heterorhabditidae)

נמטודות Entomopathogenic (aka EPN) מייצגות קבוצה של נמטודות מאכלסת-האדמה שparasitize מגוון רחב של חרקים. נמטודות אלה שייכות לשתי משפחות: Steinernematidae וHeterorhabditidae. עד כה, יותר מ -70 מינים תוארו בSteinernematidae ויש כ 20 מינים בHeterorhabditidae. יש לי נמטודות שותפות mutualistic עם חיידקי Enterobacteriaceae ויחד הם פועלים כמתחם קוטלי חרקים רב עוצמה שהורג מגוון רחב של מיני חרקים. במסמך זה, אנו מתמקדים בטכניקות הנפוצות ביותר נחשבות לאיסוף EPN מהקרקע. החלק השני של מצגת זו מתמקד בטכניקה מתגרה חרקים, גישה בשימוש נרחבת עבור הבידוד של EPN מדגימות קרקע, ואת טכניקת מלכודת לבנה שונה המשמשת להתאוששות של נמטודות אלו מחרקים נגועים. שיטות וטכניקות אלה הן שלבים עיקריים להקמה המוצלחת של כת EPNures במעבדה וגם יוצר את הבסיס למבדקים אחרים, כי רואים נמטודות אלה כאורגניזמים מודל למחקר בתחומים ביולוגיים אחרים. הטכניקות שמוצגים במצגת זו מתאימות לאלו שבוצעו ו / או שעוצבו על ידי חברי המעבדה בורסת SP, כמו גם אלה שתוארו על ידי מחברים שונים.

אוסף דוגמאות קרקע קטינים התולעת שלישי בשלב של EPN השלבים רק בחינם החיים במעגל החיים &#39;נמטודות אלה אשר מתגוררים באדמה (איור 1). לכן, איסוף דגימות קרקע היא שיטה יעילה מאוד להתאושש מנמטודות אלו. איור 4 מראה פרופיל קרק...

Watch this Scientific Journal Video about Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae at JoVE.com

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

נמטודות Entomopathogenic הן תולעים עגולות המאכלסת-אדמה שparasitize מגוון רחב של חרקים. אנו מדגימים שיטות דגימה המשמשות לבידוד של נמטודות אלו מהאדמה באמצעות שתי טכניקות: מתגרה חרקים והמלכודת לבנה שונה, להחלמתם של נמטודות מדגימות קרקע וגופות חרקים נגועות, בהתאמה.

דגימת קרקע ובידוד של Entomopathogenic נמטודות (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

soil-sampling-isolation-entomopathogenic-nematodes-steinernematidae

Research

JoVE Journal

Environment

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

24.9K Views.  University of Arizona.  נמטודות Entomopathogenic הן תולעים עגולות המאכלסת-אדמה שparasitize מגוון רחב של חרקים. אנו מדגימים שיטות דגימה המשמשות לבידוד של נמטודות אלו מהאדמה באמצעות שתי טכניקות: מתגרה חרקים והמלכודת לבנה שונה, להחלמתם של נמטודות מדגימות קרקע וגופות חרקים נגוע?...

Video: Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Design and Operation of a Continuous 13C and 15N Labeling Chamber for Uniform or Differential, Metabolic and Structural, Plant Isotope Labeling

Tracing rare stable isotopes from plant material through the ecosystem provides the most sensitive information about ecosystem processes; from CO2 fluxes and soil organic matter formation to small-scale stable-isotope biomarker probing. Coupling multiple stable isotopes such as 13C with 15N, 18O or&#160;2H has the potential to reveal even more information about complex stoichiometric relationships during biogeochemical transformations. Isotope labeled plant material has been used in various studies of litter decomposition and soil organic matter formation1-4. From these and other studies, however, it has become apparent that structural components of plant material behave differently than metabolic components (i.e. leachable low molecular weight compounds) in terms of microbial utilization and long-term carbon storage5-7. The ability to study structural and metabolic components separately provides a powerful new tool for advancing the forefront of ecosystem biogeochemical studies. Here we describe a method for producing 13C and 15N labeled plant material that is either uniformly labeled throughout the plant or differentially labeled in structural and metabolic plant components.
Here, we present the construction and operation of a continuous 13C and 15N labeling chamber that can be modified to meet various research needs. Uniformly labeled plant material is produced by continuous labeling from seedling to harvest, while differential labeling is achieved by removing the growing plants from the chamber weeks prior to harvest. Representative results from growing Andropogon gerardii Kaw demonstrate the system&#39;s ability to efficiently label plant material at the targeted levels. Through this method we have produced plant material with a 4.4 atom%13C and 6.7 atom%15N uniform plant label, or material that is differentially labeled by up to 1.29 atom%13C and 0.56 atom%15N in its metabolic and structural components (hot water extractable and hot water residual components, respectively). Challenges lie in maintaining proper temperature, humidity, CO2 concentration,&#160;and light levels in an airtight 13C-CO2 atmosphere for successful plant production. This chamber description represents a useful research tool to effectively produce uniformly or differentially multi-isotope labeled plant material for use in experiments on ecosystem biogeochemical cycling.

Design and Operation of a Continuous 13C and 15N Labeling Chamber for Uniform or Differential, Metabolic and Structural, Plant Isotope Labeling

This method explains how to build and operate a continuous 13C and 15N isotope labeling chamber for uniform or differential plant tissue labeling. Representative results from metabolic and structural labeling of Andropogon gerardii are discussed.

עיצוב והפעלה של רציף<sup&gt; 13</sup&gt; C ו<sup&gt; 15</sup&gt; N תיוג הלשכה לאחיד או דיפרנציאלי, מטבולית ומבנית, צמח איזוטופ תיוג

Tracing rare stable isotopes from plant material through the ecosystem provides the most sensitive information about ecosystem processes; from CO2 fluxes ...

Integrated Field Lysimetry and Porewater Sampling for Evaluation of Chemical Mobility in Soils and Established Vegetation

Potentially toxic chemicals are routinely applied to land to meet growing demands on waste management and food production, but the fate of these chemicals is often not well understood. Here we demonstrate an integrated field lysimetry and porewater sampling method for evaluating the mobility of chemicals applied to soils and established vegetation. Lysimeters, open columns made of metal or plastic, are driven into bareground or vegetated soils. Porewater samplers, which are commercially available and use vacuum to collect percolating soil water, are installed at predetermined depths within the lysimeters. At prearranged times following chemical application to experimental plots, porewater is collected, and lysimeters, containing soil and vegetation, are exhumed. By analyzing chemical concentrations in the lysimeter soil, vegetation, and porewater, downward leaching rates, soil retention capacities, and plant uptake for the chemical of interest may be quantified. Because field lysimetry and porewater sampling are conducted under natural environmental conditions and with minimal soil disturbance, derived results project real-case scenarios and provide valuable information for chemical management. As chemicals are increasingly applied to land worldwide, the described techniques may be utilized to determine whether applied chemicals pose adverse effects to human health or the environment.

Field lysimetry and porewater sampling allow researchers to evaluate the fate of chemicals applied to soils and established vegetation. The goal of this protocol is to demonstrate how to install required instrumentation and collect samples for chemical analysis during integrated field lysimetry and porewater sampling experiments.

משולב שדה Lysimetry וPorewater דגימה להערכת כימית ניידות בקרקעות וצמחייה הוקמה

Potentially toxic chemicals are routinely applied to land to meet growing demands on waste management and food production, but the fate of these chemicals ...

Development of Metarhizium anisopliae as a Mycoinsecticide: From Isolation to Field Performance

A major concern when developing commercial mycoinsecticides is the kill speed compared to that of chemical insecticides. Therefore, isolation and screening for the selection of a fast-acting, highly virulent entomopathogenic fungus are important steps. Entomopathogenic fungi, such as Metarhizium, Beauveria, and Nomurea, which act by contact, are better suited than Bacillus thuringiensis or nucleopolyhedrosis virus (NPV), which must be ingested by the insect pest. In the present work, we isolated 68 Metarhizium strains from infected insects using a soil dilution and bait method. The isolates were identified by the amplification and sequencing of the ITS1-5.8S-ITS2 and 26S rDNA region. The most virulent strain of Metarhizium anisopliae was selected based on the median lethal concentration (LC50) and time (LT50) obtained in insect bioassays against III-instar larvae of Helicoverpa armigera. The mass production of spores by the selected strain was carried out with solid-state fermentation (SSF) using rice as a substrate for 14 days. Spores were extracted from the sporulated biomass using 0.1% tween-80, and different formulations of the spores were prepared. Field trials of the formulations for the control of an H. armigera infestation in pigeon peas were carried out by randomized block design. The infestation control levels obtained with oil and aqueous formulations (78.0% and 70.9%, respectively) were better than the 63.4% obtained with chemical pesticide.

Development of Metarhizium anisopliae as a Mycoinsecticide: From Isolation to Field Performance

Here, we report the different stages involved in the knowledge-based development of an effective mycoinsecticide, including the isolation, identification, screening, and selection of the "best-fit" entomopathogenic fungus, Metarhizium anisopliae, for the control of insect pests in agriculture.

פיתוח של<em&gt; מטריציום anisopliae</em&gt; כמקוטלת חיידקים: מהבידוד לביצועי שדה

A major concern when developing commercial mycoinsecticides is the kill speed compared to that of chemical insecticides. Therefore, isolation and ...

In vivo and In vitro Rearing of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae and Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (EPN) (Steinernematidae and Heterorhabditidae) have a mutualistic partnership with Gram-negative Gamma-Proteobacteria in the family Enterobacteriaceae. Xenorhabdus bacteria are associated with steinernematids nematodes while Photorhabdus are symbionts of heterorhabditids. Together nematodes and bacteria form a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species in an intimate and specific partnership. Herein, we demonstrate in vivo and in vitro techniques commonly used in the rearing of these nematodes under laboratory conditions. Furthermore, these techniques represent key steps for the successful establishment of EPN cultures and also form the basis for other bioassays that utilize these organisms for research. The production of aposymbiotic (symbiont&#8211;free) nematodes is often critical for an in-depth and multifaceted approach to the study of symbiosis. This protocol does not require the addition of antibiotics and can be accomplished in a short amount of time with standard laboratory equipment. Nematodes produced in this manner are relatively robust, although their survivorship in storage may vary depending on the species used. The techniques detailed in this presentation correspond to those described by various authors and refined by P. Stock&#8217;s Laboratory, University of Arizona (Tucson, AZ, USA). These techniques are distinct from the body of techniques that are used in the mass production of these organisms for pest management purposes.

In vivo and In vitro Rearing of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae and Heterorhabditidae

The goal of this presentation is to demonstrate in vivo and in vitro techniques for the rearing of entomopathogenic nematodes. In vivo methods consider the rearing of these nematodes with an insect host, whereas the in vitro methods utilize rich agar media.

In vivo ו במבחנה גידול של Entomopathogenic נמטודות (Steinernematidae וHeterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (EPN) (Steinernematidae and Heterorhabditidae) have a mutualistic partnership with Gram-negative Gamma-Proteobacteria in the ...

Bioengineering

Rapid Isolation of Wild Nematodes by Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild nematodes in their natural environments are valuable for understanding many aspects of biology, including the selective regimes in which distinctive genomic and phenotypic characters evolve, the genetic basis for complex trait variation, and the natural genetic diversity fundamental to all animal populations. This manuscript describes a simple and efficient method for extracting nematodes from their natural substrates, including rotting fruits, flowers, fungi, leaf litter, and soil. The Baermann funnel method, a classical nematology technique, selectively isolates active nematodes from their substrates. Because it recovers nearly all active worms from the sample, the Baermann funnel technique allows for the recovery of rare and slow-growing genotypes that co-occur with abundant and fast-growing genotypes, which might be missed in extraction methods that involve multiple generations of reproduction. The technique is also well suited to addressing metagenetic, population-genetic, and ecological questions. It captures the entire population in a sample simultaneously, allowing an unbiased view of the natural distribution of ages, sexes, and genotypes. The protocol allows for deployment at scale in the field, rapidly converting substrates into worm plates, and the authors have validated it through fieldwork on multiple continents.

This protocol outlines a method for efficiently extracting live nematodes from natural substrates in the field.

בידוד מהיר של נמטודות פראיות על ידי משפך ברמן

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild ...

Genetics

Culturing and Genetically Manipulating Entomopathogenic Nematodes

Entomopathogenic nematodes in the genera Heterorhabditis and Steinernema are obligate parasites of insects that live in the soil. The main characteristic of their life cycle is the mutualistic association with the bacteria Photorhabdus and Xenorhabdus, respectively. The nematode parasites are able to locate and enter suitable insect hosts, subvert the insect immune response, and multiply efficiently to produce the next generation that will actively hunt new insect prey to infect. Due to the properties of their life cycle, entomopathogenic nematodes are popular biological control agents, which are used in combination with insecticides to control destructive agricultural insect pests. Simultaneously, these parasitic nematodes represent a research tool to analyze nematode pathogenicity and host anti-nematode responses. This research is aided by the recent development of genetic techniques and transcriptomic approaches for understanding the role of nematode secreted molecules during infection. Here, a detailed protocol on maintaining entomopathogenic nematodes and using a gene knockdown procedure is provided. These methodologies further promote the functional characterization of entomopathogenic nematode infection factors.

Entomopathogenic nematodes live in symbiosis with bacteria and together they successfully infect insects by undermining their innate immune system. To promote research on the genetic basis of nematode infection, methods for maintaining and genetically manipulating entomopathogenic nematodes are described.

תרבות ומניפולציה גנטית של נמטודות אנטומופתוגניות

Entomopathogenic nematodes in the genera Heterorhabditis and Steinernema are obligate parasites of insects that live in the soil. The main characteristic ...

Immunology and Infection

Isolation and Selection of Entomopathogenic Fungi from Soil Samples and Evaluation of Fungal Virulence against Insect Pests

Entomopathogenic fungi (EPF) are one of the microbial control agents for integrated pest management. To control local or invasive pests, it is important to isolate and select indigenous EPF. Therefore, the soil bait method combined with the insect bait (mealworm, Tenebrio molitor) system was used in this study with some modifications. The isolated EPF were then subjected to the virulence test against the agricultural pest Spodoptera litura. Furthermore, the potential EPF strains were subjected to morphological and molecular identifications. In addition, the conidia production and thermotolerance assay were performed for the promising EPF strains and compared; these data were further substituted into the formula of effective conidia number (ECN) for laboratory ranking. The soil bait-mealworm system and the ECN formula can be improved by replacing insect species and integrating more stress factors for the evaluation of commercialization and field application. This protocol provides a quick and efficient approach for EPF selection and will improve the research on biological control agents.

Here we present a protocol based on the&#160;mealworm (Tenebrio molitor)-bait system that was used for isolating and selecting entomopathogenic fungi (EPF) from soil samples. An effective conidia number (ECN) formula is used to select high stress tolerant EPF based on physiological characteristics for pest microbial control in the field.

בידוד ובחירה של פטריות אנטומופתוגניות מדגימות קרקע והערכה של אלימות פטרייתית נגד מזיקי חרקים

Entomopathogenic fungi (EPF) are one of the microbial control agents for integrated pest management. To control local or invasive pests, it is important ...

Biology

Comparison of Methods for Isolating Entomopathogenic Fungi from Soil Samples

The goal of the present study is to compare the effectiveness of using insect baits versus artificial selective medium for isolating entomopathogenic fungi (EPF) from soil samples. The soil is a rich habitat for microorganisms, including EPF particularly belonging to the genera Metarhizium and Beauveria, which can regulate arthropod pests. Biological products based on fungi are available in the market mainly for agricultural arthropod pest control. Nevertheless, despite the high endemic biodiversity, only a few strains are used in commercial bioproducts worldwide. In the present study, 524 soil samples were cultured on potato dextrose agar enriched with yeast extract supplemented with chloramphenicol, thiabendazole, and cycloheximide (CTC medium). The growth of fungal colonies was observed for 3 weeks. All Metarhizium and Beauveria EPF were morphologically identified at the genus level. Additionally, some isolates were molecularly identified at the species level. Twenty-four out of these 524 soil samples were also surveyed for EPF occurrence using the insect bait method (Galleria mellonella and Tenebrio molitor). A total of 51 EPF strains were isolated (41 Metarhizium spp. and 10 Beauveria spp.) from the 524 soil samples. All fungal strains were isolated either from croplands or grasslands. Of the 24 samples selected for comparison, 91.7% were positive for EPF using Galleria bait, 62.5% using Tenebrio bait, and 41.7% using CTC. Our results suggested that using insect baits to isolate the EPF from the soil is more efficient than using the CTC medium. The comparison of isolation methods in addition to the identification and conservation of EPF has a positive impact on the knowledge about biodiversity. The improvement of EPF collection supports scientific development and technological innovation.

Entomopathogenic fungal colonies are isolated from tropical soil samples using Tenebrio bait, Galleria bait, as well as selective artificial medium, i.e., potato dextrose agar enriched with yeast extract supplemented with chloramphenicol, thiabendazole, and cycloheximide (CTC medium).

השוואה בין שיטות לבידוד פטריות אנטומופתוגניות מדגימות קרקע

The goal of the present study is to compare the effectiveness of using insect baits versus artificial selective medium for isolating entomopathogenic ...

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative sparsity of information about C. elegans in its natural context comes from the challenges involved in the identification of the small nematode in nature. Despite these challenges, an increasing focus on the ecology of C. elegans has caused a wealth of new information regarding its life outside of the laboratory. The intensified search for C. elegans in nature has contributed to the discovery of many new Caenorhabditis species and revealed that congeneric nematodes frequently cohabitate in the wild, where they feed on microbial blooms associated with rotting plant material. The identification of new species has also revealed that the androdioecious mating system of males and self-fertilizing hermaphrodites has evolved three times independently within Caenorhabditis. The other two selfing species, C. briggsae and C. tropicalis, share the experimental advantages of C. elegans and have enabled comparative studies into the mechanistic basis of important traits, including self-fertilization. Despite these advances, much remains to be learned about the ecology and natural diversity of these important species. For example, we still lack functional information for many of their genes, which might only be attained through an understanding of their natural ecology. To facilitate ecological research of selfing Caenorhabditis nematodes, we developed a highly scalable method to collect nematodes from the wild. Our method makes use of mobile data collection platforms, cloud-based databases, and the R software environment to enhance researchers&#39; ability to collect nematodes from the wild, record associated ecological data, and identify wild nematodes using molecular barcodes.

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

This protocol can be used to perform large-scale ecological surveys of selfing Caenorhabditis nematodes. The primary advantage of this method is the efficient organization and analysis of ecological and molecular data associated with the nematodes collected from nature.

גישה מדרגית מאוד לביצוע סקרים אקולוגיים של נמטודות קאנורהבדיטיס Selfing

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative ...

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant matter, especially rotten fruits like apples or on compost heaps. It is also associated with certain invertebrate hosts such as slugs and woodlice. These habitats are rich in microbes, which serve as food for C. elegans and which can also persistently colonize the nematode gut. To date, the exact diversity and consistency of the native C. elegans microbiota across habitats and geographic locations is not fully understood. Here, we describe a suitable approach for isolating C. elegans from nature and characterizing the microbiota of worms. Nematodes can be easily isolated from compost material, rotting apples, slugs, or attracted by placing apples on compost heaps. The prime time for finding C. elegans in the Northern Hemisphere is from September until November. Worms can be washed out of collected substrate material by immersing the substrate in buffer solution, followed by the collection of nematodes and their transfer onto nematode growth medium or PCR buffer for subsequent analysis. We further illustrate how the samples can be used to isolate and purify the worm-associated microorganisms and to process worms for 16S ribosomal RNA analysis of microbiota community composition. Overall, the described methods may stimulate new research on the characterization of the C. elegans microbiota across habitats and geographic locations, thereby helping to obtain a comprehensive understanding of the diversity and stability of the nematode's microbiota as a basis for future functional research.

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is one of the main model species in biology, yet almost all research is performed in the absence of its naturally associated microbes. The methods described here will help to improve our understanding of the diversity of associated microbes as a basis for future functional C. elegans research.

בידוד ואפיון המיקרוביוטה הטבעית של מודל נמטודה Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant ...

דגימת קרקע ובידוד של Entomopathogenic נמטודות (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

עיצוב והפעלה של רציף