Wir sind auf Eleut Hernandez für die Tierhaltung, Gabe Gaidosh für die Mikroskopie Fachwissen und Khue Tran und Zhenyang Zhao für die Videobearbeitung verschuldet. Diese Studie wurde vom National Eye Institute finanziert gewährt R01-EY022129 zu JLG und P30 Zuschüsse EY022589 zu UCSD und EY014801 UM; der American Heart Association, die James und Esther König-Stiftung, die Doktoranden-Austauschprogramm Fonds der Fudan University Graduate School (No. 2010033) und eine zweckgebundene Zuwendung der Forschung zur Verhütung Blindheit, Inc.

Alle tierischen Verfahren wurden von der University of California in San Diego und University of Miami Institutional Animal Care und die Verwendung Ausschüsse (IACUC) genehmigt und in Übereinstimmung mit der ARVO Erklärung für die Nutzung von Tieren in der Ophthalmologie und visuelle Forschung durchgeführt. Alle Reagenzien und Instrumente bei chirurgischen Verfahren verwendet werden, sind steril. 1. Anesthetize und bereiten den Rat für Chirurgie <ol><li> Vor dem Verfahren werden die Ratten mit einer intraperitonealen Injektion von Ketamin (60 mg / kg) und Xylazin (8 mg / kg) je nach Körpergewicht anästhesiert. Angemessene Narkosetiefe sollte durch eine negative Antwort auf toe Prise Stimulus bestimmt werden. </li><li> Einmal betäubt, ziehen Sie die Zunge nach vorne, um Erstickung zu verhindern und gelten Schmiersalbe für beide Augen, um Austrocknen der Hornhaut während der Operation zu verhindern. </li><li> Rasieren Sie die Operationsstellen mit einer Haarschneidemaschine und wischen Sie die Fläche, die dreimal mit 10% Providon-Jod-Reinigungslösung und 70% Ethanol. </li><li> Drape tEr Tier in einem sterilen Bereich. Sterile Handschuhe und chirurgische Instrumente werden bei der Überlebensrate der Operation eingesetzt. Erneute Sterilisation der Spitzen der Instrumente unter Verwendung eines heißen Perle Sterilisator zwischen Tieren. </li></ol> 2. Surgical Annäherung <ol><li> PION Induktions <ol><li> Oberschenkelvene Katheterisierung <ol><li> Bereiten Sie und reinigen Sie die Operationsstelle. Rasieren Sie den rechten inneren Oberschenkel mit einer Haarschneidemaschine und wischen Sie die Fläche dreimal mit je 10% Providon-Jod-Reinigungslösung und 70% Ethanol. </li><li> Bereiten Sie den Schlauch. Schneiden eine 40cm Länge der Polyethylenschlauch (PE 10) in 70% Ethanol sterilisiert. Spülen Sie die Schläuche mit Kochsalzlösung und verbinden Sie es mit einer 1 ml Spritze, die eine abgemessene Lösung von 2% Erythrosin B-Farbstoff (1 &amp; mgr; l / mg, was eine Dosis von 20 mg / kg Körpergewicht). Montieren Sie die Spritze in einen Fußschalter gesteuert Infusionspumpe mit einer Geschwindigkeit von 600 &amp; mgr; l / min eingestellt. </li><li> Unter Verwendung eines Nr 15 Klinge, einen kleinen horizontalen Schnitt andie Basis des rechten Oberschenkels. Schneiden Sie und verbreiten Sie die Membran im Inneren und reinigen Sie den Bereich mit einem sterilen Wattestäbchen. </li><li> Trennen Sie die Muskeln mit einer Pinzette, bis der Ast der Vena femoralis sichtbar ist. Eine Hülle umgibt die Arterie, Vene und die Nerven. Klemmen Sie und ziehen Sie diese Hülle nach oben mit einer Pinzette (Feinspitze Dumont Pinzetten), und schneiden Sie einen kleinen Schnitt (2-4 mm ist in der Regel ausreichend) in der Nähe der Basis des dreieckigen Keil mit Vannas Frühjahr Schere. Erweitern Sie den Ausschnitt nach Bedarf. </li><li> Trenne die Vene und Arterie mit einem stumpfen mikrochirurgische Haken parallel zur Richtung der Vene. Achten Sie darauf, die empfindlichen Membran und Venenzweige beschädigen. Dann heben Sie die Vene und trennen es von der darunter liegenden Bindegewebe. </li><li> Besorgen Sie sich eine nadellose Nylonnaht und legen Sie sie neben der Vena femoralis. Verwendung des mikrochirurgischen Haken, heben die Vene und übergeben Sie die Feinspitze Zange unterhalb des distalen Bereich. Schnappen Sie sich ein Ende der Naht und ziehen Sie sie unter dieVene. Ligieren das distale Vene fest. Übergeben Sie eine zweite Naht auf ähnliche Weise unter dem proximalen Vene und machen einen lockeren Knoten. </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt in der Vene in der Nähe des distalen Ligation mit Vannas Frühjahr Schere. Erweitern Sie das Loch bei Bedarf mit den feinen Spitze Pinzette. Einige Blut kann durch die Aussparung austreten. Reinigen Sie den OP-Bereich mit kaltem, sterilem BSS und sterile Wattestäbchen. </li><li> Halten der Venenwand an der Kante des Schnitts Katheterisierung des Behälters mit dem vorbereiteten Kochsalzlösung gespült Schlauch mit einem Nadelhalter. Ziehen Sie die proximalen Knoten um die Vene und Schläuche. Dann verankern Sie den Schlauch durch die Kopplung an die distalen Naht. </li><li> Prüfen Sie die Qualität der Katheterisierung durch Drücken der Fußschalter, um Kochsalzlösung injiziert, &lt;1 ml ausreichend ist. Sicherstellen, dass der Schlauch nicht blockiert ist und keine Lecks. Vorübergehend schließen Sie den Schnitt mit Nähten, die Katheterisierung und Gewebe zu schützen. </li></ol></li><li> Exposure des Sehnervs <ol><li> VORBEREITUNGe der Operationsstelle durch Abwischen der vorge rasierte Fläche über dem linken Auge je dreimal mit 10% Providon-Jod-Reinigungslösung, und 70% Ethanol. </li><li> Einen Einschnitt entlang der Haut 2-3 mm hinter dem Auge mit einem No. 15 Klinge. Pinch und heben das Bindegewebe mit gezahnten Pinzette, und machen einen kleinen Schnitt mit Vannas Frühjahr Schere. Diese kleinen Einschnitt im allgemeinen etwa 5 mm in der Länge, kann aber länger sein, um größere Belastung für einen Chirurgen in Ausbildung. Weiterhin unverblümt durch das Bindegewebe entlang der überlegenen Rand der Augenhöhlenknochen zu zerlegen, wobei darauf zu vermeiden, unterbrechen die Blutgefäße. Reinigen Sie den OP-Bereich mit Wattestäbchen. </li><li> Sezieren nach unten durch die Bindehaut, bis der M. rectus superior sichtbar ist. Kneifen und zu sezieren durch den Muskel; der Muskel tief aus der Umlaufbahn freigesetzt werden. Nun kann das umgebende Gewebe verwendet werden, um in der Rückzugs und Elevation des Auges zur leichteren Visualisierung zu unterstützen. </li><li> ReTrakt des Hautlappen und des Bindegewebes seitlich und nach unten, und halten Sie ihn mit einer Naht und Gefäßklemme. Dadurch wird das Auge nach vorne und nach außen, um die fetthaltigen Hülle, die den Sehnerv umgibt offenbaren drehen. </li><li> Ein Paar scharfe Pinzette vorsichtig und parallel zu den Sehnerv zu erweitern, um die Umgebung der Hülle Bindegewebe zu trennen. Den Sehnerv Berühren Sie nicht mit den scharfen Spitzen der Pinzette. </li><li> Ein 5 mm Länge des Sehnervs und der umgebenden Hülle sollte jetzt sichtbar sein. Ein Netzwerk von Mikrogefäßen auf der Mantelfläche umgibt den Sehnerv. Diese werden während der Laserbestrahlung ausgerichtet sein. </li></ol></li><li> Intravenöse Injektion von Erythrosin B und Laserbestrahlung <ol><li> Tragen orangefarbene Schutzbrille zu jeder Zeit während des Betriebs der Laserbestrahlungsvorrichtung, um sich von dem grünen Laserlicht abzuschirmen. Schalten Sie den Laser, öffnen Sie die Verschlusszeit und stellen Sie die Spitzen- und Durchschnitts powers des Lasers notwendig. Schließen Sie den Auslöser. </li><li> Positionieren Sie die Ratte in der Laserbestrahlungsvorrichtung. Um die richtige Strahl Plazierung zu gewährleisten, wird eine schwache Zielstrahl durch räumliches Filtern des Lasers durch ein 100 &amp; mgr; m Durchmesser-Loch in der geschlossenen Verschlussblatt gebohrt produziert. Re-stellen den Sehnerv mit einem Paar feine Spitze Pinzette und positionieren Sie den Zielstrahl auf die intra Sehnerv zwischen 3 mm und 4 mm hinter dem Sehnervenkopf. </li><li> Injizieren Sie die Lösung von 2% Erythrosin B über die Aktivierung der Infusionspumpe. Es kann für einige Sekunden zu zirkulieren, während der Chirurg fügt einen kleinen Tropfen BSS, um die Oberfläche des Sehnervs zu befeuchten. </li><li> Überprüfen Sie die Position des Zielstrahl und klicken Sie dann auf den Fuß-Schalter, um die Bestrahlung zu initiieren. Eine orangefarbene Schutzfilter, die in den optischen Weg des Mikroskops aufgenommen ist, wird sofort ausgelöst durch das Öffnen des Verschlusses nach 1 s Verzögerung folgt. </li><li> Bestrahlen den Sehnerv für 90 s mit einer Spitzenleistung von 135 MW und Durchschnittsleistung von 18 mW mit einem Strahl Zerhacker bei 250 Hz mit einem Arbeitszyklus von 15% erzeugt rotierenden (dies minimiert die thermische Effekte). Gelbe Fluoreszenz, als leuchtend orange durch die Sicherheitsfilter sichtbar gemacht wird von der überlegenen Oberflächen des Sehnervs emittiert werden und ist ausreichend, um sicherzustellen, dass der Strahl bestrahlt die Nerven symmetrisch. </li><li> Nach der Bestrahlung wird die orangefarbene Schutzfilter automatisch. Microhemorrhage können in einigen Fällen beobachtet werden. </li><li> Entlasten Sie die Traktion auf die zusätzlichen Augenmuskeln und gibt den Blick auf eine neutrale Position. Schließen Sie den Schnitt mit Knopfnähten. Dann ziehen Sie den Katheter und binden Sie die Oberschenkelvene fest, um ein Auslaufen zu verhindern; schließen mit Einzelknopfnähten. Bewerben antibiotische Salbe auf beide Einschnitte. Überprüfen Sie den Augenhintergrund, um die vaskuläre Integrität des Zentralvenen und Arterie zu überprüfen. </li></ol></li></ol></li><li> Retrograde Markierungder retinalen Ganglienzellen (RGCs). HINWEIS: Um RGC Überleben, retrograde Markierung mit Fluorogold (FG) zu bewerten sollte eine Woche vor PION abgeschlossen sein. Das Verfahren ist im Detail in JoVE Protokoll 819 13 beschrieben. <ol><li> In Kürze: betäuben das Tier mit Ketamin (60 mg / kg) und Xylazin (8 mg / kg) und Rasieren des Kopfes. </li><li> Chirurgisch Gestrüpp der Einschnittstelle und stellen Sie ein Mittellinienschnitt über den Kopf, um den Schädel freizulegen. </li><li> Drill bilateralen Löchern durch den Schädel (ø 2x2 mm) 0,5 mm sowohl von den sagittalen und transversalen Nähte. </li><li> Die zerebrale Inhalte, die mit einer Vakuumpumpe über den dorsalen Oberfläche des Colliculus superior (SC) liegt sorgfältig absaugen. Legen Sie dann ein kleines Stück Gelschaum mit 4% FG getränkt, auf der Oberfläche des SC. </li><li> Schließen Sie den Schnitt mit Nähten und Pflege für das Tier mit Standard-Nachsorge. </li></ol></li><li> Post-operative Betreuung und Euthanasie <ol><li> Nach der Operation platzieren Tier in einem separaten sauberen Käfig auf einer Umlauf erhitzt Wasser Pad, bis das Tier wird gewonnen. </li><li> Postoperative Analgetika (Buprenorphin HCl, 0,01 mg / kg) ist zweimal pro Tag für drei aufeinanderfolgende Tage verabreicht werden, um Beschwerden zu minimieren. </li><li> Rat sollten getrennt gehalten und beobachtet, bis sie in der Lage, Brustlage zu erhalten und wieder ausreichend Bewusstsein werden. </li><li> Anzeichen für eine Erholung und eine gute Gesundheit täglich für mindestens 5 Tage nach der Operation oder bis Nahtentfernung und angemessene Heilung der Operationsstelle, je nachdem, was spätestens tritt überwacht. </li><li> Euthanize die Tiere durch Perfusion mit 4% PFA in wissenschaftlich geeigneten Zeitpunkten nach der Operation nach investigative Interesse. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Wang, Y., Brown, D. P., Duan, Y., Kong, W., Watson, B. D., Goldberg, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+rodent+model+of+posterior+ischemic+optic+neuropathy..">A novel rodent model of posterior ischemic optic neuropathy..</a> JAMA Ophthalmology. 131, 194-204 (2013).</li><li>Rucker, J. C., Biousse, V., Newman, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemic+optic+neuropathies.">Ischemic optic neuropathies.</a> Curr Opin Neurol. 17, 27-35 (2004).</li><li>Hayreh, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Posterior+ischaemic+optic+neuropathy:+clinical+features,+pathogenesis,+and+management..">Posterior ischaemic optic neuropathy: clinical features, pathogenesis, and management..</a> Eye (Lond). 18, 1188-1206 (2004).</li><li>Hayreh, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inter-Individual+Variation+in+Blood-Supply+of+the+Optic-Nerve+Head..">Inter-Individual Variation in Blood-Supply of the Optic-Nerve Head..</a> Doc Ophthalmol. 59, 217-246 (1985).</li><li>Jacobson, D. M., Vierkant, R. A., Belongia, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy+-+A+case-control+study+of+potential+risk+factors..">Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy - A case-control study of potential risk factors..</a> Arch Ophthalmol-Chic. 115, 1403-1407 (1997).</li><li>Kosmorsky, G., Straga, J., Knight, C., Dagirmanjian, A., Davis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+transcranial+Doppler+in+nonarteritic+ischemic+optic+neuropathy..">The role of transcranial Doppler in nonarteritic ischemic optic neuropathy..</a> Am J Ophthalmol. 126, 288-290 (1998).</li><li>Hayreh, S. S., Zimmerman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-arteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy:+role+of+systemic+corticosteroid+therapy..">Non-arteritic anterior ischemic optic neuropathy: role of systemic corticosteroid therapy..</a> Graefe's archive for clinical and experimental ophthalmology. 246, 1029-1046 (2008).</li><li>Prado, R., Dietrich, W. D., Watson, B. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+Induced+Graded+Spinal-Cord+Infarction+-+Behavioral,+Electrophysiological,+and+Morphological+Correlates..">Photochemically Induced Graded Spinal-Cord Infarction - Behavioral, Electrophysiological, and Morphological Correlates..</a> J Neurosurg. 67, 745-753 (1987).</li><li>Dietrich, W. D., Busto, R., Watson, B. D., Scheinberg, P., Ginsberg, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+cerebral+infarction.+II.+Edema+and+blood-brain+barrier+disruption..">Photochemically induced cerebral infarction. II. Edema and blood-brain barrier disruption..</a> Acta Neuropathologica. 72, 326-334 (1987).</li><li>Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+reproducible+brain+infarction+by+photochemically+initiated+thrombosis..">Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis..</a> Annals of Neurology. 17, 497-504 (1985).</li><li>Watson, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+photochemically+induced+brain+ischemia+and+stroke..">Animal models of photochemically induced brain ischemia and stroke..</a> Cerebrovascular Disease - Pathophysiology, Diagnosis and Treatment. , 52-73 (1998).</li><li>Watson, B. D., Prado, R., Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+spinal+cord+injury+in+the+rat..">Photochemically induced spinal cord injury in the rat..</a> Brain Research. 367, 296-300 (1986).</li><li>Chiu, K., Lau, W. M., Yeung, S. C., Chang, R. C., So, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+labeling+of+retinal+ganglion+cells+by+application+of+fluoro-gold+on+the+surface+of+superior+colliculus..">Retrograde labeling of retinal ganglion cells by application of fluoro-gold on the surface of superior colliculus..</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Here we describe in detail a method for inducing PION in a rat model. The most critical part of the protocol is the exposure and irradiation of the optic nerve &#8211; to expose the nerve as long as possible while avoiding damage caused by the sharp fine tip forceps or from stretching. In rats, the ophthalmic artery enters the optic nerve &#8804;1 mm from the optic nerve head. Therefore, irradiation of the optic nerve 3-4 mm away from the optic nerve head should only result in ischemia of the capillaries feeding the nerv...

Bei Patienten über 50 Jahre alt, ist ischämische Optikusneuropathie (ION) die häufigste Form der akuten Optikusneuropathie 2. Vordere (AION) oder posterior (PION) 3: Die Bedingung kann entsprechend der Quelle der spezifischen betroffenen Blutversorgung und klinische Präsentation zu präsentieren als eine von zwei Subtypen. Während die Pathogenese und Verlauf von AION wurden ausgiebig studiert 4-7, PION geblieben ist schlecht aufgrund ihrer geringen Prävalenz, variable Präsentation, schlecht definierten diagnostischen Kriterien und der Mangel an einem Tiermodell zu verstehen. Darüber hinaus keine Behandlungen haben sich als wirkungsvoll verhindern oder rückgängig zu Sehverlust von AION oder PION. Daher ist von großem Wert für den Krankheitsprozess in vivo zu studieren und Erprobung neuer Therapieschemata zur Neuroprotektion und Axonregeneration eine reproduzierbare und zuverlässige Tiermodell der PION. Photochemisch induzierten ischämischen Schädigung der Mikrogefäß was vasogENIC Ödeme und Thrombose erzeugt effektiv regionalen Gewebeischämie 8-12. Nach der Injektion in das Gefäßdurchblutung, die lichtempfindliche Farbstoff Erythrosin B produziert reaktiven molekularen Singulett-Sauerstoff bei Aktivierung durch Laserbestrahlung von Zielgefäße. Der Singulett-Sauerstoff direkt peroxidizes das vaskuläre Endothel, Thrombozyten zu stimulieren Einhaltung / Aggregation und die zu Thrombusbildung okklusiv. Ischämischer Schäden an den benachbarten Gebieten zu verbreiten und weiter durch mikrovaskuläre Kompression durch vasogenen Ödem verschlimmert. Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, photochemisch induzieren Ischämie in der retrobulbären Sehnerv zu spiegeln den Schaden PION verursacht. Unseres Wissens ist dies das erste Modell der ischämischen Verletzung im hinteren Sehnervs 1. Da dieses Modell produziert Ischämie unter Vermeidung von physischem Trauma, besser nachgeahmt und studierte sind die physiologischen Prozesse der hinteren ischämische Optikusneuropathie. Außerdem bietet dieses Modell eine neue Plattform für das Screening von Kandidaten Therapeutika für Optikusneuropathien und anderen ZNS-ischämische Erkrankung. Hier wird ein detailliertes Protokoll für die Oberschenkelvene Katheterisierung, Sehnerv Belichtung, intravenöse Injektion von Erythrosin B und Laserbestrahlung in einem Rattenmodell PION beschrieben.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>532-nm Nd:YAG laser&#160;</td>
			<td>Laser glow</td>
			<td>LRS-532-KM-200-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beam chopper</td>
			<td>custom-made</td>
			<td>custom-made</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mechanical shutter and corresponding shutter drive timer</td>
			<td>AAM Vincent Associates</td>
			<td>SD-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25-cm focal length spherical lens</td>
			<td>CVI/Mellles-Griot</td>
			<td>01 LPX 293</td>
			<td>plano-convexBK7 glass lens with HEBBARTM antireflection coating</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Erythrosin B&#160;</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>190449</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorogold</td>
			<td>Fluorochrome,LLC</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>CAH1203421</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene tubing (PE10)</td>
			<td>BD Intramedic</td>
			<td>427400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 10 Blade</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>4-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>91150-20</td>
			<td>DUMONT #5 RUSTLESS NON-MAGNETIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps with Teeth</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11153-10</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>18025-10&#160;</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas spring scissors</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>2-220&#160;</td>
			<td>JJECK Stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyglactin suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J488G</td>
			<td>7-0 suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemostat</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>12075-12&#160;</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rat model of photochemically-induced posterior ischemic optic neuropathy

Posterior ischämische Optikusneuropathie (PION) ist ein Anblick-verheerenden Krankheit in der klinischen Praxis. Doch der Pathogenese und Naturgeschichte blieben weitgehend unverstanden. Vor kurzem hat eine zuverlässige, reproduzierbare Tiermodell der PION entwickelten wir und getestet die Wirkung der Behandlung einiger neurotrophen Faktoren in das Modell ein. Der Zweck dieses Video ist in unseren photochemisch induzierten Modell der hinteren ischämischer optischer Neuropathie zu demonstrieren und ihre Auswirkungen mit retrograde Markierung retinaler Ganglionzellen bewerten. Nach der chirurgischen Freilegung des hinteren Sehnerv, einem photosensibilisierenden Farbstoff Erythrosin B, intravenös injiziert, und ein Laserstrahl wird auf den Sehnerv Oberfläche fokussiert. Photochemische Wechselwirkung von Erythrosin B und dem Laser während der Bestrahlung schädigt das vaskuläre Endothel, woraufhin mikrovaskuläre Okklusion durch Blutplättchenthrombose und ödematösen Kompressions vermittelt. Die sich ergebende ischämische Verletzung ergibt sich eine allmähliche, aber pronounced retinalen Ganglienzellen Sterben wegen zu einem Verlust der axonalen Eingangs - einem entfernten, Verletzung induzierten und klinisch relevante Ergebnisse. Somit stellt dieses Modell eine neue Plattform, um die pathophysiologischen Verlauf PION zu studieren, und weiter zum Testen therapeutischer Ansätze für Optikusneuropathien sowie andere CNS ischämischen Erkrankungen optimiert werden.

Die sich ergebende ischämische Verletzung durch diese Technik induzierte ergibt sich eine allmähliche, aber ausgesprochen Tod von retinalen Ganglienzellen nach ischämischem Axon Verletzungen. Dies ist eine klinisch relevante Ergebnis ähnlich wie bei der menschlichen Krankheit beobachtet. FG retrograde Markierung dient zur RGC Überleben nach PION quantifizieren. Das gleiche Verfahren wird angewendet, um ein erfolgreiches Modell Erstellung validieren sowie um die Auswirkungen der verschiedenen Therapieschemata zu bew...

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Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy

Das Ziel des Protokolls ist es, photochemisch induzieren ischämischen Schädigung des hinteren Sehnervs bei Ratten. Dieses Modell ist für Studien der Pathophysiologie der hinteren ischämischer optischer Neuropathie und therapeutischen Ansätzen für diese und andere Optikusneuropathien sowie anderer ZNS-ischämischen Erkrankungen.

Rattenmodell der photochemisch-induzierte Posterior ischämische Optikusneuropathie

Posterior Ischemic optic neuropathy (PION) is a sight-devastating disease in clinical practice. However, its pathogenesis and natural history ...

rat-model-photochemically-induced-posterior-ischemic-optic

Research

JoVE Journal

Medicine

8.5K Aufrufe.  University of Miami Miller School of Medicine.  Das Ziel des Protokolls ist es, photochemisch induzieren ischämischen Schädigung des hinteren Sehnervs bei Ratten. Dieses Modell ist für Studien der Pathophysiologie der hinteren ischämischer optischer Neuropathie und therapeutischen Ansätzen für diese und andere Optikusneuropathien sowie anderer ZNS-ischämischen Erkrankungen. 

Serie: Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy

Creation of Reversible Cholestatic Rat Model

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Cholestasis can cause various physiological changes and affect the nutritional status and surgical outcomes. Study of the pathophysiological changes occurring in the liver and other organs is of importance. Various studies have been done in cholestatic rat models.
We used a reversible cholestatic rat model in our recent study looking at the role of methylprednisolone in the ischemia reperfusion injury. Various techniques for creation of a reversible cholestatic model have been described. Creation of a reversible cholestatic rat model can be challenging in view of the smaller size and unique hepatopancreatobiliary anatomy in rats. This video article demonstrates the creation of a reversible cholestatic model.
This model can be used in various studies, such as looking at the changes in nutritional, physiological, pathological, histological and immunological changes in the gastrointestinal tract. This model can also be used to see the effects of cholestasis and various therapeutic interventions on major hepatic surgeries.

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Creation of a reversible cholestatic rat model can be challenging in view of the smaller size and unique hepatopancreatobiliary anatomy in rats. This video article demonstrates the creation of a reversible cholestatic model.

Erstellung von Reversible Cholestatische Rattenmodell

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Cholestasis can cause various physiological changes and ...

Forschung

Medizin

Gene Transfer for Ischemic Heart Failure in a Preclinical Model

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine their efficacy and safety.
Gene therapy using viral vectors is one of the most promising approaches for treating cardiac diseases. Viral delivery of various different genes by changing the carrier gene has immeasurable therapeutic potential.
In this video, the full process of an animal model of heart failure creation followed by gene transfer is presented using a swine model. First, myocardial infarction is created by occluding the proximal left anterior descending coronary artery. Heart remodeling results in chronic heart failure. Unique to our model is a fairly large scar which truly reflects patients with severe heart failure who require aggressive therapy for positive outcomes. After myocardial infarct creation and development of scar tissue, an intracoronary injection of virus is demonstrated with simultaneous nitroglycerine infusion. Our injection method provides simple and efficient gene transfer with enhanced gene expression. This combination of a myocardial infarct swine model with intracoronary virus delivery has proven to be a consistent and reproducible methodology, which helps not only to test the effect of individual gene, but also compare the efficacy of many genes as therapeutic candidates.

A method of gene transfer for the treatment of ischemic heart failure is described using a swine model of myocardial infarction. Our simple and reproducible method enables us to readily evaluate the efficacy of various gene transfers with a very simple and reproducible way.

Gentransfer bei ischämischen Herzinsuffizienz in einem vorklinischen Modell

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine ...

A Simplified Technique for Producing an Ischemic Wound Model

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work well in non-ischemic wounds may not work in human diabetic wounds because vasculopathy is one major factor that hinders healing of these wounds. We published an article in 2007 describing a rabbit ear ischemic wound model created by a minimally invasive surgical technique. Since then, we have further simplified the procedure for easier operation. On one ear, three small skin incisions were made on the vascular pedicles, 1-2 cm from the ear base. The central artery was ligated and cut along with the nerve. The whole cranial bundle was cut and ligated, leaving only the caudal branch intact. A circumferential subcutaneous tunnel was made through the incisions, to cut subcutaneous tissues, muscles, nerves, and small vessels. The other ear was used as a non-ischemic control. Four wounds were made on the ventral side of each ear. This technique produces 4 ischemic wounds and 4 non-ischemic wounds in one animal for paired comparisons. After surgery, the ischemic ear was cool and cyanotic, and showed reduced movement and a lack of pulse in the ear artery. Skin temperature of the ischemic ear was 1-10 &deg;C lower than that on the normal ear and this difference was maintained for more than one month. Ear tissue high-energy phosphate contents were lower in the ischemic ear than the control ear. Wound healing times were longer in the ischemic ear than in the non-ischemic ear when the same treatment was used. The technique has now been used on more than 80 rabbits in which 23 were diabetic (diabetes time ranging from 2 weeks to 2 years). No single rabbit has developed any surgical complications such as bleeding, infection, or rupture in the skin incisions. The model has many advantages, such as little skin disruption, longer ischemic time, and higher success rate, when compared to many other models. It can be safely used in animals with reduced resistance, and can also be modified to meet different testing requirements.

We have developed a minimally invasive technique to create a rabbit ischemic ear wound model by dividing the central artery and nerve and the cranial neurovascular bundle. A subcutaneous tunnel then cuts all subcutaneous tissues. This procedure causes minimal skin disruption and can be safely used in diabetic animals.

Eine vereinfachte Methode zur Herstellung eines ischämischen Wundmodell

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work ...

Endothelin-1 Induced Middle Cerebral Artery Occlusion Model for Ischemic Stroke with Laser Doppler Flowmetry Guidance in Rat

Stroke is the number one cause of disability and third leading cause of death in the world, costing an estimated $70 billion in the United States in 20091, 2. Several models of cerebral ischemia have been developed to mimic the human condition of stroke. It has been suggested that up to 80% of all strokes result from ischemic damage in the middle cerebral artery (MCA) area3. In the early 1990s, endothelin-1 (ET-1) 4 was used to induce ischemia by applying it directly adjacent to the surface of the MCA after craniotomy. Later, this model was modified 5 by using a stereotaxic injection of ET-1 adjacent to the MCA to produce focal cerebral ischemia. The main advantages of this model include the ability to perform the procedure quickly, the ability to control artery constriction by altering the dose of ET-1 delivered, no need to manipulate the extracranial vessels supplying blood to the brain as well as gradual reperfusion rates that more closely mimics the reperfusion in humans5-7. On the other hand, the ET-1 model has disadvantages that include the need for a craniotomy, as well as higher variability in stroke volume8. This variability can be reduced with the use of laser Doppler flowmetry (LDF) to verify cerebral ischemia during ET-1 infusion. Factors that affect stroke variability include precision of infusion and the batch of the ET-1 used6. Another important consideration is that although reperfusion is a common occurrence in human stroke, the duration of occlusion for ET-1 induced MCAO may not closely mimic that of human stroke where many patients have partial reperfusion over a period of hours to days following occlusion9, 10. This protocol will describe in detail the ET-1 induced MCAO model for ischemic stroke in rats. It will also draw attention to special considerations and potential drawbacks throughout the procedure.

Several animal models of cerebral ischemia have been developed to simulate the human condition of stroke. This protocol describes the endothelin-1 (ET-1) induced middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke in rats. In addition, important considerations, advantages, and shortcomings of this model are discussed.

Endothelin-1 induzierte Middle Cerebral Artery Occlusion Modell für ischämischen Schlaganfall mit Laser Doppler Flowmetrie Guidance in Rat

Stroke is the number one cause of disability and third leading cause of death in the world, costing an estimated $70 billion in the United States in ...

Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung

The adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that responds to a need for enhanced lung perfusion and shows robust neovascularization. Pulmonary vascular ischemia induced by pulmonary artery obstruction has been shown to result in rapid systemic arterial angiogenesis in man as well as in several animal models. Although the histologic assessment of the time course of bronchial artery proliferation in rats was carefully described by Weibel 1, mechanisms responsible for this organized growth of new vessels are not clear. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia in the rat that leads to bronchial neovascularization. Quantification of the extent of angiogenesis presents an additional challenge due to the presence of the two vascular beds within the lung. Methods to determine functional angiogenesis based on labeled microsphere injections are provided.

The lung is perfused by both the systemic bronchial artery and pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that shows robust neovascularization. Cessation of pulmonary blood flow promotes brisk bronchial angiogenesis. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia that promotes bronchial neovascularization.

Angiogenese im ischämischen Rat Lung

The  adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire  venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

Ein Ferkel Modell Neonatal hypoxischischämischer Enzephalopathie

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and unrelieved pressure due to immobility. Animal models have been developed that attempt to mimic these conditions for the purpose of furthering our understanding of the complexity of chronic wounds. The model described herein is a rat ischemic skin flap model that permits a prolonged reduction of blood flow resulting in wounds that become ischemic and resemble a chronic wound phenotype (reduced vascularization, increased inflammation and delayed wound closure). It consists of a bipedicled dorsal flap with 2 ischemic wounds placed centrally and 2 non-ischemic wounds lateral to the flap as controls. A novel addition to this ischemic skin flap model is the placement of a silicone sheet beneath the flap that functions as a barrier and a splint to prevent revascularization and reduce contraction as the wounds heal. Despite the debate of using rats for wound healing studies due to their quite distinct anatomic and physiologic differences compared to humans (i.e., the presence of a panniculus carnosus muscle, short life-span, increased number of hair follicles, and their ability to heal infected wounds) the modifications employed in this model make it a valuable alternative to previously developed ischemic skin flap models.

The rat, due to its size, availability, and rather docile behavior, has been utilized as a research model for many years. The goal of this protocol is to utilize the rat as an ischemic skin wound healing model to provide valuable insight into the pathophysiology of chronic wounds.

Demonstration der Ratte ischämische Hautwunde Modell

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and ...

The Rodent Model of Nonarteritic Anterior Ischemic Optic Neuropathy (rNAION)

Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION) is a focal ischemic lesion of the optic nerve that affects 1/700 individuals throughout their lifetime. NAION results in optic nerve edema, selective loss of the retinal ganglion cell neurons (RGCs) and atrophy of the optic nerve. A rodent model of NAION that expresses most NAION features and sequelae has been developed, which is applicable to both rats and mice. This model utilizes a focal laser application of 532 nm wavelength to illuminate a photoactive dye, Rose Bengal (RB), to cause capillary damage and leakage at the targeted anterior optic nerve (the laminar region). After rNAION induction, there is an early optic nerve ischemia, optic nerve edema, and intraneural inflammation, followed by selective RGC and axonal loss. Since the optic nerve is a CNS white matter tract, the rNAION model is applicable to mechanistic studies of selective white matter ischemia, as well as neuroprotective analyses and short and long-term mechanisms of glial and neuronal response to ischemia.

The Rodent Model of Nonarteritic Anterior Ischemic Optic Neuropathy rNAION

The following report describes how to replicate the rodent model of nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (rNAION), using the appropriate dye, contact lens and laser parameters. We also reveal the appropriate steps for evaluating the rNAION lesion in vivo.

Das Nagetier-Modell der nonarteritic anteriore ischämische Optikusneuropathie (rNAION)

Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION) is a focal ischemic lesion of the optic nerve that affects 1/700 individuals throughout their ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR model induction and its readouts in both mice and rats. Retinal neovascularization is induced in OIR by exposing rodent pups either to hyperoxia (mice) or alternating levels of hyperoxia and hypoxia (rats). The primary readouts of these models are the size of neovascular (NV) and avascular (AVA) areas in the retina. This preclinical in vivo model can be used to evaluate the efficacy of potential anti-angiogenic drugs or to address the role of specific genes in the retinal angiogenesis by using genetically manipulated animals. The model has some strain and vendor specific variation in the OIR induction which should be taken into consideration when designing the experiments.

Oxygen-induced retinopathy (OIR) can be used to model ischemic retinal diseases such as retinopathy of prematurity and proliferative diabetic retinopathy and to serve as a model for proof-of-concept studies in evaluating antiangiogenic drugs for neovascular diseases. OIR induces robust and reproducible neovascularization in the retina that can be quantified.

Sauerstoffinduzierte Retinopathie-Modell für ischämische Netzhauterkrankungen bei Nagetieren

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...