Diese Arbeit wurde von der Europäischen Projekt BRIANBOW (RP7 Young Explorers unterstützt, möchten die Autoren um Dr. Jacopo Tessadori für nützliche Kommentare zum Manuskript danken und Silvia Chiappalone für ihre Hilfe bei der Erstellung der im Video verwendeten Grafiken.

Das Verfahren wurde in Übereinstimmung mit den NIH-Standards für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und von der Universität Tel-Aviv Animal Care und Verwenden Committee (Zulassungsnummer - L-14-019) zugelassen. 1. Vorbereitung der Instrumente und PDMS <ol><li> Bereiten Sie die Wafer (Tabelle der Materialien, oder bestellen Sie die Wafer aus einem Mikrolabor), ein Skalpell und einer Pinzette - Sterilisation ist nicht erforderlich. </li><li> Make Poly-D-Lysin (PDL) Lösung gemäß den folgenden Bedingungen: 4 mg / ml in 0,1 M Boratpuffer, pH 8, und bei -20 ° C. </li><li> Bereiten PDMS Schablonen nach dem folgenden Verfahren: <ol><li> Bereiten Polydimethylsiloxan (PDMS, Silikonelastomer) durch Mischen der Basis und das Härtungsmittel in einem Verhältnis von 10: 1, dann rühren die 2 Substanzen für ungefähr 5 min. </li><li> Platzieren Sie in der Vakuumkammer zweimal für 15 Minuten jedes Mal, und überprüfen Sie Luftblasen verschwunden sind. </li><li> Wanndie PDMS ist bereit, bereiten Spincoater: open Stickstoff Regler auf Gasverbrauch zu ermöglichen, legen Sie die Siliziumscheibe (1A) am Spinner, und verwenden Sie das Vakuum, um es mehr bewegen lässt. </li><li> Gießen PDMS über Wafer und aktivieren Sie die spinner 1 min bei 1000 Umdrehungen pro Minute (erzeugt etwa 100 &amp; mgr; m Höhe). </li><li> Platzieren Wafer auf einer heißen Platte bei 100 ° C für 30 min. </li><li> Wenn der PDMS ausgehärtet ist, einen Überblick über die Schablone Grenzen mit PDMS, mit Pasteurpipette. Platzieren Wafer auf einer heißen Platte bei 100 ° C für 30 min. </li><li> Wenn die PDMS-Grenzen ausgehärtet, mit einem Skalpell, um Schablonen nach den Grenzen geschnitten und ziehen Sie die Silizium-Schablone aus dem Wafer (ein Quadrat PDMS mit einem einzelnen Muster). </li></ol></li></ol> 2. Petrischale und Deckglas Vorbereitung <ol><li> Bereiten Sie 23 mm Quadratglasplättchen und reinigen Sie diese nach der folgenden Reihenfolge: <ol><li> Mit destilliertem Wasser, 70% Ethanol und Aceton zu waschen. </li><html><li> Mit Isopropanol und schnell mit Stickstoff trocken waschen. </li></ol></li><li> Zeigen gemusterten PDMS Schablonen auf Deckglas, und drücken Sie vorsichtig, um sicherzustellen, dass sie fest an der Glasoberfläche angebracht. Platzieren Sie in der Vakuumkammer für 15 Minuten. </li><li> 1 ml der PDL auf Schablone. Legen Sie das Deckglas in die Vakuumkammer zweimal für jeweils 20 min, und lassen Sie PDL O / N, um zu trocknen. </li><li> Bereiten Petrischale auf eine unterstützende Zellennetz zu erstellen: <ol><li> Decken Sie die Oberfläche der Schale (3,5 cm) mit 1 ml PDL für 2 Stunden in RT. Nehmen Sie die PDL-Tropfen mit einer Pipette. </li><li> Waschen mit destilliertem Wasser und trocknen lassen. Legen Sie einen sehr kleinen Tropfen Silikonfett an jeder Ecke des Deckglases. </li></ol></li><li> Legen Sie das Deckglas auf die Mitte der Petrischale (dh die PDMS sollte nach oben) und drücken Sie vorsichtig, um die Befestigung zu überprüfen. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig PDMS von Deckglas mit einer Pinzette. Zur Sterilisation aussetzen UV-Beleuchtung für 7 min. </li></ol>le &quot;&gt; 3. Multi-Elektroden-Array (MEA) Vorbereitung <ol><li> Saubere MEA in dieser Reihenfolge (Tabelle der Materialien): <ol><li> 3 Mal Waschen mit Wasser unter Wasserhahn und beschallen in konzentrierter, enzymatische Reinigungsmittel. </li><li> Mit Ultraschall in destilliertem Wasser 3-mal. </li><li> Waschen mit destilliertem Wasser (in der Kapuze, 1000 ul Spitze) für 3-mal und Ort unter UV für 30 min. </li></ol></li><li> Unterstützung Netzvorbereitung: <ol><li> Bereiten Sie die Support-Netzwerk entwickelt, Schimmel. <ol><li> Gießen PDMS in eine Platte mit 12 Vertiefungen (22 mm Durchmesser). </li><li> Wenn der PDMS gehärtet nehmen Sie die Form und mit einem Skalpell, schneiden Sie ein Loch in der Mitte, um eine Ringform zu schaffen. </li><li> Legen Sie ein Support-Netzwerk entwickelt Schimmel auf der Mitte der MEA (2A) und decken den Rest der Oberfläche mit PDL für 2 h bei RT. </li></ol></li><li> Entfernen PDL mit Pipette und wäscht mit destilliertem Wasser. </li><li> Entfernen Sie die Form und trocknen lassen (Abbildung 2A). &lt;/ Li&gt; </ol></li><li> Richten Schablone MEA auf die folgende Weise: <ol><li> Setzen Sie Schablone auf bezeichneten Mikromanipulator. Verwenden eines invertierten Mikroskops genau auszurichten gemusterten Struktur, um die Elektroden, und senken die Schablone bis sie auf der MEA Oberfläche (2B) angeordnet ist. Hinweis: Kontakt mit einer gut gereinigt MEA bietet wettbewerbsfähige Haftung zwischen den PDMS und der MEA selbst. </li><li> Heben Sie den Mikromanipulator und, wenn nötig, mit Hilfe einer Pinzette, um eine kleine Menge von Druck über die PDMS anwenden Ablösen von der MEA zu verhindern. </li><li> Drücken Sie vorsichtig Schablone MEA Oberfläche, und verwenden Sie Mikroskop zu überprüfen, es richtig angebracht ist und gut ausgerichtet sind. (2C-D). </li></ol></li><li> Zeigen MEA in der Vakuumkammer für 15 Minuten; legte eine 1 ml Tropfen PDL auf Schablone. </li><li> Legen Sie in die Vakuumkammer 2 mal 20 min je. Lassen PDL zu O / N im Brutschrank trocknen. </li><li> Vor der Beschichtung, entfernen Sie die PDMS-Schablonen von MEAs und waschen mit sterilen water. Platzieren Sie unter UV-Beleuchtung für 7 min. </li></ol> 4. Dissection und Kultur <ol><li> Bereiten Kulturen wie in Herzog et al. 2011 21 beschrieben. </li></ol> 5. Überzug <ol><li> Berechnung der Anzahl von Zellen zum Plattieren erforderlich ist, unter Verwendung eines Hämocytometers (optimale Dichte entsprechend der Größe des Schaltkreises, wie in der Folge beschrieben). <ol><li> Sicherstellen, dass die Zählkammer (Hämozytometer) ist sauber und setzen Sie ein Deckglas darauf (verwenden Sie Alkohol zu reinigen). </li><li> Verdünne 10 &amp; mgr; l der Zellsuspension in 190 ul Plattierungsmedium (Verdünnung 1:20). </li><li> Last 10 ul der verdünnten Zellen auf den Rand der Zählkammer und langsam pipettiert die Zellen aus der Kammer ermöglicht, sich zu füllen. </li><li> Mit einem inversen Mikroskop, visualisieren die Hämocytometer Netz. Bestimmen der Anzahl von Zellen in der Kammer, die durch direkte Zählung (gesunde Zellen sollen rund sein). Zählen Sie die Zellen im großen Platz without die Überquerung der Kanten. </li><li> Berechnen der Konzentration der Zellen: Gesamtzellzahl / 1000 &amp; mgr; l = Gesamtzellen × Verdünnungsfaktor gezählt × 10 4 (Bereich der Zählkammer). Hinweis: Zum Beispiel, wenn der Verdünnungsfaktor betrug 20, und die gesamten Zellen gezählt wurden 100: 100 × 20 × 10 4 = 0,1 × 10 7 Zellen / 1.000 &amp; mgr; l oder 1 x 10 6/100 ul. Um die Platte 0,75 x 10 6 Zellen, nehmen 75 ul aus den Zellen. </li></ol></li><li> Mit der Anzahl der Zellen für die Plattierung pro Einzel MEA oder eine Petrischale erforderlich ist, die Zellen werden um eine Aggregation zu verhindern, und die Platte zu der Mitte, auf der Oberseite des patternate Bereich (falls nötig, ist es möglich, die Zellen in dem Medium verdünnt) . Für die MEA, legen eine 100 &amp; mgr; l Tropfen in der Mitte. Für Deckglas, legen Sie ein 1.000 ul Tropfen in der Mitte. </li><li> Der ausplattierten Zellen bei 37 ° C für 40 min. Hinzufügen Plattierungsmedium den plattierten Zellen, bis 1ml pro MEA und 2 ml pro Deckglas. </li><li> Halten bei 37 ° C, und alle 4 Tage mit frischem Wachstumsmedium mit 0,5 Pen-Strep, 2% B-27 und 0,75% Glutamax angereichert verdünnen. </li><li> Von 07.06 DIV, nachdem er Verbindungen zwischen den Inseln, verdünnte Medium mit 10 &amp; mgr; l / ml FUDR (25 mg desoxyuridin + 62,5 mg Uridin in 12,5 ml MEM (Minimum Essential Medium Eagle)) oder eine andere antimitotische Mittel, um zu verhindern, Gliazellen Wucherung. </li></ol>

<ol>
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E., Marom, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhancement+of+neural+representation+capacity+by+modular+architecture+in+networks+of+cortical+neurons.">Enhancement of neural representation capacity by modular architecture in networks of cortical neurons.</a> European Journal of Neuroscience. 35, 1753-1760 (2012).</li><li>Berdondini, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microelectrode+array+(MEA)+integrated+with+clustering+structures+for+investigating+in+vitro+neurodynamics+in+confined+interconnected+sub-populations+of+neurons.">A microelectrode array (MEA) integrated with clustering structures for investigating in vitro neurodynamics in confined interconnected sub-populations of neurons.</a> Sensors and Actuators B-Chemical. 114, 530-541 (2006).</li><li>Bisio, M., Bosca, A., Pasquale, V., Berdondini, L., Chiappalone, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emergence+of+bursting+activity+in+connected+neuronal+sub-populations.">Emergence of bursting activity in connected neuronal sub-populations.</a> PloS One. 9, e107400 (2014).</li><li>Shein Idelson, M., Ben-Jacob, E., Hanein, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Innate+synchronous+oscillations+in+freely-organized+small+neuronal+circuits.">Innate synchronous oscillations in freely-organized small neuronal circuits.</a> PloS One. 5, e14443 (2010).</li><li>Shein-Idelson, M., Ben-Jacob, E., Hanein, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineered+neuronal+circuits:+a+new+platform+for+studying+the+role+of+modular+topology.">Engineered neuronal circuits: a new platform for studying the role of modular topology.</a> Frontiers in Neuroengineering. 4, 10 (2011).</li><li>Bonifazi, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+large-scale+experimental+and+theoretical+studies+for+the+realization+of+bi-directional+brain-prostheses.">In vitro large-scale experimental and theoretical studies for the realization of bi-directional brain-prostheses.</a> Front Neural Circuits. 7, 40 (2013).</li><li>Jungblut, M., Knoll, W., Thielemann, C., Pottek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Triangular+neuronal+networks+on+microelectrode+arrays:+an+approach+to+improve+the+properties+of+low-density+networks+for+extracellular+recording.">Triangular neuronal networks on microelectrode arrays: an approach to improve the properties of low-density networks for extracellular recording.</a> Biomedical Microdevices. 11, 1269-1278 (2009).</li><li>Marconi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emergent+functional+properties+of+neuronal+networks+with+controlled+topology.">Emergent functional properties of neuronal networks with controlled topology.</a> PloS One. 7, e34648 (2012).</li><li>Taylor, A. 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C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microstamp+patterns+of+biomolecules+for+high-resolution+neuronal+networks.">Microstamp patterns of biomolecules for high-resolution neuronal networks.</a> Medical &amp; Biological Engineering &amp; Computing. 36, 135-141 (1998).</li><li>Petrelli, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nano-volume+drop+patterning+for+rapid+on-chip+neuronal+connect-ability+assays.">Nano-volume drop patterning for rapid on-chip neuronal connect-ability assays.</a> Lab on a Chip. 13, 4419-4429 (2013).</li><li>Boehler, M. D., Leondopulos, S. S., Wheeler, B. C., Brewer, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+networks+on+reliable+patterned+substrates.">Hippocampal networks on reliable patterned substrates.</a> Journal of Neuroscience Methods. 203, 344-353 (2012).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Ein Protokoll, um 2D modulare neuronale Netzwerke in vitro funktionell miteinander verbundenen Schaltungen zusammen wachsen beschrieben. Das Verfahren basiert auf Strukturieren einer zellulären Klebeschicht. Strukturierung mit PDMS Schablonen Wiedergabe der negativen Merkmal der gewünschten Netzwerkarchitektur erreicht. PDMS Schablonen definieren die Bereiche, in denen das zellulare Haftschicht abgeschieden wird. Sobald Zellen überzogen, sie spontan versammeln, um den überzogenen Inseln und Selbstorganisati...

Experimentelle und theoretische Beweise unterstützen die Möglichkeit, dass das Gehirn arbeitet durch koordinierte Aktivierung von Zellenanordnungen 1-5, die als dynamische Funktionseinheiten, die vorübergehend miteinander, Formgebung und darunterliegende verschiedene Gehirnzustände in Wechselwirkung angesehen werden kann. Funktionale Modularität ist auch abhängig von und mit der strukturellen modulare Organisation des Gehirns Schaltungen 6,7 verbunden. Wie Funktion und Struktur des Gehirns Schaltungen gegenseitig prägen immer noch eine der wichtigsten offenen Fragen in den Neurowissenschaften. Um ein tieferes Verständnis für diese Frage, ist es wichtig, um eine optimale Versuchs Rahmenbedingungen zu identifizieren, wo es möglich ist, anzugehen, zumindest teilweise, diese Probleme. Da gesteuerte Manipulation der raumzeitlichen Dynamik neuronaler Netzwerke in in vivo Experimenten ist eine Herausforderung, die Entwicklung von in vitro Modellen neuronaler Netzwerke von großem Interesse wegen ihrer einfachen accessibility, Überwachung, Manipulation und Modellierung 8,9. In den letzten Jahren, in von fortgeschrittenen Substratstrukturierungsmethoden unterstützt vitro Technologien erlaubt neuronaler Netze zu veranlassen, eine Reihe von vordefinierten modularen Strukturen 3 zu entwickeln und die funktionellen Eigenschaften von Netzen mit auferlegt Topologien 10 zu studieren. Insbesondere wurden Verfahren vor kurzem verwendet, um Netzwerke von imposanten physischen Beschränkungen 4,11 organisieren. In der Tat, den Zusammenhang zwischen Struktur und Funktion der neuronalen Netze zu untersuchen und eine vereinfachte, aber plausible Darstellung der Interaktion Neuronenverbände bieten, sollten in vitro-Systeme miteinander verbundenen neuronalen Subpopulationen werden. Weitgehend untersucht 2D homogene neuronalen Kulturen keine räumliche Zwänge auferlegen selbstorganisierten emergent Verdrahtung der Schaltkreise. Daher wird ein möglicher Ansatz, um künstlich miteinander verbundenen Zellverbände zu gestalten ist, um verschiedene neuronale Populationen in spuckte positionierenmathematisch verschiedene Bereiche. Der Abstand zwischen diesen Bereichen verhindert nicht, dass die inter-Baugruppen-Verbindungen. Dieser Ansatz, der gleichzeitig ein beträchtliche Kontrolle über die Netzwerkkomplexität, wurde gezeigt, dass eine reichere Repertoire Synchronisationsmodellen 6,7,12 bereitzustellen. Um eine reproduzierbare Kultivierungs modularer Neuronenverbände zu erleichtern, ein Protokoll, die Selbstorganisation von Netzwerken in neuronale Cluster von Axonen und Dendriten verbunden zu montieren vorgestellt und beschrieben. Die Polymerstruktur zur physikalischen Begrenzung des neuronalen Kulturen aus polydimtheylsiloxane (PDMS) erstellt. PDMS ist ein Elastomer häufig für biomedizinische Anwendungen aufgrund ihrer Biokompatibilität, Transparenz und Durchlässigkeit für Gase 13 verwendet. Das PDMS wird durch Schleuderbeschichtung eine Flüssigkeit PDMS auf einen &quot;Master&quot;, wie vorher in Jackman et al. 16 T vorbereitet und von der mikro SU8 ausgeschlossen 2075 14,15 StrukturenEr erreichte gemusterten neuronalen Netzwerke von miteinander verbundenen Modulen unterschiedlicher Größe zusammengesetzt ist, und diese erfolgreich auf beiden Deckgläser und Mikroelektrodenanordnungen (MEAs) 17-20 erhalten wurden. Die Dichte der Verbindungen zwischen den Modulen kann die Eigenschaften der Netzwerksynchronisation zwischen den Modulen zu ändern, von einem vollständig synchronisierten Netzwerks typischen einheitlichen Kulturen, um Übergangszustände von Synchronisation.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>PDMS, Sylgard 184</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nalgene Vacuum Chamber</td>
			<td>Thermo</td>
			<td>5305-0609</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-D-Lysine PDL</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P7886</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicone grease - SILICAID 1010</td>
			<td>&#160;aidchim Ltd</td>
			<td>H3375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spin Coater</td>
			<td>Laurell - Technologies Corporation</td>
			<td>WS-650-23</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12 well culture plate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>CLS3336</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-Fluoro-2&#8217;-deoxyuridine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F0503</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uridine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>U3003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicone grease - SILICAID 1010</td>
			<td>&#160;aidchim Ltd</td>
			<td>H3375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEA1060-Inv-BC</td>
			<td>Multi Channel Systems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TC02</td>
			<td>Multi Channel Systems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pen Strep</td>
			<td>Biological Industries Beit Haemek</td>
			<td>03-033-1c</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B-27</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>17504044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glutaMAX</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>35050-038</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEM Minimum Essential Medium-Eagle</td>
			<td>Biological Industries Beit Haemek</td>
			<td>01-025-1B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Electrode Arrays 4Q</td>
			<td>Multi Channel Systems</td>
			<td>60-4QMEA1000iR-Ti-pr</td>
			<td>cleaning manual: http://www.multichannelsystems.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicon wafer</td>
			<td>microchem</td>
			<td>SU8-2075</td>
			<td>Preparation protocol: www.microchem.com</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

design, surface treatment, cellular plating, and culturing of modular neuronal networks composed of functionally inter-connected circuits

Das Gehirn funktioniert durch die koordinierte Aktivierung und der dynamischen Kommunikation von Neuronenverbände. Eine wichtige offene Frage ist, wie ein riesiges Repertoire an dynamische Motive, die die verschiedensten Funktionen des Gehirns zugrunde liegen, kann aus einem festen topologischen und modulare Organisation des Gehirns Schaltungen entstehen. Im Vergleich zu in-vivo-Studien der neuronalen Schaltkreise, die intrinsische experimentellen Schwierigkeiten bereitet, bieten in vitro Präparate eine viel größere Möglichkeit zur Manipulation und Sonde die strukturelle, dynamische und chemische Eigenschaften von experimentellen neuronalen Systemen. In dieser Arbeit wird ein in vitro experimentellen Methodik, die den Anbau von modularen Netzwerke von räumlich getrennten, funktionell miteinander verbundenen Neuronenverbände zusammensetzt ermöglicht. Das Protokoll ermöglicht die Steuerung der zweidimensionalen (2D) Architektur des neuronalen Netzwerks auf verschiedenen Ebenen der topologische Komplexität. Eine gewünschte Netzwerk Strukturieren kannsowohl auf den regulären Deckgläser und Substrat eingebettet Mikroelektrodenarrays erreicht. Mikrobearbeiteten Strukturen werden auf einem Siliziumwafer geprägt und verwendet, um biokompatiblen polymeren Matrizen, die die negativen Eigenschaften der gewünschten Netzarchitektur einzubeziehen erstellen. Die Schablonen werden an die Kultivierungssubstraten während des Oberflächenbeschichtungsverfahren mit einer Molekülschicht zur Förderung der Zelladhäsion platziert. Nach dem Entfernen der Schablonen werden Neuronen plattiert und sie spontan auf den beschichteten Bereichen umgeleitet. Durch Verringern des Zwischenraums entfernt, ist es möglich, entweder isoliert oder miteinander verbundenen neuronalen erhalten. Überleben der Zelle zu fördern, sind Zellen co-kultiviert mit einem Stütz neuronalen Netzwerk, das an der Peripherie der Kulturschale angeordnet ist. Elektrophysiologischen und optischen Aufnahmen der Aktivität von modularen Netze jeweils unter Verwendung Substrat eingebettet Mikroelektrodenarrays und Calcium-Bildgebung erhalten werden vorgestellt. Während jedes Modul zeigt spontaneous globalen Synchronisierung, wird das Auftreten von Zwischenmodul-Synchronisation durch die Dichte der Verbindung zwischen den Schaltungen geregelt.

A SU8-2075 Form auf einem Siliziumwafer mit einem Merkmal Dicke von etwa 100 um wurde verwendet, um die PDMS formen. Das Muster wurde der Quadrate der mehreren Dimensionen zusammengesetzt, mit einer Seitenlänge und der Abstand zwischen 200 und 700 um (1B). Die Größe des Platzes wurde gewählt, um das Sichtfeld eines 10X (für Inseln mit einer Seitenlänge &lt;800 um) und einem 20x-Objektiv (für Inseln mit einer Seitenlänge &lt;400 um) passen. Drei Parameter, nämlich Zell Beschichtungs-Dichte, zwis...

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Design, Surface Treatment, Cellular Plating, and Culturing of Modular Neuronal Networks Composed of Functionally Inter-connected Circuits

Diese Handschrift beschreibt ein Protokoll, um in vitro modulare Netzwerke aus räumlich beschränkt, funktionell miteinander verbundenen neuronalen wachsen. Eine Polymermaske zum Strukturieren einer Proteinschicht verwendet, um die zelluläre Adhäsion über die Kultivierungssubstrat zu fördern. Vernickelt Neuronen wachsen auf beschichteten Bereiche Gründung spontane Verbindungen und elektrophysiologische Aktivität zeigen.

Design, Oberflächenbehandlung, Cellular-Überzug und Kultivierung von Modular Neuronale Netze Bestehend aus Funktionell mit Inter-Schaltungen

The brain operates through the coordinated activation and the dynamic communication of neuronal assemblies. A major open question is how a vast repertoire ...

design-surface-treatment-cellular-plating-culturing-modular-neuronal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.4K Aufrufe.  Tel-Aviv University.  Diese Handschrift beschreibt ein Protokoll, um in vitro modulare Netzwerke aus räumlich beschränkt, funktionell miteinander verbundenen neuronalen wachsen. Eine Polymermaske zum Strukturieren einer Proteinschicht verwendet, um die zelluläre Adhäsion über die Kultivierungssubstrat zu fördern. Vernickelt Neuronen wachsen auf beschichteten Bereiche Gründung spontane Verbindungen und elektrophysiologische Aktivität zeigen. 

Serie: Design, Surface Treatment, Cellular Plating, and Culturing of Modular Neuronal Networks Composed of Functionally Inter-connected Circuits

Mapping Inhibitory Neuronal Circuits by Laser Scanning Photostimulation

Inhibitory neurons are crucial to cortical function. They comprise about 20% of the entire cortical neuronal population and can be further subdivided into diverse subtypes based on their immunochemical, morphological, and physiological properties1-4. Although previous research has revealed much about intrinsic properties of individual types of inhibitory neurons, knowledge about their local circuit connections is still relatively limited3,5,6. Given that each individual neuron's function is shaped by its excitatory and inhibitory synaptic input within cortical circuits, we have been using laser scanning photostimulation (LSPS) to map local circuit connections to specific inhibitory cell types. Compared to conventional electrical stimulation or glutamate puff stimulation, LSPS has unique advantages allowing for extensive mapping and quantitative analysis of local functional inputs to individually recorded neurons3,7-9. Laser photostimulation via glutamate uncaging selectively activates neurons perisomatically, without activating axons of passage or distal dendrites, which ensures a sub-laminar mapping resolution. The sensitivity and efficiency of LSPS for mapping inputs from many stimulation sites over a large region are well suited for cortical circuit analysis.
Here we introduce the technique of LSPS combined with whole-cell patch clamping for local inhibitory circuit mapping. Targeted recordings of specific inhibitory cell types are facilitated by use of transgenic mice expressing green fluorescent proteins (GFP) in limited inhibitory neuron populations in the cortex3,10, which enables consistent sampling of the targeted cell types and unambiguous identification of the cell types recorded. As for LSPS mapping, we outline the system instrumentation, describe the experimental procedure and data acquisition, and present examples of circuit mapping in mouse primary somatosensory cortex. As illustrated in our experiments, caged glutamate is activated in a spatially restricted region of the brain slice by UV laser photolysis; simultaneous voltage-clamp recordings allow detection of photostimulation-evoked synaptic responses. Maps of either excitatory or inhibitory synaptic input to the targeted neuron are generated by scanning the laser beam to stimulate hundreds of potential presynaptic sites. Thus, LSPS enables the construction of detailed maps of synaptic inputs impinging onto specific types of inhibitory neurons through repeated experiments. Taken together, the photostimulation-based technique offers neuroscientists a powerful tool for determining the functional organization of local cortical circuits.

This paper introduces an approach of combining laser scanning photostimulation with whole cell recordings in transgenic mice expressing GFP in limited inhibitory neuron populations. The technique allows for extensive mapping and quantitative analysis of local synaptic circuits of specific inhibitory cortical neurons.

Mapping hemmende neuronale Schaltungen durch Laser Scanning Photostimulation

Inhibitory neurons are crucial to cortical function. They comprise about 20% of the entire cortical neuronal population and can be further subdivided into ...

Forschung

Neurowissenschaften

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Schnelle Micro-Iontophorese von Glutamat und GABA: Ein nützliches Tool, um Synaptic Integration Untersuchen

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Ein Verfahren für die Implantation von Mikrodrähte Organisierte Arrays für Einzel-Einheit Recordings in Awake, Behaving Tiere

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

Genetische Manipulation von Kleinhirnkörnerzellen<em&gt; In-vitro-</em&gt; Und<em&gt; In Vivo</em&gt;, Um neuronale Morphologie und Migration Studieren

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

Closed-loop Neuro-robotic Experiments to Test Computational Properties of Neuronal Networks

Information coding in the Central Nervous System (CNS) remains unexplored. There is mounting evidence that, even at a very low level, the representation of a given stimulus might be dependent on context and history. If this is actually the case, bi-directional interactions between the brain (or if need be a reduced model of it) and sensory-motor system can shed a light on how encoding and decoding of information is performed. Here an experimental system is introduced and described in which the activity of a neuronal element (i.e., a network of neurons extracted from embryonic mammalian hippocampi) is given context and used to control the movement of an artificial agent, while environmental information is fed back to the culture as a sequence of electrical stimuli. This architecture allows a quick selection of diverse encoding, decoding, and learning algorithms to test different hypotheses on the computational properties of neuronal networks.

In this paper, an experimental framework to perform closed-loop experiments is presented, in which information processing (i.e., coding and decoding) and learning of neuronal assemblies are studied during the continuous interaction with a robotic body.

Closed-loop Neuro-Roboter-Experimente zur Computational Eigenschaften Neuronale Netze Testen

Information coding in the Central Nervous System (CNS) remains unexplored. There is mounting evidence that, even at a very low level, the representation ...

Rewiring Neuronal Circuits: A New Method for Fast Neurite Extension and Functional Neuronal Connection

Brain and spinal cord injury may lead to permanent disability and death because it is still not possible to regenerate neurons over long distances and accurately reconnect them with an appropriate target. Here a procedure is described to rapidly initiate, elongate, and precisely connect new functional neuronal circuits over long distances. The extension rates achieved reach over 1.2 mm/h, 30-60 times faster than the in vivo rates of the fastest growing axons from the peripheral nervous system (0.02 to 0.04 mm/h)28 and 10 times faster than previously reported for the same neuronal type at an earlier stage of development4. First, isolated populations of rat hippocampal neurons are grown for 2-3 weeks in microfluidic devices to precisely position the cells, enabling easy micromanipulation and experimental reproducibility. Next, beads coated with poly-D-lysine (PDL) are placed on neurites to form adhesive contacts and pipette micromanipulation is used to move the resulting bead-neurite complex. As the bead is moved, it pulls out a new neurite that can be extended over hundreds of micrometers and functionally connected to a target cell in less than 1 h. This process enables experimental reproducibility and ease of manipulation while bypassing slower chemical strategies to induce neurite growth. Preliminary measurements presented here demonstrate a neuronal growth rate far exceeding physiological ones. Combining these innovations allows for the precise establishment of neuronal networks in culture with an unprecedented degree of control. It is a novel method that opens the door to a plethora of information and insights into signal transmission and communication within the neuronal network as well as being a playground in which to explore the limits of neuronal growth. The potential applications and experiments are widespread with direct implications for therapies that aim to reconnect neuronal circuits after trauma or in neurodegenerative diseases.

This procedure describes how to rapidly initiate, extend and connect neurites organized in microfluidic chambers using poly-D-lysine-coated beads fixed to micropipettes that guide neurite elongation.

Neuronale Schaltungen neu verdrahten: Eine neue Methode zur schnellen Neuritenverlängerung und funktionellen neuronalen Verbindung

Brain and spinal cord injury may lead to permanent disability and death because it is still not possible to regenerate neurons over long distances and ...

Determining Cell-surface Expression and Endocytic Rate of Proteins in Primary Astrocyte Cultures Using Biotinylation

Cell-surface proteins mediate a wide array of functions. In many cases, their activity is regulated by endocytic processes that modulate their levels at the plasma membrane. Here, we present detailed protocols for 2 methods that facilitate the study of such processes, both of which are based on the principle of the biotinylation of cell-surface proteins. The first is designed to allow for the semi-quantitative determination of the relative levels of a particular protein at the cell-surface. In it, the lysine residues of the plasma membrane proteins of cells are first labeled with a biotin moiety. Once the cells are lysed, these proteins may then be specifically precipitated via the use of agarose-immobilized streptavidin by exploiting the natural affinity of the latter for biotin. The proteins isolated in such a manner may then be analyzed via a standard western blotting approach. The second method provides a means of determining the endocytic rate of a particular cell-surface target over a period of time. Cell-surface proteins are first modified with a biotin derivative containing a cleavable disulfide bond. The cells are then shifted back to normal culture conditions, which causes the endocytic uptake of a proportion of biotinylated proteins. Next, the disulfide bonds of non-internalized biotin groups are reduced using the membrane-impermeable reducing agent glutathione. Via this approach, endocytosed proteins may thus be isolated and quantified with a high degree of specificity.

Two biotinylation-based methods, designed for determining the cell-surface expression and endocytic rate of proteins expressed at the plasma membrane, are presented in this report.

Bestimmung der Zelloberflächenexpression und der endozytischen Rate von Proteinen in primären Astrozytenkulturen unter Verwendung von Biotinylierung

Cell-surface proteins mediate a wide array of functions. In many cases, their activity is regulated by endocytic processes that modulate their levels at ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

Chronische Transkraniellen Elektrostimulation und Intracortical Aufnahme bei Ratten

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetische Mitnahme von Hippocampal Theta Schwingungen im Verhalten der Mäuse

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Simultaneous Imaging of Microglial Dynamics and Neuronal Activity in Awake Mice

Since brain functions are under the continuous influence of the signals derived from peripheral tissues, it is critical to elucidate how glial cells in the brain sense various biological conditions in the periphery and transmit the signals to neurons. Microglia, immune cells in the brain, are involved in synaptic development and plasticity. Therefore, the contribution of microglia to neural circuit construction in response to the internal state of the body should be tested critically by intravital imaging of the relationship between microglial dynamics and neuronal activity.
Here, we describe a technique for the simultaneous imaging of microglial dynamics and neuronal activity in awake mice. Adeno-associated virus encoding R-CaMP, a gene-encoded calcium indicator of red fluorescence protein, was injected into layer 2/3 of the primary visual cortex in CX3CR1-EGFP transgenic mice expressing EGFP in microglia. After viral injection, a cranial window was installed onto the brain surface of the injected region. In vivo two-photon imaging in awake mice 4 weeks after the surgery demonstrated that neural activity and microglial dynamics could be recorded simultaneously at the sub-second temporal resolution. This technique can uncover the coordination between microglial dynamics and neuronal activity, with the former responding to peripheral immunological states and the latter encoding the internal brain states.

Here, we describe a protocol combining adeno-associated virus injection with cranial window implantation for simultaneous imaging of microglial dynamics and neuronal activity in awake mice.

Simultane Bildgebung von Mikrogliadynamik und neuronaler Aktivität in wachen Mäusen

Since brain functions are under the continuous influence of the signals derived from peripheral tissues, it is critical to elucidate how glial cells in ...