M.-A. Deutsch is supported by Dr. Rusche Forschungsprojekt (2014) Deutsche Stiftung f&#252;r Herzforschung and Deutsche Gesellschaft f&#252;r Thorax- Herz- und Gef&#228;&#223;chirurgie. M. Krane is supported by Deutsche Stiftung f&#252;r Herzforschung (F/37/11), Deutsches Zentrum f&#252;r Herz Kreislauf Forschung (DZHK B 13-050A; DZHK B 14-013SE) and Deutsche Forschungsgemeinschaft (KR3770/7-1; KR3770/9-1)

Alle Experimente wurden vom Deutschen Herzzentrum München und der Regierung von Bayern, Deutschland (Gz. 55.2-1-54-2532.3-17-13) zugelassen. Die Tiere wurden in einer speziellen pathogenfreien Einrichtung untergebracht und erhielten menschlicher Obhut in Übereinstimmung mit den &quot;Principles of Laboratory Animal Care&quot; von der Nationalen Gesellschaft für Medizinische Forschung und dem &quot;Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren&quot; durch die National Academy bereitgestellt formuliert der Wissenschaften und von den National Institutes of Health (NIH Publikation Nr. 86-23, überarbeitet 1985) veröffentlicht. HINWEIS: Ein kompletter Satz von sterilen mikrochirurgischen Instrumenten, darunter zwei gebogenen Pinzette und Gefäß Dilatatoren, ist notwendig für das Verfahren (Abbildung 2a). Perioperative Antibiotikaprophylaxe nicht routinemäßig notwendig, kann aber bei immungeschwächten Tiere angegeben werden. Die Tiere wurden unter Verwendung von terminaler Isofluran Inhalation geopfert. Spender Vorbereitung und Graft-Ernte &lt;ol&gt; <li> Betäuben das Tier durch intraperitoneale (ip) Injektion von Midazolam (5,0 mg / kg), Medetomidin (0,5 mg / kg) und Fentanyl (0,05 mg / kg Körpergewicht). Platzieren Sie die Maus in Rückenlage auf dem Operationsfeld und bestätigen chirurgische Toleranz durch die Pedalrückzugreflex. </li><li> Desinfizieren Sie die Haut dreimal mit Chlorhexidin und führen Sie eine Mittellinie Bauchschnitt. Fahren Sie die Därme mit nassen Gaze auf der linken Seite, um den unteren Hohlvene aussetzen. </li><li> Injizieren 50 IE Heparin in 0,4 ml Kochsalzlösung durch die Vena cava inferior zur Antikoagulation verdünnt. Einzuschneiden das Gefäß 1 min nach Heparinisierung. </li><li> Öffnen Sie die Blende und führen Sie eine bilaterale Thorakotomie, um das Herz freizulegen. Der vorderen Brustwand kranial reflektiert und an der Stelle mit einer Klammer gehalten wird. </li><li> Entfernen Sie den Thymus und unverblümt zu sezieren das Bindegewebe zwischen Aorta und Truncus pulmonalis. Einzuschneiden das Recht der oberen Hohlvene. </li><li> Punktion der mobilisierten aufsteigenden Aorta auf der Ebene derTruncus brachiocephalicus mit einer 30 G-Nadel auf einer 5 ml Spritze befestigt und das Herz retrogradually langsam durchströmen, ohne übermäßigen Druck mit 3 ml 4 ° C kalter Kardioplegielösung. Vermeiden Sie das Eindringen von Luft in das Herz-Kreislauf. Drop eiskalter Kochsalzlösung auf das Transplantat zur weiteren Verbesserung der Herzstillstand. </li><li> Trennen die Aorta proximal zu dem Ursprung des Truncus brachiocephalicus. </li><li> Ligieren die untere und die beiden überlegenen Hohlvenen in der Nähe des Herzens mit 8-0 Seide und durchschneiden sie distal zu den Ligaturen. </li><li> Präparieren Sie kostenlos die Lungenstamm als distal wie möglich. Ligieren die Lungenarterien in der Nähe der Bifurkation mit 8-0 Seide und durchschneiden sie distal. </li><li> Ligieren die Lungenvenen alle zusammen mit einem einzigen 8-0 Seidenligatur und durchschneiden sie. </li><li> Entfernen Sie das Herz aus dem Spender und speichern sie in eiskaltes kardioplegischen Lösung bis zur Implantation. </li></ol> 2. Empfänger Vorbereitung <ol><li> Bereitendie Manschetten für Anastomosen durch Schneiden des Polyimid-Schlauch mit einem No. 11 Skalpell oder einer Schere unter dem Mikroskop. Die Manschette besteht aus einem zylindrischen Körper und einer Verlängerung (1/3 des Umfangs) für die Platzierung des Gefäßklemme, die jeweils mit einer Länge von 1 mm (Abbildung 2b). </li><li> Betäuben das Tier und bestätigen chirurgische Toleranz, wie oben beschrieben. Injizieren 0,25 ml warmen Kochsalzlösung subkutan (sc) für Flüssigkeitsersatz. </li><li> Entfernen Sie die Haare von der rechten Halsbereich mit einem elektrischen Rasierer und legen Sie das Tier in Rückenlage auf einer warmen Unterlage. Sichern Sie sich die Beine mit Strängen der Band unter Vermeidung von Überdehnung der vorderen Gliedmaßen, da dies die Atmung beeinträchtigen. Decken Sie die Augen mit Augensalbe, um Trockenheit zu verhindern. Desinfizieren Sie die Operationsstelle dreimal mit Chlorhexidin. </li><li> Einen Querhautschnitt von der rechten Kieferwinkel, um die Halsschlagkerbe. </li><li> Unverblümt zu mobilisieren, die external Halsschlagader. Cauterize Seitenäste mit einer bipolaren Pinzette und durchschneiden sie. </li><li> Teilen Sie die äußere Jugularvene zwischen Ligaturen auf der Ebene der Einmündung in die Vene von der Unterkieferspeicheldrüse. </li><li> Ziehen Sie die äußere Jugularvene durch die Manschette und verschließt das Gefäß proximal durch Platzieren einer Gefäßklemme an der Verlängerung der Manschette. Entfernen Sie die Blattschraube und zu bewässern das Gefäßlumen mit 1:10 heparinisierter Kochsalzlösung. </li><li> Evert die Gefäßwand über der Manschette und fixieren Sie es mit einem voreingestellten Umfangs 8-0 Seidenligatur. </li><li> Entfernen Sie den oberflächlichen Teil des M. sternocleidomastoideus. </li><li> Mobilisieren die rechte Arteria carotis communis und durchschneiden das Gefäß zwischen Ligaturen unter dem Karotisbifurkation. </li><li> Ziehen der Halsschlagader durch die Manschette und verschließt den Behälter proximal durch Platzieren eines Yasargil Klemme an der Verlängerung der Manschette. Entfernen Sie die Blattschraube und zu bewässern das Gefäßlumen mit 1:10 heparinisierter Kochsalzlösung. </li><li> Gently dilate das arterielle Lumen mit einem Schiff Dilatator, umzustülpen die Gefäßwand über der Manschette und fixieren Sie es mit einem voreingestellten Umfangs 8-0 Seidenligatur. </li><li> Um ausreichend Platz für Graft-Implantation zu gewinnen, nehmen Sie den rechten Lappen der Unterkieferspeicheldrüse. </li><li> Halten Sie das Operationsfeld feucht bis zur Implantation. </li></ol> 3. Graft-Implantation <ol><li> Legen Sie das Transplantat in den Empfänger Halsbereich auf den Kopf mit der Aorta medial orientiert und die Pulmonalarterie seitlich. </li><li> Ziehen Sie die Aorta des Transplantats über der Manschette mit der Halsschlagader und sichern Sie die Anastomose mit einer umlaufenden 8-0 Seidenligatur. </li><li> Einzuschneiden den Truncus pulmonalis auf seiner vorderen Seite und ziehen Sie sie über die Manschette mit der äußeren Halsschlagader. Auch hier sichern die Anastomose mit einer umlaufenden 8-0 Seidenligatur. </li><li> Entfernen Sie die Klemme an der äußeren Halsschlagader, gefolgt von Lösen der Halsschlagader. Die Herzen füllt sofort mit Blut. Um r verbesserneperfusion fallen 37 ° C warmen Kochsalzlösung auf das Transplantat. Normalerweise entwickelt sich die Herzsinusrhythmus innerhalb einer Minute. Entfernen Sie die Manschette Verlängerung bei der venösen Seite. </li><li> Stellen Sie sicher, korrekte Transplantatposition muss Anastomosen spannungsfrei und Gefäße ohne Torsion sein. Nicht kauterisiert Gefäße der Haut, da dies die Wundheilung beeinträchtigen. Blutungen in der Regel stoppt spontan. Schließen Sie die Haut mit einem einzigen 8-0 fortlaufende Naht. </li></ol> 4. Nachsorge <ol><li> Injizieren 0,25 ml warmen Kochsalzlösung sc zum Flüssigkeitsersatz. </li><li> Um antagonisieren Drogen injizieren Naloxon (1,2 mg / kg), Flumazenil (0,5 mg / kg) und atipamezol (2,5 mg / kg Körpergewicht) SC das Tier Linke auf dem warmen Unterlage, bis es ausreichend, das Bewusstsein wiedererlangt, um Brustlage zu halten. Beobachten Sie das Tier für mindestens eine weitere Stunde, um eine abnormale Verhalten registrieren. Sie ein Tier, das der Operation an die Firma von anderen Tieren, bis sie vollständig Recove unterzogen wurde nicht zurückred. </li><li> Bereitzustellen preemptive Analgesie mit Buprenorphin (0,05 mg / kg sc dreimal täglich) oder eine alternative Analgesie nach einem lokalen institutionellen Protokoll für eine Mindestdauer von 72 Stunden nach dem Eingriff. </li><li> Der Chirurg und ein Tierarzt sollten die Tiere regelmäßig zu sehen. Im Falle der Gewichtsverlust&gt; 15%, Apathie, Schwellungen oder chirurgische Seiten Infektion Tiere werden unter Verwendung von terminaler Isofluran Einatmen euthanasiert. </li></ol>

<ol>
	<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5, 733-735 (1973).</li><li>Chen, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+of+cervical+heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice.</a> Transplantation. 52, 1099-1101 (1991).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation.">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28, 565-570 (2008).</li><li>Schramm, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+subepicardial+microcirculation+in+heterotopically+transplanted+mouse+hearts:+an+intravital+multifluorescence+microscopy+study.">The subepicardial microcirculation in heterotopically transplanted mouse hearts: an intravital multifluorescence microscopy study.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 134, 210-217 (2007).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp : JoVE. 238, (2007).</li><li>Gong, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Introduction+of+modified+cervical+cardiac+transplant+model+in+mice.">Introduction of modified cervical cardiac transplant model in mice.</a> Exp Clin Transplant. 10, 158-162 (2012).</li><li>Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplified+mouse+cervical+heart+transplantation+using+a+cuff+technique.">Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique.</a> Transplantation. 51, 896-898 (1991).</li><li>Chen, H., Zhang, Y., Zheng, D., Praseedom, R. K., Dong, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+kidney+transplantation+in+mice:+technique+using+cuff+for+renal+vein+anastomosis.">Orthotopic kidney transplantation in mice: technique using cuff for renal vein anastomosis.</a> PloS one. 8, e77278 (2013).</li><li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+technique+for+heterotopic+vascularized+pancreas+transplantation+in+mice+to+assess+ischemia+reperfusion+injury+and+graft+pancreatitis.">A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis.</a> Surgery. 141, 682-689 (2007).</li><li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+hind-limb+transplantation+in+rats.">Orthotopic hind-limb transplantation in rats.</a> J Vis Exp : JoVE. , (2010).</li><li>Kamada, N., Calne, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat.+Technique+using+cuff+for+portal+vein+anastomosis+and+biliary+drainage.">Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage.</a> Transplantation. 28, 47-50 (1979).</li><li>Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+rats.">Orthotopic liver transplantation in rats.</a> J Vis Exp : JoVE. , (2012).</li><li>Okazaki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+orthotopic+vascularized+aerated+lung+transplantation.">A mouse model of orthotopic vascularized aerated lung transplantation.</a> Am J Transplant. 7, 1672-1679 (2007).</li><li>Suzuki, H., Fan, L., Wilkes, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+obliterative+bronchiolitis+in+a+murine+model+of+orthotopic+lung+transplantation.">Development of obliterative bronchiolitis in a murine model of orthotopic lung transplantation.</a> J Vis Exp : JoVE. , (2012).</li><li>Zou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+venous+bypass+graft+arteriosclerosis.">Mouse model of venous bypass graft arteriosclerosis.</a> Am J Pathol. 153, 1301-1310 (1998).</li><li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant.">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8, 245-249 (2010).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon.</a> J Heart Lung Transplant. 20, 1123-1128 (2001).</li><li>Arras, M., Autenried, P., Rettich, A., Spaeni, D., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+intraperitoneal+injection+anesthesia+in+mice:+drugs,+dosages,+adverse+effects,+and+anesthesia+depth.">Optimization of intraperitoneal injection anesthesia in mice: drugs, dosages, adverse effects, and anesthesia depth.</a> Comp Med. 51, 443-456 (2001).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Wir haben mehr als 200 Herztransplantationen mit einer Erfolgsquote von über 90% in verschiedenen experimentellen Einstellungen vorgenommen. Mit dem hier beschriebenen Verfahren kann das gesamte Verfahren innerhalb von 60 min durch einen erfahrenen Chirurgen durchgeführt werden. Durch die Herstellung der Halsgefäße vor der Organbeschaffung kann insgesamt Transplantat Ischämie Zeit auf 20 min begrenzt werden. Zeit für Implantation (warme Ischämie Zeit) wesentlich kürzer ist mit der Manschette Technik im Vergleich...

Die Herztransplantationsmodell wird häufig verwendet, um I / R-Verletzung, Allotransplantatabstoßung nach Transplantation Vaskulopathie und die Effizienz der immunmodulierende Mittel zu untersuchen. Mausmodelle kombinieren viele Vorteile wie die bekannten immunologischen und genetischen Hintergründen, die Verfügbarkeit von vielen Inzucht und transgenen Linien und der relativ geringen experimentellen Kosten. Im Jahr 1973 wurde eine Technik der Bauchherztransplantation bei Mäusen zuerst von Corry et al. 1 beschrieben In diesem Modell Transplantate werden von Ende-zu-Seite-Anastomosen der aufsteigenden Aorta zu abdominalen Aorta des Empfängers und des Hauptlungenarterie zu der unteren Hohlvene revaskularisiert. 1991 wurde ein Nahttechnik für zervikale Herztransplantation bei Mäusen durch Chen et al. 2 beschrieben In diesem Modell wird ein Rück koronare Herzdurchblutung wird durch Anastomose der A. carotis des Empfängers zu den aufsteigenden Aorta des gr gegründetachtern. Das venöse Blut Drains über den Koronarsinus in das rechte Atrium, den rechten Ventrikel und durch die Lungenarterie in den Empfänger äußere Jugularvene (Figur 1) ausgestoßen wird. Im Vergleich zu der Bauch Graft-Implantation der zervikale Modell ist weniger invasiv und die oberflächliche Lage des Transplantats ermöglicht eine sehr gute Zugänglichkeit für zusätzliche Kontrolluntersuchungen (zB Palpation, Echokardiographie, Intravitalfluoreszenzmikroskopie) 3,4. Trotz technische Verbesserungen 5,6, wurde eine weitere Verbreitung dieses Modells aufgrund technischer Probleme beschränkt genäht Anastomosen von kleinen Schiffen mit einer hohen Inzidenz von Anastomosen Leckagen und Thrombosen führen. 1991, Matsuura et al. erläutert den Manschettenverfahren, bei dem die Gefäßwand über eine synthetische Zylinder, der das Modell des zervikalen Herztransplantationen 7 erleichtert stülpt. Die Technik war fueitere angenommen für verschiedene experimentelle Transplantationsmodellen einschließlich Nieren 8, Bauchspeicheldrüsen 9, des Körpers 10, Leber 11,12, 13,14 und Lungengefäßtransplantation 15. Im Vergleich zu der Nahttechnik die erforderliche Zeit für Anastomosen und somit ist das warme Ischämie Zeit kürzer, und es sind deutlich weniger vaskulären Komplikationen mit der Manschette Technik 16. Darüber hinaus ermöglicht es Chirurgen, mit wenig Ausbildung in der Mikrochirurgie, um den Betrieb mit einer hohen Erfolgsquote durchzuführen. Ein Nachteil der Manschette Technik ist Voraussetzung Ligatur der Arteria carotis, der zerebralen Durchblutung verändern können. In diesem Video-Papier stellen wir ein verbessertes und vereinfachtes Manschettentechnik für zervikale Herztransplantation bei Mäusen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Forceps JFC-7.2</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>P-00036</td>
			<td>Curved tip 0.20 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel dilatator D-5a</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>S-00124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adventita scissor</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>S-00102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp B-1V</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>S-00396</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil Clip</td>
			<td>Peter Lazic</td>
			<td>65,097</td>
			<td>3.5 mm lenght</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar forceps</td>
			<td>Micromed</td>
			<td>148-100-011</td>
			<td>tip 0.25 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyimide tubes</td>
			<td>River Tech Medical</td>
			<td></td>
			<td>19-24 gauge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8.0 silk ligatures</td>
			<td>Catgut</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custodiol HTK solution</td>
			<td>Essential Pharmaceuticals</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

heterotopic cervical heart transplantation in mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

Unser Team konnte die beschriebene Technik nach ca. 20 Trainings Operationen erfolgreich durchzuführen. Die größte Herausforderung ist es, die Gefäßwand der Halsschlagader über die Manschette umzustülpen, weil es leicht kippt zurück und mehrere Versuche können zum Reißen der Wand führen. Nach der Ausbildungszeit, die mittlere Gesamtoperationszeit betrug 60 ± 8 min. Rund 20 min sind für Spender der Ernte, 25 min zur Herstellung der Halsgefäße und 15 Minuten für die Anastomosen und Hautverschluss erforderl...

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Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

heterotopic-cervical-heart-transplantation-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K Aufrufe.  German Heart Center Munich, Technische Universität München. The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Serie: Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controlled Cervical Laceration Verletzungen in Mäuse

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Forschung

Medizin

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

Herzkatheter in Mäuse, um den Druck Volumen Relationship Maßnahme: Untersuchung der Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

Ein vereinfachtes Modell für die heterotope Herzklappentransplantation bei Nagetieren

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Ein porcines heterotopes Herztransplantationsprotokoll für die Abgabe von Therapeutika an ein kardiales Allotransplantat

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...