Die Autoren danken Dr. Biagio Pietra für seine bisherige Arbeit in unserem Labor danken.

Alle Tiere wurden unter keimfreien Bedingungen an der Universität von Colorado Barbara Davis-Center Tierhaltung unter IACUC Genehmigung untergebracht und versorgt nach den NIH-Richtlinien. Narkosetiefe wird durch Zeh Prise zunächst und durch Einhaltung der Atmungsrate beurteilt, sobald das Verfahren begonnen hat. 1. Donor Heart Ernte <ol><li> Betäuben Donor Maus durch Injektion von Pentobarbital (60 mg / kg IP). </li><li> Unbeweglichkeitseffekt der Maus durch 4-Wege-Clip Stützen und das Fell. Wischen Sie die Haut mit Alkohol. </li><li> Nach sezieren entfernt die Haut, öffnen Sie die Bauchhöhle, indem sie einen Querschnitt unmittelbar unterhalb des Zwerchfells. </li><li> Schneiden Sie die Membran hinter Rippen Einsetzen und heben Sie den vorderen Brustwand nach vorn und oben Aussetzen des Herzens. </li><li> Erweitern einer vollen Dicke die hinteren seitlichen Brusthöhle geschnitten auf der linken und der rechten Seite der Brust. </li><li> Isolieren Sie dieVena cava inferior (IVC) und setzen eine lose 5-0 Seidennaht um den IVC angrenzend an sein Einsetzen in das rechte Atrium. </li><li> Spritzen 1,0 ml 4 ° C Heparin Kochsalzlösung (200 u / cm ³) in die IVC, dann ligieren das Schiff mit dem 5-0 Seidennaht und sich teilen. </li><li> Isolieren Sie die rechte obere Hohlvene (rSVC) in ähnlicher Art und Weise und zu ligieren mit 5-0 Seidennaht und sich teilen. </li><li> Rollen Sie das Herz auf der rechten Seite der Tiere und zu isolieren, die linke obere Hohlvene (lSVC), abzubinden mit einem 5-0 Seidennaht und teilen Aussetzen der linken Lungenarterie. </li><li> Sichern Sie das Herz unter einer feuchten Gaze während der Thymus ist stumpf vom Hauptlungenarterie (PA) und der linken und rechten PA Filialen seziert und aufsteigend Aortenbogen. </li><li> Blunt sezieren die Aortenbogen frei von den umgebenden Gewebe. Mikroscheren verwendet werden, um die Aorta proximal zu der rechten Arteria brachialis-Kopfteilen, dh es sollte keine Verzweigungen zwischen dem Herzen und der Teilung seinPunkt der Aorta. </li><li> Dieser Abschnitt des Aortenbogens bildet die arterielle Manschette für den Implantationsprozess. </li><li> Spiegeln die Aorten-Manschette inferior, um die PA Stamm und die linken und rechten Zweige der PA aus. </li><li> Blunt die linken und rechten PA Zweige von den umgebenden Geweben weit vom Herzen wie möglich zu sezieren. Dies ermöglicht eine einfache Zerlegung des PA Stamm von umgebenden Geweben. </li><li> Teilen Sie die PA Stamm als distal wie möglich, nur in der Nähe seiner Gabelung. Dieser Abschnitt der Lungenarterie bildet die Venenmanschette für den Implantationsprozess. </li><li> Legen Sie ein 5-0 Seidenfaden um die Basis des Herzens und Krawatte. Das Herz wird dann an der Basis frei geschnitten und in 4 ° C Salzlösung gelegt. Gesamterntezeit ca. 10-15 min. </li></ol> 2. Herzimplantattechnik <ol><li> Betäuben die Empfängermäuse mit Pentobarbital (60 mg / kg IP Initialdosis 25 mg / kg IP zusätzliche Dosis, falls erforderlich). </li><li> Clip der Pelz-undImmobilisierung der Maus durch 4-Wege-prep Stützen und die Haut mit PVP-Jod und Fall steril. </li><li> Machen Sie eine 2 cm vertikale Mittellinie Bauchschnitt und geben Sie die Bauchhöhle. </li><li> Fahren Sie den Darm nach oben und auf der Brust externalisiert. Halten Sie in sterilen feuchten Gaze (sterile Kochsalzlösung) in der gesamten Fall gewickelt. </li><li> Isolieren Sie die Bauch-Aorta und untere Hohlvene (IVC) unterhalb der Nierengefäße und legen 4-0 Baumwolle Krawatten um die Aorta und IVC überlegen dann schlechter als die Anastomose. </li><li> Identifizieren Sie alle Schiffe in der Lendenfeld und Ligation mit 10-0 Nylonnaht. </li><li> Knoten Sie die Baumwoll Krawatten, zuerst die untere, gefolgt von der überlegen. Auf diese Weise wird etwas Blut in der Aorta so dass die Aortotomie leichter beibehalten. </li><li> Bilden die Aortotomie mit einer 30 G-Nadel, um das Lumen der Aorta zu gelangen. Erweitern Sie den Schnitt mit feinen Mikro Schere auf eine Länge von etwa 2 mm. Dieser Schnitt wird in einer geraden Linie entlang der langen hergestelltitudinal Achse des Behälters. </li><li> Machen Sie Schluss mit Anastomose der Spender Aorta Aorta an den Empfänger in der folgenden Weise. Legen Sie ein 10-0 Nylonnaht Aufenthalt Stich in der Spender Aorta und an den unteren Winkel des Einschnitts in der Empfänger Aorta und Krawatte. Legen Sie eine zweite 10-0 Nylon gegenüber der ersten in der Spender Aorta und der überlegenen Ecke der Schnitt in der Bauchaorta und Krawatte. </li><li> Mit Anlauf Nahtlinie aus überlegen, unterlegen in der Seitenwand der Aorta und Krawatte gegen die zuvor platzierten Aufenthalt Stich. Seien Sie sicher, die Intimas (innere Gefäßoberfläche) zusammen zu bringen, wie Sie nähen. Dann Naht der medialen Seite in einem laufenden Mode und Krawatte. Die erste und die letzte Masche auf jeder Seite sollte möglichst nahe an den Aufenthalt Stiche wie möglich platziert werden. Dann wollen drei gleichmäßig verteilten Stiche zwischen diesen beiden so dass insgesamt 5 Stiche haben. </li><li> Machen Sie Schluss mit Anastomose der Spenderlungenarterie an den Empfänger IVC in der folgenden Weise. PunctAbbildung der IVC mit einem 30-G-Nadel und erweitern den Schnitt für ca. 2 mm mit feinen Mikro Schere. Dieser Schnitt wird in einer geraden Linie entlang der Längsachse des Behälters hergestellt. </li><li> Binden Sie die Spenderlungenarterie in der unteren Ecke der Schnitt in der IVC mit 10-0 Nylon. Legen Sie eine zweite 10-0 Nylon gegenüber der ersten in der Spenderarterie und der überlegenen Ecke der Schnitt in der IVC und Krawatte. </li><li> Mit Anlauf Nahtlinie zwischen Lungenarterie und der IVC und Krawatte. Die erste und die letzte Masche auf jeder Seite sollte möglichst nahe an den Aufenthalt Stiche wie möglich platziert werden. Dann sollen bis 5 Stiche gleichmäßig verteilt zwischen diesen beiden so dass insgesamt sieben Stiche haben. </li><li> Lassen Sie die distalen 4:0 Baumwolle Krawatte Wiederherstellung Venenfluss. </li><li> Sobald die Blutstillung der venösen Anastomose beobachtet worden, der proximale 4:0 Baumwolle Krawatte allmählich gelockert und die arterielle Anastomose zur Blutstillung beobachtet. Wenn beide Anastomosen gelten als sicher, entfernen Sie die cotton Binder von der Maus. </li><li> Bringen Sie den Darm auf den Bauch. Die Bauchwand wird in zwei Schichten mit 5-0 Seidennaht in einem laufenden Mode geschlossen. </li><li> Verwalten eines Bolus von 1,0 ml steriler, physiologischer Kochsalzlösung in warmem Abdomen als Flüssigkeitszufuhr beim Schließen, und 0,8 ml physiologischer Kochsalzlösung subkutan post-operativ injiziert werden. Während der Operation sind keine weiteren unterstützenden Maßnahmen erforderlich. Recover das Tier auf eine wärmende Decke. Insgesamt Implantat Zeit beträgt ca.. 90-120 min für Anfänger, 45-60 min mit Erfahrung. Verwalten Buprenorphin Analgesie, 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml zu Beginn des Verfahrens und alle 6-12 h für 72 Stunden nach der Operation. </li></ol> 3. Graft Beurteilung <ol><li> Bewerten Transplantatfunktion täglich von trans-abdominale Palpation. </li><li> Halten Sie die Maus, als ob es um eine intraperitoneale Injektion verabreicht werden. </li><li> Drücken Sie vorsichtig die Spitze eines Zeigefinger gegen die Bauchwand und festzustellen, das Schlagen strength und Ordnungsmäßigkeit des Transplantats. </li><li> Geben Palpation Qualität eine Punktzahl von 4 (normale Amplitude und Frequenz) bis 0 (nicht-schlag abgelehnt Transplantat). </li></ol> WICHTIGE HINWEISE: Alle Instrumente sind sterilisiert, sterile Handschuhe sind während des gesamten Verfahrens tragen und einen sterilen Bereich erhalten bleibt. Die Spender und Empfänger-Operationen werden durch die Verwendung eines Operationsmikroskops durchgeführt. Stellen Sie sicher, dass die Anastomosen sind &quot;sauber&quot;. Das heißt, dass die Rückwände sind nicht bei der Platzierung Maschen verfangen. Dadurch wird eine signifikante Verengung fließen mehr als wahrscheinlich, dass Ergebnis wird in einem gescheiterten Transplantat und im Extremfall zu-Hinterbeinlähmung. Es ist auch sehr wichtig, dass die gesamte Dicke geht einschließlich der Gefäß Adventitia und Intima der Nähnadel erreicht. Evertion der Kanten gewährleistet auch, dass es Intima-zu-Intima-Kontakt, der in Dicht-und Heilung der Anastomose hilft. Eine weitere wichtige Tatsache von entscheidenderoder ist sicherzustellen, dass die Spannung der anastomotischen Nahtlinien ist auch optimal. Zu locker und es wird irreversible undicht zu sein, zu eng und zu fließen Stenose führen wird. Wenn auf der arteriellen Seite wird dies zu einer schlechten Durchblutung des Transplantats führen, wenn auf der venösen Seite eine lasteten Herzen resultieren.

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	<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5 (1), 733 (1973).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343 (1973).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3,000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon.</a> J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123 (2001).</li><li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse.">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> J Invest Surg. 26 (4), 223 (2013).</li><li>Su, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+suture+technique+in+a+mouse+heart+transplant+model.">Modified suture technique in a mouse heart transplant model.</a> Asian J Surg. 34 (2), 86 (2011).</li><li>Mao, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+knotless+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice.">A novel and knotless technique for heterotopic cardiac transplantation in mice.</a> J Heart Lung Transplant. 28 (10), 1102 (2009).</li><li>Csencsits, K. L., Bishop, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contrasting+alloreactive+CD4++and+CD8++T+cells:+there's+more+to+it+than+MHC+restriction.">Contrasting alloreactive CD4+ and CD8+ T cells: there's more to it than MHC restriction.</a> Am J Transplant. 3 (2), 107 (2003).</li><li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy.">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nat Protoc. 2 (3), 471 (2007).</li><li>Linfert, D., Chowdhry, T., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphocytes+and+ischemia-reperfusion+injury.">Lymphocytes and ischemia-reperfusion injury.</a> Transplant Rev. 23 (1), (2009).</li><li>Grazia, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+cardiac+allograft+rejection+by+directly+cytotoxic+CD4+T+cells:+parallel+requirements+for+Fas+and+perforin.">Acute cardiac allograft rejection by directly cytotoxic CD4 T cells: parallel requirements for Fas and perforin.</a> Transplantation. 89 (1), 33 (2010).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp. (6), (2007).</li><li>Plenter, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> European Society for Surgical Research. 45th Annual Congress. , (2010).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Diese OP-Technik ist nicht einfach zu meistern, aber einmal gemeistert ist eine leistungsstarke Recherche-Tool. Der Forscher / Chirurg durch Konsistenz der Technik und durch die Liebe zum Detail belohnt. Geduld während der Lernphase ist der Schlüssel. Wie von Niimi 3 veröffentlicht, mit Hilfe einer Video-basierten Lernwerkzeug dauert es durchschnittlich 11 Versuche, die erste erfolgreiche Verfahren und 78 Versuche, eine Erfolgsquote von 90% zu erreichen zu erreichen. Videos sind zu einem wichtigen Lehrmittel in der Chirurgie 11,12. Fehlerbehebung Blutungen aus der Anastomosen auftreten und dies ist wahrscheinlich auf entweder fehlende richtige Spannung in den Fäden, oder zu wenige Nähte. Während ein Gerinnungsmittel wie Induktion Gelfoam kann nützlich sein für die Verluste zu verringern, empfehlen wir, dass der Chirurg sollte sich auf die Technik verlassen. Überlastete nicht-schlagende Herz ist meist durch Anastomosen, die zu eng sind, insbesondere auf der venösen Seite. Ein nicht-beating, nicht-perfundierte Transplantat wird gewöhnlich durch eine Luftblase, die in eine der Koronararterien verursacht gereist ist. Es ist wichtig, um eine feuchte benetzbaren Bereich zu halten, um den Eintritt von Blasen in den Behältern zu vermeiden. Grenzen der Technik Diese Technik ist nicht geeignet, wenn ein Forscher möchte Auswirkungen auf eine voll funktions Herz zu untersuchen. Das wäre eine orthotope Transplantation Technik, die bislang unmöglich durchzuführen erwies erfordern. Bedeutung gegenüber den bestehenden Methoden Wenn man die Auswirkungen auf vollständig vaskularisiert, Organtransplantation in der Maus zu untersuchen will, dann ist das Herz-Modell wohl am einfachsten zu meistern. Mausmodelle von Lungen-, Nieren-und Lebertransplantation nicht vorhanden sind, sind jedoch viel schwieriger zu lernen und perfekt. Kritische Schritte Innerhalb des Protokolls Es ist äußerst wichtig, dass die vollständige Dicke pEsel einschließlich der vaskulären Intima-und Adventitia der Nähnadel erreicht. Evertion der Kanten gewährleistet auch, dass es Intima-zu-Intima-Kontakt, der in Dicht-und Heilung der Anastomose hilft. Ein weiterer entscheidender Faktor ist wichtig sicherzustellen, dass die Spannung der anastomotischen Nahtlinien ist ebenfalls optimal. Zu locker und es wird irreversible undicht zu sein, zu eng und zu fließen Stenose führen wird. Wenn auf der arteriellen Seite wird dies zu einer schlechten Durchblutung des Transplantats führen, wenn auf der venösen Seite eine lasteten Herzen resultieren. Vor allem wird die Wiederholung, die Konsistenz der Verfahren und kontinuierliche Aufmerksamkeit zum Detail großartige Ergebnisse und finanzierbar und publikations Daten ergeben.

In einer Zeit, als es möglich ist, Nieren-, Lungen-, Leber-und Pankreastransplantationen an Mäusen durchgeführt, die Grundpfeiler der Organtransplantation und Immunologie Forschung seit 1973 1-4 bleibt der heterotopen Herztransplantationsmodell in der Maus. In den dazwischenliegenden Jahren mehrere Arbeiten veröffentlicht worden Detaillierung Verbesserungen / Weiter 5,6 auf dieses Verfahren. Als Modell für Organtransplantation in erster Linie gefäß diese Prozedur ist unübertroffen. Einmal bewältigt dieses Verfahren eignet sich in allogenen Abstoßungsreaktionen 7, die Entwicklung der chronischen Gefäßerkrankungen 8 und die Mechanismen der Ischämie-Reperfusionsverletzung 9 Forschung. Die Schlüssel, um erfolgreich zu lernen, dieses Verfahren sind wie jede andere Operation, Geduld auf Seiten der Ausbilder und der Auszubildenden und Liebe zum Detail. Zu Beginn des Verfahrens wird der neue Chirurg wird, dass t findenhey viele Stunden auf jeder Transplantation zu verbringen. Wie die Erfahrung gewonnen, werden chirurgische Zeiten und damit Ischämie, drastisch zu reduzieren. Die Aufmerksamkeit auf die Details jeder Schritt wird früher oder später zum Erfolg führen. Während die Lehrer können ihr Bestes tun, um weiterzugeben und zu antizipieren, zu allen möglichen Grube fällt, die während dieser Operationen auftreten können, wird die &quot;kreative&quot; Trainee wahrscheinlich feststellen, einige ihrer eigenen! Die Grundlagen des Verfahrens sind wie folgt. Der Spender aufsteigend Aortenbogen ist End-zu-Seite zu dem Empfänger abdominalen Aorta und Lungenarterie des Spenders ist anastomosiert Ende-zu-Seite zu dem Empfänger abdominalen Vena cava inferior (IVC) anastomosiert. Blut fließt aus der Empfänger Aorta retrograd durch die Aorta Spender zu den Koronararterien. Wenn das Blut durch die Herzkranzsystem über den Koronarsinus in den rechten Vorhof abfließt geflossen ist, in die rechte Herzkammer gepumpt unddann über die Lungenarterie in den Empfänger IVC. Auf diese Weise wird die koronare Arteriensystem blutet und Sinusrhythmus zurückkehrt, um das Transplantat innerhalb von 1-2 min Reperfusion. Da die linke Herzkammern sind im wesentlichen unter Druck belasteten der linksventrikulären freien Wand wird mit der Zeit verkümmern.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:608px;" width="607">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:247px;">Instrument</td>
			<td style="width:109px;">Roboz #</td>
			<td style="width:147px;">Fine Science Tools #</td>
			<td style="width:105px;">Arosurgical #</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Straight micro-dissecting forcep #5</td>
			<td>RS-5015</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Curved micro-dissecting forcep #7</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>11297-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Curved serrated forcep</td>
			<td>RS-5137</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Vannas micro-dissecting scissors, short</td>
			<td>RS-5610</td>
			<td></td>
			<td>09.140.08</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td colspan="2" height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td>
			<td></td>
			<td>11.602.11</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro spring handle needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>11.549.15</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Straight mosquito forcep</td>
			<td></td>
			<td>91308-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td>
			<td>RS-5962</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td>
			<td>RS-5981</td>
			<td>14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro retractor</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Instrument tray, 10&#8221; x 6 &#189;&#8221; x &#190;&#8221;</td>
			<td>RT-1350S</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td>
			<td></td>
			<td>18020-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Suture</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">10/0 nylon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>T4A10Q07</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">5/0 silk</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>E19A05N</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Gloves</td>
			<td></td>
			<td>Drapes</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Biogel from Medex Supply</td>
			<td></td>
			<td>Precept, #64-9012-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Syringes</td>
			<td></td>
			<td>Cotton applicators</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">B-D 1cc insulin, #329424</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Fisher-brand, #23-400-100</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Povidone-Iodine swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">PDI, #B40600</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">4/0 Cotton ties</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td colspan="2" height="17" style="height:17px;">Domestic cotton autoclaved with instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine heterotopic heart transplant technique

Es ist nun über vierzig Jahre her, seit diese Technik wurde zuerst von Corry, Wynn und Russell berichtet. Es dauerte zwar einige Jahre für andere Labors beherrschen zu werden und nutzen diese Technik, wird es jetzt von vielen Labors auf der ganzen Welt eingesetzt. Ein erheblicher Verfeinerung der Originaltechnik wurde entwickelt und im Jahr 2001 von Niimi berichtet. Beschrieben werden hier die Techniken, die über mehr als ein Jahrzehnt in den Händen von drei Chirurgen (Plenter, Grazia, Pietra) in unserem Zentrum entwickelt haben. Diese Techniken werden nun auf eine jüngere Generation von Chirurgen und Forscher weitergegeben. Details, die wir uns bemühen, hier in einer Weise, die andere kann in der Lage, diese sehr nützliches Modell zu verwenden beziehen - basiert weitgehend auf der Niimi Erfahrung haben die verwendeten Verfahren in den feinen Details entwickelt. Wie Niimi, haben wir festgestellt, dass ein Video-Lernhilfe ist eine unschätzbare Ressource für den Anfänger.

<html> Die Verwendung dieser chirurgischen Technik wird der Weg für entweder einfache Transplantatüberleben / Ablehnung Studien oder sehr komplex Versuchsprotokollen. In der Studie kurz in der Abbildung unten beschrieben ist, haben wir versucht, die Beteiligung der Fas-und / oder Perforin als Mechanismen der CD4-T-Zell-vermittelte Herzabstoßung zu definieren, wenn überhaupt,. Dies wurde durch die außerordentliche Vielfalt von Mausstämmen, die heute verfügbar sind, ermöglicht. Die Ergebnisse zeigen, dass die direkte Ablehnung der Herztransplantate durch CD4 Effektor-T-Zellen erfordert die Alternative Beitrag von Graft Fas-Expression und T-Zell-Perforin-Expression. Nach unserem Wissen ist dies der erste Nachweis, dass zytolytische Aktivität von CD4 T-Zellen können eine obligate Rolle für die Primär akuten Transplantatabstoßung in vivo zu spielen. 1.jpg &quot;/&gt; . Abbildung 1 Perforin und Fas vertreten Pflicht und parallele Wege der CD4-T-Zell-vermittelte Herz Ablehnung B6, B6 PFPKO (Perforin knock-out) und B6 gld (Fas-Ligand-defizienten) CD4-T-Zellen wurden verwendet, um B6 Lappen rekonstruieren - / - Empfänger von C3H Wildtyp-oder Fas-defizienten lpr C3H Herztransplantate. Entfernung von allein Fas (♦, p = NS vs Steuer Wt C3H + B6 CD4-T-Zellen) von den Spenderherzen oder Entfernung Perforin oder allein von den CD4-T-Zellen (■, p = NS vs Steuer Wt C3H + B6 CD4-T- Zellen) nicht aufhebt Ablehnung. Interessanterweise ist die Entfernung von FasL von Effektor-T-Zellen CD4 hat Verzögerungs Abstoßung signifikant (●, p &lt;0,02 vs Wt C3H + B6 CD4-T-Zellen, p &lt;0,01 vs Wt C3H + B6 PFPKO CD4-T-Zellen, und p &lt;0,01 vs . C3H lpr B6 + CD4-T-Zellen). Allerdings wurden die meisten Allografts noch abgelehnt (4 von 5). Deutlich die gleichzeitige Entfernung von Spender Fas und CD4-T-Zell Perforinvollständig aufgehoben Ablehnung (○, p &lt;0,002 vs Steuer Wt C3H + B6 CD4-T-Zellen, Wt C3H + B6 PFPKO CD4-T-Zellen und C3H lpr B6 + CD4-T-Zellen). Diese Aufhebung war deutlich robuster als das Individuum Entfernung von CD4 T-Zell-FasL (○, p &lt;0,003 vs Steuer Wt C3H + B6 gld CD4-T-Zellen). Von Grazia et al 10. Nachdruck mit freundlicher Genehmigung.

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Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

Das Manuskript beschreibt die erforderlich sind, um die heterotopen Herztransplantation in der Maus führen Sie die Schritte.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

murine-heterotopic-heart-transplant-technique

Research

JoVE Journal

Medicine

16.7K Aufrufe.  University of Colorado Denver.  Das Manuskript beschreibt die erforderlich sind, um die heterotopen Herztransplantation in der Maus führen Sie die Schritte. 

Serie: Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Research

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma and devastating tissue loss. Despite favorable and highly encouraging early and intermediate functional outcomes, rejection of the highly immunogenic skin component of a VCA and potential adverse effects of chronic multi-drug immunosuppression continue to hamper widespread clinical application of VCA. Therefore, research in this novel field needs to focus on translational studies related to unique immunologic features of VCA and to develop novel immunomodulatory strategies for immunomodulation and tolerance induction following VCA without the need for long term immunosuppression.
This article describes a reliable and reproducible translational large animal model of VCA that is comprised of an osteomyocutaneous flap in a MHC-defined swine heterotopic hind limb allotransplantation. Briefly, a well-vascularized skin paddle is identified in the anteromedial thigh region using near infrared laser angiography. The underlying muscles, knee joint, distal femur, and proximal tibia are harvested on a femoral vascular pedicle. This allograft can be considered both a VCA and a vascularized bone marrow transplant with its unique immune privileged features. The graft is transplanted to a subcutaneous abdominal pocket in the recipient animal with a skin component exteriorized to the dorsolateral region for immune monitoring.
Three surgical teams work simultaneously in a well-coordinated manner to reduce anesthesia and ischemia times, thereby improving efficiency of this model and reducing potential confounders in experimental protocols. This model serves as the groundwork for future therapeutic strategies aimed at reducing and potentially eliminating the need for chronic multi-drug immunosuppression in VCA.

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation VCA Research

Vascularized Composite Allotransplantations (VCA) have become a clinical reality. However, broad clinical application of VCA is limited by chronic multi-drug immunosuppression. The authors present a reliable and reproducible large animal model to translate novel immunomodulatory strategies that can minimize or potentially eliminate the need of immunosuppression in VCA.

Eine modifizierte Heterotope Schweine Hind Gliedmaßen-Transplantation Modell für Translationale Vaskularisierte Composite-Allotransplantation (VCA) Forschung

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma ...

Forschung

Medizin

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Murine Nierentransplantations Technik

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Ballon-basierte Verletzungen induzieren Myointimal Hyperplasie in der Bauchschlagader Maus

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

A Mouse Model of Vascularized Heterotopic Spleen Transplantation for Studying Spleen Cell Biology and Transplant Immunity

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone splenectomy regardless of precipitating causes are prone to develop an overwhelming post-splenectomy infection and experience increased risks of deep venous thrombosis and malignancies. Recently, epidemiological studies indicated that splenectomy might be associated with the occurrence of cardiovascular diseases, suggesting that physiological functions of the spleen have not yet been fully recognized. Here, we introduce a mouse model of vascularized heterotopic spleen transplantation, which not only can be utilized to study the function and behavioral activity of splenic immune cell subsets in different biologic processes, but also can be a powerful tool to test the therapeutic potential of spleen transplantation in certain diseases. The main surgical steps of this model include donor spleen harvest, the removal of recipient native spleen, and spleen graft revascularization. Using congenic mouse strains (e.g., mice with CD45.1/CD45.2 backgrounds), we observed that after syngeneic transplantation, both donor-derived splenic lymphocytes and myeloid cells migrated out of the graft as early as post-operative day 1, concomitant with the influx of multiple types of recipient cells, thus generating a unique chimera. &#160;Despite relatively challenging techniques, this procedure can be performed with &#62;90% success rate. This model allows tracking the fate, longevity, and function of splenocytes during steady state and in a disease setting following a spleen transplantation, thereby offering a great opportunity to discover the distinct role for spleen-derived immune cells in different disease processes.

This protocol details the surgical steps of a mouse model of vascularized heterotopic spleen transplantation, a technically challenging model that can serve as a powerful tool in studying the fate and longevity of spleen cells, the mechanisms of distinct spleen cell populations in disease progression, and transplant immunity.

Ein Mausmodell der Vaskularisierten Heterotopischen Spleen-Transplantation für das Studium der Zauberzellen und der Transplantation von Transplantationen in der Lagen

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

Murine Cervical Aortic Transplantation Modell mit einer modifizierten Non-Suture Manschettentechnik

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.