This work was funded by the American Association of Plastic Surgeons 2014 Academic Scholar Award.

Alle operativen Eingriffe wurden in Übereinstimmung mit der Johns Hopkins University und den Vereinigten Staaten Department of Agriculture and Public Health Service Anforderungen abgeschlossen ist. Dieses Protokoll folgt der Johns Hopkins University Animal Care und Verwenden Ausschuss billigte Institutional Review Board Richtlinien (Protokollnummer M013M490). Endgültigen Überlebensdaten wurden für die unten beschriebenen chirurgischen Verfahren aufgezeichnet. Spender und Empfänger Tiere erhalten vorbeugende Anästhesie mit Buprenorphin bei 0,1 mg / kg sc eine Stunde vor der Operation und in der Empfängertier Buprenorphin in der gleichen Dosis nach der Transplantation erneut verabreicht und erneut dosiert, wie in den ersten 48 Stunden benötigten nach der Operation. 1. Donor Allograft Rettung Hinweis: Beginnen Sie den Geberteil des Transplantates 40 Minuten früher als die Empfänger der Transplantation an Empfänger Anästhesiezeit zu minimieren und gleichzeitig eine Endzeit oder leicht Ohr zu erleichternlier Endzeit gegenüber dem Empfänger Vorbereitung. <ol><li> Verwenden Sie Standard-sterile mikrochirurgische Instrumente und sterile Handschuhe für das Verfahren. Unser Labor verwendet Autoklaven Sterilisation von mikrochirurgischen Instrumenten. </li><li> Betäuben die Spendermaus (männlich) mit Isofluran Induktions Verdampfer bei 4%. Verwendung atraumatischer mechanische Knipser entfernen Sie die Haare von der Hals-, Brust- und Bauchbereich. Legen Sie das Tier in Rückenlage und zu pflegen Isofluran auf 1-2% durch einen Nasenkegel. Für ausreichende Anästhesie während des gesamten Verfahrens durch periodische Bewertung der Zehe Prise Rückzug Reflex. </li><li> Vor der Hautschnitt, die weithin die operative Vorbereitung, indem Povidoniod antiseptische gefolgt von Isopropylalkohol mit einem sterilen Wattestäbchen. </li><li> Beginnen Sie mit einer oberflächlichen Querhautschnitt mit einer Schere in der Hals- und Bauchhaut. Verbinden Sie die beiden Einschnitte bilateral entlang der mittleren Axillarlinie Linien. </li><li> Mit Hilfe mikrochirurgischen Zangesezieren die Halsregion auf bilateraler Ebene zu identifizieren, zu ligieren, und teilen Sie die externen Jugularvenen mit 6-0 Seidennaht und Schere. Dann mit Elektrokauter teilen die sternocleidomastoideus, um die internen Jugularvenen und Arteria carotis communis bilateral freizulegen. Übergeben Sie einen 6-0 Seidennaht unter dem linksseitigen und dem rechtsseitigen A. carotis und Vena jugularis interna in Groß Mode. HINWEIS: Es wird gebunden und später in Schritt 1.9 aufgeteilt. </li><li> Stark unterteilen die Halsmuskulatur und die damit verbundenen lockeren Zellgewebe, um die Luftröhre befindet vorderen, mit einer Schere, um die übrigen Anhänge der HWS zu befreien. </li><li> Verwendung von bipolaren Elektrokauter und scharfe Dissektion, teilen Sie die großen Brustmuskeln und Schlüsselbeine, um die Schlüsselbeingefäße und Ligat (6-0 Seidennaht) freizulegen und teilen proximal. </li><li> Als nächstes sanft, erfassen und das Tier Penis zurückzuziehen. Entlang des Rückens des Penis visualisieren die dorsale Vene des Penis, und desinfizieren Sie dieRegion mit Isopropylalkohol. Verwendung einer 30-G Nadel injiziert 30.000 Einheiten Heparin intravenös durch die dorsale Vene und erlauben den Penis wieder in seine ursprüngliche Position zurückweichen. Teil Leckage der Heparinlösung in das umgebende Gewebe auftreten. </li><li> Mit den zuvor platzierten Groß Krawatten um Arteria carotis communis und V. jugularis interna, abzubinden und teilen die Strukturen, auf bilateraler Ebene. </li><li> Nächste Verwendung einer Schere, um eine Quer intrabdominal Einschnitt zu machen. Ausweiden den Darm, um die infrahepatische unteren Hohlvene zu entlarven und zu injizieren 2 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung in die infrahepatische unteren Hohlvene. Stellen Sie sicher, die richtige Injektions durch die Visualisierung der Leber Verfärbung und Aufhören der Herzschlag vor der vorrückenden zum folgenden Schritt. HINWEIS: Euro-Collins-Lösung wird in unserem Labor hergestellt, siehe Tabelle der spezifischen Reagenzien und Instrumenten. </li><li> Mit einer Schere Zugriff auf die intrathorakalen Hohlraum über eine bilaterale DIAPHragmatic Einschnitt von der exponierten Bauch. Verlängern Sie den Schnitt durch die Zwischenrippenmuskeln und Rippen kranial. Reflect Brustwand Aussetzen der Herz, Thymus, und der großen Gefäße bei gleichzeitig Erhaltung der Brustwandgefäße entlang der Brustwand. </li><li> Spritzen Sie die suprahepatischen untere Hohlvene mit 4 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung. </li><li> Identifizieren Sie die Wurzel der Aorta und Spuren distal zu der absteigenden Aorta. Scharf geschnittenen der absteigenden Aorta (Erhaltung maximaler Länge). </li><li> Identifizieren Sie den Truncus pulmonalis und teilen proximal ihrer Verzweigungspunkt (Erhaltung maximaler Länge). Dann mit 2 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung, spülen Sie den Truncus pulmonalis und des Herzens, indem Sie einen weichen Kunststoffspitze Katheter in das Lumen des Lungenstamm. </li><li> Unter Verwendung einer 6-0 Seidennaht, Ligat und teilen Sie die untere Hohlvene, Zusammenfluss der Lungenvenen und Zubehör Zweige der bilateralen oberen Hohlvene. Dann erhöhenund zu sezieren das Herz kopfwärts von den Anlagen entlang der Hauptstamm Bronchien und Luftröhre mit Sorgfalt die Atemwege nicht zu geben. Mit scharfen und bipolare Elektrokauter sezieren die Brustwand, Thymus, Herz und vollständig aus dem Spendermaus befreiend es. </li><li> Schließlich schneiden Sie die Allograft Brustwand ex vivo auf eine kleinere Größe, mit einer Schere entlang des Brustbeins und Seiten costae, mit darauf, dass die Brustwandgefäße (Abbildung 1A) zu stören. Einer Blutung zu minimieren folgenden Revaskularisation zu verwenden bipolare Elektrokauterisierung entlang der Grenzen des osteomusculocutaneous Brustbeins. </li><li> Legen Sie das Allograft in 10 ml kaltem (4 ° Celcius) Euro-Collins-Lösung, wenn der Empfänger nicht zu Einsatz vorbereitet. Allerdings, wenn der Empfänger bereit für Einsatz ist, übertragen Sie die Allograft direkt auf das Operationsfeld Empfänger. </li></ol> 2. Empfänger Vorbereitung Hinweis: Um die Empfänger Anästhesie Zeit zu minimieren,beginnen den Empfänger Zubereitung in einer separaten Betriebsstation ca. 40 min vor der Fertigstellung des Spenders Allograft-Ernte. <ol><li> Verwenden Sie einen separaten Satz von Standard sterile mikrochirurgische Instrumente und sterile Handschuhe für das Verfahren. </li><li> Betäuben den Empfänger-Maus (männlich oder weiblich) mit Isofluran Induktions Verdampfer bei 4%. Verwendung atraumatischer mechanische Knipser entfernen Sie die Haare von der rechten Hals- und Brustbereich. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der Rückenlage und den Winkel der rechten oberen Extremität leicht inferior Bildung einer 110-Grad-Winkel zwischen dem Kopf und der rechten oberen Extremität. Pflegen Narkose auf 1-2% Isofluran durch einen Nasenkegel. </li><li> Zeigen Erdölaugensalbe auf den Mausaugen mit einem Wattestäbchen. Vor der Hautschnitt, weit bereiten die Operationsstelle mit Povidon-Jod antiseptisch, gefolgt von Isopropylalkohol. </li><li> Mit einer Schere, einen Hautschnitt von der Mittellinie entlang der rechten unteren border des Unterkiefers und verlängern die Inzision infero-seitlich nach rechts Thoraxbereich. Verwendung stumpf mit mikrovaskulären Pinzetten, mobilisieren die äußere Jugularvene durch in Umfangsrichtung frei Schiffes von Weichgewebe und Adventitia. Teilen Sie Alle Branchen mit Elektrokauter, und entfernen Sie den rechten Lappen der Unterkieferspeicheldrüse mit scharfer Präparation und Elektrokauter, um Freiraum für die Allograft. </li><li> Stellen Sie sicher, genug Länge des externen Halsschlagader, um eine Manschette umzustülpen über und ligieren die externe Halsschlagader mit einer 6-0 Seidennaht. Legen Sie die Vene durch das Lumen eines vorgeschnittenen Polyimid-Manschette und verwenden Sie eine Bulldogge mikrovaskulären Haken, um den Behälter-Manschette Komplex zu fixieren. Dann mit einer Schere, proximal unterteilen die äußere Jugularvene, Evert über der Manschette und fixieren mit einem 10-0 Nylonnaht. (1B) </li><li> Teilen Sie den rechten M. sternocleidomastoideus mit bipolaren Elektrokauter, um die Arteria carotis communis freizulegen. Umfänglich mobilize die Arterie zum distalen esten Punkt innerhalb der Halsregion kranial. Dies wird unter Verwendung stumpf des Gefäßes mit einer Pinzette, um Weichgewebe und umgebende Adventitia entfernen bewerkstelligt. </li><li> Verwenden 6-0 Seidennaht, Ligat und teilen Sie die Halsschlagader. Übergeben Sie die Arterie durch das Lumen eines vorgeschnittenen Polyimid-Manschette und fixieren Sie das Modul mit einer Bulldogge mikrovaskulären Klemme möglichst nahe an der Thoraxapertur wie möglich. Teilen Sie das Gefäß distal, sanft erweitern sich das Schiff mit Hilfe eines mikro Dilatator, Evert über der Manschette und fixieren mit einem 10-0 Nylonnaht. (1B) HINWEIS: Die spezifische mikro Dilatator ist in der Tabelle der spezifischen Reagenzien und Instrumente beschrieben. </li></ol> 3. Allograft Inset <ol><li> Pflegen Standard sterile Instrumente und sterile Handschuhe, um das Allograft im Empfängerhalsbereich in einem auf den Kopf und Schräglage zu platzieren. </li><li> Als nächstes legen Sie die Geber absteigend aortic Lumen über den arteriellen Manschetten Konstrukt des Empfängers und fixieren Sie sie mit einem 10-0 Nylonfaden (Abbildung 1C und 1D). </li><li> Mode die gleiche Anastomose, wie in Schritt 3.2 zwischen Spender Lungenarterie und umgestülpte äußere Jugularvene Tulpe Konstrukt der Empfängermaus (Abbildung 1C und 1D). </li><li> Entfernen Sie zunächst venöse Mikrogefäßklemme (äußere Jugularvene Klemme) und lassen Sie die Arterienklemme (Arteria carotis communis Klemme). Während arterielle Reperfusion, inspizieren die Gesamtheit der Allograft, jede Blutung anzugehen. Wenn Blutungen visualisiert, erneut die Arterienklemme, um den Blutverlust zu minimieren und reduzieren die Blutungsquelle mit bipolaren Elektrokauter. </li><li> Überprüfen Sie das Transplantat und sicherzustellen, Blutstillung. Freizugeben und den arteriellen Mikrogefäßklemme vollständig zu entfernen. Beachten Sie die Herzen, um Anzeichen von Reperfusion, die sofort erkennbar mit schnellen Volumenausdehnung der Herzkammern sein wird zeigen, und warten Sie, bEssen innerhalb von 0,5-1 min beginnen. Verwenden Sie warmes Salzlösung (35 ° Celsius), um das Herz zu befeuchten. </li><li> Drapieren der Brustwand in eine anatomische Position, um nicht jegliche Quetschungen oder Spannungen an den Anastomosen induzieren. Schließen Sie die Haut des Operationswunde wird mit 6-0 kontinuierlichen Nylonnähten (1E). </li></ol> 4. Nachsorge <ol><li> Verwalten einer 0,3 ml physiologischer Kochsalzlösung intraperitoneal Flüssigkeit Bolus unmittelbar postoperativ zum Flüssigkeitsersatz. </li><li> Dann subkutan injizieren Buprenorphin (0,1 mg / kg) und Enrofloxacin (5 mg / kg) für die Schmerzen und Infektionsprophylaxe sind. </li><li> Legen Sie das Tier unter einer Wärmelampe bis zum Erwachen aus der Narkose und zum Brustlage. Während der Wiederherstellung überprüfen Sie den Hals, um den flimmernden Herzschlag der Allograft eine angemessene Allograft-Perfusion zu visualisieren. </li><li> Einmal wach und in der Rückenlage, zurück mit der Maus auf einen separaten Käfig (ohne die Gesellschaft von anderen Mäusen), Wo sie Nahrung und Wasser ad libitum erhalten. Wegen einer temporären geringfügige einschränkende Bewegung des rechten oberen Extremität, hinterlassen Sie eine Gelatinenahrungsquelle auf dem Boden des Käfigs. </li><li> Beachten Sie die Empfängermaus 1 h postoperativ und dann wieder in den Käfig Einrichtung, wo sie Nahrung und Wasser ad libitum erhalten und wird drei Mal pro Tag für die ersten 24 Stunden für die Aktivität und Nahrungsaufnahme untersucht. Überwachen Mäuse auf Zeichen von Schmerz und Leid und Wieder Dosis Buprenorphin (0,1 mg / kg) subkutan zweimal am Tag für die ersten 72 Stunden benötigt werden. Untersuchen Sie die Tiere danach täglich und wiegen sie jede Woche. </li><li> Beraten Sie sich mit einer tierärztlichen Mitarbeiter, wenn irgendwelche Mäuse zeigen Anzeichen von Schmerzen, Qualen, oder verminderte Futteraufnahme. Betrachten frühen Euthanasie (in unserem Protokoll der Euthanasie Technik verwendet CO 2 Dosierung für 7 min, gefolgt durch Genickbruch). </li><li> Aufhören des Transplantatherzschlag wird als spezifische Endpunkt definiert Führung mit der Maus zu sein sacrificed. </li></ol>

The authors do not have any conflicts of interest or financial disclosures to declare.

Es gibt eine Vielzahl von Phänomenen, die in der immunologischen Untersuchung der Allotransplantation, die umfassen Faktor sind jedoch nicht auf Mechanismen von akuten und chronischen Abstoßung, direkte und indirekte Antigen-Präsentation, Empfänger Sensibilisierung oder die Induktion eines gemischten Chimärismus beschränkt. 19 Tiermodelle geworden der Goldstandard für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie und Mausmodelle werden im Volksmund wegen ihrer geringen Kosten, Verfügbarkeit transge...

Cardiac transplantation is the treatment of choice for end-stage heart failure. Both technical advancements and pharmacological innovations have propelled the field to early graft acceptance rates above 90%.12,13 Despite this, 60-80% 5-year graft survival is at a standstill and chronic rejection, characterized by transplant vasculopathy, remains inevitable.14-16 Furthermore, patients are subjected to multiple surgical procedures and lifelong immunosuppression, which are associated with chest wall deformities and medical sequelae and toxicities, respectively. The need for innovative approaches to extend allograft survival, minimize the immunosuppressive requirements, and offer reconstructive options for anatomical deformities is pressing.
Vascularized composite allotransplantation offers a unique strategy for improving heart transplant outcomes both from an immunological aspect as well as a reconstructive perspective.17 Vascularized composite allografts are also unique in a way that they have an inherent source of donor-derived hematopoietic stem cells which has shown a favorable ability to reduce immunosuppression and induce and sustain mixed chimerism.1-8 Additionally, co-transplantation of the thymus has shown to prolong survival of both, solid organ transplants and vascularized composite allografts.2,9-11 Combining these strategies with heart transplantation offers a novel solution to the aforementioned challenges facing heart transplantation.18
Murine models serve as excellent platforms for mechanistic in vivo investigation because of the availability of antibodies and well-defined inbred and knockout strains.19-21 Although heart transplantation in mice is commonly studied using a heterotopic intraabdominal microsurgical suture transplant model22-25, a heterotopic, cervical, non-suture cuff technique model has shown to be extremely replicable, reliable, and carries fewer rates of thrombosis.19,26,27 The goal of this study is to develop a heterotopic en bloc osteomyocutaneous chest wall, thymus, and heart transplant technique in mice to study the immunological mechanisms of combined solid organ and vascularized composite allotransplantation using a cervical non-suture cuff technique. This cluster allograft is perfused through the anastomosis of the donor descending aorta to the right common carotid artery and the donor pulmonary artery to the right external jugular vein. Preservation of the internal thoracic vessels and associated thymus branches is paramount to perfusing the chest wall (sternum, ribs, muscles, and skin) and thymus.

<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Euro-Collins Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500ml solution add the ingredient listed below to a 330ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500ml. 
			Ingredients: 1.02g KH2PO4, 3.66g K2HPO4, 0.56g KCl, 0.42g NaHCO3, and 17.52g of glucose.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td>Ethilon</td>
			<td>MWI 72667</td>
			<td>6-0 Ethilon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td>Microsurgery Instruments, Inc.</td>
			<td>10-0 Nylon</td>
			<td>10-0 Nylon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyimide Cuff Vein (21G)</td>
			<td>Vention Medical</td>
			<td>141-0043</td>
			<td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyimide Cuff Artery (24G)</td>
			<td>Vention Medical</td>
			<td>141-0027</td>
			<td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft plastic tip catheter</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>SR*OX2419CA</td>
			<td>24G x 3/4&#34;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical dilator</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>D-5a.1</td>
			<td>Dilator, 11cm, FH, 0.1mm AT10d</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a novel microsurgical model for heterotopic, en bloc chest wall, thymus, and heart transplantation in mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

Syngenen C57BL / 6-Transplantationen erreicht langfristige Überleben. Das Design des Allotransplantat (Abbildung 1) als erfolgreich erwiesen, die von einem Tier Überleben Perspektive und die Fähigkeit zur kontinuierlichen Transplantatüberleben zu bewerten. Dies wurde durch darüber liegende Haut nachgewiesen verbleibenden lebensfähigen, aktiven laufenden Allograft Haarwachstum und Herzschläge konnten mit Visualisierung und Finger Palpation bewertet werden. Überlebensdaten werden in</stron...

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A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

9.2K Aufrufe.  Johns Hopkins University School of Medicine. To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Serie: A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Forschung

Medizin

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.
Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Heterotope Renal Autotransplantation in einem Schweine-Modell: Eine Schritt-für-Schritt-Protokoll

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality ...

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

Kardiopulmonalen Bypass in einem Mausmodell: ein neuer Ansatz

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

Ein vereinfachtes Modell für die heterotope Herzklappentransplantation bei Nagetieren

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Ein porcines heterotopes Herztransplantationsprotokoll für die Abgabe von Therapeutika an ein kardiales Allotransplantat

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...