Name: a novel microsurgical model for heterotopic, en bloc chest wall, thymus, and heart transplantation in mice
Uploaded: 2016-01-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 24 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice at JoVE.com

This work was funded by the American Association of Plastic Surgeons 2014 Academic Scholar Award.

Alle operativen Eingriffe wurden in Übereinstimmung mit der Johns Hopkins University und den Vereinigten Staaten Department of Agriculture and Public Health Service Anforderungen abgeschlossen ist. Dieses Protokoll folgt der Johns Hopkins University Animal Care und Verwenden Ausschuss billigte Institutional Review Board Richtlinien (Protokollnummer M013M490). Endgültigen Überlebensdaten wurden für die unten beschriebenen chirurgischen Verfahren aufgezeichnet. Spender und Empfänger Tiere erhalten vorbeugende Anästhesie mit Buprenorphin bei 0,1 mg / kg sc eine Stunde vor der Operation und in der Empfängertier Buprenorphin in der gleichen Dosis nach der Transplantation erneut verabreicht und erneut dosiert, wie in den ersten 48 Stunden benötigten nach der Operation. 1. Donor Allograft Rettung Hinweis: Beginnen Sie den Geberteil des Transplantates 40 Minuten früher als die Empfänger der Transplantation an Empfänger Anästhesiezeit zu minimieren und gleichzeitig eine Endzeit oder leicht Ohr zu erleichternlier Endzeit gegenüber dem Empfänger Vorbereitung. <ol><li> Verwenden Sie Standard-sterile mikrochirurgische Instrumente und sterile Handschuhe für das Verfahren. Unser Labor verwendet Autoklaven Sterilisation von mikrochirurgischen Instrumenten. </li><li> Betäuben die Spendermaus (männlich) mit Isofluran Induktions Verdampfer bei 4%. Verwendung atraumatischer mechanische Knipser entfernen Sie die Haare von der Hals-, Brust- und Bauchbereich. Legen Sie das Tier in Rückenlage und zu pflegen Isofluran auf 1-2% durch einen Nasenkegel. Für ausreichende Anästhesie während des gesamten Verfahrens durch periodische Bewertung der Zehe Prise Rückzug Reflex. </li><li> Vor der Hautschnitt, die weithin die operative Vorbereitung, indem Povidoniod antiseptische gefolgt von Isopropylalkohol mit einem sterilen Wattestäbchen. </li><li> Beginnen Sie mit einer oberflächlichen Querhautschnitt mit einer Schere in der Hals- und Bauchhaut. Verbinden Sie die beiden Einschnitte bilateral entlang der mittleren Axillarlinie Linien. </li><li> Mit Hilfe mikrochirurgischen Zangesezieren die Halsregion auf bilateraler Ebene zu identifizieren, zu ligieren, und teilen Sie die externen Jugularvenen mit 6-0 Seidennaht und Schere. Dann mit Elektrokauter teilen die sternocleidomastoideus, um die internen Jugularvenen und Arteria carotis communis bilateral freizulegen. Übergeben Sie einen 6-0 Seidennaht unter dem linksseitigen und dem rechtsseitigen A. carotis und Vena jugularis interna in Groß Mode. HINWEIS: Es wird gebunden und später in Schritt 1.9 aufgeteilt. </li><li> Stark unterteilen die Halsmuskulatur und die damit verbundenen lockeren Zellgewebe, um die Luftröhre befindet vorderen, mit einer Schere, um die übrigen Anhänge der HWS zu befreien. </li><li> Verwendung von bipolaren Elektrokauter und scharfe Dissektion, teilen Sie die großen Brustmuskeln und Schlüsselbeine, um die Schlüsselbeingefäße und Ligat (6-0 Seidennaht) freizulegen und teilen proximal. </li><li> Als nächstes sanft, erfassen und das Tier Penis zurückzuziehen. Entlang des Rückens des Penis visualisieren die dorsale Vene des Penis, und desinfizieren Sie dieRegion mit Isopropylalkohol. Verwendung einer 30-G Nadel injiziert 30.000 Einheiten Heparin intravenös durch die dorsale Vene und erlauben den Penis wieder in seine ursprüngliche Position zurückweichen. Teil Leckage der Heparinlösung in das umgebende Gewebe auftreten. </li><li> Mit den zuvor platzierten Groß Krawatten um Arteria carotis communis und V. jugularis interna, abzubinden und teilen die Strukturen, auf bilateraler Ebene. </li><li> Nächste Verwendung einer Schere, um eine Quer intrabdominal Einschnitt zu machen. Ausweiden den Darm, um die infrahepatische unteren Hohlvene zu entlarven und zu injizieren 2 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung in die infrahepatische unteren Hohlvene. Stellen Sie sicher, die richtige Injektions durch die Visualisierung der Leber Verfärbung und Aufhören der Herzschlag vor der vorrückenden zum folgenden Schritt. HINWEIS: Euro-Collins-Lösung wird in unserem Labor hergestellt, siehe Tabelle der spezifischen Reagenzien und Instrumenten. </li><li> Mit einer Schere Zugriff auf die intrathorakalen Hohlraum über eine bilaterale DIAPHragmatic Einschnitt von der exponierten Bauch. Verlängern Sie den Schnitt durch die Zwischenrippenmuskeln und Rippen kranial. Reflect Brustwand Aussetzen der Herz, Thymus, und der großen Gefäße bei gleichzeitig Erhaltung der Brustwandgefäße entlang der Brustwand. </li><li> Spritzen Sie die suprahepatischen untere Hohlvene mit 4 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung. </li><li> Identifizieren Sie die Wurzel der Aorta und Spuren distal zu der absteigenden Aorta. Scharf geschnittenen der absteigenden Aorta (Erhaltung maximaler Länge). </li><li> Identifizieren Sie den Truncus pulmonalis und teilen proximal ihrer Verzweigungspunkt (Erhaltung maximaler Länge). Dann mit 2 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung, spülen Sie den Truncus pulmonalis und des Herzens, indem Sie einen weichen Kunststoffspitze Katheter in das Lumen des Lungenstamm. </li><li> Unter Verwendung einer 6-0 Seidennaht, Ligat und teilen Sie die untere Hohlvene, Zusammenfluss der Lungenvenen und Zubehör Zweige der bilateralen oberen Hohlvene. Dann erhöhenund zu sezieren das Herz kopfwärts von den Anlagen entlang der Hauptstamm Bronchien und Luftröhre mit Sorgfalt die Atemwege nicht zu geben. Mit scharfen und bipolare Elektrokauter sezieren die Brustwand, Thymus, Herz und vollständig aus dem Spendermaus befreiend es. </li><li> Schließlich schneiden Sie die Allograft Brustwand ex vivo auf eine kleinere Größe, mit einer Schere entlang des Brustbeins und Seiten costae, mit darauf, dass die Brustwandgefäße (Abbildung 1A) zu stören. Einer Blutung zu minimieren folgenden Revaskularisation zu verwenden bipolare Elektrokauterisierung entlang der Grenzen des osteomusculocutaneous Brustbeins. </li><li> Legen Sie das Allograft in 10 ml kaltem (4 ° Celcius) Euro-Collins-Lösung, wenn der Empfänger nicht zu Einsatz vorbereitet. Allerdings, wenn der Empfänger bereit für Einsatz ist, übertragen Sie die Allograft direkt auf das Operationsfeld Empfänger. </li></ol> 2. Empfänger Vorbereitung Hinweis: Um die Empfänger Anästhesie Zeit zu minimieren,beginnen den Empfänger Zubereitung in einer separaten Betriebsstation ca. 40 min vor der Fertigstellung des Spenders Allograft-Ernte. <ol><li> Verwenden Sie einen separaten Satz von Standard sterile mikrochirurgische Instrumente und sterile Handschuhe für das Verfahren. </li><li> Betäuben den Empfänger-Maus (männlich oder weiblich) mit Isofluran Induktions Verdampfer bei 4%. Verwendung atraumatischer mechanische Knipser entfernen Sie die Haare von der rechten Hals- und Brustbereich. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der Rückenlage und den Winkel der rechten oberen Extremität leicht inferior Bildung einer 110-Grad-Winkel zwischen dem Kopf und der rechten oberen Extremität. Pflegen Narkose auf 1-2% Isofluran durch einen Nasenkegel. </li><li> Zeigen Erdölaugensalbe auf den Mausaugen mit einem Wattestäbchen. Vor der Hautschnitt, weit bereiten die Operationsstelle mit Povidon-Jod antiseptisch, gefolgt von Isopropylalkohol. </li><li> Mit einer Schere, einen Hautschnitt von der Mittellinie entlang der rechten unteren border des Unterkiefers und verlängern die Inzision infero-seitlich nach rechts Thoraxbereich. Verwendung stumpf mit mikrovaskulären Pinzetten, mobilisieren die äußere Jugularvene durch in Umfangsrichtung frei Schiffes von Weichgewebe und Adventitia. Teilen Sie Alle Branchen mit Elektrokauter, und entfernen Sie den rechten Lappen der Unterkieferspeicheldrüse mit scharfer Präparation und Elektrokauter, um Freiraum für die Allograft. </li><li> Stellen Sie sicher, genug Länge des externen Halsschlagader, um eine Manschette umzustülpen über und ligieren die externe Halsschlagader mit einer 6-0 Seidennaht. Legen Sie die Vene durch das Lumen eines vorgeschnittenen Polyimid-Manschette und verwenden Sie eine Bulldogge mikrovaskulären Haken, um den Behälter-Manschette Komplex zu fixieren. Dann mit einer Schere, proximal unterteilen die äußere Jugularvene, Evert über der Manschette und fixieren mit einem 10-0 Nylonnaht. (1B) </li><li> Teilen Sie den rechten M. sternocleidomastoideus mit bipolaren Elektrokauter, um die Arteria carotis communis freizulegen. Umfänglich mobilize die Arterie zum distalen esten Punkt innerhalb der Halsregion kranial. Dies wird unter Verwendung stumpf des Gefäßes mit einer Pinzette, um Weichgewebe und umgebende Adventitia entfernen bewerkstelligt. </li><li> Verwenden 6-0 Seidennaht, Ligat und teilen Sie die Halsschlagader. Übergeben Sie die Arterie durch das Lumen eines vorgeschnittenen Polyimid-Manschette und fixieren Sie das Modul mit einer Bulldogge mikrovaskulären Klemme möglichst nahe an der Thoraxapertur wie möglich. Teilen Sie das Gefäß distal, sanft erweitern sich das Schiff mit Hilfe eines mikro Dilatator, Evert über der Manschette und fixieren mit einem 10-0 Nylonnaht. (1B) HINWEIS: Die spezifische mikro Dilatator ist in der Tabelle der spezifischen Reagenzien und Instrumente beschrieben. </li></ol> 3. Allograft Inset <ol><li> Pflegen Standard sterile Instrumente und sterile Handschuhe, um das Allograft im Empfängerhalsbereich in einem auf den Kopf und Schräglage zu platzieren. </li><li> Als nächstes legen Sie die Geber absteigend aortic Lumen über den arteriellen Manschetten Konstrukt des Empfängers und fixieren Sie sie mit einem 10-0 Nylonfaden (Abbildung 1C und 1D). </li><li> Mode die gleiche Anastomose, wie in Schritt 3.2 zwischen Spender Lungenarterie und umgestülpte äußere Jugularvene Tulpe Konstrukt der Empfängermaus (Abbildung 1C und 1D). </li><li> Entfernen Sie zunächst venöse Mikrogefäßklemme (äußere Jugularvene Klemme) und lassen Sie die Arterienklemme (Arteria carotis communis Klemme). Während arterielle Reperfusion, inspizieren die Gesamtheit der Allograft, jede Blutung anzugehen. Wenn Blutungen visualisiert, erneut die Arterienklemme, um den Blutverlust zu minimieren und reduzieren die Blutungsquelle mit bipolaren Elektrokauter. </li><li> Überprüfen Sie das Transplantat und sicherzustellen, Blutstillung. Freizugeben und den arteriellen Mikrogefäßklemme vollständig zu entfernen. Beachten Sie die Herzen, um Anzeichen von Reperfusion, die sofort erkennbar mit schnellen Volumenausdehnung der Herzkammern sein wird zeigen, und warten Sie, bEssen innerhalb von 0,5-1 min beginnen. Verwenden Sie warmes Salzlösung (35 ° Celsius), um das Herz zu befeuchten. </li><li> Drapieren der Brustwand in eine anatomische Position, um nicht jegliche Quetschungen oder Spannungen an den Anastomosen induzieren. Schließen Sie die Haut des Operationswunde wird mit 6-0 kontinuierlichen Nylonnähten (1E). </li></ol> 4. Nachsorge <ol><li> Verwalten einer 0,3 ml physiologischer Kochsalzlösung intraperitoneal Flüssigkeit Bolus unmittelbar postoperativ zum Flüssigkeitsersatz. </li><li> Dann subkutan injizieren Buprenorphin (0,1 mg / kg) und Enrofloxacin (5 mg / kg) für die Schmerzen und Infektionsprophylaxe sind. </li><li> Legen Sie das Tier unter einer Wärmelampe bis zum Erwachen aus der Narkose und zum Brustlage. Während der Wiederherstellung überprüfen Sie den Hals, um den flimmernden Herzschlag der Allograft eine angemessene Allograft-Perfusion zu visualisieren. </li><li> Einmal wach und in der Rückenlage, zurück mit der Maus auf einen separaten Käfig (ohne die Gesellschaft von anderen Mäusen), Wo sie Nahrung und Wasser ad libitum erhalten. Wegen einer temporären geringfügige einschränkende Bewegung des rechten oberen Extremität, hinterlassen Sie eine Gelatinenahrungsquelle auf dem Boden des Käfigs. </li><li> Beachten Sie die Empfängermaus 1 h postoperativ und dann wieder in den Käfig Einrichtung, wo sie Nahrung und Wasser ad libitum erhalten und wird drei Mal pro Tag für die ersten 24 Stunden für die Aktivität und Nahrungsaufnahme untersucht. Überwachen Mäuse auf Zeichen von Schmerz und Leid und Wieder Dosis Buprenorphin (0,1 mg / kg) subkutan zweimal am Tag für die ersten 72 Stunden benötigt werden. Untersuchen Sie die Tiere danach täglich und wiegen sie jede Woche. </li><li> Beraten Sie sich mit einer tierärztlichen Mitarbeiter, wenn irgendwelche Mäuse zeigen Anzeichen von Schmerzen, Qualen, oder verminderte Futteraufnahme. Betrachten frühen Euthanasie (in unserem Protokoll der Euthanasie Technik verwendet CO 2 Dosierung für 7 min, gefolgt durch Genickbruch). </li><li> Aufhören des Transplantatherzschlag wird als spezifische Endpunkt definiert Führung mit der Maus zu sein sacrificed. </li></ol>

The authors do not have any conflicts of interest or financial disclosures to declare.

Es gibt eine Vielzahl von Phänomenen, die in der immunologischen Untersuchung der Allotransplantation, die umfassen Faktor sind jedoch nicht auf Mechanismen von akuten und chronischen Abstoßung, direkte und indirekte Antigen-Präsentation, Empfänger Sensibilisierung oder die Induktion eines gemischten Chimärismus beschränkt. 19 Tiermodelle geworden der Goldstandard für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie und Mausmodelle werden im Volksmund wegen ihrer geringen Kosten, Verfügbarkeit transge...

Cardiac transplantation is the treatment of choice for end-stage heart failure. Both technical advancements and pharmacological innovations have propelled the field to early graft acceptance rates above 90%.12,13 Despite this, 60-80% 5-year graft survival is at a standstill and chronic rejection, characterized by transplant vasculopathy, remains inevitable.14-16 Furthermore, patients are subjected to multiple surgical procedures and lifelong immunosuppression, which are associated with chest wall deformities and medical sequelae and toxicities, respectively. The need for innovative approaches to extend allograft survival, minimize the immunosuppressive requirements, and offer reconstructive options for anatomical deformities is pressing.
Vascularized composite allotransplantation offers a unique strategy for improving heart transplant outcomes both from an immunological aspect as well as a reconstructive perspective.17 Vascularized composite allografts are also unique in a way that they have an inherent source of donor-derived hematopoietic stem cells which has shown a favorable ability to reduce immunosuppression and induce and sustain mixed chimerism.1-8 Additionally, co-transplantation of the thymus has shown to prolong survival of both, solid organ transplants and vascularized composite allografts.2,9-11 Combining these strategies with heart transplantation offers a novel solution to the aforementioned challenges facing heart transplantation.18
Murine models serve as excellent platforms for mechanistic in vivo investigation because of the availability of antibodies and well-defined inbred and knockout strains.19-21 Although heart transplantation in mice is commonly studied using a heterotopic intraabdominal microsurgical suture transplant model22-25, a heterotopic, cervical, non-suture cuff technique model has shown to be extremely replicable, reliable, and carries fewer rates of thrombosis.19,26,27 The goal of this study is to develop a heterotopic en bloc osteomyocutaneous chest wall, thymus, and heart transplant technique in mice to study the immunological mechanisms of combined solid organ and vascularized composite allotransplantation using a cervical non-suture cuff technique. This cluster allograft is perfused through the anastomosis of the donor descending aorta to the right common carotid artery and the donor pulmonary artery to the right external jugular vein. Preservation of the internal thoracic vessels and associated thymus branches is paramount to perfusing the chest wall (sternum, ribs, muscles, and skin) and thymus.

<table><tbody><tr><td>Euro-Collins Solution</td><td></td><td></td><td>The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500 ml solution add the ingredient listed below to a 330 ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170 ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500 ml.&lt;br/&gt; Ingredients: 1.02 g KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 3.66 g K&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 0.56 g KCl, 0.42 g NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, and 17.52 g of glucose.</td></tr><tr><td>Suture</td><td>Ethilon</td><td>MWI 72667</td><td>6-0 Ethilon


https://www.mwivet.com (MWI - Veterinary Supplies)</td></tr><tr><td>Polyimide Cuff Vein (21G)</td><td>Vention Medical</td><td>141-0043</td><td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td></tr><tr><td>Polyimide Cuff Artery (24G)</td><td>Vention Medical</td><td>141-0027</td><td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td></tr><tr><td>Soft plastic tip catheter</td><td>Terumo</td><td>SR*OX2419CA</td><td>24G x 3/4&quot;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Microsurgical dilator</td><td>S&amp;amp;T</td><td>D-5a.1</td><td>Dilator, 11 cm, FH, 0.1 mm AT10d</td></tr></tbody></table>

a novel microsurgical model for heterotopic, en bloc chest wall, thymus, and heart transplantation in mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

Syngenen C57BL / 6-Transplantationen erreicht langfristige Überleben. Das Design des Allotransplantat (Abbildung 1) als erfolgreich erwiesen, die von einem Tier Überleben Perspektive und die Fähigkeit zur kontinuierlichen Transplantatüberleben zu bewerten. Dies wurde durch darüber liegende Haut nachgewiesen verbleibenden lebensfähigen, aktiven laufenden Allograft Haarwachstum und Herzschläge konnten mit Visualisierung und Finger Palpation bewertet werden. Überlebensdaten werden in</stron...

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A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

9.2K Aufrufe.  Johns Hopkins University School of Medicine. To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Serie: A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Forschung

Biologie

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Medizin

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

Optimierung der Manschettentechnik für DieMurine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Immunologie und Infektion

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...