Name: Serie: Use of Enzymatic Biosensors to Quantify Endogenous ATP or H2O2 in the Kidney
Uploaded: 2015-10-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min
Description: 11.9K Aufrufe. Medical College of Wisconsin. Enzymatic microelectrode biosensors enable real-time measurements of extracellular cell signaling in biologically-relevant concentrations. The following protocols extend the applications of biosensors to the ex vivo and in vivo detection of ATP and H2O2 in the kidney.

Wir schätzen Sarissa Biomedical für ihre Arbeit bei der Entwicklung der in der vorliegenden Manuskript verwendeten Sensoren. Diese Forschung wurde von der National Heart, Lung unterstützt, and Blood Institute gewährt HL108880 (A. Staruschenko), HL 116264 (A. Cowley) und HL 122662 (A. Staruschenko und A. Cowley), ein Projekt des Medical College of finanziert Wisconsin Komitee Forschung Angelegenheiten # 9306830 (O. Palygin) und Vorschieben eines gesünderen Wisconsin Forschungs- und Ausbildungsprogramm # 9520217, und das Young Investigator Grants des National Kidney Foundation (O. Palygin).

Folgende Tierverfahren im Rahmen der NIH Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren eingehalten werden. Vorherige Genehmigung wurde von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) erhalten. HINWEIS: Lesen der Sensorherstellers soll während des Versuchs-Design und vor ihrer Verwendung erfolgen. Im Anschluss an diese Anweisungen werden optimale Ergebnisse zu erzielen, wenn Sie die Sensoren. 1. Sensorkalibrierung <ol><li> Frische Stammlösungen vor dem Beginn des Experiments. </li><li> Erstellen Puffer A enthaltend 10 mM NaPi-Puffer, 100 mM NaCl, 1 mM MgCl 2 und 2 mM Glycerin. Den pH-Wert auf 7,4 unter Verwendung von NaOH. Bei 2-8 ° C. </li><li> Mit Hilfe eines Aktien ATP-Konzentration (100 mM) bei -20 ° C gelagert werden, erstellen Sie einen frischen 10 mM ATP Kalibrierungslösung durch Zugabe von 10 &amp; mgr; l Lager bis 90 &amp; mgr; l Puffer A </li><li> Rehydrieren die ATP-Sensor durch Anordnen seiner Spitze (2) in ter Rehydratisierung Kammer mit Puffer A für mindestens 10 min bei 2-8 ° C. HINWEIS: Nach Rehydratisierung sollten die Sensoren nicht der Luft für mehr als 20 Sekunden ausgesetzt werden, oder die Empfindlichkeit des Sensors verringert werden. Wenn Langzeitbelichtungen, um Luft zu erwarten sind, tauchen Sie den Sensor kurz in eine Lösung von Glycerin. Die Sensoren können für mehrere Experimente verwendet werden, aber diese müssen auf dem gleichen Tag wie Sensor Rehydratisierung auftreten. Die Sensoren können in der Rehydratisierung Kammer mit Puffer A bis zu 24 Stunden gelagert werden. </li><li> Schalten Sie den Dual-Channel-Potentiostaten (Abbildung 3) und starten Sie die Aufnahme-System-Software. </li><li> Eine Eichkammer mit 3 ml Puffer A Legen Sie die Referenz-Elektrode in die Eichkammer. Nehmen Sie jede Sensor aus der Rehydrierung Kammer, dann verbinden Sie es mit dem Manipulator und fügen diesen in die Kalibrierkammer Lösung. HINWEIS: Verwenden Sie eine Standard-Silikon beschichtete Petrischale als Kalibrierkammer. Führen Sie alle Kalibrierungen und studies in einem Faradayschen Käfig auf einem Hochleistungslabor Lufttisch um das Signalrauschen während der Amperometrie-Aufnahmen (Abbildung 4) zu reduzieren. Kalibrierungen werden am besten so nah an den Beginn der Datensammlung wie möglich durchgeführt. Für die in vivo-Anwendungen der optimale Zeitpunkt für die Kalibrierung ist bei der Tier Erholung nach der Operation Zeitraum. </li><li> Ex-vivo-Kalibrierung <ol><li> Zuführen Cyclovoltammetrie in der Kalibrierungskammer durch zyklisches die Sensoren von -500 mV bis +500 mV mit einer Geschwindigkeit von 100 mV / sec für 10 Zyklen. Dies die Empfindlichkeit der Sensoren erheblich verbessert. Siehe Figur 5 für die aus den 10 Zyklen beobachtet Spuren. </li><li> Polarisieren der Sensoren an +600 mV nach dem letzten Zyklus. Der Sensorstrom wird zu einer Asymptote zerfallen. Eine stetige Lektüre wird nach einem Minimum von 5 Minuten erreicht. Notieren Sie den Nullwert. </li></ol></li><li> In-vivo-Sensor-Kalibrierung <ol><li> Nicht die zyklische Voltammetrie auf die in vivo Senso auszuführenrs. Stattdessen polarisieren den Sensor in der Eichkammer 30 sec bis +500 mV. Setzen Sie dann die Potentiostaten auf 0 mV und lassen Sie den Sensorstrom zu einer Asymptote steigen. Der Sensorstrom ist mindestens 2 min auf Asymptote zu nehmen. Notieren Sie den Nullwert. </li></ol></li><li> Nacheinander hinzuzufügen Satz Mengen an ATP-Lösung in die Kammer, um eine Kalibrierungslinie umfasst eine gewünschte Erfassungsbereich zu erzeugen. Die ATP-Lösung erzeugt eine scharfe Spitze in dem Sensorsignal zunächst, gefolgt von einem Verfall wie der ATP diffundiert gleichmäßig in der Kammer. Nehmen Signalwerte, sobald der Signalpegel nach jedem ATP zusätzlich stabilisiert. 6A und 7 zeigen Spuren und schlug vor, ATP-Konzentrationen sowohl für ex vivo und in vivo Studien auf. HINWEIS: Es ist wichtig, um die Selektivität der Elektroden mit Hilfe Fängern der Analyten zu bestätigen. Die vorliegende Protokoll Apyrase, um die Spezifität des ATP-Sensor und Katalase für die H &lt;testensub&gt; 2 O 2 Signal (6B). Wenn Medikamente verabreicht werden sollen, sollten Messungen ihrer Reaktivität mit den Sensoren vor der Untersuchung bestimmt werden. </li><li> In 3 ul Apyrase aus einem Vorrat von 2 mg / ml (89 UN / mg), um die Spezifität des ATP-Sensor (der Strom, der durch ATP-Anwendung hergestellt werden, sollten zu dem Null-Niveau (Abbildung 7) reduzieren zu testen. </li><li> In 3 ul von Katalase aus einem Vorrat von 2 mg / ml (100 UN / mg), um die Spezifität der Null-Sensor (der Strom, der durch H 2 O 2 produziert Anwendung sollte auf den Nullwert zu reduzieren) zu testen. </li></ol> 2. Tierchirurgie für Sensor Studies <ol><li> Chirurgie für ex vivo <ol><li> Betäuben das Versuchstier mit Isofluran (5% Induktion, 1,5 bis 2,5% Wartung) / Klasse O 2 medizinische oder einer anderen zugelassenen Methode. 15 &#39;12 Tiere müssen ständig überwacht werden, um ein angemessenes Niveau der Anästhesie zu gewährleisten. StLage Atemfrequenz und toe Prise Reaktion verwendet werden, um angemessene Betäubung bestätigen. Hinweis: Euthanize das Tier nach anerkannten IACUC Protokolle. Bei Vollendung aller nicht überleben Verfahren euthanize tief narkotisierten Tieren durch Thorakotomie Induzieren Pneumothorax den humanen Tod des Tieres 12 zu gewährleisten. </li><li> Legen Sie die Ratte auf einem temperaturgesteuerten Operationstisch in Rückenlage. Und gleichzeitig eine angemessene Narkosetiefe, einen Mittellinienschnitt von ca. 5 cm im Einklang mit der linken Niere und setzen die distalen abdominalen Aorta. </li><li> Wickeln Sie ein Ligatur um die Zöliakie und mesenterica superior Arterien und der Bauchaorta oberhalb dieser Arterien, aber nicht unterbinden. Wickeln zwei Ligaturen um die Bauchaorta unterhalb der Nierenarterien. </li><li> Klemmen Sie die Bauchaorta oberhalb der Ligaturen. Binden Sie das untere Blattschraube. Katheterisierung der abdominalen Aorta mit Polyethylenschlauch (PE50). Sichern Sie den Katheter mit dem zweiten Aorta Ligatur. </li><li> Entfernen Sie die Klemme und ligieren die mesenterialen und Zöliakie Arterien. Perfusion der Niere bei 6 ml / min mit Hanks Balanced Salt Solution bei RT für 2-3 min, bis die Niere vollständig blanchiert. </li><li> Auszuschneiden der Niere und des Katheters verbundene Abschnitt der Aorta. Legen Sie die Niere in einen 3 ml Petrischale mit Bad-Lösung gefüllt. Hinweis: Experiment-Protokoll kann bei Raumtemperatur durchgeführt werden. Die Badlösung enthält in mM: 145 NaCl, 4,5 KCl, 2 MgCl 2, 1 CaCl 2, 10 HEPES, pH 7,35 mit NaOH eingestellt. </li></ol></li><li> Chirurgie für In-vivo- <ol><li> Betäuben die Ratte mit zugelassenen IACUC Protokolle. Zur in vivo-Analyse betäuben die Ratten mit Ketamin (20 mg / kg im) und Inactin (50 mg / kg ip). Die Tiere müssen ständig überwacht werden, um eine angemessene Gabe von Betäubungsmitteln zu gewährleisten. Eine stabile Atemfrequenz und toe Prise Reaktion verwendet werden, um angemessene Betäubung bestätigen. </li><li> Nach entsprechender Anästhesietiefe zu erhaltened, legen Sie die Ratte in Rückenlage auf einer temperierten geerdeten Oberfläche auf dem Lufttisch entfernt. Sollte die Oberfläche vorgewärmt und bei 36 ° C gehalten werden. </li><li> Unter Beibehaltung richtige Narkosetiefe, stellen einen Mittellinienschnitt etwa 5 cm im Einklang mit der Niere. </li><li> Verwenden eines Fadens abgelenkt und verankern die kutanen und subkutanen Gewebe, so dass die gesamte Niere sichtbar ist. Legen Sie die Niere in einer Niere cup, alle Bewegungsartefakte zu minimieren. </li><li> Verwenden eine IV Infusion von 2% BSA 0,9% NaCl mit 1 ml / 100 g / h über die Jugularvene um das Blutvolumen aufrecht zu erhalten. Kanülieren beide Harnleiter zur Urinsammlung. Platz Krawatten um den mesenterica superior und Zöliakie Arterien und die distale Aorta für die Manipulation von renalen Perfusionsdruck (10A). </li><li> Wenn die Anwendung pharmakologischer Mittel ist während der in-vivo-Experimente benötigt wird Einführen eines interstitiellen Katheter empfohlen (10B </strong&gt;). </li></ol></li></ol> 3. Datenerfassung einrichten <ol><li> Öffnen Sie das Datenerfassungsprogramm und stellen Sie die Polarität sowohl für ex vivo und in vivo-Experimente an anodische Positive. Stellen Sie das Programm, um Daten als ASCII-Code zu speichern. </li><li> Positionieren Sie die Mikromanipulatoren zum schnellen Einsetzen der Sensoren in die Nieren. HINWEIS: Alternativ können Sie einen Dummy-Sonde mit dem Mikromanipulator angebracht, um zur Verwirklichung der gewünschten Anordnung von Sensoren. </li><li> Ex vivo Datenerfassungs- <ol><li> Perfusion der Niere mit Badlösung (ab 2.1.6) über den kanülierten Aorta bei einer konstanten Rate von 650 ul / min. Verwendung chirurgische Scheren, entfernen Sie vorsichtig die Nierenkapsel, die für Sensor Insertion erforderlich ist. </li><li> Sichern die Niere mit Gummibändern über die Niere umreift und mit Silikon beschichteten Schale mit Stiften befestigt. </li><li> Platzieren der Referenzelektrode in der Nähe der Niere in die Petrischale mit ihrer Spitze in Submersdie Pufferlösung. </li></ol></li><li> In-vivo-Datenerfassung <ol><li> Legen Sie die Niere in einer Niere Tasse. Je nach Belastung und Alter des Tieres mit einem Größe der Tasse, die die Niere locker hält. Abbildung 8 zeigt zwei Größen von Nierenschalen. Ähnliche Becher sind für verschiedene physiologische Ansätze auf der Analyse der Nierenfunktion fokussiert wie micropuncture etc 16 eingesetzt. Anmerkung: Die Position der Nieren Schale ist entscheidend, um die mechanischen Geräusche durch das Tier erzeugte Atem zu entfernen, aber nicht stören oder blockieren Nierenperfusion oder Urinflusses. </li><li> Lassen Sie 45 Minuten Erholungszeit, bevor die Datenerfassung. </li><li> Mit Hilfe eines 26-30G Nadel, machen Sie eine Einstichloch an der gewünschten Stelle und Tiefe des Sensors in der Niere. Tupfen Sie die Oberfläche Loch exsudiert Blut zu entfernen. Hinzufügen Glycerinlösung auf die Oberfläche der Niere. Dies wird die Nierenfläche vor dem Austrocknen während des Experiments zu verhindern. </li&gt; <li> Entfernen Sie den ersten Sensor von der Rehydrierung Kammer und befestigen Sie es an den Mikromanipulator. Schnell, innerhalb von 20 Sekunden, legen Sie die Elektrode in die frisch erstellten Loch in der Niere. Die Schritte 3,5-3,9 für das Null-Sensor. </li><li> Legen Sie die Referenzelektrode in die Niere, ca. 1 cm von der Sensoren. </li></ol></li><li> Einschalten des Potentiostaten und Aktivieren der Aufzeichnungsprogramm auf dem Computer, Fig. 9 zeigt die endgültige Konfiguration des ex vivo Nierendatenerfassung, Fig. 10 zeigt die endgültige Konfiguration des in vivo Nierendatenerfassung mit einem eingeführten Katheter. </li></ol> 4. Datenanalyse <ol><li> Importieren Sie die ASCII-Datendatei in Origin oder ähnliche Software. </li><li> Konzentration aktuelle Verhältnis <ol><li> Verwenden Sie die lineare Anpassung / extrapolieren-Funktion, um eine lineare Konzentration (x-Achse), um Strom zu bauen (y-Achse) Beziehung für die ATP oder H 2 </sub&gt; O 2 Kalibrierungspunkten (6 und 7). linearen Ausgleichsgeraden: y = mx + b </li></ol></li><li> Gleichzusetzen, um die aktuelle Konzentration </li><li> Subtrahieren der gemessenen Spuren des Nullsensor von denen der ATP-Sensor, um die tatsächliche durch intrazelluläres ATP erzeugten Strom zu erhalten. </li><li> Konvertieren Sie die ATP-Werte in pA durch Amperometrie an nM unter Verwendung des Kalibrierungsgleichung in 4.2.1 beschrieben. Bestimmen Sie die Konzentration des subtrahiert Datenspur des ATP-Sensor durch den Import jedes eingestellten Strom in den &quot;x&quot; -Wert und Auflösen nach y (die Konzentration des Analyten). </li><li> Genauso werden H 2 O 2 -Konzentration von seinem Kalibrierungsgleichung, wenn nötig. </li></ol>

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</ol>

Sensoren für die Videoaufzeichnung dieser Handschrift wurden von Sarissa Biomedical Limited (Coventry, UK) zur Verfügung gestellt.

Die vorliegenden Protokolle wurden entwickelt, um eine verbesserte zeitliche und räumliche Auflösung der ATP bereitzustellen und H 2 O 2 Signalisierung für ex vivo isolierten, perfundierten und in vivo durchbluteten Niere. Die Differenzen zwischen den Protokollen und den hier verwendeten Sensoren liefern eine optimale Datenerfassung entweder für pharmakologische Mittel oder physiologische Studien. Protokolle bestehen aus 1) Sensorkalibrierung, 2) chirurgische Verfahren, 3) Datenerfassung...

Enzymatische Mikroelektroden-Biosensoren (auch als Sensoren in der vorliegenden Handschrift verwiesen wird) haben ein wertvolles Werkzeug für die Untersuchung dynamischer Signalprozesse in lebenden Zellen und Geweben. Die Sensoren liefern in biologisch relevanten Konzentrationen erhöhten zeitlichen und räumlichen Auflösung von Zellsignalmoleküle. Anstelle der Entnahme und Analyse extrazellulären Flüssigkeiten in Intervallen über einen langen Zeitraum angewendet, reagieren diese Sensoren so schnell ihre Enzyme reagieren mit dem Analyten, wodurch Echtzeitmessungen 1,2. Schnelle Erkennung von interstitiellen Konzentrationen von autokrinen und parakrinen Faktoren wie Purine oder Wasserstoffperoxid und die Dynamik ihrer Freisetzung kann verwendet werden, um ein Profil für die Wirkungen von Arzneimitteln in normalen und pathologischen Bedingungen 3 einzurichten. Derzeit haben die meisten Anwendungen mit Sensoren in der Hirngewebeschnitten und Zellkulturen 4-10 gewesen. Die in dieser Handschrift Ziel, ausführliche Protokollelegen die Mittel zur Echtzeit-Konzentrationen von Analyten in Voll Nieren genau zu messen. Die folgenden Protokolle wurden entwickelt, um interstitielle ATP und H 2 O 2 Signalisierung in den Nieren zu untersuchen. In der natürlichen Umgebung der Niere wird die extrazelluläre ATP schnell von endogenen ectonucleotidases in seine Derivate (ADP, AMP und Adenosin) abgebaut. Die hier verwendeten Sensoren sind sehr selektiv, um ATP über andere Purine oder ATP-Abbauprodukte 11. Dies bietet einen großen Vorteil, denn sie ermöglicht eine genaue Überwachung der konstanten und dynamischen Konzentrationen von ATP-Freisetzung und ihre Signalfunktion. Interstitielle ATP-Konzentration wird unter Verwendung der Kombination von zwei Mikroelektroden, eine ATP-Sensor und einem Null-Sensor gemessen. Die Null-Sensor in Kombination mit Katalase-Anwendungen in der Lage ist interstitiellen H erkennen 2 O 2 -Konzentrationen 12. Die folgenden Protokolle verwenden zwei verschiedene Designs sensors, die Eigenschaften optimal für die beiden ex vivo oder in vivo-Anwendungen haben. Beide Ausführungen beruhen auf dem sequentiellen katalytische Umsetzung von Glycerinkinase und Glycerin-3-phosphat-Oxidase in einer Sensorschicht enthalten enzymatische und wird durch die Anwesenheit von ATP angetrieben. In dem Satz von Sensoren in den ex-vivo-Studien verwendet werden, H 2 O 2, dem letzten enzymatischen Reaktionsproduktes durch Oxidation auf einer Platin / Iridium (Pt-Ir) Drahtelektrode detektiert. Sensoren für In-vivo-Studien sind stattdessen auf H auf einem Mediator beschichteten Goldelektrode durchbluteten Gewebes entwickelt auf der Basis 2 O 2 -Reduktion. In 1 ist ein Schema der beiden in dieser Handschrift beschriebenen Protokollen. Die Null-Sensor ist identisch mit dem entsprechenden ATP-Sensor, außer es die gebundenen Enzyme fehlen. Daher kann, zusätzlich zu der Erfassung des H 2 O 2 mit dem Enzym Katalase, die Null-Sensor mealeistet unspezifische Interferenzen. ATP-Konzentrationen werden durch Subtrahieren der Null erfaßt unspezifische Störungen und Hintergrund H 2 O 2 aus der ATP-Sensorsignal berechnet. Mehrere Sensoren sind ebenfalls im Handel erhältlich, um andere Analyte einschließlich Adenosin, ionosine, Hypoxanthin, Acetylcholin, Cholin, Glutamat, Glucose, Lactat, D-Serin für die ex vivo-Anwendungen oder Adenosin, ionosine und Hypoxanthin für in vivo zu detektieren, wenn in Kombination mit dem entsprechenden Null Sensors. Die Fähigkeit des Sensors zur Analyten genau zu erfassen, hängt von der korrekten Vor- und Nach- Kalibrierungen 13. Dies stellt sicher, dass die Analyse berücksichtigt die Drift der Sensorempfindlichkeit, die beim Einsatz in biologischen Geweben auftritt. Der Sensor enthält ein Depot von Glycerin, das als Reagens bei der Sensor enzymatischen Reaktionen verwendet wird. Wenn der Sensor nicht in Badlösungen mit Glycerin verwendet wird, wird er im Laufe der Zeit ausgewaschen. Kürzere rufnehmen Zeiten sind dann notwendig, um die Sensordrift zu minimieren. Zusätzlich Sensor Bewuchs durch endogene Proteasen und Proteinfragmente können die Empfindlichkeit der Sensoren 14 stark vermindert. Die vorliegende Manuskript stellt die Verwendung von Mikroelektroden enzymatische Biosensoren zur ex vivo und in vivo-Nieren Zubereitungen. Echtzeit-Analyt-Quantifizierung bietet beispiellose Detail der zellulären Signaltransduktion, die neue Einblicke in die Mechanismen von Nierenerkrankungen und pharmakologische Mittel zu offenbaren kann.

<table><tbody><tr><td>Sensor Kit</td><td>Sarissa Biomedical</td><td>SBK-ATP-05-125</td><td>The kit includes storage bottle, rehydration chamber, electrode leads, and reference electrodes.&amp;nbsp; Also included with the kit is the user&#039;s choice of sensors.</td></tr><tr><td>Sarissaprobe ATP Biosensor 125 &amp;mu;m</td><td>Sarissa Biomedical</td><td>SBS-ATP-05-125</td><td>store at 2-8 &lt;sup&gt;o&lt;/sup&gt;C before use</td></tr><tr><td>Sarissagold ATP Biosensor 50 &amp;mu;m</td><td>Sarissa Biomedical</td><td>SGS-ATP-10-50</td><td>store at 2-8 &lt;sup&gt;o&lt;/sup&gt;C before use</td></tr><tr><td>Sarissaprobe null sensor 125 &amp;mu;m</td><td>Sarissa Biomedical</td><td>SBS-NUL-20-125</td><td>store at 2-8 &lt;sup&gt;o&lt;/sup&gt;C before use</td></tr><tr><td>Sarissagold null sensor 50 &amp;mu;m</td><td>Sarissa Biomedical</td><td>SGS-NUL-10-50</td><td>store at 2-8 &lt;sup&gt;o&lt;/sup&gt;C before use</td></tr><tr><td>Sarissaprobe ATP Manual</td><td>Sarissa Biomedical</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.sarissa-biomedical.com/media/31563/instructions-atp.pdf&quot;&gt;http://www.sarissa-biomedical.com/media/31563/instructions-atp.pdf&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Faraday cage&amp;nbsp;</td><td>TMC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dual channel potentiostat</td><td>Digi-Ivy</td><td>DY2021</td><td>Type II Faraday cage</td></tr><tr><td>Data acquisition program</td><td>Digi-Ivy</td><td>DY2000</td><td></td></tr><tr><td>Perfusion pump</td><td>Razel Scientific Instruments</td><td>Model R99E</td><td></td></tr><tr><td>Fiber optic illuminator</td><td>Schott</td><td>ACE 1</td><td></td></tr><tr><td>micromanipulator</td><td>Narishige</td><td>MM-3</td><td></td></tr><tr><td>micromanipulator magnetic stand</td><td>Narishige</td><td>GJ-8</td><td></td></tr><tr><td>air table</td><td>TMC</td><td>63-500</td><td></td></tr><tr><td>isoflurane ventilator</td><td>LEI Medical</td><td>M2000</td><td></td></tr><tr><td>3 ml petri dish</td><td>Fisher Scientific</td><td>S3358OA</td><td></td></tr><tr><td>needle</td><td>Santa Cruz</td><td></td><td>26-30 G</td></tr><tr><td>pins</td><td></td><td></td><td>Standard dissection pins</td></tr><tr><td>catheter</td><td></td><td></td><td>Polyethylene tubing (PE50)</td></tr><tr><td>catheter tissue glue</td><td>Vetbond</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>suture</td><td>Look</td><td>SP117</td><td></td></tr><tr><td>rubber bands</td><td></td><td></td><td>any 2-4 mm wide rubber bands</td></tr><tr><td>silicone</td><td>Momentive</td><td>RTV-615 Clear 1#</td><td></td></tr><tr><td>clamp</td><td>Fine Science Tools</td><td>18052-03</td><td></td></tr><tr><td>standard dissection kit</td><td></td><td></td><td>Kit should include scalpel and dissection sissors&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Kidney Cup</td><td></td><td></td><td>Of own design</td></tr><tr><td>standard chemicals</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ATP</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A6559-25UMO</td><td>100 mM ATP solution</td></tr><tr><td>hydrogen peroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>216763</td><td></td></tr><tr><td>glycerol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G9012</td><td></td></tr><tr><td>Apyrase</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7646</td><td></td></tr><tr><td>Catalase</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C40</td><td></td></tr><tr><td>isoflurane</td><td>Clipper</td><td>10250</td><td></td></tr><tr><td>inactin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T133</td><td></td></tr><tr><td>ketamine</td><td>Clipper</td><td>2010012</td><td></td></tr><tr><td>Hanks Balanced Salt Solution&amp;nbsp;</td><td>Gibco</td><td>14025092</td><td></td></tr></tbody></table>

use of enzymatic biosensors to quantify endogenous atp or h2o2 in the kidney

Enzymatische Mikro Biosensoren wurden weit verbreitet verwendet, um extrazelluläre Signalisierung in Echtzeit zu messen. Die meisten von ihr Einsatz zu Hirnschnitten und neuronalen Zellkulturen beschränkt. In jüngerer Zeit hat diese Technologie auf den ganzen Organen angewendet wurden. Fortschritte in der Sensordesign haben die Messung der Zellsignalisierung in durchbluteten Niere in vivo ermöglicht. Die vorliegenden Protokolle listen die erforderlichen Schritte, um ATP und H 2 O 2-Signalisierung in der Rattenniere Interstitium zu messen. Zwei separate Sensorkonstruktionen werden für die ex vivo und in vivo-Protokolle verwendet. Beide Sensortypen sind mit einer dünnen enzymatische Bioschicht auf einer Permselektivität Schicht überzogen, um schnell reagieren, empfindliche und selektive Biosensoren zu geben. Die Permselektivität Schicht schützt das Signal von den Interferenten in biologischem Gewebe, und die enzymatische Schicht die sequentielle katalytische Umsetzung von Glycerinkinase und Glycerin-3-phos nutztphosphat-Oxidase in Gegenwart von ATP, um H 2 O 2 zu produzieren. Der Satz von Sensoren für die Ex-vivo-Studien verwendet weiteren nachgewiesenen Analyten durch Oxidation von H 2 O 2 auf einer Platin / Iridium (Pt-Ir) Drahtelektrode. Die Sensoren für die in-vivo-Untersuchungen werden stattdessen auf die Reduktion von H 2 O 2 auf einen Mediator beschichteten Goldelektrode für bluteten Gewebe ausgelegt beruht. Endkonzentration Änderungen werden durch Echtzeit-Amperometrie gefolgt von Kalibrierung auf bekannte Konzentrationen des Analyten nachgewiesen. Zusätzlich kann die Spezifität des amperometrischen Signals durch den Zusatz von Enzymen wie Katalase und Apyrase, die unten H 2 O 2 und ATP entsprechend brechen zu bestätigen. Diese Sensoren stützen sich auch stark auf genaue Kalibrierungen vor und nach jedem Experiment. Die folgenden zwei Protokolle bauen das Studium der Echtzeit-Detektion von ATP und H 2O 2 in Nierengewebe, und kann weiter modifiziert werden, um die beschriebenen Verfahren zur Verwendung in anderen biologischen Präparaten oder ganzen Organen zu verlängern.

Das Design der enzymatischen Mikroelektroden-Biosensor ermöglicht die Echtzeit-Detektion von Analyten in ganzen Nieren. Die allgemeinen Versuchsplanung für die beiden ex vivo oder in vivo-Studien in 1 .Die verwendeten Sensoren veranschaulicht und die chirurgischen Verfahren davon ab, ob die Studie je ist ex vivo oder in vivo. Um reproduzierbare Ergebnisse, präzise vor und nach der Kalibrierung zu erhalten, sind kritisch. 6A zeigt eine</s...

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Use of Enzymatic Biosensors to Quantify Endogenous ATP or H2O2 in the Kidney

Enzymatic microelectrode biosensors enable real-time measurements of extracellular cell signaling in biologically-relevant concentrations. The following protocols extend the applications of biosensors to the ex vivo and in vivo detection of ATP and H2O2 in the kidney.

Verwendung enzymatischer Biosensoren auf endogenes ATP oder H Quantifizieren<sub&gt; 2</sub&gt; O<sub&gt; 2</sub&gt; In der Niere

Enzymatic microelectrode biosensors have been widely used to measure extracellular signaling in real-time. Most of their use has been limited to brain ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Use of Enzymatic Biosensors to Quantify Endogenous ATP or H2O2 in the Kidney

11.9K Aufrufe.  Medical College of Wisconsin. Enzymatic microelectrode biosensors enable real-time measurements of extracellular cell signaling in biologically-relevant concentrations. The following protocols extend the applications of biosensors to the ex vivo and in vivo detection of ATP and H2O2 in the kidney. 

Serie: Use of Enzymatic Biosensors to Quantify Endogenous ATP or H2O2 in the Kidney

Imaging Approaches to Assessments of Toxicological Oxidative Stress Using Genetically-encoded Fluorogenic Sensors

While oxidative stress is a commonly cited toxicological mechanism, conventional methods to study it suffer from a number of shortcomings, including destruction of the sample, introduction of potential artifacts, and a lack of specificity for the reactive species involved. Thus, there is a current need in the field of toxicology for non-destructive, sensitive, and specific methods that can be used to observe and quantify intracellular redox perturbations, more commonly referred to as oxidative stress. Here, we present a method for the use of two genetically-encoded fluorogenic sensors, roGFP2 and HyPer, to be used in live-cell imaging studies to observe xenobiotic-induced oxidative responses. roGFP2 equilibrates with the glutathione redox potential (EGSH), while HyPer directly detects hydrogen peroxide (H2O2). Both sensors can be expressed into various cell types via transfection or transduction, and can be targeted to specific cellular compartments. Most importantly, live-cell microscopy using these sensors offers high spatial and temporal resolution that is not possible using conventional methods. Changes in the fluorescence intensity monitored at 510 nm serves as the readout for both genetically-encoded fluorogenic sensors when sequentially excited by 404 nm and 488 nm light. This property makes both sensors ratiometric, eliminating common microscopy artifacts and correcting for differences in sensor expression between cells. This methodology can be applied across a variety of fluorometric platforms capable of exciting and collecting emissions at the prescribed wavelengths, making it suitable for use with confocal imaging systems, conventional wide-field microscopy, and plate readers. Both genetically-encoded fluorogenic sensors have been used in a variety of cell types and toxicological studies to monitor cellular EGSH and H2O2 generation in real-time. Outlined here is a standardized method that is widely adaptable across cell types and fluorometric platforms for the application of roGFP2 and HyPer in live-cell toxicological assessments of oxidative stress.

This manuscript describes the use of genetically-encoded fluorogenic reporters in an application of live-cell imaging for the examination of xenobiotic-induced oxidative stress. This experimental approach offers unparalleled spatiotemporal resolution, sensitivity, and specificity while avoiding many of the shortcomings of conventional methods used for the detection of toxicological oxidative stress.

Imaging-Ansätze zur Bewertung der toxikologischen oxidativen Stress mit genetisch codierte Fluorogenic Sensoren

While oxidative stress is a commonly cited toxicological mechanism, conventional methods to study it suffer from a number of shortcomings, including ...

Forschung

Krebsforschung

Ratiometric Biosensors that Measure Mitochondrial Redox State and ATP in Living Yeast Cells

Mitochondria have roles in many cellular processes, from energy metabolism and calcium homeostasis to control of cellular lifespan and programmed cell death. These processes affect and are affected by the redox status of and ATP production by mitochondria. Here, we describe the use of two ratiometric, genetically encoded biosensors that can detect mitochondrial redox state and ATP levels at subcellular resolution in living yeast cells. Mitochondrial redox state is measured using redox-sensitive Green Fluorescent Protein (roGFP) that is targeted to the mitochondrial matrix. Mito-roGFP contains cysteines at positions 147 and 204 of GFP, which undergo reversible and environment-dependent oxidation and reduction, which in turn alter the excitation spectrum of the protein. MitGO-ATeam is a F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) probe in which the &epsilon; subunit of the FoF1-ATP synthase is sandwiched between FRET donor and acceptor fluorescent proteins. Binding of ATP to the &epsilon; subunit results in conformation changes in the protein that bring the FRET donor and acceptor in close proximity and allow for fluorescence resonance energy transfer from the donor to acceptor.

We describe the use of two ratiometric, genetically encoded biosensors, which are based on GFP, to monitor mitochondrial redox state and ATP levels at subcellular resolution in living yeast cells.

Ratiometric Biosensors, dass die mitochondriale Redox Staats-und ATP in lebenden Hefezellen Messen

Mitochondria have roles in many cellular processes, from energy metabolism and calcium homeostasis to control of cellular lifespan and programmed cell ...

Biotechnik

A Semi-High-Throughput Adaptation of the NADH-Coupled ATPase Assay for Screening Small Molecule Inhibitors

ATPase enzymes utilize the free energy stored in adenosine triphosphate to catalyze a wide variety of endergonic biochemical processes in vivo that would not occur spontaneously. These proteins are crucial for essentially all aspects of cellular life, including metabolism, cell division, responses to environmental changes and movement. The protocol presented here describes a nicotinamide adenine dinucleotide (NADH)-coupled ATPase assay that has been adapted to semi-high throughput screening of small molecule ATPase inhibitors. The assay has been applied to cardiac and skeletal muscle myosin II's, two actin-based molecular motor ATPases, as a proof of principle. The hydrolysis of ATP is coupled to the oxidation of NADH by enzymatic reactions in the assay. First, the ADP generated by the ATPase is regenerated to ATP by pyruvate kinase (PK). PK catalyzes the transition of phosphoenolpyruvate (PEP) to pyruvate in parallel. Subsequently, pyruvate is reduced to lactate by lactate dehydrogenase (LDH), which catalyzes the oxidation of NADH in parallel. Thus, the decrease in ATP concentration is directly correlated to the decrease in NADH concentration, which is followed by change to the intrinsic fluorescence of NADH. As long as PEP is available in the reaction system, the ADP concentration remains very low, avoiding inhibition of the ATPase enzyme by its own product. Moreover, the ATP concentration remains nearly constant, yielding linear time courses. The fluorescence is monitored continuously, which allows for easy estimation of the quality of data and helps to filter out potential artifacts (e.g., arising from compound precipitation or thermal changes).

A nicotinamide adenine dinucleotide (NADH)-coupled ATPase assay has been adapted to semihigh throughput screening of small molecule myosin inhibitors. This kinetic assay is run in a 384-well microplate format with total reaction volumes of only 20 &#181;L per well. The platform should be applicable to virtually any ADP producing enzyme.

Eine semi-High-Throughput-Anpassung des NADH-gekoppelten ATPase-Assays zum Screening kleiner Molekülinhibitoren

ATPase enzymes utilize the free energy stored in adenosine triphosphate to catalyze a wide variety of endergonic biochemical processes in vivo that would ...

Biochemie

Nanosensors to Detect Protease Activity In Vivo for Noninvasive Diagnostics

Proteases are multi-functional enzymes that specialize in the hydrolysis of peptide-bonds and control broad biological processes including homeostasis and allostasis. Moreover, dysregulated protease activity drives pathogenesis and is a functional biomarker of diseases such as cancer; therefore, the ability to detect protease activity in vivo may provide clinically relevant information for biomedical diagnostics. The goal of this protocol is to create nanosensors that probe for protease activity in vivo by producing a quantifiable signal in urine. These protease nanosensors consist of two components: a nanoparticle and substrate. The nanoparticle functions to increase circulation half-life and substrate delivery to target disease sites. The substrate is a short peptide sequence (6-8 AA), which is designed to be specific to a target protease or group of proteases. The substrate is conjugated to the surface of the nanoparticle and is terminated by a reporter, such as a fluorescent marker, for detection. As dysregulated proteases cleave the peptide substrate, the reporter is filtered into urine for quantification as a biomarker of protease activity. Herein we describe construction of a nanosensor for matrix metalloproteinase 9 (MMP9), which is associated with tumor progression and metastasis, for detection of colorectal cancer in a mouse model.

Nanosensors to Detect Protease Activity In Vivo for Noninvasive Diagnostics

Proteases are tightly regulated enzymes involved in fundamental biological processes, and dysregulated protease activity drives progression of complex diseases such as cancer. This method&#39;s goal is to create nanosensors that measure protease activity in vivo by producing a cleavage signal that is detectable from host urine and discriminates disease.

Nanosensoren Protease-Aktivität In Vivo für die nicht-invasive Diagnostik zu erkennen

Proteases are multi-functional enzymes that specialize in the hydrolysis of peptide-bonds and control broad biological processes including homeostasis and ...

Metabolic Mapping: Quantitative Enzyme Cytochemistry and Histochemistry to Determine the Activity of Dehydrogenases in Cells and Tissues

Altered cellular metabolism is a hallmark of many diseases, including cancer, cardiovascular diseases and infection. The metabolic motor units of cells are enzymes and their activity is heavily regulated at many levels, including the transcriptional, mRNA stability, translational, post-translational and functional level. This complex regulation means that conventional quantitative or imaging assays, such as quantitative mRNA experiments, Western Blots and immunohistochemistry, yield incomplete information regarding the ultimate activity of enzymes, their function and/or their subcellular localization. Quantitative enzyme cytochemistry and histochemistry (i.e., metabolic mapping) show in-depth information on in situ enzymatic activity and its kinetics, function and subcellular localization in an almost true-to-nature situation.
We describe a protocol to detect the activity of dehydrogenases, which are enzymes that perform redox reactions to reduce cofactors such as NAD(P)+ and FAD. Cells and tissue sections are incubated in a medium that is specific for the enzymatic activity of one dehydrogenase. Subsequently, the dehydrogenase that is the subject of investigation performs its enzymatic activity in its subcellular site. In a chemical reaction with the reaction medium, this ultimately generates blue-colored formazan at the site of the dehydrogenase&#39;s activity. The formazan&#39;s absorbance is therefore a direct measure of the dehydrogenase&#39;s activity and can be quantified using monochromatic light microscopy and image analysis. The quantitative aspect of this protocol enables researchers to draw statistical conclusions from these assays.
Besides observational studies, this technique can be used for inhibition studies of specific enzymes. In this context, studies benefit from the true-to-nature advantages of metabolic mapping, giving in situ results that may be physiologically more relevant than in vitro enzyme inhibition studies. In all, metabolic mapping is an indispensable technique to study metabolism at the cellular or tissue level. The technique is easy to adopt, provides in-depth, comprehensive and integrated metabolic information and enables rapid quantitative analysis.

Here, we present a protocol that can be used to microscopically visualize and quantify activity of dehydrogenases in cells and tissues and its kinetics, function and subcellular localization.

Metabolische Mapping: Quantitative Enzym Cytochemistry und Histochemie die Aktivität des Dehydrogenases in Zellen und Geweben zu bestimmen

Altered cellular metabolism is a hallmark of many diseases, including cancer, cardiovascular diseases and infection. The metabolic motor units of cells ...

Immunologie und Infektion

Assessment of Mitochondrial Functions and Cell Viability in Renal Cells Overexpressing Protein Kinase C Isozymes

The protein kinase C (PKC) family of isozymes is involved in numerous physiological and pathological processes. Our recent data demonstrate that PKC regulates mitochondrial function and cellular energy status. Numerous reports demonstrated that the activation of PKC-a and PKC-&epsilon; improves mitochondrial function in the ischemic heart and mediates cardioprotection. In contrast, we have demonstrated that PKC-&alpha; and PKC-&epsilon; are involved in nephrotoxicant-induced mitochondrial dysfunction and cell death in kidney cells. Therefore, the goal of this study was to develop an in vitro model of renal cells maintaining active mitochondrial functions in which PKC isozymes could be selectively activated or inhibited to determine their role in regulation of oxidative phosphorylation and cell survival. Primary cultures of renal proximal tubular cells (RPTC) were cultured in improved conditions resulting in mitochondrial respiration and activity of mitochondrial enzymes similar to those in RPTC in vivo. Because traditional transfection techniques (Lipofectamine, electroporation) are inefficient in primary cultures and have adverse effects on mitochondrial function, PKC-&epsilon; mutant cDNAs were delivered to RPTC through adenoviral vectors. This approach results in transfection of over 90% cultured RPTC.
Here, we present methods for assessing the role of PKC-&epsilon; in: 1. regulation of mitochondrial morphology and functions associated with ATP synthesis, and 2. survival of RPTC in primary culture. PKC-&epsilon; is activated by overexpressing the constitutively active PKC-&epsilon; mutant. PKC-&epsilon; is inhibited by overexpressing the inactive mutant of PKC-&epsilon;. Mitochondrial function is assessed by examining respiration, integrity of the respiratory chain, activities of respiratory complexes and F0F1-ATPase, ATP production rate, and ATP content. Respiration is assessed in digitonin-permeabilized RPTC as state 3 (maximum respiration in the presence of excess substrates and ADP) and uncoupled respirations. Integrity of the respiratory chain is assessed by measuring activities of all four complexes of the respiratory chain in isolated mitochondria. Capacity of oxidative phosphorylation is evaluated by measuring the mitochondrial membrane potential, ATP production rate, and activity of F0F1-ATPase. Energy status of RPTC is assessed by determining the intracellular ATP content. Mitochondrial morphology in live cells is visualized using MitoTracker Red 580, a fluorescent dye that specifically accumulates in mitochondria, and live monolayers are examined under a fluorescent microscope. RPTC viability is assessed using annexin V/propidium iodide staining followed by flow cytometry to determine apoptosis and oncosis.
These methods allow for a selective activation/inhibition of individual PKC isozymes to assess their role in cellular functions in a variety of physiological and pathological conditions that can be reproduced in in vitro.

The effects of activation of protein kinase C (PKC) isozymes on mitochondrial functions associated with respiration and oxidative phosphorylation and on cell viability are described. The approach adapts adenoviral technique to selectively overexpress PKC isozymes in primary cell culture and a variety of assays to determine mitochondrial functions and energy status of the cell.

Beurteilung der mitochondrialen Funktionen und Zellviabilität in Renal Überexpression Protein Kinase C-Isoenzyme

The protein kinase C (PKC) family of isozymes is involved in numerous physiological and pathological processes. Our recent data demonstrate that PKC ...

Biologie

Measuring In Vitro ATPase Activity for Enzymatic Characterization

Adenosine triphosphate-hydrolyzing enzymes, or ATPases, play a critical role in a diverse array of cellular functions. These dynamic proteins can generate energy for mechanical work, such as protein trafficking and degradation, solute transport, and cellular movements. The protocol described here is a basic assay for measuring the in vitro activity of purified ATPases for functional characterization. Proteins hydrolyze ATP in a reaction that results in inorganic phosphate release, and the amount of phosphate liberated is then quantitated using a colorimetric assay. This highly adaptable protocol can be adjusted to measure ATPase activity in kinetic or endpoint assays. A representative protocol is provided here based on the activity and requirements of EpsE, the AAA+ ATPase involved in Type II Secretion in the bacterium Vibrio cholerae. The amount of purified protein needed to measure activity, length of the assay and the timing and number of sampling intervals, buffer and salt composition, temperature, co-factors, stimulants (if any), etc. may vary from those described here, and thus some optimization may be necessary. This protocol provides a basic framework for characterizing ATPases and can be performed quickly and easily adjusted as necessary.

Measuring In Vitro ATPase Activity for Enzymatic Characterization

We describe a basic protocol for quantitating in vitro ATPase activity. This protocol can be optimized based on the level of activity and requirements for a given purified ATPase.

Messung<em&gt; In Vitro</em&gt; ATPase Aktivität für die enzymatische Charakterisierung

Adenosine triphosphate-hydrolyzing enzymes, or ATPases, play a critical role in a diverse array of cellular functions. These dynamic proteins can generate ...

Identification of the Source of Secreted Proteins in the Kidney by Brefeldin A Injection

Chronic kidney disease (CKD) is one of the top ten leading causes of death in the USA. Acute kidney injury (AKI), while often recoverable, predisposes patients to CKD later in life. Kidney epithelial cells have been identified as key signaling nodes in both AKI and CKD, whereby the cells can determine the course of the disease through the secretion of cytokines and other proteins. In CKD especially, several lines of evidence have demonstrated that maladaptively repaired tubular cells drive disease progression through the secretion of transforming growth factor-beta (TGF-&#946;), connective tissue growth factor (CTGF), and other profibrotic cytokines. However, identifying the source and the relative number of secreted proteins from different cell types in vivo remains challenging.
This paper describes a technique using brefeldin A (BFA) to prevent the secretion of cytokines, enabling the staining of cytokines in kidney tissue using standard immunofluorescent techniques. BFA inhibits endoplasmic reticulum (ER)-to-Golgi apparatus transport, which is necessary for the secretion of cytokines and other proteins. Injection of BFA 6 h before sacrifice leads to a build-up of TGF-&#946;, PDGF, and CTGF inside the proximal tubule cells (PTCs) in a mouse cisplatin model of AKI and TGF-&#946; in&#160;a mouse aristolochic acid (AA) model of CKD. Analysis revealed that BFA + cisplatin or BFA + AA increased TGF-&#946;-positive signal significantly compared to BFA + saline, cisplatin, or AA alone. These data suggest that BFA can be used to identify the cell type producing specific cytokines and quantify the relative amounts and/or different types of cytokines produced.

<meta charset="utf8"></head><body>Identifizierung der Quelle von sezernierten Proteinen in der Niere durch Brefeldin A-Injektion

Identifying the cell type responsible for secreting cytokines is necessary to understand the pathobiology of kidney disease. Here, we describe a method to quantitatively stain kidney tissue for cytokines produced by kidney epithelial or interstitial cells using brefeldin A, a secretion inhibitor, and cell-type-specific markers.

Identifizierung der Quelle von sezernierten Proteinen in der Niere durch Brefeldin A-Injektion

Chronic kidney disease (CKD) is one of the top ten leading causes of death in the USA. Acute kidney injury (AKI), while often recoverable, predisposes ...

Bildgebung von mitochondrialem Peroxid in lebenden Hefezellen mit mtHyper7

Imaging of mtHyPer7, a Ratiometric Biosensor for Mitochondrial Peroxide, in Living Yeast Cells

Mitochondrial dysfunction, or functional alteration, is found in many diseases and conditions, including neurodegenerative and musculoskeletal disorders, cancer, and normal aging. Here, an approach is described to assess mitochondrial function in living yeast cells at cellular and subcellular resolutions using a genetically encoded, minimally invasive, ratiometric biosensor. The biosensor, mitochondria-targeted HyPer7 (mtHyPer7), detects hydrogen peroxide (H2O2) in mitochondria. It consists of a mitochondrial signal sequence fused to a circularly permuted fluorescent protein and the H2O2-responsive domain of a bacterial OxyR protein. The biosensor is generated and integrated into the yeast genome using a CRISPR-Cas9 marker-free system, for&#160;more consistent expression compared to plasmid-borne constructs.
mtHyPer7 is quantitatively targeted to mitochondria, has no detectable effect on yeast growth rate or mitochondrial morphology, and provides a quantitative readout for mitochondrial H2O2 under normal growth conditions and upon exposure to oxidative stress. This protocol explains how to optimize imaging conditions using a spinning-disk confocal microscope system and perform quantitative analysis using freely available software. These tools make it possible to collect rich spatiotemporal information on mitochondria both within cells and among cells in a population. Moreover, the workflow described here can be used to validate other biosensors.

Autor im Rampenlicht: Advancing Mitochondrial Research - mtHyper7 Biosensor für die subzelluläre Analyse 

Hydrogen peroxide (H2O2) is both a source of oxidative damage and a signaling molecule. This protocol describes how to measure mitochondrial H2O2 using mitochondria-targeted HyPer7 (mtHyPer7), a genetically encoded ratiometric biosensor, in living yeast. It details how to optimize imaging conditions and perform quantitative cellular and subcellular analysis using freely available software.

Bildgebung von mtHyPer7, einem ratiometrischen Biosensor für mitochondriales Peroxid, in lebenden Hefezellen

Mitochondrial dysfunction, or functional alteration, is found in many diseases and conditions, including neurodegenerative and musculoskeletal disorders, ...

Verwendung enzymatischer Biosensoren auf endogenes ATP oder H Quantifizieren

Zusammenfassung

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Eine semi-High-Throughput-Anpassung des NADH-gekoppelten ATPase-Assays zum Screening kleiner Molekülinhibitoren

Nanosensoren Protease-Aktivität In Vivo für die nicht-invasive Diagnostik zu erkennen

Metabolische Mapping: Quantitative Enzym Cytochemistry und Histochemie die Aktivität des Dehydrogenases in Zellen und Geweben zu bestimmen

Beurteilung der mitochondrialen Funktionen und Zellviabilität in Renal Überexpression Protein Kinase C-Isoenzyme

Messung

Identifizierung der Quelle von sezernierten Proteinen in der Niere durch Brefeldin A-Injektion

Identifizierung der Quelle von sezernierten Proteinen in der Niere durch Brefeldin A-Injektion

Bildgebung von mtHyPer7, einem ratiometrischen Biosensor für mitochondriales Peroxid, in lebenden Hefezellen