Autoren möchten National Science Foundation durch Engineering Research Center für die Revolutionierung Metallic Biomaterialien (ERC-0.812.348) und Nanotechnologie Undergraduate Education (EWG 1.242.139) für die Förderung Unterstützung danken.

Alle Protokoll folgt den Richtlinien der North Carolina A &amp; T State University Office of Research Compliance und Ethik. 1. Chemische Zubereitung für Keratin Extraction 4 <ol><li> Zur Herstellung von 1.000 ml von 2% w / v Peressigsäurelösung (PAS), unter einer Abzugshaube 20 ml Peressigsäure bis 980 ml VE-Wasser (DI). </li><li> Zur Herstellung von 1.000 ml 100 mM Tris-Base-Lösung (TBS), fügen 12,2 g Tris-Base auf 1000 ml VE-Wasser und rühren, bis vollständig gelöst. </li><li> Bereiten verdünnter Chlorwasserstoffsäure-Lösung (DHAS) in einem Abzug von 4 ml konzentrierter Salzsäure in 30 ml DI-Wasser zu gießen. </li><li> Beschaffen ca. 20 g des menschlichen Haarabschnitten, die nicht chemisch behandelt oder verändert wurden. Haare können beliebig lang sein. </li><li> Waschen Sie die Haare gründlich per Hand mit warmem Wasser und Seife. Verwenden deionisiertem (DI) Wasser für die Schlussspülung. </li><li> Legen Sie das Haar in zwei 600 ml-Becher und in einen 80 ° C oven für 1 Stunde. </li><li> Lassen Sie die Flüssigkeit aus dem Boden des Bechers und legen Sie in den Ofen zurück, bis das Haar vollständig trocken ist. </li><li> Dividieren trockene Haar gleichmäßig zwischen den 600-ml-Becher, legen 10 g Haar in jedem Becher. Nicht in den Haaren mehr als 500 ml zu füllen. </li><li> Gießen Sie 500 ml PAS in jedem Becher dafür, dass alle Haare zu bedecken. Decke das Becherglas mit Parafilm und Speicher für 12 Stunden. </li></ol> 2. Herstellung von Keratin Extraktlösung <ol><li> Trennen Sie die Haare aus dem PAS ein 500 um Sieb verwenden. Sammeln Sie die Abfall PAS in einem separaten Behälter. Spülen Sie das Haar gründlich mit VE-Wasser auf, übrig gebliebene PAS entfernen. </li><li> Setzen Sie den gespült Haar in einem 500 ml Kolben. Gießen Sie 400 ml TBS in den Kolben, um sicherzustellen, dass das Haar bedeckt ist. Danach wird der Kolben in einem Schüttelbad auf 38 ° C, 65 min-1 Std. </li><li> Nach 1 Stunde entfernen Bad Schütteln und gießen Sie die Flüssigkeit, ca. 400 ml aus Keratin Extraktionslösung (KES), into einem 1000-ml-Becher. </li><li> Gießen Sie 400 ml DI-Wasser in den Kolben die Haare enthalten, um sicherzustellen, dass das Haar bedeckt ist und legen Sie wieder in den Schüttelbad für 1 Stunde. Entfernen Sie den Kolben aus dem Schüttelbad und gießen Sie die restlichen 400 ml der KES in den 1000-ml-Becher mit dem zuvor erfassten KES. Das Haar wird nicht mehr benötigt und kann in den nächsten Papierkorb Behälter aus dem Kolben und entsorgt werden entsorgt. </li></ol> 3. Konzentration von Keratin Extraktlösung <ol><li> Füllen rotodistiller Bad in die oberste Zeile mit destilliertem Wasser und auf 90 ° C. Stellen Rotationsgeschwindigkeit auf 200 Umdrehungen pro Minute. Schalten Sie den Kühlmittelkühler-Pumpe und auf -10 ºC. </li><li> ein pH-Meter unter Verwendung der pH-Wert der KES Verwenden einer Pipette zu überwachen langsam 1 mM DHAS bis zum Erreichen eines pH 7,0 bis der KES hinzuzufügen. Rühre langsam, während die Lösung zugegeben wird. </li><li> Gießen Sie die neutralisiert KES in die 500 ml-Rundkolben bis etwa Viertel voll. Führen Sie den Brenner nach HerstellerProtokoll für 1,25 Std. <ol><li> Wiederholen Sie die Schritte 3.3 bis alle der KES destilliert worden. Stellen Sie sicher, dass der Kolben fest verbunden ist. </li></ol></li></ol> 4. Dialyse von Keratin Extraktlösung <ol><li> Gießen KES Lösung gleichmäßig in 12 separaten 14 ml konischen Röhrchen. Zentrifugieren Sie die Röhrchen bei 1050 × g für 10 min. </li><li> Gießen Sie die zentrifugiert KES in ein sauberes Becherglas, um sicherzustellen, aus den gesammelten Schmutz zu abgießen. Wiederholen, bis alle der KES wurde zentrifugiert wurde. </li><li> Füllen Sie einen 2000-ml-Messzylinder mit DI-Wasser. </li><li> Schneiden Sie Dialyseschlauch Cellulosemembran bis 24 Zoll, und ein Ende der Schlauchklemme zu halten sie zu. </li><li> Tauchen Sie die Länge des Rohres in den Zylinder DI-Wasser, um es flexibler und leichter zu öffnen. </li><li> Öffnen der nicht-begrenzten Ende der Dialyseschlauch Cellulosemembran und gießt langsam 60 ml zentrifugiert KES-Lösung in den Schlauch. Verwenden Sie einen anderen Clip dieses Ende der Rohrleitung zu schließen. </li><li> Legen Sie die dialysis Rohr in der 2000 ml Zylinder DI-Wasser und lassen für 24 Stunden zu sitzen. Ändern Sie den DI-Wasser in den Zylinder alle 3 bis 4 Stunden. </li><li> Nach dem 24-Stunden-Zeitraum, leeren Sie den dialysiert KES Lösung in bedeckten Gläser, sicher zu sein, für 24 Stunden bei -20 ° C Platz an der Spitze und in der Tiefkühltruhe zu verlassen. </li></ol> 5. Die Gefriertrocknung von Extraktlösung Keratin <ol><li> Stellen Sie die Gefriertrocknungsanlage bis -86 ºC. </li><li> Entfernen Sie die Gläser eingefroren KES aus der Tiefkühltruhe enthält, nehmen Sie die Kappen aus der Gläser, und legen Sie sie in Gefriertrockner Ampullen. Legen Sie die Dichtungen an den Ampullen und den Drehknopf einen Unterdruck von 0,133 mbar bis erstellen. Lyophilisieren die Proben für etwa 48 Stunden, bis die gesamte Feuchtigkeit verschwunden ist. </li></ol> 6. Herstellung von Elektrospinnen Solutions (10 Gew% Keratin Solution) <ol><li> Entfernen Sie die Keratin-Pulver aus der Gefriertrocknungsanlage und gewogen. </li><li> In DI-Wasser auf die Keratin-Pulver mit einer 10% Gewicht / Gewicht zu schaffenKeratin Lösung. </li></ol> 7. Herstellung von 10% Gew PCL-Lösung <ol><li> Erhalten PCL (ε-Caprolacton-Polymer, Mn 70-90 kDa) und Trifluorethanol (TFE). Vorbereiten eines 10 Gewichts-% PCL in TFE durch Rühren O / N und eine homogene Mischung erhalten. </li></ol> 8. Herstellung von Keratin / PCL-Lösung <ol><li> Besorgen Sie sich die 10 Gew% PCL-Lösung vorher vorbereitet und 10 Gew% Keratin Lösung. In Keratin in den PCL-Lösung tropfenweise um 10 ml PCL / Keratin Lösungen von 90:10 zu schaffen, 80:20, 70:30 und 60:40 Verhältnisse. </li><li> Verwenden Sie einen Vortexer eine homogene Mischung aus PCL / Keratin-Lösung zu erhalten, bevor das Elektrospinnen. </li></ol> 9. Produktion von elektro PCL / Keratinfaser <ol><li> Es werden ca. 8 ml des PCL / Keratinlösung in einem 10 ml Einwegspritze, ausgestattet mit einer 0,5-mm Durchmesser Kunststoffrohr. Legen Sie die Spritze in eine Spritzenpumpe, wo die Durchflussmenge eingestellt ist 2,5 ml / h. </li><li&gt; Spannung an die Spitze der Nadel Nehmen mit dem Rohr verbunden (~ 23 cm von der Fasersammel Trommel positioniert und ~ 30 Grad von der Horizontalen). Tragen Sie eine 19 - auf das Rohr 22 kV Spannung und drehen Sie den Sammeltrommel bei etwa 200 Umdrehungen pro Minute. <ol><li> Wickeln Sie die Sammeltrommel mit Aluminiumfolie vor der Ausführung des Beispiels. Sicherzustellen, dass die Aluminiumfolie des Etikettenbands durch Anlegen an beiden Enden stabil ist. Hinweis: Die Fasern auf der Aluminiumfolie bilden wird (siehe Abbildung 2), speichern Sie die Faser bedeckt Folie bei RT. </li></ol></li></ol> 10. Mechanische Analyse von PCL / Keratin Nanofasern <ol><li> Schneiden Sie die Probe in 60 mm x 8 mm. Achten Sie darauf, die Dicke durch Verwendung von digitalen Mikrometer zu erfassen. Für jede Zusammensetzung bereit, verwenden fünf Proben. </li><li> Bringen Sie die 60 x 8 mm Probe in der Zugprüfmaschine. Verwenden Sie eine kundenspezifische Probenhalter auf die Probe befestigen. Sandwich die Probe zwischen Probenhaltern, die sich von einer Karteikarte hergestellt wird unter Verwendung von Doppel-seitiges Klebeband. Übernehmen Sie die 10 N Kraftmessdose mit einem Hubraum von 10 mm / min. Hinweis: Der Probenhalter wurde entwickelt, 62 mm sein, um 40 mm mit einem inneren Fenster von 50 mm um 38 mm. </li><li> Satzerweiterung und Belastungswerte durch Software nach Software-Protokoll. </li><li> Berechnen Belastung durch die Kraft der Fläche der getesteten Probe dividiert wird. Als nächstes berechnen Stamm durch die Änderung in der Länge um Ausgangslänge dividiert wird. </li><li> Generieren Sie die Spannungs-Dehnungs-Kurve, die durch Stress in der y-Achse aufgetragen Dehnungswert in der x-Achse für entspricht. </li><li> Berechnen der Elastizitätsmodul aus dem linearen Bereich, in dem Hang zu Elastizitätsmodul entspricht. Bestimmen Zugfestigkeit von der Spannungs-Dehnungs-Grundstück von 0,2% im Stamm versetzt zu nehmen und eine parallele Linie zu dem linearen Bereich Kurve zeichnen. </li><li> Führen Sie die statistische Analyse der mechanischen in dreifacher Ausfertigung erhalten Daten, die zuvor unter Verwendung von Einweg-Varianzanalyse mit Analysesoftware 8. P-Werte &lt;0,05 wirsind statistisch signifikant angesehen. </li></ol> 11. Oberflächenmorphologie und strukturelle Charakterisierung <ol><li> Verwenden Rasterelektronenmikroskop (SEM) mit Parametern von 15 kV und einem Strom von 5 &amp; mgr; A Beschleunigungsspannung die Morphologie der elektrogesponnenen Fasern zu beobachten. <ol><li> Vor mit SEM Abbilden, schnitt ein 2 cm 2 Schnitt der Faser und verbinden Sie es mit einem SEM Bühne Kupferband. Legen Sie die Bühne in der Sputter-Beschichtungsvorrichtung und Mantel mit Gold bei 15 mA für 1 Minute und 30 Sekunden mit einer Goldschicht etwa 11 nm Dicke zu schaffen. Legen Sie die Probe in der Kammer des SEM. Beachten Sie die Faserproben. </li></ol></li><li> Verwenden Fourier-Transformations-Infrarot-Spektroskopie (FTIR), die chemische Bindung zwischen den PCL und Keratin zu charakterisieren. Legen Sie die 2 cm 2 Abschnitt der elektroNanoFaserMembran in einem Magnethalter und spülen Sie das System mit trockener Luft vor dem Test. Erhalten Spektren für 200 Scans und Analyse der Spektren sta mitndard Software nach Software-Protokoll. </li><li> Führen Spektralanalyse Standardsoftware und nutzen dreifacher Ausführung jedes Verhältnis von Nanofaser nach dem Protokoll des Herstellers. </li></ol> 12. Untersuchung von Zellfaser-Interaktion <ol><li> Schnittfasern in 16 mm 2 Proben. Verwenden Sie einen biokompatiblen Silikonbasis Leim jede Probe auf Deckgläser mit einem Durchmesser von 12 mm zu befestigen. </li><li> Kleben Sie ein Ende des Faserprobe auf der Rückseite des Deckglases, wickeln Sie die Probe um das Deckglas, kleben Sie dann das freie Ende der Probe auf der Rückseite des Deckglases als auch, so dass das obere Ende der Rutsch bedeckt nur mit der Faserprobe. </li><li> Legen Sie die Faserproben in einer 24-Well-Platte. Sterilisieren der Proben nach 1 Stunde in 80% Ethanol eingetaucht. </li><li> Spülen Sie das Ethanol aus den Proben DI Wasser. Dann Pipette 2 ml Basismedium auf den Proben, um sicherzustellen, die gesamte Probe zu bedecken. Entfernen Sie das Medium nach 5 min. </li><li> Verwenden Fibroblasten 3T3 Zellen, die die Faserproben zu säen. Die Zellen in Dulbeccos modifiziertem Eagle-Medium (DMEM), ergänzt mit Antibiotika und 10% fötalem Rinderserum (FBS), so dass es etwa 62.000 Zellen / cm 2 pro 1 ml DMEM. </li><li> Schau mal 1 ml der 3T3-Zellen enthaltende DMEM-Lösung in jedes Well Platte sicherzustellen, dass jeder Faserprobe mit etwa 62.000 Zellen / cm 2 bedeckt ist. Inkubieren der Well-Platten für 24 Stunden bei 37 ° C und 5% CO 2. Hinweis: Verwenden Sie 5% CO 2, weil das Niveau in der Regel den pH-Wert des Zellmedien in physiologischen Bereich für Tage aufrechterhalten kann. </li></ol> 13. Abbau von Nanofaser-Matrix <ol><li> Cut getrocknet PCL / Keratin Nanofasermembranen in quadratische ca. 30 mm x 30 mm. </li><li> Sterilisieren Sie die 900 mm 2 Proben mit 80% Alkohol für 10 Minuten Inkubationszeit und gründlich mit VE-Wasser. Inkubieren der Proben in 15 ml PBS, pH 7,5, bei 37 ºC. Ersetzen Sie den bufalle 3 Tage fer. </li><li> Nehmen die Membranen aus der Lösung in bestimmten Abständen, 1 Woche und 7 Wochen, und Spülen mit DI-Wasser. </li><li> Legen Sie die Membranproben in Gefriertrockner Ampullen. Legen Sie die Dichtungen an den Ampullen und den Drehknopf ein Vakuum zu erzeugen. Lyophilisieren für 24 Stunden, vollständig trocken bis. </li><li> Bringen Sie die getrocknete Probe an einen SEM Bühne Kupferband. Legen Sie die Bühne in der Sputter-Beschichtungsvorrichtung und Mantel mit Gold bei 15 mA für 1 Minute und 30 Sekunden. </li><li> Legen Sie die Probe in der Kammer des SEM. Beachten Sie die Faserproben bei einer Beschleunigungsspannung von 1,5 kV und 5 &amp; mgr; A Strom. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Extraktion von Keratin aus Menschenhaar wurde erfolgreich erreicht. Die Peressigsäure fungierte als Oxidationsmittel auf das menschliche Haar, so dass das Keratin von der Tris-Base extrahiert werden. Die Produktion von Keratin Pulver wurde in kleinem Maßstab aufgrund der Tatsache, dass es nur für Forschungszwecke durchgeführt wurde. Diese Vorgehensweise hat sich in der Industrie etabliert für die Großproduktion bereits. Der Zweck der Klein Keratin Extrahieren war Kontamination zu kontrollieren, Batch-Variabilität...

Elektrospinnen ist als vorherrschende Methode zur Erreichung Polymer-Nanofasern anerkannt. Die Fasern können auf einer Nanometerbereich erzeugt werden und die Fasereigenschaften sind kundengerecht ein. Diese Entwicklungen und die Eigenschaften der elektrogesponnenen Nanofasern wurden für ihre Anwendungen in der biomedizinischen Technik vor allem im Tissue Engineering besonders interessant. Die elektrogesponnenen Nanofasern besitzen Ähnlichkeiten mit der extrazellulären Matrix und somit Zelladhäsion, Migration und Proliferation 2 zu fördern. Aufgrund dieser Ähnlichkeit mit der extrazellulären Matrix (ECM), elektrogesponnenen Fasern können als Materialien verwendet werden, in Wundverband, Arzneimittelabgabe zu unterstützen, und für technische Gewebe, wie Leber, Knochen, Herz und Muskel 3. Eine Vielzahl von verschiedenen Polymeren aus synthetischen und natürlichen Ursprungs verwendet wurden elektrogesponnenen Fasern für verschiedene biomedizinische Anwendungen Engineering 4 zu schaffen. In jüngster Zeit gewachsen ist inInteresse an der Entwicklung von Verbundnanofasern von 4 synthetischen und natürlichen Polymeren gemischt werden. In diesen Zusammensetzungen erben die Endprodukte der Regel die mechanische Festigkeit mit dem synthetischen Polymer verbunden, während auch biologische Signale und Eigenschaften aus dem natürlichen Polymer übernehmen. In diesem Experiment PCL und Keratin vorgestellt, wie die synthetischen und natürlichen Polymeren für die Synthese eines Verbundnanofaser verwendet zu werden. Keratin ist ein natürliches Polymer, das im Haar, Wolle und Nägel gefunden wird. Es enthält viele Aminosäurereste; von besonderem Interesse ist Cystein 4,5. Idealerweise würde ein natürlich vorkommendes Polymer nachwachsender, biokompatibel und biologisch abbaubar sein. Keratin besitzt alle drei dieser Eigenschaften gleichzeitig Zellproliferation und Befestigung an den Biomaterialien verbessert es in 6 eingearbeitet worden ist. Polycaprolacton (PCL) ist ein resorbierbares, synthetisches Polymer, das in signifikant istTissue Engineering 4. Dieses Polymer hat für seine strukturelle und mechanische Stabilität gelobt, aber bisher fehlt es an Zell Affinität und weist eine lange Abbaurate. Die hydrophobe Natur von PCL ist wahrscheinlich verantwortlich für die fehlende Zellaffinität 7. Allerdings macht PCL für ihre Grenzen, indem mit anderen Polymeren sehr gut mischbar sind. Eine PCL / Keratin Verbund sollten die mechanischen Eigenschaften von PCL demonstrieren und die biologischen Eigenschaften von Keratin übernehmen, es zu einer idealen Wahl für verschiedene biomedizinische Anwendungen.

<table >
	
		
		
		
		
	
	<tbody>
		<tr >
			<td >Human Hair&#160;</td>
			<td >N/A</td>
			<td >N/A</td>
			<td >Obtained from Local Barber Shop in Greensboro</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Peracetic acid</td>
			<td >Sigma Aldrich</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >PCL (e-caprolactone polymer)</td>
			<td >Sigma Aldrich</td>
			<td >502-44-3</td>
			<td>Mn 70-90 kDa</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Trifluoroethanol (TFE)</td>
			<td >Sigma Aldrich</td>
			<td >75-89-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Tris Base (TrizmaTM Base Powder)</td>
			<td >Sigma Aldrich</td>
			<td >N/A</td>
			<td>&#62; 99.9% crystalline</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Hydrochloric Acid</td>
			<td >Fischer Scientific</td>
			<td >A144C-212 Lot 093601</td>
			<td>Waltham, MA</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Kwik-Sil</td>
			<td >World Precision Instruments</td>
			<td >N/A</td>
			<td>Sarasota, FL</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cellulose membrane</td>
			<td >Sigma Aldrich</td>
			<td >N/A</td>
			<td>12-14 kDa molecular cutoff</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >optical microscope</td>
			<td >Olympus BX51M</td>
			<td >BX51M</td>
			<td>Japan</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >scanning electron microscope</td>
			<td >Hitachi SU8000</td>
			<td >SU8000</td>
			<td>Japan</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Table-Top Shimadzu machine</td>
			<td >North America Analytical and Measuring Instruments AGS-X series</td>
			<td >AGS-X Series&#160;</td>
			<td>Columbia, MD</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Fourier transform infrared spectroscopy</td>
			<td >Bruker Tensor 2 Instrument&#160;</td>
			<td >N/A</td>
			<td>Billerica, MA</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microcal Origin software</td>
			<td >N/A</td>
			<td >N/A</td>
			<td>Northampton, MA</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >X-ray diffraction (XRD)</td>
			<td >Bruker AXS D8 Advance X-ray Diffractometer</td>
			<td >N/A</td>
			<td>Madison, WI</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Fibroblast 3T3&#160; cell</td>
			<td >American Tissue Type Culture Collection</td>
			<td >N/A</td>
			<td>Manassas, VA</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dulbecco's modified Eagle's medium (DMEM</td>
			<td >Invitrogen</td>
			<td >N/A</td>
			<td>Grand Island, NY</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Spectra max Gemini XPS microplate reader</td>
			<td >Molecular Devices</td>
			<td >N/A</td>
			<td>Sunnyvale, CA</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Student- Newman-Keuls post hoc test</td>
			<td >SigmaPlot 12 software</td>
			<td >N/A</td>
			<td>N/A</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

synthesis of keratin-based nanofiber for biomedical engineering

Elektrospinnen aufgrund seiner Vielseitigkeit und Potential für Anwendungen in verschiedenen Bereichen wird häufig zur Herstellung von Nanofasern verwendet wird. Die Herstellung dieser porösen Nanofasern ist von großem Interesse aufgrund ihrer einzigartigen physikochemischen Eigenschaften. Hier erarbeiten wir auf die Herstellung von Keratin enthaltenden Poly (ε-caprolacton) (PCL) Nanofasern (dh PCL / Keratin Verbundfaser). Wasserlösliche Keratin wurde zuerst aus Menschenhaar und gemischt mit PCL in unterschiedlichen Verhältnissen extrahiert. Die gemischte Lösung von PCL / Keratin wurde in Nanofasermembranen umgewandelt ein Labor entwickelt Elektro mit aufgebaut. Verwendung von Rasterelektronenmikroskopie und Zugprüfmaschine Fasermorphologie und mechanischen Eigenschaften der erhaltenen Nanofaser wurden beobachtet und gemessen. Weiterhin Abbaubarkeit und chemischen Eigenschaften der Nanofaser wurden durch FTIR sucht. SEM-Bilder zeigten, gleichmäßige Oberflächenmorphologie für PCL / Keratinfasern unterschiedlicher Zusammensetzung. Diese PCL / Keratin Fasern zeigte auch hervorragende mechanische Eigenschaften wie Elastizitätsmodul und Fehlerpunkt. Fibroblasten-Zellen waren in der Lage zu befestigen und somit beweisen gute Lebensfähigkeit der Zellen vermehren. Basierend auf den Eigenschaften, die oben diskutiert, kann man argumentieren, dass die stark vermischten Nanofasern aus natürlichen und synthetischen Polymeren eine ausgezeichnete Entwicklung von Verbundwerkstoffen darstellen, die für verschiedene biomedizinische Anwendungen verwendet werden kann.

Fasermorphologie REM-Aufnahmen der Fasern wurden für alle Faserzusammensetzungen erhalten. Siehe Abbildung 3. Fiber Bild bestätigt, dass die Fasern zufällig orientiert sind. mechanische Prüfung Mechanisch feste Fasern für verschiedene Tissue Engineering-Anwendungen benötigt. Diese Fasern sollten eine ausreichende Festigkeit und Flexibilität unter ...

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Synthese von Keratin-basierten Nanofasern für die biomedizinische Technik | Bioingenieurwesen | Video

Synthesis of Keratin-based Nanofiber for Biomedical Engineering

Elektronanofasern weisen eine hohe Oberflächenverhältnis, ausgezeichnete mechanische Integrität zu gewichten, und das Zellwachstum und Proliferation unterstützen. Diese Nanofasern haben eine breite Palette von biomedizinischen Anwendungen. Hier fertigen wir Keratin / PCL-Nanofasern, die Elektrospinntechnik, und zu charakterisieren, die Fasern für mögliche Anwendungen im Tissue Engineering.

Synthese von Keratin-basierten Nanofaser für Biomedizinische Technik

Electrospinning, due to its versatility and potential for applications in various fields, is being frequently used to fabricate nanofibers. Production of ...

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15.3K Aufrufe.  North Carolina A&T State University.  Elektronanofasern weisen eine hohe Oberflächenverhältnis, ausgezeichnete mechanische Integrität zu gewichten, und das Zellwachstum und Proliferation unterstützen. Diese Nanofasern haben eine breite Palette von biomedizinischen Anwendungen. Hier fertigen wir Keratin / PCL-Nanofasern, die Elektrospinntechnik, und zu charakterisieren, die Fasern für mögliche Anwendungen im Tissue Engineering. 

Serie: Synthesis of Keratin-based Nanofiber for Biomedical Engineering

Procedure for Lung Engineering

Lung tissue, including lung cancer and chronic lung diseases such as chronic obstructive pulmonary disease, cumulatively account for some 280,000 deaths annually; chronic obstructive pulmonary disease is currently the fourth leading cause of death in the United States1. Contributing to this mortality is the fact that lungs do not generally repair or regenerate beyond the microscopic, cellular level. Therefore, lung tissue that is damaged by degeneration or infection, or lung tissue that is surgically resected is not functionally replaced in vivo. To explore whether lung tissue can be generated in vitro, we treated lungs from adult rats using a procedure that removes cellular components to produce an acellular lung extracellular matrix scaffold. This scaffold retains the hierarchical branching structures of airways and vasculature, as well as a largely intact basement membrane, which comprises collagen IV, laminin, and fibronectin. The scaffold is mounted in a bioreactor designed to mimic critical aspects of lung physiology, such as negative pressure ventilation and pulsatile vascular perfusion. By culturing pulmonary epithelium and vascular endothelium within the bioreactor-mounted scaffold, we are able to generate lung tissue that is phenotypically comparable to native lung tissue and that is able to participate in gas exchange for short time intervals (45-120 minutes). These results are encouraging, and suggest that repopulation of lung matrix is a viable strategy for lung regeneration. This possibility presents an opportunity not only to work toward increasing the supply of lung tissue for transplantation, but also to study respiratory cell and molecular biology in vitro for longer time periods and in a more accurate microenvironment than has previously been possible.

We have developed a decellularized lung extracellular matrix and novel biomimetic bioreactor that can be used to generate functional lung tissue. By seeding cells into the matrix and culturing in the bioreactor, we generate tissue that demonstrates effective gas exchange when transplanted in vivo for short periods of time.

Vorgehensweise für Lung Technik

Lung tissue, including lung cancer and chronic lung diseases such as chronic obstructive pulmonary disease, cumulatively account for some 280,000 deaths ...

Forschung

Biotechnik

Postproduction Processing of Electrospun Fibres for Tissue Engineering

Electrospinning is a commonly used and versatile method to produce scaffolds (often biodegradable) for 3D tissue engineering.1, 2, 3 Many tissues in vivo undergo biaxial distension to varying extents such as skin, bladder, pelvic floor and even the hard palate as children grow. In producing scaffolds for these purposes there is a need to develop scaffolds of appropriate biomechanical properties (whether achieved without or with cells) and which are sterile for clinical use. The focus of this paper is not how to establish basic electrospinning parameters (as there is extensive literature on electrospinning) but on how to modify spun scaffolds post production to make them fit for tissue engineering purposes - here thickness, mechanical properties and sterilisation (required for clinical use) are considered and we also describe how cells can be cultured on scaffolds and subjected to biaxial strain to condition them for specific applications.
Electrospinning tends to produce thin sheets; as the electrospinning collector becomes coated with insulating fibres it becomes a poor conductor such that fibres no longer deposit on it. Hence we describe approaches to produce thicker structures by heat or vapour annealing increasing the strength of scaffolds but not necessarily the elasticity. Sequential spinning of scaffolds of different polymers to achieve complex scaffolds is also described. Sterilisation methodologies can adversely affect strength and elasticity of scaffolds. We compare three methods for their effects on the biomechanical properties on electrospun scaffolds of poly lactic-co-glycolic acid (PLGA).
Imaging of cells on scaffolds and assessment of production of extracellular matrix (ECM) proteins by cells on scaffolds is described. Culturing cells on scaffolds in vitro can improve scaffold strength and elasticity but the tissue engineering literature shows that cells often fail to produce appropriate ECM when cultured under static conditions. There are few commercial systems available that allow one to culture cells on scaffolds under dynamic conditioning regimes - one example is the Bose Electroforce 3100 which can be used to exert a conditioning programme on cells in scaffolds held using mechanical grips within a media filled chamber.4 An approach to a budget cell culture bioreactor for controlled distortion in 2 dimensions is described. We show that cells can be induced to produce elastin under these conditions. Finally assessment of the biomechanical properties of processed scaffolds cultured with or without cells is described.

Electrospun scaffolds can be processed post production for tissue engineering applications. Here we describe methods for spinning complex scaffolds (by consecutive spinning), for making thicker scaffolds (by multi-layering using heat or vapour annealing), for achieving sterility (aseptic production or sterilisation post production) and for achieving appropriate biomechanical properties.

Postproduction Verarbeitung von Elektrogesponnene Fasern für Tissue Engineering

Electrospinning is a commonly used and versatile method to produce  scaffolds (often biodegradable) for 3D tissue engineering.1, 2, 3 Many tissues in vivo ...

Graphene Coatings for Biomedical Implants

Atomically smooth graphene as a surface coating has potential to improve implant properties. This demonstrates a method for coating nitinol alloys with nanometer thick layers of graphene for applications as a stent material. Graphene was grown on copper substrates via chemical vapor deposition and then transferred onto nitinol substrates. In order to understand how the graphene coating could change biological response, cell viability of rat aortic endothelial cells and rat aortic smooth muscle cells was investigated. Moreover, the effect of graphene-coatings on cell adhesion and morphology was examined with fluorescent confocal microscopy. Cells were stained for actin and nuclei, and there were noticeable differences between pristine nitinol samples compared to graphene-coated samples. Total actin expression from rat aortic smooth muscle cells was found using western blot. Protein adsorption characteristics, an indicator for potential thrombogenicity, were determined for serum albumin and fibrinogen with gel electrophoresis. Moreover, the transfer of charge from fibrinogen to substrate was deduced using Raman spectroscopy. It was found that graphene coating on nitinol substrates met the functional requirements for a stent material and improved the biological response compared to uncoated nitinol. Thus, graphene-coated nitinol is a viable candidate for a stent material.

Graphene offers potential as a coating material for biomedical implants. In this study we demonstrate a method for coating nitinol alloys with nanometer thick layers of graphene and determine how graphene may influence implant response.

Atomically smooth graphene as a surface coating has potential to improve implant properties. This demonstrates a method for coating nitinol alloys with ...

Fabricating Superhydrophobic Polymeric Materials for Biomedical Applications

Superhydrophobic materials, with surfaces possessing permanent or metastable non-wetted states, are of interest for a number of biomedical and industrial applications. Here we describe how electrospinning or electrospraying a polymer mixture containing a biodegradable, biocompatible aliphatic polyester (e.g., polycaprolactone and poly(lactide-co-glycolide)), as the major component, doped with a hydrophobic copolymer composed of the polyester and a stearate-modified poly(glycerol carbonate) affords a superhydrophobic biomaterial. The fabrication techniques of electrospinning or electrospraying provide the enhanced surface roughness and porosity on and within the fibers or the particles, respectively. The use of a low surface energy copolymer dopant that blends with the polyester and can be stably electrospun or electrosprayed affords these superhydrophobic materials. Important parameters such as fiber size, copolymer dopant composition and/or concentration, and their effects on wettability are discussed. This combination of polymer chemistry and process engineering affords a versatile approach to develop application-specific materials using scalable techniques, which are likely generalizable to a wider class of polymers for a variety of applications.

Two- and three-dimensional superhydrophobic polymeric materials are prepared by electrospinning or electrospraying biodegradable polymers blended with a lower surface energy polymer of similar composition.

Herstellung Superhydrophobe Polymere Materialien für biomedizinische Anwendungen

Superhydrophobic materials, with surfaces possessing permanent or metastable non-wetted states, are of interest for a number of biomedical and industrial ...

Fabrication of Mechanically Tunable and Bioactive Metal Scaffolds for Biomedical Applications

Biometal systems have been widely used for biomedical applications, in particular, as load-bearing materials. However, major challenges are high stiffness and low bioactivity of metals. In this study, we have developed a new method towards fabricating a new type of bioactive and mechanically reliable porous metal scaffolds-densified porous Ti scaffolds. The method consists of two fabrication processes, 1) the fabrication of porous Ti scaffolds by dynamic freeze casting, and 2) coating and densification of the porous scaffolds. The dynamic freeze casting method to fabricate porous Ti scaffolds allowed the densification of porous scaffolds by minimizing the chemical contamination and structural defects. The densification process is distinctive for three reasons. First, the densification process is simple, because it requires a control of only one parameter (degree of densification). Second, it is effective, as it achieves mechanical enhancement and sustainable release of biomolecules from porous scaffolds. Third, it has broad applications, as it is also applicable to the fabrication of functionally graded porous scaffolds by spatially varied strain during densification.

Bioactive and mechanically reliable metal scaffolds have been fabricated through a method which consists of two processes, dynamic freeze casting for the fabrication of porous Ti, and coating and densification of the Ti scaffolds. The densification process is simple, effective and applicable to the fabrication of functionally graded scaffolds.

Herstellung von mechanisch Tunable und Bioactive Metallgerüste für biomedizinische Anwendungen

Biometal systems have been widely used for biomedical applications, in particular, as load-bearing materials. However, major challenges are high stiffness ...

Synthesis of Thermogelling Poly(N-isopropylacrylamide)-graft-chondroitin Sulfate Composites with Alginate Microparticles for Tissue Engineering

Injectable biomaterials are defined as implantable materials that can be introduced into the body as a liquid and solidify in situ. Such materials offer the clinical advantages of being implanted minimally invasively and easily forming space-filling solids in irregularly shaped defects. Injectable biomaterials have been widely investigated as scaffolds for tissue engineering. However, for the repair of certain load-bearing areas in the body, such as the intervertebral disc, scaffolds should possess adhesive properties. This will minimize the risk of dislocation during motion and ensure intimate contact with the surrounding tissue, providing adequate transmission of forces. Here, we describe the preparation and characterization of a scaffold composed of thermally sensitive poly(N-isopropylacrylamide)-graft-chondroitin sulfate (PNIPAAM-g-CS) and alginate microparticles. The PNIPAAm-g-CS copolymer forms a viscous solution in water at RT, into which alginate particles are suspended to enhance adhesion. Above the lower critical solution temperature (LCST), around 30 &#176;C, the copolymer forms a solid gel around the microparticles. We have adapted standard biomaterials characterization procedures to take into account the reversible phase transition of PNIPAAm-g-CS. Results indicate that the incorporation of 50 or 75 mg/ml&#160;alginate particles into 5% (w/v) PNIPAAm-g-CS solutions quadruple the adhesive tensile strength of PNIPAAm-gCS alone (p&#60;0.05). The incorporation of alginate microparticles also significantly increases swelling capacity of PNIPAAm-g-CS (p&#60;0.05), helping to maintain a space-filling gel within tissue defects. Finally, results of the in vitro toxicology assay kit, 2,3-bis-(2-methoxy-4-nitro-5-sulfophenyl)-2H-tetrazolium-5-carboxanilide (XTT) and Live/Dead viability assay indicate that the adhesive is capable of supporting the survival and proliferation of encapsulated Human Embryonic Kidney (HEK) 293 cells over 5 days.

Synthesis of Thermogelling PolyN-isopropylacrylamide-graft-chondroitin Sulfate Composites with Alginate Microparticles for Tissue Engineering

An injectable tissue engineering scaffold composed of poly(N-isopropylacrylamide)-graft-chondroitin sulfate (PNIPAAm-g-CS)-containing alginate microparticles was prepared. The adhesive strength, swelling properties and in vitro biocompatibility are analyzed in this study. The characterization techniques developed here may be applicable to other thermogelling systems.

Synthese von thermogelierenden Poly (N-isopropylacrylamid) -Pfropf-Chondroitinsulfat Composites mit Alginate Mikroteilchen für Tissue Engineering

Injectable biomaterials are defined as implantable materials that can be introduced into the body as a liquid and solidify in situ. Such materials offer ...

Synthesis of Monocyte-targeting Peptide Amphiphile Micelles for Imaging of Atherosclerosis

Atherosclerosis is a major contributor to cardiovascular disease, the leading cause of death worldwide, which claims 17.3 million lives annually. Atherosclerosis is also the leading cause of sudden death and myocardial infarction, instigated by unstable plaques that rupture and occlude the blood vessel without warning. Current imaging modalities cannot differentiate between stable and unstable plaques that rupture. Peptide amphiphiles micelles (PAMs) can overcome this drawback as they can be modified with a variety of targeting moieties that bind specifically to diseased tissue. Monocytes have been shown to be early markers of atherosclerosis, while large accumulation of monocytes is associated with plaques prone to rupture. Hence, nanoparticles that can target monocytes can be used to discriminate different stages of atherosclerosis. To that end, here, we describe a protocol for the preparation of monocyte-targeting PAMs (monocyte chemoattractant protein-1 (MCP-1) PAMs). MCP-1 PAMs are self-assembled through synthesis under mild conditions to form nanoparticles of 15 nm in diameter with near neutral surface charge. In vitro, PAMs were found to be biocompatible and had a high binding affinity for monocytes. The methods described herein show promise for a wide range of applications in atherosclerosis as well as other inflammatory diseases.

This paper presents a method involving the synthesis and characterization of monocyte-targeting peptide amphiphile micelles and the corresponding assays to test for biocompatibility and ability of the micelle to bind to monocytes.

Synthese von Monocyte-targeting Peptid Amphiphile Micellen für die Bildgebung der Atherosklerose

Atherosclerosis is a major contributor to cardiovascular disease, the leading cause of death worldwide, which claims 17.3 million lives annually. ...

Microhoneycomb Monoliths Prepared by the Unidirectional Freeze-drying of Cellulose Nanofiber Based Sols: Method and Extensions

Monolithic honeycomb structures have been attractive to multidisciplinary fields due to their high strength-to-weight ratio. Particularly, microhoneycomb monoliths (MHMs) with micrometer-scale channels are expected as efficient platforms for reactions and separations because of their large surface areas. Up to now, MHMs have been prepared by a unidirectional freeze-drying (UDF) method only from very limited precursors. Herein, we report a protocol from which a series of MHMs consisting of different components can be obtained. Recently, we found that cellulose nanofibers function as a distinct structure-directing agent towards the formation of MHMs through the UDF process. By mixing the cellulose nanofibers with water soluble substances which do not yield MHMs, a variety of composite MHMs can be prepared. This significantly enriches the chemical constitution of MHMs towards versatile applications.

Here, we present a general protocol to prepare a variety of microhoneycomb monoliths (MHMs) in which fluid can pass through with an extremely low pressure drop. MHMs obtained are expected to be used as filters, catalyst supports, flow-type electrodes, sensors and scaffolds for biomaterials.

Microhoneycomb Monolithen vorbereitet durch die unidirektionale Gefriertrocknung von Zellulose Nanofaser basierte Sols: Methode und Erweiterungen

Monolithic honeycomb structures have been attractive to multidisciplinary fields due to their high strength-to-weight ratio. Particularly, microhoneycomb ...

Two Methods for Decellularization of Plant Tissues for Tissue Engineering Applications

The autologous, synthetic, and animal-derived grafts currently used as scaffolds for tissue replacement have limitations due to low availability, poor biocompatibility, and cost. Plant tissues have favorable characteristics that make them uniquely suited for use as scaffolds, such as high surface area, excellent water transport and retention, interconnected porosity, preexisting vascular networks, and a wide range of mechanical properties. Two successful methods of plant decellularization for tissue engineering applications are described here. The first method is based on detergent baths to remove cellular matter, which is similar to previously established methods used to clear mammalian tissues. The second is a detergent-free method adapted from a protocol that isolates leaf vasculature and involves the use of a heated bleach and salt bath to clear the leaves and stems. Both methods yield scaffolds with comparable mechanical properties and low cellular metabolic impact, thus allowing the user to select the protocol which better suits their intended application.

Here we present, and contrast two protocols used to decellularize plant tissues: a detergent-based approach and a detergent-free approach. Both methods leave behind the extracellular matrix of the plant tissues used, which can then be utilized as scaffolds for tissue engineering applications.

Zwei Methoden zur Decellularization von Pflanzengewebe für Tissue-Engineering-Anwendungen

The autologous, synthetic, and animal-derived grafts currently used as scaffolds for tissue replacement have limitations due to low availability, poor ...

Design and Synthesis of a Reconfigurable DNA Accordion Rack

DNA nanostructure-based mechanical systems or DNA nanomachines, which produce complex nanoscale motion in 2D and 3D in the nanometer to &#229;ngstr&#246;m resolution, show great potential in various fields of nanotechnology such as the molecular reactors, drug delivery, and nanoplasmonic systems. The reconfigurable DNA accordion rack, which can collectively manipulate a 2D or 3D nanoscale network of elements, in multiple stages in response to the DNA inputs, is described. The platform has potential to increase the number of elements that DNA nanomachines can control from a few elements to a network scale with multiple stages of reconfiguration.
In this protocol, we describe the entire experimental process of the reconfigurable DNA accordion rack of 6 by 6 meshes. The protocol includes a design rule and simulation procedure of the structures and a wet-lab experiment for synthesis and reconfiguration. In addition, analysis of the structure using TEM (transmission electron microscopy) and FRET (fluorescence resonance energy transfer) is included in the protocol. The novel design and simulation methods covered in this protocol will assist researchers to use the DNA accordion rack for further applications.

We describe the detailed protocol for design, simulation, wet-lab experiments, and analysis for a reconfigurable DNA accordion rack of 6 by 6 meshes.

Design und Synthese eines rekonfigurierbaren DNA-Akkordeon-Racks

DNA nanostructure-based mechanical systems or DNA nanomachines, which produce complex nanoscale motion in 2D and 3D in the nanometer to &#229;ngstr&#246;m ...