The authors acknowledge continued funding the Natural Sciences and Engineering Council of Canada (NSERC) to MBS.

1. Bereiten Sie Trauben Platten und Halten Flaschen für Sammlung von Larvae <ol><li> Um halten Flaschen machen, schneiden Löcher in einer Seite von 6 Unzen Fliegenkulturflaschen, groß genug , um eine Fliege Fläschchen Stecker für die Luftzufuhr zu passen (Abb. 1D). </li><li> Um Trauben Platten machen, bereiten 250 ml Traubensaft Medium (1,8% Agar, 45% Traubensaft, 2,5% Essigsäure, 2,5% Ethanol) durch Kochen des Agar, Traubensaft und das meiste Wasser, abkühlen auf 70 ° C ( rühren, während) Abkühlen, dann Essigsäure und Ethanol hinzufügen und auf das Volumen mit Wasser bringen. </li><li> Verwenden , um eine Spritze (ohne Kanüle) zu füllen , 35 x 10 mm Petrischale mit Deckel , bis die Oberfläche des Traubensaftes Medium eine Kuppel über der Lippe des Deckels bildet (Fig. 1A). </li><li> Store grape Platten in einer feuchten und luftdichten Behälter bei 4 ºC bis zur Verwendung (bis höchstens 2 Wochen). </li></ol> 2. Herstellung von Lebensmittel-Platten <ol><li> Bereiten Sie Standard-fly Essen Rezept. Hinweis: Um test Aufzuchtfutter Qualität Auswirkungen auf Weglänge verwendet wir geringe Nährstofffliegenfutter: 10% Saccharose, 1,3% Agar, 0,8% Kaliumnatriumtartrat, 0,1% Monokaliumphosphat, 0,05% Natriumchlorid, 0,05% Calciumchlorid, 0,05% Magnesiumchlorid, 0,05% Eisensulfat, 5% Hefe und 0,5% Propionsäure in Wasser; und hohe Nährstofffliegenfutter: 1,5% Saccharose, 1,4% Agar, 3% Glucose, 1,5% Maismehl, 1% Weizenkeime, 1% Sojamehl, 3% Melasse, 3,5% Hefe, 0,5% Propionsäure, 0,2% Tegosept und 1 % Ethanol in Wasser. Für beide Lebensmittel , die Lösung und Abkühlen auf 50 ° C im Autoklaven vor der Propionsäure, Tegosept und Zugabe von Ethanol. </li><li> Gießen Sie 40 ml Fliege Nahrung in 100 x 15 mm Petrischalen. </li><li> Die Lebensmittel-Platten in einer feuchten und luftdichten Behälter bei 4 ° C bis zur Verwendung (bis zu maximal 2 Wochen). </li></ol> 3. Bereiten Sie Testplatten <ol><li> Bereiten Sie 58 x 25 cm, 6 mm dicke schwarze Plexiglasplatten mit 10, 1 mm tiefen, kreisförmigen Vertiefungen, 10 cm Durchmesser und angeordnet in einem 2 x 5 design (Abb. 1C) Larven zu testen , auf. Anmerkung: Bis zu 30 Larven können gleichzeitig getestet werden, wenn 3 oder mehr der oben Plexiglasplatten verfügbar sind. Alternativ dazu können Larven in Petrischalen von 10 cm Durchmesser getestet werden. Diese Option ist wesentlich arbeitsaufwendiger und ermöglicht niedrigere Anzahlen von Larven getestet werden. </li><li> Besorgen Sie sich eine schwarz 39 x 8 cm, 6 mm dicke Plexiglas Spreizer zum Spreizen des Hefe-Paste auf den Plexiglas-Testplatten. </li><li> Bereiten 100 x 15 mm Petrischale Deckel für die Aufnahme Larven Weglängen durch Deckel von Böden im Voraus zu trennen. </li></ol> 4. Einstellen der Kinder Populations <ol><li> Halten Aufzuchtbedingungen konstant über den gesamten Test (zB 25 ° C, 60% Luftfeuchtigkeit und ein 0.12 Licht: Dunkel - Zyklus auf Standard - fly Essen). </li><li> Heben Sie die elterliche Bevölkerung in gleichen Aufzuchtbedingungen. </li><li> Sammeln Sie 100 bis 150 Frauen und 50 bis 75 Männer und älter werden sie für 5 ± 1 Tag für eine optimale Fruchtbarkeit. </li><li> Lassen Sie females und Männer über Nacht in einem 6 Unzen Fliegenkulturflasche mit Standard-fly Nahrung zu paaren. </li><li> Transfer fliegt in eine Halteflasche und sichern eine Traube Platte (eine kleine Menge frischer Hefe - Paste auf der Wein Platte wird zur Eizelle zu fördern; Fig . 1B) über die Oberseite mit Kreppband (Abb . 1E). </li><li> Lassen Sie Flaschen stehen auf den Kopf (Abb. 1F), mit der Traubenplatte am Boden Erwachsenen zu ermöglichen , um Eier zu legen auf der Traubenplatte. </li><li> Entsorgen Sie die erste Trauben Platte nach 24 Stunden und eine neue Traubenplatte in der Halteflasche. Dies wird die Trauben Platte, aus der Larven am nächsten Tag gesammelt werden. Hinweis: Traubenplatten werden müssen von 22 Stunden Larven gelöscht , nachdem aufgebaut wird, eingerichtet Platten , so dass sie früh am nächsten Tag gelöscht werden kann (. ZB Rüstplatte um 12 Uhr und klar um 10 Uhr am nächsten Tag). Es ist ratsam, die erste Trauben Platte zu verwerfen Eier zu vermeiden, die Frauen haben könnte Quellen und that könnte in der Entwicklung vorangetrieben werden. </li></ol> 5. Sammeln L1 (Erste Instar) Larven von Grape Plates <ol><li> Entfernen Traubenplatten aus Flaschen 22 Stunden, nachdem sie eingerichtet wurden und in einem 60 x 15 mm Petrischale. </li><li> Legen Sie eine neue Trauben Platte mit frischer Hefe-Paste auf der Halteflasche. </li><li> Klare und verwerfen alle Larven aus der ausgesäten Traubenplatte eine Sezieren Sonde. </li><li> Incubate gelöscht Trauben Platten für 4 Stunden unter Standardbedingungen. </li><li> Nach 4 Stunden, Pick 100 L1-Larven pro Stamm aus den Traubenplatten und auf Nahrungsmittelplatten. <ol><li> Legen Larven auf das Essen sanft (ohne das Essen Perforieren und Vergraben der Larven) und vermeiden Crowding durch die Larven über die Nahrungsmittelplatte zu verteilen. </li></ol></li><li> Inkubieren Lebensmittel Platten bis Versuchstiere etwa 10 Stunden vor dem Beginn der Wanderung sind. Hinweis: Bei 25 ° C, 10 Stunden vor dem entspricht wandert im allgemeinen 72 bis 96 Stunden nach dem Schlüpfen. Die Exact Höhe der Inkubationszeit sollte bis zum Beginn der Wanderung (wandernde Larven bewegen sich aus der Nahrung auf den Seiten und der Deckel des Lebensmittels für jeden Stamm und die Aufzeichnung der Anzahl der Stunden durch das Sammeln eine erste Reihe von Larven vor dem Start des Experiments bestimmt werden Platten). Hinweis: Bei Bedarf können die gleichen Eltern für drei Larven zu sammeln verwendet werden - 4 Tage Prüfung durch die Schritte 4,7-5,5 wiederholen. Ändern Sie die Reihenfolge, in der Stämme werden aufgebaut und getestet über Tage einen Test, um Auswirkungen auf die Weglänge zu vermeiden. Testen Sie die gleiche &quot;Kontrolle&quot; Stamm / Stämme jeden Testtag für Tag Effekte zu steuern. </li><li> Wenn viele Stämme getestet, taumeln die Einrichtung und Abholzeiten der Larven für die Prüfung von jedem Stamm an der entsprechenden Zeitpunkt später zu ermöglichen. </li></ol> 6. Larval Pfad-Länge-Test <ol><li> Man löst trocken aktive Bäckerhefe in Wasser bei einem Verhältnis 1: 2 (Gewicht zu Volumen). Die fertige Hefe Paste sollte dünner als pancake Teig, in einer Weise, dass, wenn aus der Paste einen Löffel Anheben tropft es und hinterlässt Bänder auf der Oberfläche der Paste, die sich schnell zu schmelzen. Anmerkung: Die Konsistenz der Hefepaste ist wichtig und sollte während des gesamten Experiments konstant sein. Die genaue Hefe-Wasser-Verhältnis haben könnte je nach Marke und Charge von Hefe angepasst werden. </li><li> Pick vorsichtig Larven des ersten Stammes aus der Nahrungsmittelplatte getestet werden mit einem Pinsel. </li><li> Sammeln Larven in einer Petrischale und vorsichtig waschen mit Wasser alle Lebensmittel zu entfernen. <ol><li> Schnell waschen Larven mit 1 bis 2 ml Wasser und sanft abtupfen Larven trocken mit einem Labor wischen Sie Wasser zu vermeiden, wenn die Übertragung auf der Testplatte die Larven platzieren. Um Stress zu vermeiden, halten Larven feucht, aber nicht in Wasser eingetaucht. </li></ol></li><li> Ordnen Sie drei Testplatten nebeneinander und legen Sie einen 5 Minuten-Timer für jede Testplatte. </li><li> Tragen Sie Hefe-Paste an die Spitze der Testplatten und mit dem Spreizer, verteilt eine dünne Laiener der Hefepaste auf jeder Testplatte, so dass alle Vertiefungen haben eine gleichmäßige Schicht von Hefe. </li><li> Sanft legen Sie eine Larve in der Mitte jeder Vertiefung, die 5 min Timer Start nach auf jeder Platte die ersten Larven platzieren. Hinweis: Drei Platten kann zu einem Zeitpunkt erfolgen, eine Stichprobengröße von 30 / Stamm / Testtag wodurch man bis zu insgesamt 500 Larven. </li><li> Legen Sie eine Petrischale Deckel auf der Oberseite jeder Vertiefung. </li><li> Wenn die Zeit abgelaufen ist, ohne dass die Larven von der Platte zu entfernen, starten Sie die Weglängen links hinten in der Hefe Tracing einen permanenten Marker. Trace Weglängen in der gleichen Reihenfolge wie Larven wurden auf den Testplatten angeordnet. <ol><li> Führen mit der gleichen Geschwindigkeit wie Verfolgungs Larven auf die Platten gelegt wurden. Aus Gründen der Einheitlichkeit in späteren Datenanalyse, verwenden die gleiche Markierung für alle Weglängen. Permanent Marker wird empfohlen. </li></ol></li><li> Wiederholen Sie die Schritte 6.2 bis 6.8.1 für jeden Stamm getestet werden. Wählen Sie jeden Stamm aus der Nahrung, unmittelbar vor der Prüfung Verhungern Auswirkungen auf pa zu vermeidenth-Länge. </li></ol> 7. Lebensmittel Deprivation <ol><li> Wenn Larven Larven werden Lebensmittel vor der Prüfung entzogen, sammeln wie in den Schritten von 6,2 bis 6,3, aber die gewünschte Menge an Zeit , Nahrungsentzug früher (z. B. wenn Larven werden Lebensmittel für 4 Stunden beraubt, sammeln Larven 4 Stunden vor Testzeit). </li><li> Teilen Sie gewaschen Larven in zwei Gruppen und legen Sie die Nahrung entzogen Gruppe in einem 60 x 15 mm Petrischale mit 5 ml 1% Agar und der Kontrollgruppe in einer Petrischale mit 5 ml Standard-Nahrung. </li><li> Legen Sie ein Gewicht auf dem umgekehrten Deckel der Petrischalen (sonst Larven sind in der Lage zu kriechen, wenn der Suche nach Nahrung). </li><li> Inkubieren für die zuvor ermittelten Nahrungsentzug Zeit und fahren Sie mit der Prüfung wie in den Schritten von 6,2 bis 6,9 beschrieben. </li><li> Wenn viele Stämme zu testen sind, taumeln die Entziehung Nahrung Startzeiten für die Prüfung jedes Stammes an der entsprechenden Zeitpunkt zu ermöglichen. </li></ol> 8. Datenanalyse Anmerkung: Dieser Abschnitt beschreibt ein Verfahren für die Datenanalyse unter Verwendung ImageJ 7 oder Fiji 8 zur Verarbeitung von Weglängen, obwohl andere Software verwendet werden kann. <ol><li> Verwenden Sie eine leichte Tabelle, die alle verfolgt Weglängen von den Petrischale Deckel auf weißes Papier zu übertragen (Deckel kann mit Ethanol und erneut verwendet werden zur weiteren Weg-Längen-Aufzeichnung gewaschen werden). </li><li> Trace eine 50 mm gerade Referenzlinie auf einem der Blätter Papier. </li><li> Scannen Sie die Weglängen bei einer Auflösung von 300 dpi und speichern als Bitmap oder TIFF-Bilddateien. </li><li> Öffnen Sie die Image-Datei, wählen Sie das Register &quot;Entwickeln&quot;&gt; &quot;Binary&quot;&gt; &quot;Make binär&quot;. Dann unter &quot;Prozess&quot;, wählen Sie &quot;Binary&quot;&gt; &quot;Skelettierung&quot;. Dies erzeugt eine eine Pixelbreite Linie, unabhängig von Dicke der Spur. </li><li> Stellen Sie sicher, jeder Pfad-Länge erscheint als eine kontinuierliche einzelne Zeile ohne Crossover. </li><li> Trennen Sie alle Kreuzungen der &quot;Straight li mitne Werkzeug Wand &quot;(Tracing) Werkzeug&quot; und Färben der Linie weiß (die Kontinuität des Weges mit dem überprüft werden &quot;, sollte der gesamte Pfad gelb markiert werden (Abb. 2). </li><li> Wählen Sie die &quot;Analyse&quot; tab&gt; Set Messungen und wählen Sie &quot;Perimeter&quot; und &quot;Display Label&quot;. </li><li> Wählen Sie die &quot;Analyse&quot;&gt; Registerkarte &quot;Set Skala&quot; und wählen Sie &quot;Kalk-&quot;. </li><li> Auf dem Bild, wählen Sie nur die Referenzlinie, wählen Sie die &quot;Analyse&quot;&gt; Registerkarte &quot;Analyse Partikel&quot; und wählen Sie &quot;Show: Outlines&quot;, &quot;Ergebnis anzeigen&quot; und &quot;Clear Ergebnistabelle&quot;. Hinweis: Die Ausgabe der Anzahl von Pixeln zeigen, wird die Linie 50 mm Skala entspricht. </li><li> Wählen Sie &quot;Analyse&quot;&gt; Registerkarte &quot;Set Maßstab&quot; und in die Pixelzahl in &quot;Abstand in Pixeln&quot; und dem entsprechenden Abstand (50 mm) in &quot;bekannten Abstand&quot; zu füllen. </li><li> Schließlich wählen Sie alle Pfadlängen Zeichnungen eines Genotyps einta Zeit, wählen Sie die &quot;Analyse&quot;&gt; Registerkarte &quot;Analyse Partikel&quot; und wählen Sie &quot;Show: Umrisse&quot;, &quot;Ergebnis anzeigen&quot; und &quot;Tabelle löschen Ergebnisse&quot;. <ol><li> Entfernen Sie alle schriftlichen Etiketten oder offensichtliche Fremd Markierungen (sie werden als Pfadlängen erkannt werden) innerhalb des ausgewählten Bereichs durch den Bereich auswählen und weiß zu füllen. </li></ol></li><li> Eine Sichtprüfung des &quot;Outlines&quot; Ausgabedatei die Umfänge wurden korrekt ermittelt zu gewährleisten. Der Ausgang wird für jeden Pfad Länge Zeichnung in der Auswahl einen Pfad-Länge in mm zeigen. Dies kann leicht mit einer beliebigen Statistik-Software in eine Kalkulationstabelle und analysiert exportiert werden. </li></ol>

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</ol>

The authors have nothing to disclose.

Die Pfadlänge Test hier skizzierte bietet eine robuste und einfache Maßnahme der Nahrungssuchverhalten von Drosophila - Larven. Das Protokoll folgt der allgemeinen Methodik in Sokolowski 2 beschrieben, jedoch wurde in Bezug auf Effizienz und experimentelle Kontrollen da verbessert. Nach bestem Wissen ist diese Methode die einzige verfügbare Methode zur Larven Pfad-Länge. Die ursprüngliche Version des Pfadlänge Protokoll 2, 3, 15, 16 getestet Larven auf Petrischalen mit einer dünnen ...

Seit der Entdeckung des weißen Gens in Thomas Hunt Morgan Labor im Jahre 1910, die Fruchtfliege, Drosophila melanogaster (D. melanogaster), wurde als Modell für die Untersuchung der molekularen und physiologischen Grundlagen der verschiedenen biologischen Prozessen eingesetzt. Die Popularität von D. melanogaster resultiert im Wesentlichen aus der großen Menge und Vielfalt an genetischen Werkzeugen. Drosophila geringe Größe, relativ einfache Handhabung und kurze Generationszeit machen es zu einem idealen Modell für Genetik Studien. Ebenso wichtig ist die Fähigkeit der Drosophila viele der Phänotypen von komplexeren Organismen einschließlich Säugetieren ausgedrückt zu demonstrieren. Dazu gehören komplexe Phänotypen wie Verhalten, das an der Schnittstelle zwischen dem Organismus und seiner Umwelt stehen. Als solche haben wesentlich zu unserem Verständnis, wie Gene und Umwelt vermitteln Verhalten Verhaltensstudien an der Fruchtfliege beigetragen1. Eine der ersten Studien von D. melanogaster Larven Verhalten untersucht individuelle Unterschiede in der Larvennahrungssuche Strategien durch die Weglängen von Larven 2 Messung während der Fütterung. Pfadlänge wurde als die Gesamtdistanz von einer einzigen Larve auf Hefe, innerhalb eines Zeitraums von fünf Minuten gereist definiert. Beide Laborstämme und Fliegen aus einer natürlichen Population in Toronto variiert in ihrer Nahrungssuche Verhaltensweisen und es gab eine genetische Komponente der individuellen Unterschiede in der Pfadlänge. Zwei Larvennahrungssuche Morphs wurden aus den quantitativen Pfadlängenverteilungen beschrieben und sie wurden Rover und Sitter genannt. Rovers zeigen längere Weglängen, während eine größere Fläche, während auf einem Lebensmittelsubstrat als Sitter durchquert. Mit diesem Weg langen Test de Belle et al. 3 abgebildet , die Nahrungssuche (für) Gen diese individuellen Verhaltensunterschiede zu einem diskreten Ort auf Chromosomen- 2 (24A3-24C5) zugrunde liegen. Die D. melanogaster für Gen wurde später 4 kloniert und ergab 6 eine cGMP - abhängige Proteinkinase 5, ein Modulator der Physiologie und Verhalten in Drosophila und anderen Organismen zu sein. Hier beschreiben wir die aktuelle Protokoll für die Larven- Weglängen-Assay ursprünglich in Sokolowski 2 entwickelt. Obwohl sich einige Aspekte des Tests im Laufe der Jahre verändert haben, hat das Konzept hinter dem Design nicht. Wir stellen auch Daten der Test das Potenzial zu beurteilen , genetischen und Umwelt Beiträge zur individuellen Unterschiede in der Nahrungssuchverhalten von Drosophila - Larven zu illustrieren. Die Larven Weglängen-Test ist einfach, effizient und doch robust. Eine einzelne Person kann in vier Stunden mit Leichtigkeit zu 500 Larven testen und Ergebnisse können mit einem hohen Maß an Reproduzierbarkeit erhalten werden. Ursprünglich entwickelt für zu lokalisieren, kann es in genetischen Screens verwendet werden, quantitative trait locus mapping, und in Studienvon Gen-für-Umgebung (GXE) Wechselwirkungen. Darüber hinaus machen die Einfachheit und Reproduzierbarkeit es eine große Ressource für Bachelor-Unterricht.

<table><tbody><tr><td>6 oz&amp;nbsp;fly culture bottles&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>AS355&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Fly vial plugs</td><td>Droso-Plugs</td><td>59-201</td><td></td></tr><tr><td>35 x 10 mm Petri dishes&amp;nbsp;</td><td>Falcon</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>100 x 15 mm Petri dishes&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>875712</td><td></td></tr><tr><td>60 x 15 mm Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-168&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting probes</td><td>Almedic</td><td>2325-58-5300&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Yeast</td><td>Lab Scientific</td><td>FLY-8040-20F</td><td></td></tr></tbody></table>

foraging path-length protocol for drosophila melanogaster larvae

Die Drosophila melanogaster Larven Weglängen-Phänotyp ist ein etabliertes Maß verwendet , um die genetischen und Umwelt Beiträge zur Verhaltensänderung zu studieren. Die Larven Weglängen-Assay wurde individuelle Unterschiede in der Nahrungssuchverhalten zu messen entwickelt , die später auf die Nahrungssuche Gen verknüpft wurden. Larval Pfad-Länge ist ein leicht erzielte Merkmal, das die Sammlung von großen Probengrößen bei minimalen Kosten, für die genetische Bildschirme erleichtert. Hier bieten wir eine detaillierte Beschreibung des aktuellen Protokolls für die Larven- Weglänge Assay zuerst von Sokolowski verwendet. Das Protokoll beschreibt, wie reproduzierbar Testtiere behandeln, die Verhaltenstest durchführen und die Daten zu analysieren. Ein Beispiel, wie kann der Assay verwendet werden Verhaltensplastizität in Reaktion auf Umweltveränderungen zu messen, die von Umgebungs Manipulieren Einspeisen vor dem Test durchgeführt wird, ist ebenfalls vorgesehen. Schließlich entsprechende Test-Design sowie Umweltfaktoren, die ändern könnenLarven Weg Länge wie Lebensmittelqualität, sind Entwicklungsalter und Tag Effekte diskutiert.

<html> Unterschiede in der Pfadlänge des Rover und Sitter für die Stämme und die Wirkung von Nahrungsentzug auf dem Weg Länge sind in Fig. . 3 gesammelten Daten über drei aufeinander folgenden Testtagen zeigten eine signifikante Belastung Effekt (F (1,421) = 351,89, p &lt;2,20 x 10 -16; Fig . 3A), mit Rovern reisen weiter als Sitter. Zusätzlich zu der Verspannungseffekt gab es auch ein...

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Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

Futter suchen Pfad-Länge-Protokoll für<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

9.3K Aufrufe.  University of Toronto. We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Serie: Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

Hochauflösende Messung von Odor-Driven Behavior in Drosophila-Larven

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Forschung

Biologie

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

Appetitive Assoziative olfaktorischen Lernens in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Neurowissenschaften

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of critical importance during the development of the circuit. Using the functional output of the circuit, feeding, changes in the neuronal architecture of the stomatogastric system can be visualized. Feeding behavior can be recorded by observing the rate of retraction of the mouth hooks, which receive innervation from the brain. Locomotor behavior is used as a physiological control for feeding, since larvae use their mouth hooks to traverse across an agar substrate. Changes in feeding behavior can be correlated with the axonal architecture of the neurites innervating the gut. Using immunohistochemistry it is possible to visualize and quantitate these changes. Improper handling of the larvae during behavior paradigms can alter data as they are very sensitive to manipulations. Proper imaging of the neurite architecture innervating the gut is critical for precise quantitation of number and size of varicosities as well as the extent of branch nodes. Analysis of most circuits allow only for visualization of neurite architecture or behavioral effects; however, this model allows one to correlate the functional output of the circuit with the impairments in neuronal architecture.

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae serves a simple yet powerful model that allows changes in feeding rate to be correlated with alterations in the stomatogastric neural circuitry. This circuit is composed of central serotonergic neurons that send projections to the mouth hooks as well as the foregut.

Funktionelle Analyse der Larvenfütterung Circuit in Drosophila</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

<meta charset="utf8"></head><body>Eine erschwingliche und effiziente "hausgemachte" Plattform für Drosophila-Verhaltensstudien und ein begleitendes Protokoll für die mitochondriale Respirometrie vo

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

Eine erschwingliche und effiziente "hausgemachte" Plattform für Drosophila-Verhaltensstudien und ein begleitendes Protokoll für die mitochondriale Respirometrie von Larven

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

Verhalten

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

Linear Agarose Kanäle zu studieren<em&gt; Drosophila</em&gt; Larval Krabbeln Verhalten

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Tracking von Drosophila Larven Verhalten als Reaktion auf optogenetische Stimulation der olfaktorischen Neuronen

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model to study animal avoidance behavior. This protocol introduces a light-spot assay to investigate larval phototactic behavior. The experimental set-up includes two main parts: a visual stimulation system that generates the light spot, and an infrared light-based imaging system that records the process of larval light avoidance. This assay allows tracking of the behavior of larva before entering, during encountering, and after leaving the light spot. Details of larval movement including deceleration, pause, head casting, and turning can be captured and analyzed using this method.

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

This protocol introduces a light-spot assay to investigate Drosophila larval phototactic behavior. In this assay, a light spot is generated as light stimulation, and the process of larval light avoidance is recorded by an infrared light-based imaging system.

Licht-Spot-basierter Assay zur Analyse von Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Lifespan Protocol for Drosophila melanogaster: Generating Survival Curves to Identify Differences in Fly Longevity

Source: Bovier, T. F., et al. <a href="https://www.jove.com/video/59535/" target="_blank">Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
Scientists use the Drosophila lifespan protocol to measure how different experimental conditions affect flies&#39; longevity and generate survival curves in the process to quantify the experimental outcomes. The sample protocol features the assay being applied to study the effects on longevity from exposure to varying concentrations of endocrine disruptor chemicals, or EDCs, such as 17-&#945;-ethinylestradiol (EE2).

Lebensdauerprotokoll für Drosophila melanogaster: Generierung von Überlebenskurven zur Identifizierung von Unterschieden in der Langlebigkeit von Fliegen

Source: Bovier, T. F., et al. Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
Scientists use the Drosophila lifespan ...

Futter suchen Pfad-Länge-Protokoll für

Zusammenfassung

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Eine erschwingliche und effiziente "hausgemachte" Plattform für Drosophila-Verhaltensstudien und ein begleitendes Protokoll für die mitochondriale Respirometrie von Larven

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Linear Agarose Kanäle zu studieren

Tracking von Drosophila Larven Verhalten als Reaktion auf optogenetische Stimulation der olfaktorischen Neuronen

Licht-Spot-basierter Assay zur Analyse von Drosophila Larval Phototaxis

Lebensdauerprotokoll für Drosophila melanogaster: Generierung von Überlebenskurven zur Identifizierung von Unterschieden in der Langlebigkeit von Fliegen