Diese Arbeit wurde durch Forschungsstipendien JWW aus dem National Institute of Health (R01DK092640) und der National Science Foundation (0920668) unterstützt.

1. Fly-Sammlung und Hunger <ol><li> Rück die Versuchsfliegen unter kontrollierten Temperatur-und Feuchtigkeitsbedingungen (zB 21 ° C, 50-60% relative Luftfeuchtigkeit) auf einem 12-Stunden Licht / Dunkel-Zyklus. </li><li> Sammeln weiblichen fliegt am Tag des Schlüpfens und sie, zusammen mit 4-5 Männchen, in neue Lebensmittelflaschen (maximal 30 pro Fläschchen). Alter fliegt 2-5 Tage. </li><li> Bereiten Sie die Kammern für Fliegen Hunger. <ol><li> Drücken Sie eine einzelne Gewebe (4,8 x 8,4 Zoll) bis auf den Boden eines leeren Kunststoffröhrchen. Komplett genießen das Gewebe mit destilliertem Wasser. Verwenden Sie ein Objekt auf dem Gewebe nach unten drücken, und drücken Sie leicht heraus überschüssiges Wasser. </li><li> Drehen Sie die Durchstechflasche um das zusätzliche Wasser zu verwerfen. Es sollte genug Wasser, um die Fliegen mit Feuchtigkeit versorgt und der Hunger Kammer feucht zu halten, aber nicht genug, um die Fliegen ertrinken. </li></ol></li><li> Übertragen Sie die Fliegen aus der Lebensmittel Fläschchen in einen Hungerkammer und stecken Sie das Fläschchen etwa 18-24 Stunden, bevor das Experiment beginnt. Bewahren Sie dieFläschchen unter kontrollierten Temperatur-und Feuchtigkeitsbedingungen über Nacht, bis das Experiment beginnt am nächsten Tag. </li></ol> 2. Vorbereitung der Speisen Geruch <ol><li> Vorbereitung einer 1%-igen Lösung durch Zugabe von 0,1 g Agarose mit niedriger Schmelztemperatur zu 10 ml destilliertem Wasser in einem Glaskolben. Erhitzen Sie die Agarose-Lösung in der Mikrowelle nur, bis es anfängt zu kochen, aber gut, bevor es überkocht. <ol><li> Stoppen Sie die Mikrowelle und die Flasche einmal wirbeln. Wiederholen Sie diesen Schritt noch zweimal, bis die Agarose vollständig gelöst hat. Halten Sie die Agarose-Lösung in einem flüssigen Zustand durch, das den Kolben warmen auf einer Heizplatte bei 50 ° C eingestellt </li></ol></li><li> In 990 ul der 1% igen Lösung und 10 ul von Apfelessig in ein 1,5 ml Eppendorf-Röhrchen, um eine 1% Apfelessig Lösung. Vortex, bis die Lösung gemischt und in ein trockenes Bad Inkubator auf 50 ° C eingestellt </li></ol> 3. Testraum und Verhalten Kammer-Setup <ol><li&gt; Stellen Sie den Testraum, um den gewünschten Bedingungen (zB Temperatur und Luftfeuchtigkeit). </li><li> Schalten Sie das LED-Panel (660 nm). </li><li> Spülen der Siebe und Testplatten mit heißem Wasser und Wärme sie in einem Trockenofen, bis alle Feuchtigkeit verdunstet. Kühlen Sie die Siebe und Platten auf den Testraum Temperatur vor Beginn der Experimente. </li><li> Positionieren Sie eine flache Schale auf der Oberseite der Diffusorplatte und füllen es mit Wasser, um die lokale Luftfeuchte zu erhöhen und das Wasser in der Agarose Tröpfchen maskieren. </li><li> Positionieren Sie die Siebe über die Wasserschale. </li></ol> 4. Fly Laden in die Testplatten Diagramme mit den Spezifikationen für die Prüfung Platten können in dem Abschnitt Zusätzliche Dateien gefunden werden. Die Testplatte aus klarem Acryl gefertigt und besteht aus 6 Tests Arenen. Eine einfache Schieberegler enthält Haltekammern, die Fliegenbelastung, Zeitbegrenzung, und gleichzeitiger Freisetzung von 6 Fliegen zu ermöglichen, in ihren jeweiligen Kammern andie zu Beginn des Experiments. Fadenkreuz in der Mitte jeder Arena in die Platte geätzt angeben, wo Duftstoffe sollten pipettiert werden. <ol><li> Legen Sie die Schieberegler in die Acryltestplatte. </li><li> Schieben Sie den Absauger in das Fläschchen an der Watte und ermöglichen über 6 Fliegen in die aspirator.it Fuß ist von entscheidender Bedeutung, so sanft wie möglich zu sein im Umgang mit ihnen. Man kann Vorteil der phototaktischen Verhalten fly nehmen, um Fliegen zu bewegen, indem er das Fläschchen Öffnung hin zu einem trüben Licht der Quelle bis zum Wasserstrahlpumpe kriechen. Wenn nötig, kann man auch sanfte Saugwirkung gelten für ca. 6 weibliche Fliegen zu saugen. </li><li> Führen Sie die Spitze der Saugvorrichtung in das erste Loch der Testplatte. Lassen Sie eine Fliege in die Arrestzelle weitergeben und vorsichtig voran den Schieberegler nach vorne, eine Fliege in die nächste Loch zu laden. Fortfahren, bis alle Fliegen 6 Arrestzellen der Platte zu besetzen. </li><li> Pipette 5 ul 1% Apfelessig Agarose-Lösung direkt auf das Zentrum der Cross-Haare auf der Innenseite der Testplatte. </li></ol> 5. Die Positionierung des Testing-Kennzeichen <ol><li> Um die Testplatte zu zentrieren, öffnen Sie die Datei mit dem Namen &quot;Positionierung Tool.vi.&quot; &quot;LabVIEW-VIs für Positionierungswerkzeug. vi kann im Abschnitt Zusätzliche Dateien gefunden werden. Führen Sie die Datei, indem Sie auf den weißen Pfeil in der linken oberen Ecke des Bildschirms. </li><li> Legen Sie die Testplatte oben auf das Sieb, so dass die Arena steht vor der Eröffnung Siebboden und der Geruch Ziel ist an der Decke der Platte. Richten Sie das Fadenkreuz mit dem Fadenkreuz auf dem Bildschirm in den Rücken der Testplatte geätzt. </li><li> Wenn die Ausrichtung abgeschlossen ist, brechen Sie die Ausführung durch einen Klick auf den roten Punkt in der Nähe der oberen linken Ecke des Monitors. </li></ol> 6. Notieren Sie die Fly Position während des Experiments <ol><li> Um bei jeder Nahrungssuche Prozess verfolgen und aufzeichnen die Koordinaten der Fliege, öffnen Sie die Datei Erfassungssoftware &quot;Fly-Tracking - Sechs Zones.vi &quot;LabVIEW-VIs für&quot; Fliege-Tracking -. Six Zones.vi &quot;finden Sie im Abschnitt Zusätzliche Dateien gefunden werden Führen Sie die Datei, indem Sie auf den weißen Pfeil in der linken oberen Ecke des Monitors. . </li><li> Geben Sie der Datei einen Namen und klicken Sie auf &quot;OK&quot;. </li><li> Voraus die Schieberegler, der in den Testkammern, um die Fliegen in die Arenen Prüfung freizugeben. Achten Sie darauf, die Testkammern zu bewegen, da dies zu falschen Ausrichtung mit Analyse-Software Koordinaten führen. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Start&quot; (die Aufnahme beginnt), und sicherzustellen, dass die einzige Lichtquelle in der Testkammer ist der 660 nm LED-Panel. </li><li> Als der Prozess abgeschlossen ist, entfernen Sie das Sieb und Verhalten Kammer. Heben Sie die Testplatte aus dem Sieb zu entfernen und die Fliegen durch Eintauchen der Platte in Eis. Reinigen Sie die Platte mit heißem Wasser und entfernen Sie Agarose Schutt. Platzieren Sie die Testplatten in einem Trockenofen, um Feuchtigkeit zu entfernen. </li><li> Lüften Sie den Testbereich durch Einschalten eines small Gebläse für ca. 2 min. Drehen Sie den Lüfter aus und laden Sie die nächste Gruppe von Fliegen in die nächste Testplatte. </li></ol> 7. Datenanalyse mit Custom Software &quot;Datenanalyse für Fly-Tracking-Six Zones&quot; finden Sie im Abschnitt Zusätzliche Dateien gefunden werden. Während der Datenerfassung, koordiniert die Übernahme-Software zeichnet einzelnen Flugposition für jeden Zeitpunkt in eine Textdatei. Eine einzelne Digitalkamera über den Testplatten angeordnet nimmt Bilder mit einer Bildfrequenz von 0,5 Hz ist. Die Analyse-Software-Programm &quot;Data Analysis für Fly-Tracking-Six Zones&quot; extrahiert Informationen aus dieser Textdatei auf a) die Berechnung der Durchschnittsgeschwindigkeit, b) den Zeitpunkt, zu dem eine Fliege erfolgreich die Geruchsquelle befindet, und c) bauen Grafikfenstern , die den Benutzer über einen Blick ermöglichen: Fliegen Lage, Abstand der Fliege von der Geruchsquelle über die Zeit und die Durchschnittsgeschwindigkeit fliegen über die Zeit. Es formatiert die Daten auch für einfachen Export in eine spreadsheet Programm. In diesem Makro wird Nahrungssuche Latenz als Zeitpunkt, an dem fliegt verbringen mindestens 5 s innerhalb eines Radius von 5 mm von der Mitte der Arena definiert. <ol><li> Öffnen Sie die Datei-Analyse-Software &quot;Data Analysis für Fly-Tracking - sechs Zonen&quot;. Unter dem Reiter &quot;Windows&quot;, klicken Sie auf &quot;Create New Table.&quot; Wiederholen Sie diesen Schritt, bis sechs Tabellen erstellt wurden. </li><li> Unter dem Reiter &quot;Makros&quot;, klicken Sie auf &quot;Foodfinding.&quot; Ein Hauptsteuerung sollte mit den folgenden Optionen angezeigt: Open Raw-Datendatei für Layout-, Open Rohmaterial-Datendatei für Data File; Fly Location; Entfernung, Geschwindigkeit, Layout-, FormatDataFile. </li><li> Um Rohdaten ohne Anhängen von Werten in einer Textdatei anzuzeigen, klicken Sie auf &quot;Öffnen Rohdaten-Datei für Layout.&quot; Suchen und wählen Sie die Versuchsdaten-Datei im Browser-Fenster, das erscheint. Klicken Sie auf &quot;Öffnen&quot;. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Fly Location&quot; auf Position jedes Haar in jeder der sechs Arenen (sechs XY-Plots Darstellung jedes fly &#39;ansehens Position im Laufe der Zeit sollte auf dem Bildschirm angezeigt). </li><li> Klicken Sie auf &quot;Distanz&quot; zu jeder Fliege Abstand von der Geruchsquelle (sechs Parzellen Darstellung der Fliege Abstand von der Geruchsquelle im Laufe der Zeit sollte auf dem Bildschirm) zu sehen. Die horizontale Linie bei y = 5 mm gibt die Schwelle, bei der die Fliege als bei der Nahrungsmittelquelle angeordnet sein. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Speed&quot; zu Durchschnittsgeschwindigkeit der einzelnen Fliege während der Studie (sechs Grundstücke darstellt Geschwindigkeit der Fliege im Laufe der Zeit sollte auf dem Bildschirm) zu sehen. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Layout&quot; ein Layout mit allen fly Lage, Distanz und Geschwindigkeitskurven neben der Durchschnittsgeschwindigkeit (während der ersten 50 sec) und Latenz der Suche nach der Geruchsquelle für jede Fliege (Abbildung 1) anzuzeigen. Um das Layout korrekt anzuzeigen, kann es notwendig sein, die Ränder anpassen. Um dies zu tun, klicken Sie zuerst auf das Layout-Fenster. Unter dem Reiter &quot;Datei&quot;, klicken Sie auf &quot;Seite einrichten für Layout.&quot; Stellen Sie die Ränder auf0,2 Zoll und klicken Sie auf &quot;OK&quot;. Sofort von jedem Standort Grundstück links ist eine kleine Tabelle mit den Überschriften &quot;Speed&quot; und &quot;Latency&quot;. Die unter den einzelnen Positionen eingegeben Werte geben die Durchschnittsgeschwindigkeit in mm / s und Nahrungssuche Latenzzeit in Sekunden. Blank Einträge unter Latency zeigen die Fliege nicht die Geruchsquelle zu lokalisieren. Essen Suche Latenz wird als Zeitpunkt, an dem die Fliegen verbrachte mindestens 5 s innerhalb eines Radius von 5 mm von der Mitte der Kammer definiert. </li><li> Um ein Layout zu drucken, klicken Sie auf den Layoutbereich (Updates auf aktuelle Layout-Datei). Klicken Sie auf &quot;Datei&quot; und dann auf &quot;Seitenlayout.&quot; </li><li> Um die nächste Datei anzuzeigen, klicken Sie einfach auf &quot;Open Raw Data File zum Layout.&quot; Klicken Sie auf der nächsten Rohdatendatei, die Sie anzeigen möchten, und klicken Sie auf &quot;OK&quot;. Klicken Sie auf das Layout-Fenster, das Fenster mit der neuen Datendatei zu aktualisieren. </li><li> Die Einstellungen können in einem Experiment Datei zur späteren Verwendung gespeichert werden. </li></ol> 8. Export von Daten ausder Datenanalyse-Software auf einem Tabellenkalkulationsprogramm <ol><li> Um die Geschwindigkeit und Latenz-Daten für jede Datei zu exportieren, klicken Sie auf &quot;Open Raw-Datendatei für Datendatei.&quot; Wählen Sie einen experimentellen Daten-Datei und klicken Sie auf &quot;Öffnen&quot;. Ein neues Browser-Fenster wird angezeigt. </li><li> In der neuen Browser-Fenster mit der rechten Maustaste auf &quot;Neu&quot; und dann auf &quot;Textdokument.&quot; Nennen Sie den neuen Textdokument. Wählen Sie das neu benannte Textdatei und klicken Sie auf &quot;Öffnen&quot;. Diese speichert Daten von der Rohdatendatei in die Textdatei. </li><li> Um Daten aus einer anderen Datei zu exportieren, klicken Sie auf &quot;Öffnen Rohdaten-Datei für Datendatei.&quot; Klicken Sie auf eine andere Datei und klicken Sie auf &quot;Öffnen&quot;. Wählen Sie die Textdatei aus Schritt 8.2). Wiederholen Sie diesen Vorgang für die übrigen Dateien, die Sie exportieren möchten. </li><li> Sobald alle gewünschten Daten-Dateien in der Textdatei hinzugefügt wurde, klicken Sie auf &quot;Format-Datendatei.&quot; Wählen Sie die verwendet werden, um Daten aus den vorherigen Schritten zu speichern, und klicken Sie auf &quot;Öffnen&quot; (ein neues Textdokument window wird automatisch geöffnet). </li><li> Erstellen Sie ein neues Textdokument in dem Fenster, weisen Sie der Datei einen Namen, und klicken Sie auf &quot;Speichern&quot;. Dieser erstellt eine Textdatei, die die Dateinamen, Durchschnittsgeschwindigkeit, und Latenz enthält für jede fliegen und kann in ein Tabellenkalkulationsprogramm importiert werden. </li><li> Kumulative Stücke werden aus Daten über die Anzahl der Fliegen Erreichen der Nahrungsmittelgeruch Ziel als Funktion der Zeit (Fig. 3) ausgebildet ist. </li><li> Experimentelle Daten-Sets sind für die statistische Signifikanz mit einem z-Test für Proportionen analysiert. </li></ol>

<ol>
	<li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The hungry fly : a physiological study of the behavior associated with feeding. , (1976).</li><li>Root, C. M., Ko, K. I., Jafari, A., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+facilitation+by+neuropeptide+signaling+mediates+odor-driven+food+search.">Presynaptic facilitation by neuropeptide signaling mediates odor-driven food search.</a> Cell. 145, 133-144 (2011).</li><li>Root, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+presynaptic+gain+control+mechanism+fine-tunes+olfactory+behavior.">A presynaptic gain control mechanism fine-tunes olfactory behavior.</a> Neuron. 59, 311-321 (2008).</li><li>Semmelhack, J. L., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Select+Drosophila+glomeruli+mediate+innate+olfactory+attraction+and+aversion.">Select Drosophila glomeruli mediate innate olfactory attraction and aversion.</a> Nature. 459, 218-223 (2009).</li><li>Faucher, C., Forstreuter, M., Hilker, M., de Bruyne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+of+Drosophila+to+biogenic+levels+of+carbon+dioxide+depend+on+life-stage,+sex+and+olfactory+context.">Behavioral responses of Drosophila to biogenic levels of carbon dioxide depend on life-stage, sex and olfactory context.</a> J. Exp. Biol. 209, 2739-2748 (2006).</li><li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 71, 708-712 (1974).</li><li>Fishilevich, E., Domingos, A. I., Asahina, K., Naef, F., Vosshall, L. B., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis+behavior+mediated+by+single+larval+olfactory+neurons+in+Drosophila.">Chemotaxis behavior mediated by single larval olfactory neurons in Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 2086-2096 (2005).</li><li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly.">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li><li>Hamada, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+internal+thermal+sensor+controlling+temperature+preference+in+Drosophila.">An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila.</a> Nature. 454, 217-220 (2008).</li><li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons.">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li><li>Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+expression+of+tetanus+toxin+light+chain+in+Drosophila+specifically+eliminates+synaptic+transmission+and+causes+behavioral+defects.">Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects.</a> Neuron. 14, 341-351 (1995).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li></ol>

Die Autoren erklären, keine konkurrierenden Finanz Interesse.

In diesem Protokoll beschreiben wir eine Schritt-für-Schritt-Verfahren für die Lebensmittel-Suchverhalten Assay. Zusätzlich zu Lebensmitteln Gerüche, können aber auch für die Untersuchung des Fliegen Fähigkeit, andere Objekte zu lokalisieren Geruch angepasst werden. Zum Beispiel kann es zu der Studie von Mate-Lokalisierung Verhalten in männlichen Fliegen 3 angewendet werden Es gibt einige zusätzliche Überlegungen für dieses Protokoll, das wir zu diesem Verfahren hier zu erwähnen.: <p class="jo...

Staaten von Hunger fördern zwei Arten von appetitive Verhalten: Nahrungssuche und der Nahrungsaufnahme ein. Diese einfache Verhaltenstest ist nützlich für die Untersuchung der chemotaktischen Verhalten mit Futter 2,3 verbunden. Insbesondere verfolgt sie fly Position, Laufgeschwindigkeit und Latenz auf der Suche nach einem Lebensmittelgeruch Ziel. Latenz von Lebensmitteln Stellung dient als Maß für die Messung von Veränderungen in der Empfindlichkeit des Fliegengeruchserkennungssystem stromabwärts von Änderungen im internen Zustand appetitive. Eine manuelle Version dieses Tests wurde zuvor verwendet, um zu zeigen GABA-B-Rezeptor-Signal ist für die Geruchslokalisierung Verhalten wichtig in der Erwachsenen 3 fliegt. Die aktuelle Version des automatisierten Test war maßgeblich an der Studie, wie kurz Neuropeptid-F (sNPF) Signalisierung formt die olfaktorischen Karte in Drosophila und Einflüsse appetitive Verhaltensweisen 2. Tests in einem dunklen, Temperatur und Feuchtigkeit kontrollierten Raum erfolgen. DigitalVideokameras über den klaren Acryl-Testplatten gesetzt verfolgen Fliegen durch 660-nm-LED-Beleuchtung hinterleuchtet. Informationen von der Kamera in Echtzeit von einem Computer stationiert neben dem Testbereich verarbeitet. Wir verwenden Datenerfassungssoftware, die während der Testphase und speichert die Koordinaten der Flugpositionen. In diesem Paradigma wird das Thema in einer Arena, die eine Nahrungsmittelgeruch in der Mitte enthält freigesetzt; der Geruch Objekt schafft eine Nahrungsmittelgeruch Gradienten in der Arena, die Nahrungssuche in der Flugverhalten auslöst. Ein ähnlicher Geruch Suche Protokoll zu der Studie der Chemosensorik in einzelnen Drosophila-Larven 7 angewandt. Während andere Verhaltenstests, wie der Vier-Felder-Olfaktometer 4,5 oder dem T-Labyrinth 6 bewerten Geruchsaversion oder Anziehung Verhalten, wird dieses Paradigma besten geeignet, um Geruchsempfindlichkeit und Chemotaxis Verhalten zu beurteilen. Mehrere wichtige Vorteile begleiten diese assay. Erstens ermöglicht sie schnelle Erfassung großer Datenmengen, da die Datenerhebung und-analyse sind meist automatisiert. Zweitens trennt dieser Test und misst das Verhalten von Einzellinie, wodurch soziale olfaktorische Signale, die ihr Verhalten beeinflussen können. Drittens, die Einfachheit des Protokolls und einfachen experimentellen Design machen den Test effizient und einfach, andere zu lehren. Zusätzlich kann dieser Test verwendet werden, um weitere Sonde neuronalen Schaltkreise durch die Kombination mit der umfangreichen genetischen Toolkit zur Verfügung, um Drosophila melanogaster 8 zugrunde liegenden Nahrungssuchverhalten werden. Gezielte Expression von Transgenen, dass Schweigen zu erregen oder Neuronen können mit Tools wie der GAL4-UAS-System sowie der FH-shibire ts1, UAS-Tetanus-Toxin und UAS-TRPA1 (B) erreicht werden Transgene 12.09.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company </td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Apple Cider Vinegar</td>
			<td>Spectrum</td>
			<td></td>
			<td>commercially available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose, Type VII</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A0701</td>
			<td>low gelling temperature agarose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylic Testing Plate</td>
			<td></td>
			<td>custom</td>
			<td>Plate contains 6 arenas. Each arena is 60 mm in diameter 6 mm in height. See testing plate diagrams for specific measurements.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW V.8.5</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>776670-09</td>
			<td>platform for programs: PositioningTool.vi, FlyTracking--Six Zones.vi NOTE: &#34;elapsed time.vi&#34;, &#34;time into file.vi&#34;, and &#34;two object detect.vi&#34; are included subroutines that must be available in order for the main data acquisition program &#34;FlyTracking--Six zones.vi&#34; to run.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Acquisition Software 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Builder AI 3.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Igor Pro V.6</td>
			<td>Wavemetric, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>platform for macro: Data Analysis for Fly Tracking--Six Zones</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basler scA1390-17fm</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>779980-01</td>
			<td>Digital Camera NOTE: driver for camera available at Baslerweb.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mm lens</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>780024-01</td>
			<td>Lens for Basler Digital Camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Glass Diffuser Plate</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>custom</td>
			<td>Diffuses light, 25 cm x 30 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>US Std. No. 100</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>04-881X</td>
			<td>Sieve with nominal opening of 150 &#956;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED backlight 660 nm (20 cm x 20 cm)</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td>BL47192</td>
			<td>a simpler but more expensive lighting option.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply for LED Backlight</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>660 nm LEDs</td>
			<td>Superbrightleds</td>
			<td>RL5R1330</td>
			<td>Wavelength 660 nm (approximately 7 x 7 LED array for a 14.7 inch x 9.75 inch panel)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear DC Power Supply</td>
			<td>GW Instek</td>
			<td>GPS-1830D</td>
			<td>Power supply for LED Panel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solderless Breadboard</td>
			<td>Digikey</td>
			<td>922354-ND</td>
			<td>Breadboard for LEDs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a single-fly assay for foraging behavior in drosophila

Für viele Tiere, Hunger fördert Veränderungen im olfaktorischen System in einer Weise, die die Suche nach geeigneten Nahrungsquellen erleichtert. In diesem Video-Artikel beschreiben wir einen automatisierten Test, um die Wirkung von Hunger oder Sättigung auf olfaktorische abhängige Nahrungsmittel Suchverhalten in der Erwachsenen Obst messen Drosophila melanogaster. In einem lichtdichten Gehäuse mit rotem Licht, die unsichtbar für Fruchtfliegen ist beleuchtet, eine Kamera, um benutzerdefinierte Datenerfassungssoftware verknüpft überwacht die Position von sechs Fliegen gleichzeitig. Jede Fliege beschränkt sich auf in einzelnen Arenen, die eine Nahrungsmittelgeruch in der Mitte gehen. Die Testarenen ruhen auf einem porösen Boden, die Funktionen, um Geruch Ansammlung zu verhindern. Latenz, um die Geruchsquelle, eine Metrik, Geruchsempfindlichkeit unter verschiedenen physiologischen Zuständen spiegelt zu finden, wird von der Software-Analyse bestimmt. Hier diskutieren wir die kritische Mechanik der Ausführung dieses Verhaltens-Paradigma und decken spezifische Fragen der Fliege loading, Geruchsbelastung, Temperatur-Test, Datenqualität und statistische Analyse.

Die Datenanalyse-Software und die Anordnung, von der ein Beispiel in Fig. 1 zu sehen ist, werden nach einer Reihe von Analysekriterien verwendet, um die Leistung der einzelnen Fliegen während der 10 Minuten Versuchs auszuwerten. Die folgenden Kriterien werden verwendet, um festzustellen, ob Daten von jeder Fliege wird für die Datenanalyse verwendet werden und sind entworfen, um jene Fliegen, die nicht in der Lage, die Nahrung Suchaufgabe aufgrund einer Verletzung, Krankheit, Stress oder mangelnde Moti...

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A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In diesem Video-Artikel beschreiben wir einen automatisierten Test, um die Wirkung von Hunger oder Sättigung auf olfaktorische abhängige Nahrungsmittel Suchverhalten in der Erwachsenen Obst messen Drosophila melanogaster.

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

a-single-fly-assay-for-foraging-behavior-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

13.1K Aufrufe.  University of California-San Diego.  In diesem Video-Artikel beschreiben wir einen automatisierten Test, um die Wirkung von Hunger oder Sättigung auf olfaktorische abhängige Nahrungsmittel Suchverhalten in der Erwachsenen Obst messen Drosophila melanogaster. 

Serie: A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Ein Verfahren für die Implantation eines Spinal Kammer für Längs<em&gt; In-vivo-</em&gt; Imaging der Maus Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Färben Insekten für Verhaltenstests: die Paarungsverhalten von narkotisierten<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Futter suchen Pfad-Länge-Protokoll für<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Geschmackspräferenz Assay für Erwachsene<em&gt; Drosophila</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Quantifizierung von Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...