Wir wollen vor allem die Mitglieder des Gerber Labor für technische Anleitungen auf ihren Versuchsaufbau und Anmerkungen zum Manuskript danken. Wir danken auch Lyubov Pankewytsch für Fliegenfischer Pflege und Wartung des Wildtyp Kantonen Lager. Diese Arbeit wird von der DFG-Stipendium TH1584/1-1 der SNF Gewährung 31003A_132812 / 1 und das Zukunftskolleg der Universität Konstanz (alle AST) unterstützt.

Ein. Vorbereitung <ol><li> Drosophila Wildtyp-Larven werden bei 25 ° C erhöht und 60% -80% Luftfeuchtigkeit in einem 14/10 Licht / Dunkel-Zyklus. Für die Steuerung das genaue Alter der Larven immer 20 Frauen sind mit 10 Männern in einem Fläschchen (6 cm Höhe und 2,5 cm Durchmesser), die etwa 6 ml Standard fly Essen beinhaltet setzen. Fliegen werden dürfen Eier für 12 h lag und in ein neues Fläschchen am zweiten Tag übertragen. 5-6 Tage nach der Eiablage Larven erreichen die Fütterung 3 rd instar der Bühne, wenn bei 25 ° C erhöht und kann nun für die Verhaltensexperiment verwendet werden. Allerdings muss man sicherstellen, um nur Larven, die sich noch in der Lebensmittel-und nicht der Larven aus der Seite der Flasche. Diese Larven haben bereits &quot;wandernden 3 rd instar Bühne&quot; erreicht - kurz vor der Verpuppung - und ihre Nutzung erschwert die Interpretation der Ergebnisse. </li><li> Zubereitung von 2,5% Agarose Petrischalen (anderen Labors nutzen auch Agar-Konzentrationen von 1% des gesamten Experiments, wieimmer geringeren Konzentrationen kann damit die Fütterung 3. Larvenstadium in das Substrat zu graben): Lösen Sie 2,5 g Agarose in 100 ml ddH 2 O. Heizen Sie die Lösung in einer Mikrowelle, bis es zu kochen beginnt. Vorsichtig schütteln Sie die Lösung und setzen Sie ihn wieder in die Mikrowelle, bis alle Agarose gelöst ist. Die heiße Lösung Agarose in Petrischalen so dass der Boden der Petri-Schalen vollständig bedeckt ist und die Agarose Lösung bildet eine glatte Oberfläche. Lassen Sie die Lösung auf Raumtemperatur abkühlen Temperatur und schließen Sie den Deckel. Nicht sofort schließen die Deckel, weil es zur Kondensation von Wasser an den Deckeln ermöglichen würde. </li><li> Herstellung von 2M Fructose Petrischalen: Man löst 2,5 g Agarose in 100 ml ddH 2 O (wiederum ist die Nutzung von 1% Agar Konzentration möglich, jedoch kann sie zulassen Zuführen 3. Larvenstadium in das Substrat graben). Heizen Sie die Lösung in einer Mikrowelle, bis es zu kochen beginnt. Vorsichtig schütteln Sie die Lösung und setzen Sie ihn wieder in die Mikro-Welle bis alle Agarose gelöst ist. Vorsichtig 35 g Fruktose in die heiße Lösung, langsam rühren die Mischung, bis der Zucker aufgelöst ist, um Siedeverzug zu vermeiden. Die heiße Fructose-Agaroselösung in Petrischalen so dass der Boden vollständig bedeckt ist und der Fructose-Agaroselösung bildet eine glatte Oberfläche. Lassen Sie die Lösung auf Raumtemperatur abkühlen Temperatur und schließen Sie den Deckel. Nicht sofort schließen die Deckel, weil es zur Kondensation von Wasser an den Deckeln ermöglichen würde. </li><li> Herstellung von 1-Octanol (OCT) Geruch Behälter: Füllen Sie 10 ul reines Oktober in eine maßgeschneiderte Teflon Geruch Behälter und schließen Sie es mit einem Deckel, der mehrere kleine Löcher für die Verdampfung des Geruchs zu ermöglichen hat. Eine detaillierte Beschreibung der Behälter in Gerber und Stocker 2007. Bereiten Sie drei Geruch Behälter für Oktober Geruch Behälter ermöglichen für die Verdampfung der eingesetzten Chemikalien, sondern vermeiden, daß Larven können direkt kontaktieren. So sind die hier beschriebenen Experimente gezieltAdresse olfaktorischen Lernens bei Larven ohne störende Geschmacks Nebenwirkungen. </li><li> Vorbereitung der Amylacetat (AM) Geruch Behälter: verdünnen AM 1:50 in Paraffinöl. Füllen Sie 10 ul der Verdünnung in einem speziell angefertigten Teflon Geruch Behälter und schließen Sie es mit einem Deckel, der mehrere kleine Löcher für die Verdampfung des Geruchs zu ermöglichen hat. Bereiten Sie drei Geruch Behälter für AM. Die Verdünnung ist aus praktischen Gründen wichtig, nämlich eine starke Bevorzugung eines Geruchs über die andere, die einen Lern-abhängige Veränderung der relativen bevorzugt zwischen den beiden Gerüche maskieren, zu vermeiden. Das gleiche Attraktion für Gerüche müssen eventuell im Labor vor dem Experiment werden durch Aufbringen der später beschriebenen Test (2.5) mit naiven Tieren bestätigt. Die Werte hier präsentiert auf mehreren Veröffentlichungen des Gerber-Labor, das vor kurzem von unserem Labor 9,15,16 wurden reproduziert basieren. </li><li> Die Beschriftung der Petrischalen: Vor den Verhaltensexperimente alle Petrischalen codiert werden. Das bedeutet, dassfructosehaltigen Petrischalen müssen zum Beispiel mit einem &quot;X&quot; oder ein &quot;A&quot; und Agarose nur Petrischalen mit einem &quot;Y&quot; oder &quot;B&quot; markiert werden. Dieser Code sollte der Experimentator erst alle Daten aufgezeichnet wurden aufgedeckt werden. Durch die Durchführung der Experimente &quot;blind&quot; ist es also nicht möglich, dass die Erwartungen der Experimentator kann die Leistung der Larven beeinflussen. Um ein Verständnis für die breite Leserschaft wir im Folgenden nur die Gerüche als konditionierte Stimuli (CS1 oder CS2), die entweder belohnt werden, wenn sie auf einer Fructose Petrischale (+) oder nicht belohnt präsentiert, wenn auf einem Agarose nur vorgestellt werden reden erleichtern Petrischale (-). </li></ol> 2. Zucker Belohnung Training und Test- <ol><li> Sammle 30 Fütterung 3 rd Larven aus einem Lebensmittel Fläschchen. Übertragung auf einen ersten Petrischale, die einige Tropfen Leitungswasser enthält und vorsichtig bewegen sie vorwärts und rückwärts mit einer Bürste. Übertragung auf einen zweiten Petrischale dass enthält auch einige Tropfen Leitungswasser water zu überprüfen, dass keine Nahrung Paste auf der Körperwandschicht der Larven bleibt, andernfalls Larven der Lage wäre, die Nahrungsmittelgeruch während des Experiments zu erleben. Dies würde wahrscheinlich zu verdunkeln den Lernprozess und ihre Leistung in der Testsituation. </li><li> Training: Um Larven Associate Gerüche trainieren mit einem appetitive Zucker Cue folgende Regelung angewendet wird. Setz einen OCT Geruch Behälter auf der linken und rechten Seite eines &quot;X&quot; gekennzeichnet - dadurch, Fructose Belohnung enthaltend (+) Petrischale (&quot;Blind&quot;-Experiment, für Details siehe 1,6). Fügen Sie die Gruppe von 30 Fütterung 3 rd Larven auf die Mitte der Petrischale, den Deckel schließen und warten, 5 min, während die Tiere Oktober ausgesetzt sind. Stellen Sie sicher, dass die Larven nicht im Wasser Tropfen gefangen und kann die Oberflächenspannung zu überwinden. Bis dahin Larven können frei auf der Petrischale zu bewegen und erleben Geruchs-und / oder geschmackliche Reize. </li><li> Training: Nehmen Sie die Larven aus der Petrischale mit einem feuchten Pinsel und übertragen diem auf eine zweite Petrischale, die mit einem &quot;Y&quot; bezeichnet ist - dadurch, Agarose nur (-), enthaltend Petrischale - und weist einen AM Geruch Behälter an seiner linken und rechten Seite angeordnet. Schließen Sie den Deckel und warten 5 Minuten, während die Tiere AM ausgesetzt sind. </li><li> Training: Repeat 2,2) und 2,3) zweimal, so dass alle 30 Larven Erfahrung drei Trainings-Zyklen: CS1 / (+) - CS2 / (-); CS1 / (+) - CS2 / (-); CS1 / (+) - CS2 / (-). In diesem Experiment CS1 stellt Oktober und CS2-Codes für AM. </li><li> Test: Legen Sie eine Uhr und ein Oktober Geruch Container auf den gegenüberliegenden Seiten eines Agarose-only Petrischale. Übertragen der trainierten Tieren zur Mitte des Tests Petrischale. Schließen Sie den Deckel und warten Sie 5 min. Anschließend zählt die Anzahl der Larven auf der linken Seite, der mittlere und rechte Seite des Prüflings Petrischale. </li><li> Wiederholen Schritte 2.1) bis 2.5) mit einer zweiten Gruppe von 30 Fütterung 3. Larvenstadium aber tauschen die experimentellen Rollen von AM und OCT, dass die Tiere die folgende Ausbildung erhalten: CS2/ (+) - CS1 / (-); CS2 / (+) - CS1 / (-); CS2 / (+) - CS1 / (-). In diesem Experiment CS1 stellt Oktober und CS2-Codes für AM. </li><li> Mögliche Vorkehrungen für die Ausbildung. Oben haben wir eine Ausbildung, die von drei Trainings Studien entweder Oktober / (+) existiert präsentieren - AM / (-) oder im reziproken Gruppe auch drei Trainings Studien AM / (+) - Oktober / (-). Jedoch zu sequenzieren abhängigen Effekte während des Trainings zu vermeiden, ist es wichtig, um die Reihenfolge der Reize im folgenden Wiederholungen des gesamten Tests variieren. Durch Variieren der Reihenfolge CS1 oder CS2 und auch die Belohnung Präsentation in der ersten oder zweiten Platte präsentierten sind vier verschiedene Sequenzen für die Ausbildung Versuche möglich: </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td> Erste Gruppe </td><td> CS1 / (+) - CS2 / (-) </td><td> Gegenseitige Gruppe </td><td> CS2 / (+) - CS1 / (-) </td></tr><tr><td></td><td> CS1 / (-) - CS2 / (+) </td><td></td><td> CS2 / (-) - CS1 / (+) </td></tr><tr><td></td><td> CS2 / (+) - CS2 / (-) </td><td></td><td> CS1 / (+) - CS2 / (-) </td></tr><tr><td></td><td> CS2 / (-) - CS1 / (+) </td><td></td><td> CS1 / (-) - CS2 / (+) </td></tr></tbody></table> Um systematische Wirkungen von Reizen im umgebenden experimentellen Umgebung zu verhindern, sollte man den Test in einer Hälfte der Fälle, dass Oktober auf der linken Seite dargestellt und AM nach rechts durchzuführen. In der anderen Hälfte der Fälle FSK sollte auf der linken und auf der rechten Oktober präsentiert. 3. Tests für Task-relevanten Sensory-Motor Fakultäten Die Gestaltung der oben beschriebenen Experimente zur Analyse ermöglicht geruchsbindende Zucker Lernen in Wildtyp Zuführen 3. Larvenstadium auf eigene. Jedoch in täglichen Lebens lab Forscher benutzen normalerweise zwei oder mehr verschiedenen Versuchsgruppen von Larven zu vergleichen, wenn olfaktorischen Lernen hängt auf einer Stufesondere Gen, einem bestimmten Satz von Neuronen, eine Mutante Lager, eine spezielle Diät, unterschiedliche Haltungsbedingungen, toxische Chemikalien zugesetzt während der Entwicklung, usw. Somit wird in allen Fällen, wenn zwei oder mehr Gruppen von experimentellen Larven getestet werden ein bis a tun hat gesetzt der obligatorischen Bekämpfung Experimenten zu überprüfen, ob die verschiedenen Gruppen von Larven richtige sensomotorische acuities zeigen. Diese Pflicht wird als potentielle Phänotypen nicht unbedingt aufgrund der reduzierten oder abgeschafft Fähigkeiten Associate Gerüche mit Zucker. Vielmehr könnte Potential Lern ​​Defekten auf Defekte in einem beliebigen Schritt des sensomotorischen Schaltung in der Verarbeitung von Gerüchen und / oder Zucker basieren. Oder in anderen Worten, wenn eine Mutante Larve ist nicht in der Lage zu erfassen Zucker, kann es nicht zu etablieren einen Zucker Speicher. Aber dies bedeutet nicht erlauben dem Schluss, dass die Larve kann man nicht lernen. Im Einzelnen sind folgende Kontrolle Experimente haben zu tun, um für die ordnungsgemäße Oktober, AM und Fructose Verarbeitung von transgenen Larven zu testen. Ein. Test für naiv Oktober preferenz Sammle 30 Fütterung 3 rd Larven aus einem Lebensmittel Fläschchen. Waschen Sie sie sorgfältig in Leitungswasser wie in 2.1 beschrieben. Legen Sie eine einzelne Oktober Geruch Container auf einer Seite einer Agarose Petrischale, fügen die Larven in die Mitte der Petrischale, den Deckel schließen und warten, 5 min, so dass die Larven können sich auf der Petrischale und orientieren in Richtung Oktober kriechen Geruchsquelle. Anschließend zählt die Anzahl der Larven auf der linken Seite, in der Mitte und auf der rechten Seite des Prüflings Petrischale. 2. Test für naiv AM Präferenz Sammle 30 Fütterung 3 rd Larven aus einem Lebensmittel Fläschchen. Waschen Sie sie sorgfältig in Leitungswasser wie in 2.1 beschrieben. Legen Sie eine einzelne Uhr Geruchs-Container auf einer Seite einer Agarose Petrischale, fügen die Larven in die Mitte der Petrischale, den Deckel schließen und warten 5 Minuten, so dass die Larven können sich auf der Petrischale und orientieren in Richtung der Uhr kriechen Geruchsquelle. Anschließend zählt die Anzahl der larvae auf der linken Seite, in der Mitte und auf der rechten Seite des Prüflings Petrischale. 3. Test für naiv Zucker Präferenz Sammle 30 Fütterung 3 rd Larven aus einem Lebensmittel Fläschchen. Waschen Sie sie sorgfältig in Leitungswasser wie in 2.1 beschrieben. Planen Petrischalen, die 2,5% Agarose enthält, in die eine Hälfte und einer 2M Fructose-Agarose Mischung in der anderen Hälfte. Fügen Sie den Larven auf die Petrischale, den Deckel schließen und für 5 min, so dass die Larven können sich auf der Petrischale und orientieren in Richtung fructosehaltigen Seite kriechen warten. Anschließend zählt die Anzahl der Larven auf der linken Seite, in der Mitte und auf der rechten Seite des Prüflings Petrischale. Vorbereitung der halbe-halbe Petrischalen: Bereiten normalen Agaroseplatten wie oben beschrieben in Abschnitt 1,2. Wenn die Agarose gefüllt Petrischalen abgekühlt sind, sorgfältig ausgeschnitten die Agarose entlang der vertikalen Achse mit einem Skalpell. Entfernen einer Hälfte des Agarosegel aus der Petrischale. Add ein heißes Fructose-Agarose-Lösung (zur Herstellung siehe 1,3) auf die leere Hälfte der Petrischale. Achten Sie darauf, dass beide Hälften und passen nicht bilden eine definierte Kante - das wirkt sich auf die Larven Wahlverhalten und macht einen Verhaltensanalysen ziemlich schwierig 4.. Sham Ausbildung Trotz Prüfung, ob transgene Fütterung 3 rd Larven in der Lage, auf einem Wildtyp-Ebene zwischen Oktober und Luft (3,1), AM und Luft (3,2) und Zucker und reine Agarose (3,3), ein zusätzlicher Satz von Test-Experimenten zu unterscheiden sind, hat vor kurzem eingeführt (zur Diskussion siehe Gerber und Stocker, 2007). Die Begründung für diesen Experimenten ist die folgende. Während der Ausbildung Larven durchlaufen massiven Handhabung und aufeinander Geruch und Zucker Stimulation. Somit ist es auch möglich, dass die beobachteten Phänotyp Lernen irreführend ist (obwohl naiven Geruch und Zucker Wahrnehmung Tests sind auf einem Wildtyp Niveau!). Tatsächlich ist es möglich, dass die transgenen Tiere differ von Wildtyp-Larven mit Bezug auf Belastbarkeit, Motivation, Müdigkeit, sensorische Anpassung kontextuellen Lernen und Veränderungen in der Sättigung. So führte Michels et al. (2005) Steuerelemente, die testen, ob eine bestimmte Mutante in der Lage, (1) zu erkennen ist, im Vergleich zu einem leeren Geruch Behälter Uhr, wenn Sie die Larven genau wie beim Training, außer dass Sie weglassen die Belohnung und lediglich um sowohl aussetzen zu behandeln Gerüche, (2) erkennen Oktober nach dem gleichen Regime, (3) erkennen Uhr gegenüber einem leeren Geruch Container, wenn Sie die Larven in einem Training-like Weise, außer dass man auch die Gerüche und lediglich auf die Belohnung aussetzen zu behandeln, und (4 ) erkennen Oktober nach dem gleichen Schema. Für eine umfassende Diskussion und weitere Details zu den Methoden finden Sie Michels et al (2005) und Gerber und Stocker (2007). 4. Datenanalyse für Zucker Belohnung Learning <ol><li> Um die Daten des Zuckers Belohnung Lernen Protokoll auszuwerten berechnen Oktober Präferenz Index (PREF OCT) für jede der beiden reziprokentisch geschult Gruppen: Für die erste Gruppe, die OCT / (+) erhalten - AM / (-) Ausbildung: PREF Oktober (Oktober + / AM-) = (Anzahl der Larven auf Oktober Seite - Anzahl der Larven auf AM Seite) / # aller Larven innerhalb der linken, rechten und mittleren Zonen Für die zweite Gruppe, die AM / (+) erhalten - Oktober / (-) Ausbildung: PREF AM (AM + / OCT-) = (Anzahl der Larven auf AM Seite - Anzahl der Larven auf Oktober auf dieser Seite) / # aller Larven innerhalb der linken, rechten und mittleren Zonen </li></ol><ol start="2"><li> Berechnen Sie einen Performance-Index (PI) für die beiden PREF Werte von 4,1). Die PI stellt assoziativen Lernens durch Auslöschen Störwirkung von Geruch und Bestrafung Belichtung Laufe der Zeit und Handhabung: PI = (PREF Oktober (Oktober + / AM) + PREF AM (AM + / Oktober)) / 2 So PIs können von -1 bis 1 liegen. Deutlich negative Werte repräsentieren aversive lernen, während deutlich positive Werte appetitive Lernen zu beschreiben. Ein komplettes Experiment umfasst in der Regel von 10 oder mehr PIs. Daten werden visualisiert, wie Boxplots including alle Werte einer Versuchsgruppe. 50% der Werte innerhalb der Box befindet, der Median-Performance-Index wird als fette Linie innerhalb der Box-Plot angezeigt. </li></ol> 5. Datenanalyse für Task-relevanten Sensory-Motor Fakultäten <ol><li> Zur Auswertung der Daten bei der Prüfung auf ordnungsgemäße Oktober Geruch Verarbeitung Berechnung eines OCT Geruch Präferenz-Index wie folgt: Geruch PREF Oktober = (Anzahl der Larven auf Oktober Seite - Anzahl der Larven auf der anderen Seite) / # aller Larven innerhalb der linken, rechten und mittleren Zonen </li><li> Zur Auswertung der Daten bei der Prüfung auf ordnungsgemäße AM Geruchswahrnehmung berechnen AM Geruch Präferenz-Index wie folgt: Geruch PREF AM = (Anzahl der Larven auf AM Seite - Anzahl der Larven auf der anderen Seite) / # aller Larven innerhalb der linken, rechten und mittleren Zonen </li><li> Zur Auswertung der Daten bei der Prüfung auf ordnungsgemäße Fructose Wahrnehmung berechnen Fructose Präferenz-Index wie folgt: PREF Fructose = (Anzahl der Larven auf Fruktose Seite - # von Larven auf der anderen Seite) / # Aller Larven innerhalb der linken, rechten und mittleren Zonen </li><li> Details zum Schein Ausbildung sind in Michels et al. 2005. </li></ol>

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U.S.A. 94, 5131-5136 (1997).</li><li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons.">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li><li>Schroll, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-induced+activation+of+distinct+modulatory+neurons+triggers+appetitive+or+aversive+learning+in+Drosophila+larvae.">Light-induced activation of distinct modulatory neurons triggers appetitive or aversive learning in Drosophila larvae.</a> Curr. Biol. 16, 1741-1747 (2006).</li><li>Rosenzweig, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+ortholog+of+vertebrate+TRPA1+regulates+thermotaxis.">The Drosophila ortholog of vertebrate TRPA1 regulates thermotaxis.</a> Genes Dev. 19, 419-424 (2005).</li><li>Baines, R. A., Uhler, J. P., Thompson, A., Sweeney, S. T., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+electrical+properties+in+Drosophila+neurons+developing+without+synaptic+transmission.">Altered electrical properties in Drosophila neurons developing without synaptic transmission.</a> J. Neurosci. 21, 1523-1531 (2001).</li><li>Chen, Y. C., Mishra, D., Schmitt, L., Schmuker, M., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+behavioral+odor+similarity+"space"+in+larval+Drosophila.">A behavioral odor similarity "space" in larval Drosophila.</a> Chem. Senses. 36, 237-249 (2011).</li><li>Saumweber, T., Husse, J., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Innate+attractiveness+and+associative+learnability+of+odors+can+be+dissociated+in+larval+Drosophila.">Innate attractiveness and associative learnability of odors can be dissociated in larval Drosophila.</a> Chem. Senses. 36, 223-235 (2011).</li><li>von Essen, A. M., Pauls, D., Thum, A. S., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capacity+of+visual+classical+conditioning+in+Drosophila+larvae.">Capacity of visual classical conditioning in Drosophila larvae.</a> Behav. Neurosci. , (2011).</li><li>Honjo, K., Furukubo-Tokunaga, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+cAMP+response+element-binding+protein-dependent+medium-term+memory+by+appetitive+gustatory+reinforcement+in+Drosophila+larvae.">Induction of cAMP response element-binding protein-dependent medium-term memory by appetitive gustatory reinforcement in Drosophila larvae.</a> J. Neurosci. 25, 7905-7913 (2005).</li><li>Honjo, K., Furukubo-Tokunaga, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinctive+neuronal+networks+and+biochemical+pathways+for+appetitive+and+aversive+memory+in+Drosophila+larvae.">Distinctive neuronal networks and biochemical pathways for appetitive and aversive memory in Drosophila larvae.</a> J. Neurosci. 29, 852-862 (2009).</li><li>Khurana, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+Conditioning+in+the+Third+Instar+Larvae+of+Drosophila+melanogaster+Using+Heat+Shock+Reinforcement.">Olfactory Conditioning in the Third Instar Larvae of Drosophila melanogaster Using Heat Shock Reinforcement.</a> Behav. Genet. 42, 151-161 (2012).</li><li>Tully, T., Cambiazo, V., Kruse, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Memory+through+metamorphosis+in+normal+and+mutant.">Memory through metamorphosis in normal and mutant.</a> 14, 68-74 (1994).</li><li>Michels, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+site+and+molecular+mode+of+synapsin+action+in+associative+learning.">Cellular site and molecular mode of synapsin action in associative learning.</a> Learn Mem. 18, 332-344 (2011).</li><li>Saumweber, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+synaptic+plasticity+are+impaired+upon+lack+of+the+synaptic+protein+SAP47.">Behavioral and synaptic plasticity are impaired upon lack of the synaptic protein SAP47.</a> J. Neurosci. 31, 3508-3518 (2011).</li><li>Pfeiffer, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+tools+for+targeted+gene+expression+in+Drosophila.">Refinement of tools for targeted gene expression in Drosophila.</a> Genetics. 186, 735-755 (2010).</li><li>Rosenzweig, M., Kang, K., Garrity, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+TRP+channels+are+required+for+warm+and+cool+avoidance+in+Drosophila+melanogaster.">Distinct TRP channels are required for warm and cool avoidance in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 14668-14673 (2008).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

<html> Die beschriebene Einrichtung in Drosophila-Larven erlaubt die Untersuchung von assoziativen Lernen olfaktorischen innerhalb eines vergleichsweise elementaren Gehirn. Der Ansatz ist einfach, billig, einfach, in einem Labor zu etablieren und benötigt keine High-Tech-Ausrüstung 9. Wir präsentieren eine Variante des Experiments, um appetitive assoziativen Lernens durch Fructose Belohnung 11 verstärkt zu studieren. Die beschriebene Setup basiert auf einer Reihe von parametrischen Stud...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> CAS-Nummer </td></tr><tr><td> Fructose </td><td> Sigma </td><td> 47740 </td><td> 57-48-7 </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> Fluka </td><td> 71350 </td><td> 7647-14-5 </td></tr><tr><td> Agarose </td><td> Sigma </td><td> A5093 </td><td> 9012-36-6 </td></tr><tr><td> 1-Octanol </td><td> Sigma </td><td> 12012 </td><td> 111-87-5 </td></tr><tr><td> Amylacetat </td><td> Sigma </td><td> 46022 </td><td> 628-63-7 </td></tr><tr><td> Petroleum </td><td> Sigma </td><td> 18512 </td><td> 8012-95-1 </td></tr></tbody></table>

appetitive associative olfactory learning in drosophila larvae

Im Folgenden beschreiben wir die methodischen Einzelheiten der appetitive assoziative olfaktorische Lernen in Drosophila-Larven. Das Setup in Kombination mit genetischen Störungen, bietet ein Handle auf die neuronale und molekularen Grundlagen von speziell assoziativen Lernens in einer einfachen Larven Gehirns zu analysieren. Organismen können Erfahrungen aus der Vergangenheit zu präsentieren Verhalten anzupassen. Solche Akquisition von Verhaltensstörungen Potential kann als Lernen definiert werden, und die physikalischen Grundlagen dieser Potentiale als Gedächtnisspuren 1-4. Neurowissenschaftler versuchen zu verstehen, wie diese Prozesse im Hinblick auf die molekularen und neuronalen Veränderungen im Gehirn werden durch eine Vielzahl von Methoden im Modell Organismen von Insekten Wirbeltiere 5,6 organisiert. Für diese Bemühungen ist es hilfreich, Modellsysteme, die einfach und experimentell zugänglichen verwenden. Die Drosophila Larve hat sich diese Anforderungen auf Basis erfüllen sichdie Verfügbarkeit von robusten Verhaltens-Assays, die Existenz einer Vielzahl von transgenen Techniken und der elementaren Organisation des Nervensystems, die nur etwa 10.000 Neuronen (wenn auch mit einigen Zugeständnissen: kognitive Einschränkungen, nur wenige Handlungsoptionen, und den Reichtum der Erfahrungen fraglich) 7-10 . Drosophila-Larven bilden können Assoziationen zwischen Gerüchen und appetitive geschmackliche Verstärkung wie Zucker 11-14. In einem Standardtest, gegründet im Labor von B. Gerber, erhalten Tiere eine zwei-Geruch gegenseitige Ausbildung: Eine erste Gruppe von Larven zu einer Geruchs A zusammen mit einer geschmacklichen Verstärker (Zucker Belohnung) ausgesetzt und anschließend zu einem Geruch ausgesetzt B ohne Verstärkung 9. Unterdessen eine zweite Gruppe von Larven empfängt reziproken Ausbildung aber gleichzeitig mit Geruch A ohne Verstärkung und nachfolgend um Geruch B mit Verstärkung (Zucker Belohnung) ausgesetzt. In den folgenden beiden Gruppen sind tesTed für ihre Präferenz zwischen den beiden Gerüche. Relativ höhere Präferenzen für den belohnten Duft spiegelt assoziativen Lernens - präsentiert als Performance-Index (PI). Die Schlussfolgerung in Bezug auf die assoziative Natur des Performance-Index ist überzeugend, denn abgesehen von der Kontingenz zwischen Gerüche und Geschmacksstoffe auch andere Parameter, wie Geruch und Belohnung Belichtung Laufe der Zeit und Handhabung nicht zwischen den beiden Gruppen 9 unterscheiden.

1A zeigt einen Überblick über die experimentellen Verfahren für die Larven olfaktorischen assoziativen Lernens. Durch Koppeln eines der beiden vorgestellten Gerüche mit einem Zucker Belohnung Larven erfassen das Verhalten Potential, um ein attraktives Verhalten gegenüber dem belohnten Duft im Vergleich zum unbelohnt Geruch abzugeben. Zwei Gruppen von Larven sind immer entweder durch Paarung der Verstärker mit dem Geruch Oktober oder AM geschult. Die Leistung (PI) misst die assoziativen Funktion al...

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Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila-Larven sind in der Lage, um Geruch Reize mit geschmackliche Belohnung assoziieren. Hier beschreiben wir eine einfache Verhaltensänderungen Paradigma, das die Analyse von appetitive assoziative olfaktorische Lernen ermöglicht.

Appetitive Assoziative olfaktorischen Lernens in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

appetitive-associative-olfactory-learning-in-drosophila-larvae

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

18.9K Aufrufe.  University of Konstanz. Drosophila-Larven sind in der Lage, um Geruch Reize mit geschmackliche Belohnung assoziieren. Hier beschreiben wir eine einfache Verhaltensänderungen Paradigma, das die Analyse von appetitive assoziative olfaktorische Lernen ermöglicht.

Serie: Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment through neuron-specific detection of food and chemical odors1, 2, and can associate nutritive states with chemical odors3, temperature4, and the pathogenicity of a food source5.
Here, we describe assays of C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. We modified an aversive olfactory learning paradigm6 to instead produce a positive response; the assay involves starving ~400 worms, then feeding the worms in the presence of the AWC neuron-sensed volatile chemoattractant butanone at a concentration that elicits a low chemotactic index (similar to Toroyama et al.7). A standard population chemotaxis assay1 tests the worms' attraction to the odorant immediately or minutes to hours after conditioning.
After conditioning, wild-type animals' chemotaxis to butanone increases ~0.6 Chemotaxis Index units, its "Learning Index". Associative learning is dependent on the presence of both food and butanone during training. Pairing food and butanone for a single conditioning period ("massed training") produces short-term associative memory that lasts ~2 hours. Multiple conditioning periods with rest periods between ("spaced training") yields long-term associative memory (&lt;40 hours), and is dependent on the cAMP Response Element Binding protein (CREB),6 a transcription factor required for long-term memory across species.8
Our protocol also includes image analysis methods for quick and accurate determination of chemotaxis indices. High-contrast images of animals on chemotaxis assay plates are captured and analyzed by worm counting software in MatLab. The software corrects for uneven background using a morphological tophat transformation.9 Otsu's method is then used to determine a threshold to separate worms from the background.10 Very small particles are removed automatically and larger non-worm regions (plate edges or agar punches) are removed by manual selection. The software then estimates the size of single worm by ignoring regions that are above a specified maximum size and taking the median size of the remaining regions. The number of worms is then estimated by dividing the total area identified as occupied by worms by the estimated size of a single worm.
We have found that learning and short- and long-term memory can be distinguished, and that these processes share similar key molecules with higher organisms.6,8 Our assays can quickly test novel candidate genes or molecules that affect learning and short- or long-term memory in C. elegans that are relevant across species.

C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

Here we describe methods to test C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. These population assays employ the worms abilities to chemotax toward volatile odorants, and form positive associations upon pairing food with the chemoattractant butanone. Increasing the number of conditioning periods induces long-term memory.

C. elegans Positive Butanone Learning, kurzfristige und langfristige Assoziative Speicher Assays

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment ...

Forschung

Neurowissenschaften

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

Assaying Bewegungsapparat, Lernen und Gedächtnis Defizite in Drosophila Modelle von Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

Lokale und globale Methoden zur Beurteilung der thermischen Nozizeption in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualisierung von Propriozeptoren in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven und Puppen

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Drosophila Adult Olfactory Shock Learning

Drosophila have been used in classical conditioning experiments for over 40 years, thus greatly facilitating our understanding of memory, including the elucidation of the molecular mechanisms involved in cognitive diseases1-7. Learning and memory can be assayed in larvae to study the effect of neurodevelopmental genes8-10 and in flies to measure the contribution of adult plasticity genes1-7. Furthermore, the short lifespan of Drosophila facilitates the analysis of genes mediating age-related memory impairment5,11-13. The availability of many inducible promoters that subdivide the Drosophila nervous system makes it possible to determine when and where a gene of interest is required for normal memory as well as relay of different aspects of the reinforcement signal3,4,14,16.
Studying memory in adult Drosophila allows for a detailed analysis of the behavior and circuitry involved and a measurement of long-term memory15-17. The length of the adult stage accommodates longer-term genetic, behavioral, dietary and pharmacological manipulations of memory, in addition to determining the effect of aging and neurodegenerative disease on memory3-6,11-13,15-21.
Classical conditioning is induced by the simultaneous presentation of a neutral odor cue (conditioned stimulus, CS+) and a reinforcement stimulus, e.g., an electric shock or sucrose, (unconditioned stimulus, US), that become associated with one another by the animal1,16. A second conditioned stimulus (CS-) is subsequently presented without the US. During the testing phase, Drosophila are simultaneously presented with CS+ and CS- odors. After the Drosophila are provided time to choose between the odors, the distribution of the animals is recorded. This procedure allows associative aversive or appetitive conditioning to be reliably measured without a bias introduced by the innate preference for either of the conditioned stimuli. Various control experiments are also performed to test whether all genotypes respond normally to odor and reinforcement alone.

Drosophila Adult Olfactory Shock Learning

The method to measure adult Drosophila associative memory is described. The assay is based on the ability of the fly to associate an odor presented with a negative reinforcer (electric shock) and then recall this information at a later time, allowing memory to be measured.

Drosophila Erwachsene olfaktorischen Schock Learning

Drosophila have been used in classical conditioning experiments for over 40 years, thus greatly facilitating our understanding of memory, including the ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

Ganze Berge Immunmarkierung der olfaktorischen Rezeptorneuronen in der<em&gt; Drosophila</em&gt; Antennen

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Elektrophysiologische Verfahren zur Aufzeichnung von intrazellulärer Spannung Antworten von<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorezeptoren und Inter auf Lichtreize<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

Neuartige Assay für kalte Nozizeption in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

An Objective and Reproducible Test of Olfactory Learning and Discrimination in Mice

Olfaction is the predominant sensory modality in mice and influences many important behaviors, including foraging, predator detection, mating, and parenting. Importantly, mice can be trained to associate novel odors with specific behavioral responses to provide insight into olfactory circuit function. This protocol details the procedure for training mice on a Go/No-Go operant learning task. In this approach, mice are trained on hundreds of automated trials daily for 2&#8211;4 weeks and can then be tested on novel Go/No-Go odor pairs to assess olfactory discrimination, or be used for studies on how odor learning alters the structure or function of the olfactory circuit. Additionally, the mouse olfactory bulb (OB) features ongoing integration of adult-born neurons. Interestingly, olfactory learning increases both the survival and synaptic connections of these adult-born neurons. Therefore, this protocol can be combined with other biochemical, electrophysiological, and imaging techniques to study learning and activity-dependent factors that mediate neuronal survival and plasticity.

Here, we train mice on an associative learning task to test odor discrimination. This protocol also allows for studies on learning-induced structural changes in the brain.

Eine objektive und reproduzierbare Test der olfaktorischen Lern- und Diskriminierung bei Mäusen

Olfaction is the predominant sensory modality in mice and influences many important behaviors, including foraging, predator detection, mating, and ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.