We thank Ivan Rodriguez and Benoit von der Weid for generating the FPR-rs3-i-venus mouse line, their constructive criticism and fruitful discussions. This work was funded by grants of the Volkswagen Foundation (I/83533), the Deutsche Forschungsgemeinschaft (SP724/6-1) and by the Excellence Initiative of the German federal and state governments. MS is a Lichtenberg Professor of the Volkswagen Foundation.

Alle Tier Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den örtlichen und Rechtsvorschriften der Europäischen Union über den Schutz von Tieren zu Versuchszwecken (Richtlinie 86/609 / EWG) und mit Empfehlungen von der Federation of European Laboratory Animal Science Associations (FELASA) vorgelegt verwendet. Sowohl C57BL / 6 - Mäuse und Fpr-RS3-i-Venus - Mäuse wurden in Gruppen beider Geschlechter bei Raumtemperatur auf einem 12 Stunden Licht / Dunkel - Zyklus mit Futter und Wasser ad libitum untergebracht. Für Experimente junge Erwachsene (6-20 Wochen) beiderlei Geschlechts wurden verwendet. Keine offensichtlichen geschlechtsabhängige Unterschiede beobachtet. 1. Herstellung der Lösung <ol><li> Bereiten extrazelluläre Lösung S 1: 4- (2-Hydroxy-ethyl) -piperazin-1-ethansulfonsäure (HEPES) gepufferten extrazelluläre Lösung , enthaltend (in mM) 145 NaCl, 5 KCl, 1 CaCl 2, 1 MgCl 2, 10 HEPES; pH = 7,3 (eingestellt mit NaOH); Osmolarität = 300 mOsm (mit Glucose eingestellt). </li><li> bereiten Sie extracellular Lösung S 2: Carbogen-oxygenierten (95% O 2, 5% CO 2) extrazelluläre Lösung (in mM) 125 NaCl, 25 NaHCO 3, 5 KCl, 1 CaCl 2, 1 MgSO 4, 5 BES; pH = 7,3; Osmolarität = 300 mOsm (mit Glucose eingestellt). </li><li> Bereiten Sie 4% Nieder Geliertemperatur Agarose - Lösung (S 3) für die Gewebeeinbettung: 4% Nieder Geliertemperatur Agarose. Löse 2 g Tief Gelieren Agarose in 50 ml S 1 in einem 100 - ml - Glaslaborflasche zusammen mit einem Magnetrührer. Um die Agarose schmelzen, stellte die Flasche in einem Wasserbad (mit Deckel nicht dicht geschlossen) bei 70 ° C für ca. 20 Minuten oder bis die Lösung transparent wird unter Rühren. Abkühlen und halten geschmolzener Agarose in einem zweiten Wasserbad bei 42 ° C bis zur weiteren Verwendung. </li><li> Bereiten intrazellulärem Lösung S 4: Pipettenlösung , enthaltend (in mM) 143 KCl, 2 KOH, 1 EGTA, 0,3 CaCl 2 (freie Ca 2+ = 110 nM), 10 HEPES, 2 MgATP, 1 NaGTP;pH = 7,1 (eingestellt mit KOH); Osmolarität = 290 mOsm. </li><li> Modifizieren / anpassen Zusammensetzung S 1, S 2 und S 4 nach individuellen Versuchsplanung (zB pharmakologische Blocker zu isolieren bestimmte Arten von spannungsaktivierten Ströme). </li></ol> 2. Arbeitsbereich Vorbereitung <ol><li> Füllen Scheibe mit Sauerstoff mit S 2 mindestens 30 Minuten vor der Präparation, auf Eis für Temperatur und pH - Einstellung und oxygenate Lösung kontinuierlich Speicherkammer. </li><li> Füllen Reservoir für Scheibe Superfusions bei der Aufnahme - Setup mit S 2 und Sauerstoff kontinuierlich. </li><li> Vor der Präparation, füllen Vibratom Kammer mit S 2 und zerstoßenem Eis um die Kammer anordnen. Alternativ übertragen Ersatz eiskalt mit Sauerstoff angereicherte Lösung aus der Kammer in Vibratom Kammer mit Sauerstoff und kontinuierlich mit Sauerstoff zu halten. </li><li> Vereinbaren Sie chirurgische Instrumente und Verbrauchsmaterialien. </li><li> Legen Sie Eis Gelpack unter SezierenMikroskop, Deckel mit einem Papiertuch VNO Gewebe gefriert zu Boden der Schale zu verhindern. </li><li> Saubere Rasierklinge durch kurz in 70% Ethanol und destilliertem Wasser gespült und montieren zu Vibratom. Ersetzen Sie für jede Slicing-Sitzung. </li></ol> 3. VNO Dissection and Embedding <ol><li> Sacrifice Tier durch kurze Exposition zu CO 2 und enthaupten scharfe chirurgische Schere. Hinweis: Im Laufe der Zeit zu opfern, das Tier auf die Verwirklichung des VNO Kapsel auf Eis kritisch ist, minimieren die Zeit auf weniger als 2 min. Zur Aufrechterhaltung der Lebensfähigkeit des Gewebes, einbetten sowohl vollständig seziert VNOs in Agarose in weniger als 30 min. </li><li> Entfernen Sie den Unterkiefer mit großen chirurgischen Schere. Geben Sie durch die Mundhöhle und schneiden Sie die Unterkiefer Knochen und Muskel von jeder Seite getrennt. </li><li> Platzieren Sie den restlichen Teil der Kopf auf den Kopf in der großen Petrischale. </li><li> Ziehen Sie die Haut des Oberkiefers und um die Nasenspitze mit mittlerer Pinzette entfernt einen besseren Zugang zu den zu gewinnenSchneidezähne. </li><li> Verwenden Sie Knochen Schere , um den größten Teil der Schneidezähne in der rostralen Richtung (Abbildung 1A) in einer ~ 45 ° Winkel wegzuschneiden. Dies wird die Entfernung des VNO Kapsel aus der Nasenhöhle zu erleichtern. Hinweis: Nehmen Sie an die Wurzel des Zahns nicht geschnitten Schäden an der Spitze der VNO Kapsel zu verhindern. </li><li> Besorgen Sie sich die starren oberen Gaumen an seinem rostralen Teil mit mittlerer Pinzette und sorgfältig schälen zurück in einem Stück in einem flachen Winkel (1B). Hinweis: Wiederholt spülen mit eiskaltem S 2. </li><li> Verwenden Sie Mikro-Feder Schere, um die Knochenfusion zwischen der Spitze des Vomers und den Kiefer zu schneiden. Legen Sie die Scherenspitzen mit dem gekrümmten Teil der Spitze nach außen weg von der VNO und sorgfältig sowohl den Knochen in kleinen Schritten auf schnitt der linken und rechten Seite lateral der VNO-Kapsel. </li><li> Um die VNO Kapsel zu entfernen, verwenden Mikro Feder Schere durch den Vomers am kaudalen Teil zu schneiden und vorsichtig heben Sie den Vomers aus dem nasal Hohlraum mit mittlerer Pinzette. Unmittelbar übertragen Sie die VNO auf eine kleine Petrischale unter einem Stereomikroskop auf einem Eis-Gel-Packung, wo die restlichen Schritte der Präparation wird ausgeführt. </li><li> Spülen Sie das VNO in einer kleinen Menge eiskaltem S 2 in das Gewebe ein Austrocknen zu verhindern. </li><li> Trennen Sie die knorpelige Kapseln, die die VNO Weichgewebe durch Greifen der Rückseite des Vomers mit mittlerer Zange enthalten. Positionieren Sie die Kapsel für eine dorsale Ansicht , so dass eine Spaltung zwischen den beiden VNOs sichtbar wird (Abbildung 1D i). </li><li> Verwenden Sie die Spitze der feinen Pinzette beide Knorpel VNO Kapseln vom zentralen Knochen zu trennen, während die Vomers am hinteren Teil festgenagelt zu halten. Hinweis: Verwenden einer Pinzette nur am Rand des Knorpels Kapsel und sehr vorsichtig sein, nicht durch den Knorpel zu durchdringen, wie die zarte ist Sinnesepithel leicht beschädigt werden. </li><li> Sobald die beiden VNOs getrennt sind, starten Sie den Knorpel Entfernen der Tannen Einkapselnt VNO. </li><li> Besorgen Sie sich die oberen Rand der Kapsel mit einer feinen Pinzette und spaltete die Knorpelwand weg, die zuvor mit dem Vomers (mediale Seite) befestigt war. </li><li> verbleibenden Knorpel drehen Sie den VNO mit seinen geschwungenen seitlichen Seite auf den Boden der Schale zu entfernen und den Knorpel sicher auf der einen Seite festzunageln Pinzette. bewegen vorsichtig die zweite feinen Pinzette von der Rückseite in einem sehr flachen Winkel zwischen Knorpel und VNO die Verbindung zwischen Gewebe und Knorpel zu lösen. </li><li> Langsam das VNO schälen aus dem Knorpel entfernt, indem sie es an seiner Schwanzspitze hält, eine Beschädigung des Sinnesepithel zu vermeiden. </li><li> Sobald die VNO aus der Kapsel gehebelt wird, stellen Sie sicher, alle verbleibenden kleinen Knorpelteile wie verbleibenden Knorpelstücke zu entfernen, wird das Gewebe aus den umliegenden Agarose während des Schneidprozesses lösen. </li><li> Setzen Sie einen kleinen Tropfen eiskalten S 2 im ersten seziert VNO zu Gewebeschäden zu verhindern. Ein großes Blutgefäß an der lateralen Seite will werden sichtbar anzeigt , dass das Organ noch intakt ist und nicht grob beschädigt während der Präparation (2A ii). Im Falle wurde das Blutgefäß beschädigt, wird es dennoch sinnvoll sein, die VNO, solange die Gesamtmorphologie war nicht eindeutig beeinträchtigt weitermachen mit dem Schneiden. </li><li> Unmittelbar nach der zweiten VNO sezieren. </li><li> So betten die VNOs, füllen die beiden kleinen Petrischalen bis zum Rand mit geschmolzenem S 3 (gespeichert in einem Wasserbad bei 42 ° C; siehe 1.3). </li><li> Halten Sie die VNO auf den breiteren Schwanzende mit einer feinen Pinzette Beschädigung des Sinnesepithel zu vermeiden. </li><li> Tauchen Sie die VNO in der Agarose und bewegen Sie ihn horizontal hin und her mehrere Male den Film von extrazellulären Lösung sowie alle Luftblasen von der Oberfläche zu entfernen. </li><li> Positionieren Sie die VNO vertikal mit der Schwanzspitze den Boden der Schale zugewandt ist. Anstatt das VNO mit der Zange direkt Kneifen, justieren Orientierung durch die Zangenspitze in der Nähe proximi bewegenty zum VNO. Hinweis: Orientierung bei der Einbettung ist entscheidend, da es Schnittebene und die Zugänglichkeit zu sensorischen Neuronen während des Experiments bestimmt. </li><li> Legen Sie Gerichte auf Gel Eisbeutel und warten, bis Agarose erstarrt ist. Hinweis: VNO Orientierung nicht ändern, sobald die Agarose verfestigt hat begonnen, da dies das Gewebe aus dem umgebenden Agarose zu lösen. </li></ol> 4. Koronar VNO Gewebe Slicing <ol><li> Verwenden Sie kleine Spachtel Agaroseblock von der kleinen Schale in den Deckel einer großen Petrischale zu entfernen, drehen Sie die Agarose den Kopf, die Schwanzspitze des VNO verlässt nach oben. </li><li> Schneiden Sie den Block in eine pyramidale Form eines chirurgischen Skalpells (3-4 mm an der Spitze, 8-10 mm an der Unterseite) mit. Achten Sie darauf, nicht das eingebettete Gewebe zu beschädigen. </li><li> Verwenden Sie Superkleber der pyramidenförmigen Block auf der Mitte der Vibratom Probenplatte zu reparieren und warten ~ 1 min für den Kleber vollständig trocknen. </li><li> Übertragen Sie die Probenplatte zum Schneiden chamber und die zweite VNO vorzubereiten, entsprechend. Halteplatte mit der zweiten Probe bei 4 ° C bis zur Verwendung. </li><li> Verwenden Sie ein vibrierender Klinge Mikrotom mit den folgenden Einstellungen: Dicke: 150-200 &amp; mgr; m; Geschwindigkeit: 3,5 au = 0,15 mm / sec; Frequenz: 7.5 au = 75 Hz. Übertragen Scheiben zu Sauerstoffanreicherungskammer bis zur Verwendung für Scheibe Morphologie unter dem Binokular kurz inspizieren. Scheiben können für mehrere Stunden gehalten werden. </li></ol> 5. Einzelzelle elektrophysiologischen Ableitungen <ol><li> Für Aufnahmen, verwenden Sie eine aufrechte Fest Bühne Mikroskop ausgestattet mit Wassertauchziele, Dodt oder Infrarot-Differential störenden Kontrast (IR-DIC) und Epi-Fluoreszenz sowie eine gekühlte CCD-Kamera. Zur Datenerfassung, verwenden Sie ein Patch-Clamp-Verstärker, Kopfstufe, AD / DA-Schnittstellenkarte und einem PC (einschließlich Aufnahme-Software). </li><li> Bereiten Sie einen Vorrat von 10-20 Patch-Pipetten (4-7 MOhm). Pull-Pipetten aus Borosilikatglas Kapillaren (1,50 mm OD / 0,86 mm ID) usinga Mikropipette Abzieher und Feuerpolitur mit einem Mikroschmiede. Hinweis: Feuerpolieren der Pipettenspitzen von entscheidender Bedeutung ist, wenn die eher kleinen VSNs Patchen. Dadurch wird die Zellmembran Bersten zu verhindern helfen, wenn Unterdruck anwenden, um eine hohe Beständigkeit Dichtung zu erhalten. Nach der Pipettenöffnung Polieren sollte etwa 1 &amp; mgr; m sein. </li><li> Halten Sie Pipetten in eine Pipette Vorratsgefäß Schaden und Staubansammlung bis zur Verwendung zu verhindern. </li><li> Bereiten Sie Perfusionssystem durch Lösungsbehälter füllen und Schläuche nach experimentellen Design. Hinweis: Entfernen Sie Luftblasen aus Schlauch vollständig, da sie stark mit elektrophysiologischen Ableitungen stören. </li><li> Passen Druck zu erreichen ~ 3 ml / min fließen. Hinweis: Hohe Drücke Bewegung des Gewebeschnitts verursachen sowie Beendigung der elektrophysiologischen Ableitungen. </li><li> Übertragen VNO Scheibe zu Abbildungskammer und befestigen Sie die Schnittposition Edelstahlanker mit Kabel mit 0,1 mm dicken synthetic Fasern (2B - C). Hinweis: Nicht die Gewebescheibe bedecken mit einer der Kunstfasergarne, sondern die Agarose die Scheibe umgibt. </li><li> Transfer Imaging - Kammer zur Einrichtung der Aufnahme und kontinuierlich superfuse Scheibe mit Sauerstoff angereichertem S 2 bei Raumtemperatur über eine Bad - Anwendung. </li><li> Stellen Sie die Saug-Kapillare an der Oberfläche der Lösung eine langsame Absaugung für ständigen Austausch von Bad Lösung zu schaffen. Stellen Sie die 8-in-1 Multi-barrel &quot;Perfusion Bleistift&quot; oben und in der Nähe der Nicht-sensorische Teil des VNO Scheibe, die das Blutgefäß (2C, 3A) 50 enthält. Es wird von Vorteil sein Perfusion Bleistift und Aufnahme Pipette zu ordnen aus entgegengesetzten Richtungen gegenüber der Scheibe zu sein. </li><li> Verbinden Referenzelektrode und Badlösung einen L-förmigen Agarbrücke Verwendung (gefüllt mit 150 mM KCl). </li><li> Füllen Sie Patch - Pipette mit Pipettenlösung S 4. </li><li> Montieren Sie die Pipette über das Silberchlorid beschichteten Patch-Elektrode mit der Kopfstufe verbunden, ohne dass die Beschichtung abgekratzt und befestigen fest. </li><li> Mit leichtem Überdruck (etwa 1 ml auf 10 ml Plastikspritze) mit dem Patch-Pipette, bevor Sie das Bad betreten. </li><li> Senken Sie die Pipette in das Bad Mikromanipulatoren mit weit genug , um das Ziel zu versenken , ohne auf sie (2D). </li><li> Monitor - Pipette Widerstand (R pip, zwischen 4-7 M &amp; Omega;) unter Verwendung von Elektro Software auf die Kopfstufe verbunden. Hinweis: Wenn R pip &lt;4 MOhm die Glasspitze gebrochen ist. Wenn R pip&gt; 10 M &amp; OHgr; ist die Spitze wahrscheinlich verstopft , und die Pipette ersetzt werden müssen. </li><li> Visualisieren Sie die VNO Scheibe mit einer CCD-Kamera mit Infrarot-optimierte differentiellen Interferenzkontrast (DIC) und identifizieren FPR-RS3-i-Venus-Zellen, die (oder ähnlich markierten Neuronen) unter Verwendung von Fluoreszenzbeleuchtungund eine entsprechende Filterwürfel. </li><li> Fokus und Ziel fluoreszierende oder nicht fluoreszierende Zellen in Abhängigkeit von experimentellen Design. </li><li> Um den Zellkörper nähern, verwenden Handräder für maximale Empfindlichkeit. Aufgrund der positiven Druck, eine kleine Delle in der Zelle soma Membran sichtbar wird, sobald die Pipettenspitze in der Nähe ist. </li><li> Lassen Sie positiven Druck und mit leichtem Unterdruck zu saugen in der Zellmembran, um eine hohe Widerstands Dichtung (1-20 G &amp; Omega;) zu gewinnen. Tragen Sie kurze und sanfte Saugwirkung die Zellmembran und stellen Sie die Gesamtzellkonfiguration zu stören. </li><li> Überwachen Sie den Zugriff Widerstand ständig während Experiment. Hinweis: Nur umfassen Neuronen zeigen kleine und stabile Zugangswiderstand (≤3% der R - Eingang; Änderung &lt;20% über den Verlauf des Experiments) in Analyse. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Das VNO ist eine chemosensorischen Struktur, die Semiochemicals erkennt. Bis heute ist die Mehrheit der vomeronasal Rezeptoren werden deorphanized da nur wenige Rezeptor-Ligand-Paare wurden identifiziert. Unter denen, 58 V1rb2 beschrieben wurde spezifisch durch die männlichen Urin Pheromon 2-Heptanon 30, V2rp5 aktiviert zu werden durch das männliche spezifischen Pheromon ESP1 aktiviert werden 57 sowie V2r1b und V2rf2 SYFPEITHI 48 und SEIDLILGY von den MHC - Peptide aktiviert...

Die meisten Tiere verlassen sich stark auf ihre chemischen Sinne mit ihrer Umgebung interagieren. Der Geruchssinn spielt eine wesentliche Rolle für die Suche nach und das Essen der Bewertung, Räuber und Ortung geeigneten Paarungspartner zu vermeiden. Bei den meisten Säugetieren, besteht das olfaktorische System von mindestens vier anatomisch und funktionell unterschiedlichen peripheren Subsysteme: Haupt Riechepithel 1,2, das Grueneberg Ganglion 3,4, der Septalorgan von Masera 5,6 und das Vomeronasalorgan. Die VNO umfasst die periphere sensorische Struktur des akzessorischen olfaktorischen System (AOS), die bei der Aufdeckung von chemischen Signale eine große Rolle spielt , die 7-10 Informationen über Identität, Geschlecht, sozialen Rang und sexuellen Zustand vermitteln. Das VNO ist an der Basis der Nasenscheidewand direkt über dem Gaumen befindet. Bei Mäusen, ist es ein bilaterales blind endende Rohr in einer knorpeligen Kapsel eingeschlossen 13.11. Die Orgel besteht sowohl aus einem sichelförmigen medialen Sinnes epithelium, die die VSNs und eines nicht-sensorische Teil auf der lateralen Seite beherbergt. Zwischen beiden Epithelien liegt ein Schleim gefüllten Lumen , das 14 in die Nasenhöhle über die schmalen vomeronasal Kanal verbunden ist. Eine große seitliche Blutgefäß in dem nicht-sensorischen Gewebe stellt einen vaskulären Pumpmechanismus Eintritt von relativ großen, meist nicht flüchtigen Moleküle wie Peptide oder kleine Proteine ​​in die VNO Lumen durch Unterdruck 15,16 zu erleichtern. Die Bauteile des VNO sind bei der Geburt vorhanden und das Organ erreicht Erwachsenengröße kurz vor der Pubertät 17. Doch ob das Nagetier AOS bei Jugendlichen bereits funktionsfähig ist , ist noch Gegenstand von 18-20 zu diskutieren. VSNs beide zeichnen sich durch ihre epithelialen Lage und der Art des Rezeptors sie zum Ausdruck bringen. VSNs zeigen eine bipolare Morphologie mit einem unmyelinated Axon und einem einzigen apikalen Dendriten, die in Richtung des Lumens ragt und endet in einem mikrovillösen dendritischen Knopf. VSN axons fasciculate die vomeronasal Nerven zu bilden, die die Knorpelkapsel an der dorso-kaudalen Ende verlässt, steigt entlang der Scheidewand, übergibt die Siebbeinplatte und Projekte mit dem Zubehörriechkolben (AOB) 21,22. Die vomeronasal Sinnesepithel besteht aus zwei Schichten: die apikale Schicht näher an der luminalen Seite befindet und Häfen sowohl V1R- und alle, aber eine Art von FPR-rs-exprimierenden Neuronen. Diese Neuronen koexprimiert die G-Protein - α-Untereinheit G &amp; agr; i2 und Projekt an den vorderen Teil des AOB 23-25. Sensorischen Neuronen befindet sich in den mehr Basalschicht express V2Rs oder FPR-RS1 neben G &amp; agr; o und ihre Axone zu den hinteren Bereich des 26-28 AOB senden. Vomeronasal Neuronen werden durch ziemlich kleine Semiochemicals 29-33 (V1Rs) oder proteinöse Verbindungen 34-38 (V2Rs) , die sezerniert werden in verschiedene Körperflüssigkeiten, wie Urin, Speichel und Tränenflüssigkeit wahrscheinlich aktiviert 37,39-41 </sup&gt;. In situ - Experimente haben gezeigt , dass auch durch VSNs formylierte Peptide und verschiedene antimikrobielle / Entzündung-verknüpften Verbindungen 25,42 sind aktiviert. Darüber hinaus äußerte heterolog FPR-rs - Proteine ​​Agonisten Spektren mit FPR im Immunsystem in jedem Fall teilen, eine mögliche Rolle als Detektoren für Krankheit in Artgenossen oder verdorbene Lebensmittel Quellen angibt , 25 (siehe 43 Referenz). Fundamental zum Verständnis Rezeptor-Ligand-Beziehungen und nachgeschalteten Signalkaskaden in spezifischen VSN Populationen ist eine detaillierte Bewertung ihrer grundlegenden biophysikalischen Eigenschaften in einer natürlichen Umgebung. In der Vergangenheit hat die Analyse von zellulären Signal stark von gentechnisch veränderten Tieren zugute , die eine definierte Population von Neuronen durch Koexpression ein fluoreszierendes Markerprotein 30,44-49 markieren. In diesem Protokoll eine transgene Mauslinie, die FPR-RS3 zusammen mit einem fluoreszierenden Marker (fPr-RS3-i-Venus) wird zum Ausdruck verwendet.Dieser Ansatz zeigt, wie eine solche genetisch veränderten Mausstamm zu verwenden, um durchführen elektro Analyse einer optisch erkennbaren Zellpopulation mit einzelnen Neurons Patch-Clamp-Aufnahmen in akuten koronaren VNO Gewebeschnitten. Ein Luftdruck getriebene Mehr barrel Perfusionssystem für Sinnesreize und pharmakologische Mittel ermöglicht eine schnelle, reversible und fokale neuronale Stimulation oder Hemmung während Aufnahmen. Ganzzellableitungen in Schnittpräparaten ermöglichen eine detaillierte Analyse der Eigenschaften, der spannungsaktivierte Leitwerte sowie Aktionspotential Entladungsmuster in der natürlichen Umgebung der Zelle.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Chemicals&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agarose (low-gelling temperature)</td><td>PeqLab</td><td>35-2030</td><td></td></tr><tr><td>ATP (Mg-ATP)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9187</td><td></td></tr><tr><td>Bis(2-hydroxyethyl)-2-aminoethanesulfonic acid (BES)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B9879</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1016</td><td></td></tr><tr><td>Ethylene glycol tetraacetic acid (EGTA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E3889</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>GTP (Na-GTP)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>51120</td><td></td></tr><tr><td>(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid (HEPES)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>Potassium hydroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>03564</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydrogen carbonate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8045</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Surgical tools and consumables&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Large Petri dish, 90 mm</td><td>VWR</td><td></td><td>decapitation, dissection of VNO capsule</td></tr><tr><td>Small Petri dish, 35 mm</td><td>VWR</td><td></td><td>lid for VNO dissection, dish for embedding in agarose</td></tr><tr><td>Sharp large surgical scissor</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td>decapitation, removal of lower jaw</td></tr><tr><td>Strong bone scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td>cutting incisors</td></tr><tr><td>Medium forceps, Dumont tweezers #2</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td>removing skin and palate</td></tr><tr><td>Micro spring scissors, 8.5 cm, curved, 7 mm blades&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td>cutting out VNO&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Two pairs of fine forceps, Dumont tweezers #5</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td>dissecting VNO out of cartilaginous capsule</td></tr><tr><td>Small stainless steel spatula</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td>handling agarose block and tissue slices</td></tr><tr><td>Surgical scalpel</td><td></td><td></td><td>cutting agarose block into pyramidal shape</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amplifier</td><td>HEKA Elektronik</td><td>EPC-10</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillaries (1.50 mm OD/0.86 mm ID)</td><td>Science Products</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CCD-camera</td><td>Leica Microsystems</td><td>DFC360FX</td><td></td></tr><tr><td>Filter cube, excitation: BP 450-490, suppression: LP 515</td><td>Leica Microsystems</td><td>I3</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescence lamp</td><td>Leica Microsystems</td><td>EL6000</td><td></td></tr><tr><td>Hot plate magnetic stirrer</td><td>Snijders</td><td>34532</td><td></td></tr><tr><td>Microforge&amp;nbsp;</td><td>Narishige</td><td>MF-830</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator Device&amp;nbsp;</td><td>Luigs &amp;amp; Neumann</td><td>SM-5</td><td></td></tr><tr><td>Micropipette puller, vertical two-step</td><td>Narishige</td><td>PC-10&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica Microsystems</td><td>CSM DM 6000 SP5</td><td></td></tr><tr><td>Noise eliminator 50/60 Hz (HumBug)</td><td>Quest Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Objective&amp;nbsp;</td><td>Leica Microsystems</td><td>HCX APO L20x/1.00 W</td><td></td></tr><tr><td>Oscilloscope</td><td>Tektronik</td><td>TDS 1001B</td><td></td></tr><tr><td>Osmometer&amp;nbsp;</td><td>Gonotec</td><td>Osmomat 030</td><td></td></tr><tr><td>Perfusion system 8-in-1</td><td>AutoMate Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pH Meter five easy</td><td>Mettler Toledo</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipette storage jar</td><td>World Precision Instruments</td><td>e212</td><td></td></tr><tr><td>Recording chamber&amp;nbsp;</td><td>Luigs &amp;amp; Neumann</td><td>Slice mini chamber</td><td></td></tr><tr><td>Razor blades</td><td>Wilkinson Sword GmbH</td><td>Wilkinson Sword Classic</td><td></td></tr><tr><td>Oxygenating slice storage chamber; alternative commercial chambers are: &lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, BSK1 Brain Slice Keeper (Digitimer) or the Pre-chamber (BSC-PC; Warner Instruments)</td><td>custom-made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Leica Microsystems</td><td>S4E</td><td></td></tr><tr><td>Trigger interface&amp;nbsp;</td><td>HEKA Elektronik</td><td>TIB-14 S</td><td></td></tr><tr><td>Vibratome&amp;nbsp;</td><td>Leica Microsystems</td><td>VT 1000 S</td><td></td></tr><tr><td>Water bath&amp;nbsp;</td><td>Memmert</td><td>WNB 45</td><td></td></tr></tbody></table>

in-depth physiological analysis of defined cell populations in acute tissue slices of the mouse vomeronasal organ

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory neurons (VSNs) express a specific type of G protein-coupled receptor (GPCR) from at least three different chemoreceptor gene families allowing sensitive and specific detection of chemosensory cues. These families comprise the V1r and V2r gene families as well as the formyl peptide receptor (FPR)-related sequence (Fpr-rs) family of putative chemoreceptor genes. In order to understand the physiology of vomeronasal receptor-ligand interactions and downstream signaling, it is essential to identify the biophysical properties inherent to each specific class of VSNs.
The physiological approach described here allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons using a transgenic mouse line (Fpr-rs3-i-Venus). The use of this protocol, however, is not restricted to this specific line and thus can easily be extended to other genetically modified lines or wild type animals.

Um einen Einblick in die biophysikalischen und physiologischen Eigenschaften von definierten Zellpopulationen zu gewinnen, führen wir akuten koronaren Gewebeschnitten der Maus VNO (Abbildung 1 - 2). Nach der Dissektion Scheiben können in eiskaltem mit Sauerstoff angereicherte extrazelluläre Lösung (S 2) für mehrere Stunden gehalten werden. Bei der Aufnahme - Setup, ein ständiger Austausch mit frischem Sauerstoff angereicherten Lösung <s...

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In-depth Physiological Analysis of Defined Cell Populations in Acute Tissue Slices of the Mouse Vomeronasal Organ

Here, we describe a physiological approach that allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons in acute coronal tissue slices of the mouse vomeronasal organ using whole-cell patch-clamp recordings.

In eingehenden Physiologische Analyse definierter Zellpopulationen bei der akuten Gewebeschnitten der Maus Vomeronasalorgans

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory ...

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Research

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Neuroscience

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Serie: In-depth Physiological Analysis of Defined Cell Populations in Acute Tissue Slices of the Mouse Vomeronasal Organ

Multielectrode Array Recordings of the Vomeronasal Epithelium

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is planar multielectrode array (MEA) recording. Here we document the use of MEAs to study the mouse vomeronasal organ (VNO), which plays an essential role in the detection of pheromones and social cues via a diverse population of sensory neurons expressing hundreds of types of receptors. Combining MEA recording with a robotic liquid handler to deliver chemical stimuli, the sensory responses of a large and diverse population of neurons can be recorded. The preparation allows us to remove the intact neuroepithelium of the VNO from the mouse and stimulate with a battery of chemicals or potential ligands while monitoring the electrical activity of the neurons for several hours. Therefore, this technique serves as a useful method for assessing ligand activity as well as exploring the properties of receptor neurons. We present the techniques needed to prepare the vomeronasal epithelium, MEA recording, and chemical stimulation.

Multielectrode array (MEA) recordings provide a method for studying the electrical activity of large populations of neurons. Here, we present the details of a MEA preparation to record from the mouse vomeronasal epithelium while simultaneously stimulating the tissue.

Multielektroden Array Recordings der Vomeronasal Epithel

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is ...

Forschung

Neurowissenschaften

Imaging Pheromone Sensing in a Mouse Vomeronasal Acute Tissue Slice Preparation

Peter Karlson and Martin L&uuml;scher used the term pheromone for the first time in 19591 to describe chemicals used for intra-species communication. Pheromones are volatile or non-volatile short-lived molecules2 secreted and/or contained in biological fluids3,4, such as urine, a liquid known to be a main source of pheromones3. Pheromonal communication is implicated in a variety of key animal modalities such as kin interactions5,6, hierarchical organisations3 and sexual interactions7,8 and are consequently directly correlated with the survival of a given species9,10,11. In mice, the ability to detect pheromones is principally mediated by the vomeronasal organ (VNO)10,12, a paired structure located at the base of the nasal cavity, and enclosed in a cartilaginous capsule. Each VNO has a tubular shape with a lumen13,14 allowing the contact with the external chemical world. The sensory neuroepithelium is principally composed of vomeronasal bipolar sensory neurons (VSNs)15. Each VSN extends a single dendrite to the lumen ending in a large dendritic knob bearing up to 100 microvilli implicated in chemical detection16. Numerous subpopulations of VSNs are present. They are differentiated by the chemoreceptor they express and thus possibly by the ligand(s) they recognize17,18. Two main vomeronasal receptor families, V1Rs and V2Rs19,20,21,22, are composed respectively by 24023 and 12024 members and are expressed in separate layers of the neuroepithelium. Olfactory receptors (ORs)25 and formyl peptide receptors (FPRs)26,27 are also expressed in VSNs.
Whether or not these neuronal subpopulations use the same downstream signalling pathway for sensing pheromones is unknown. Despite a major role played by a calcium-permeable channel (TRPC2) present in the microvilli of mature neurons28 TRPC2 independent transduction channels have been suggested6,29. Due to the high number of neuronal subpopulations and the peculiar morphology of the organ, pharmacological and physiological investigations of the signalling elements present in the VNO are complex.
Here, we present an acute tissue slice preparation of the mouse VNO for performing calcium imaging investigations. This physiological approach allows observations, in the natural environment of a living tissue, of general or individual subpopulations of VSNs previously loaded with Fura-2AM, a calcium dye. This method is also convenient for studying any GFP-tagged pheromone receptor and is adaptable for the use of other fluorescent calcium probes. As an example, we use here a VG mouse line30, in which the translation of the pheromone V1rb2 receptor is linked to the expression of GFP by a polycistronic strategy.

In mice, the ability to detect pheromones is principally mediated by the vomeronasal organ (VNO). Here, an acute tissue slice preparation of VNO for performing calcium imaging is described. This physiological approach allows observations of subpopulations and/or individual neurons in a living tissue and is convenient for receptor-ligand identification.

Imaging Pheromone Sensing in a Mouse Vomeronasal Akute Gewebeschnitt Vorbereitung

Peter Karlson and Martin L&uuml;scher used the term pheromone for the first time in 19591 to describe chemicals used for intra-species communication. ...

Imaging Neuronal Responses in Slice Preparations of Vomeronasal Organ Expressing a Genetically Encoded Calcium Sensor

The vomeronasal organ (VNO) detects chemosensory signals that carry information about the social, sexual and reproductive status of the individuals within the same species 1,2. These intraspecies signals, the pheromones, as well as signals from some predators 3, activate the vomeronasal sensory neurons (VSNs) with high levels of specificity and sensitivity 4. At least three distinct families of G-protein coupled receptors, V1R, V2R and FPR 5-14, are expressed in VNO neurons to mediate the detection of the chemosensory cues. To understand how pheromone information is encoded by the VNO, it is critical to analyze the response profiles of individual VSNs to various stimuli and identify the specific receptors that mediate these responses.
The neuroepithelia of VNO are enclosed in a pair of vomer bones. The semi-blind tubular structure of VNO has one open end (the vomeronasal duct) connecting to the nasal cavity. VSNs extend their dendrites to the lumen part of the VNO, where the pheromone cues are in contact with the receptors expressed at the dendritic knobs. The cell bodies of the VSNs form pseudo-stratified layers with V1R and V2R expressed in the apical and basal layers respectively 6-8. Several techniques have been utilized to monitor responses of VSNs to sensory stimuli 4,12,15-19. Among these techniques, acute slice preparation offers several advantages. First, compared to dissociated VSNs 3,17, slice preparations maintain the neurons in their native morphology and the dendrites of the cells stay relatively intact. Second, the cell bodies of the VSNs are easily accessible in coronal slice of the VNO to allow electrophysiology studies and imaging experiments as compared to whole epithelium and whole-mount preparations 12,20. Third, this method can be combined with molecular cloning techniques to allow receptor identification.
Sensory stimulation elicits strong Ca2+ influx in VSNs that is indicative of receptor activation 4,21. We thus develop transgenic mice that express G-CaMP2 in the olfactory sensory neurons, including the VSNs 15,22. The sensitivity and the genetic nature of the probe greatly facilitate Ca2+ imaging experiments. This method has eliminated the dye loading process used in previous studies 4,21. We also employ a ligand delivery system that enables application of various stimuli to the VNO slices. The combination of the two techniques allows us to monitor multiple neurons simultaneously in response to large numbers of stimuli. Finally, we have established a semi-automated analysis pipeline to assist image processing.

The vomeronasal organ (VNO) detects intraspecies chemical signals that convey social and reproductive information. We have performed Ca2+ imaging experiments using transgenic mice expressing G-CaMP2 in VNO tissue. This approach allows us to analyze the complicated response patterns of the vomeronasal neurons to large numbers of pheromone stimuli.

Imaging neuronalen Antworten in Scheiben Zubereitungen von Vomeronasalorgan Ausdruck eines genetisch kodierte Kalzium-Sensor

The vomeronasal organ (VNO) detects chemosensory signals that carry information about the social, sexual and reproductive status of the individuals within ...

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first neural circuit in the AOS pathway, called the accessory olfactory bulb (AOB), plays an important role in establishing sex-typical behaviors such as territorial aggression and mating. This small (&#60;1 mm3) circuit possesses the capacity to distinguish unique behavioral states, such as sex, strain, and stress from chemosensory cues in the secretions and excretions of conspecifics. While the compact organization of this system presents unique opportunities for recording from large portions of the circuit simultaneously, investigation of sensory processing in the AOB remains challenging, largely due to its experimentally disadvantageous location in the brain. Here, we demonstrate a multi-stage dissection that removes the intact AOB inside a single hemisphere of the anterior mouse skull, leaving connections to both the peripheral vomeronasal sensory neurons (VSNs) and local neuronal circuitry intact. The procedure exposes the AOB surface to direct visual inspection, facilitating electrophysiological and optical recordings from AOB circuit elements in the absence of anesthetics. Upon inserting a thin cannula into the vomeronasal organ (VNO), which houses the VSNs, one can directly expose the periphery to social odors and pheromones while recording downstream activity in the AOB. This procedure enables controlled inquiries into AOS information processing, which can shed light on mechanisms linking pheromone exposure to changes in behavior.

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory bulb (AOB) has been difficult to study in the context of sensory coding. Here, we demonstrate a dissection that produces an ex vivo preparation in which AOB neurons remain functionally connected to their peripheral inputs, facilitating research into information processing of mouse pheromones and kairomones.

Ex vivo Zubereitungen der Intact Vomeronasalorgan und akzessorischen olfaktorischen Bulbus

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first ...

Perforated Patch-clamp Recording of Mouse Olfactory Sensory Neurons in Intact Neuroepithelium: Functional Analysis of Neurons Expressing an Identified Odorant Receptor

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of olfactory-driven behaviors and their modulation. These coding properties depend heavily on the initial interaction between odor molecules and the olfactory receptor (OR) expressed in the OSNs. The identity, specificity and ligand spectrum of the expressed OR are critical. The probability to find the ligand of the OR expressed in an OSN chosen randomly within the epithelium is very low. To address this challenge, this protocol uses genetically tagged mice expressing the fluorescent protein GFP under the control of the promoter of defined ORs. OSNs are located in a tight and organized epithelium lining the nasal cavity, with neighboring cells influencing their maturation and function. Here we describe a method to isolate an intact olfactory epithelium and record through patch-clamp recordings the properties of OSNs expressing defined odorant receptors. The protocol allows one to characterize OSN membrane properties while keeping the influence of the neighboring tissue. Analysis of patch-clamp results yields&#160;a precise quantification of ligand/OR interactions, transduction pathways and pharmacology, OSNs&#39; coding properties and their modulation at the membrane level.&#160;

Analyzing the physiological properties of olfactory sensory neurons still faces technical limitations. Here we record them through perforated patch-clamp in an intact preparation of the olfactory epithelium in gene-targeted mice. This technique allows the characterization of membrane properties and responses to specific ligands of neurons expressing defined olfactory receptors.

Perforated-Patch-Clamp-Aufzeichnung der Maus Riechzellen in Intact Neuroepithel: Funktionelle Analyse von Neuronen, die eine bestimmte Geruchsrezeptor

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of ...

An Effective Manual Deboning Method To Prepare Intact Mouse Nasal Tissue With Preserved Anatomical Organization

The mammalian nose is a multi-functional organ with intricate internal structures. The nasal cavity is lined with various epithelia such as olfactory, respiratory, and squamous epithelia which differ markedly in anatomical locations, morphology, and functions. In adult mice, the nose is covered with various skull bones, limiting experimental access to internal structures, especially those in the posterior such as the main olfactory epithelium (MOE). Here we describe an effective method for obtaining almost the entire and intact nasal tissues with preserved anatomical organization. Using surgical tools under a dissecting microscope, we sequentially remove the skull bones surrounding the nasal tissue. This procedure can be performed on both paraformaldehyde-fixed and freshly dissected, skinned mouse heads. The entire deboning procedure takes about 20-30 min, which is significantly shorter than the experimental time required for conventional chemical-based decalcification. In addition, we present an easy method to remove air bubbles trapped between turbinates, which is critical for obtaining intact thin horizontal or coronal or sagittal sections from the nasal tissue preparation. Nasal tissue prepared using our method can be used for whole mount observation of the entire epithelia, as well as morphological, immunocytochemical, RNA in situ hybridization, and physiological studies, especially in studies where region-specific examination and comparison are of interest.

Eine effektive Methode, um Manuelle Zerlege Intact Maus Nasengewebe mit erhaltener Anatomische Organisation vorbereiten

The mammalian nose is a multi-functional organ with intricate internal structures.  The nasal cavity is lined with various epithelia such as olfactory, ...

Biologie

Investigation of Activated Mouse Olfactory Sensory Neurons via Combined Immunostaining and in situ Hybridization

Animals rely on chemical communication to convey and perceive relevant environmental information, ranging from assessment of food quality to detection of available mating partners or threats. In mice, this task is executed primarily by the olfactory system and its underlying subsystems, including the main and accessory olfactory systems. Both have peripheral organs populated by sensory neurons expressing G-protein coupled receptors able to bind chemical cues that reach the nasal cavity. Even though the molecular characteristics of these receptors is well understood, little is known about their cognate specific ligands. The method described here combines in situ hybridization detection of olfactory or vomeronasal receptors with immunodetection of phosphorylated ribosomal protein S6 (pS6) - a marker of neuronal activation. This protocol was devised to identify neurons activated after a single event of exposure to purified or complex chemical stimuli detected by the olfactory organs. Importantly, this technique allows the investigation of neurons triggered in biologically relevant contexts. Ideally, this method should be used to probe the molecular biology of the olfactory system and to study olfactory behaviors.

Investigation of Activated Mouse Olfactory Sensory Neurons via Combined Immunostaining and in situ Hybridization

This protocol combines in situ hybridization with immunofluorescence to identify olfactory and vomeronasal receptor genes expressed in olfactory sensory neurons after activation by chemical stimuli in the mouse.

Animals rely on chemical communication to convey and perceive relevant environmental information, ranging from assessment of food quality to detection of ...

Establishing a Whole-Cell Patch Clamp for Electrophysiological Recording from Vomeronasal Sensory Neurons

Source: Ackels, T., et al. <a href="https://app.jove.com/v/54517">In-depth Physiological Analysis of Defined Cell Populations in Acute Tissue Slices of the Mouse Vomeronasal Organ.</a> J. Vis. Exp. (2016)
The protocol video describes establishing a whole-cell patch clamp for electrophysiological recording from the sensory neurons of the vomeronasal organ (VNO) in mice. A coronal VNO slice with fluorescently labeled sensory neurons is placed in a recording setup. A labeled neuron is patched with a recording pipette in a whole-cell configuration for electrophysiological recording in response to chemical stimuli.

Etablierung einer Ganzzell-Patch-Klemme für die elektrophysiologische Aufzeichnung von vomeronasalen sensorischen Neuronen

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Solution Preparation

	Prepare ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

Preparation of Mouse Vomeronasal Organ for Vibratome Sectioning

Source: Ackels, T., et al. <a href="https://app.jove.com/v/54517">In-depth physiological analysis of defined cell populations in acute tissue slices of the mouse vomeronasal organ.</a> J. Vis. Exp. (2016)
This video outlines the isolation of a mouse vomeronasal organ (VNO) and tissue preparation for vibratome sectioning. Sections are used to characterize the biophysical and physiological attributes of a specific group of sensory neurons.

Vorbereitung des Vomeronasalorgans der Maus für die Vibratom-Schnittung

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
Both ...

Neuronal Culture Techniques

Primary Neuronal Culture

Perforated Patch-Clamp Recording of Olfactory Sensory Neurons in Mice

For this protocol, have mice available between 2 and 4 weeks old. In this presentation, mice expressing OR/IRES/tauGFP are used.
By using OR/IRES/tauGFP mice, all neurons expressing the OR of interest will be labeled with GFP. This method can be used for OR expressed in all zones. However, dissections and recordings will be easier for OR expressed in the dorsal zone.
Begin by anesthetizing and then decapitating a mouse.
The outcome of this protocol depends on the quality of the dissection. These dissection steps must be as short as possible and be precise.
To begin the surgery, use dissecting scissors to make a longitudinal cut along the dorsum. Pull skin apart to remove it. Then, cut along the lower jaw and make a coronal cut parallel to the teeth. Thus, remove the upper incisor teeth. Now, make a coronal cut around the head, behind the eyes. Discard the posterior head, and transfer the anterior portion to ice-cold Ringer&#39;s.
Now, under a dissection microscope, isolate the septum within 5 to 10 minutes. Start with a longitudinal cut along the ventral side. Then, cut the dorsal bones longitudinally along the dorsal lateral side of the nasal cavity.
Next, remove most of the bones and the palate. Transfer the isolated septum and attached epithelium to a container of oxygenated Ringer&#39;s at room temperature. Within five minutes, make the final preparations before recording.
The solution must not be too warm, or the preparation will look damaged. To access the neuroepithelium for recording, first, peel the epithelium from the underlying septum with forceps. Then, using micro-Vannas scissors, cut the anterior end of the septum to release the epithelium.
Now, carefully remove the vomeronasal organ. Cut it off where it is attached dorsally. The isolated epithelium can now be moved to the recording chamber, mucus side up. Once in place, use a harp to flatten the tissue. Then, transfer the chamber to an upright microscope. Visualize the neuroepithelium under a 40x water immersion objective while perfusing it continually with fresh Ringer&#39;s at room temperature.
To begin, search for the cells of interest, which, in this case, express EGFP. So 480-nanometers light is used to scan for cells that emit light in the 530 to 550-nanometer range. The targeted dendritic knobs and OSNs, when reviewed at 80 to 160x under bright field, should be clearly distinguishable from the supporting cells.
Now, load the electrode with the nystatin solution. Tap out any bubbles that form, and attach the electrode to the holder. Now, apply some positive pressure. The expected resistance is between 15 and 20 megaohms. Then, bring the electrode to the cell while maintaining the positive pressure.
When the resistance increases to about 40 megaohms, release the pressure and apply a slight negative pressure. If a gigaseal is made, the membrane potential should be clamped at about negative 75 millivolts.
Now that the cell is open, proceed with the experiment. Apply stimulation protocols and perfuse with pharmacological treatments as needed. To test with a single odorant, record 200 to 500 milliseconds of spontaneous activity. Apply the odorant for 500 milliseconds, and then, measure responses for up to 10 seconds.

In eingehenden Physiologische Analyse definierter Zellpopulationen bei der akuten Gewebeschnitten der Maus Vomeronasalorgans

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Multielektroden Array Recordings der Vomeronasal Epithel

Imaging Pheromone Sensing in a Mouse Vomeronasal Akute Gewebeschnitt Vorbereitung

Imaging neuronalen Antworten in Scheiben Zubereitungen von Vomeronasalorgan Ausdruck eines genetisch kodierte Kalzium-Sensor

Ex vivo Zubereitungen der Intact Vomeronasalorgan und akzessorischen olfaktorischen Bulbus

Perforated-Patch-Clamp-Aufzeichnung der Maus Riechzellen in Intact Neuroepithel: Funktionelle Analyse von Neuronen, die eine bestimmte Geruchsrezeptor

Eine effektive Methode, um Manuelle Zerlege Intact Maus Nasengewebe mit erhaltener Anatomische Organisation vorbereiten

Investigation of Activated Mouse Olfactory Sensory Neurons via Combined Immunostaining and in situ Hybridization

Etablierung einer Ganzzell-Patch-Klemme für die elektrophysiologische Aufzeichnung von vomeronasalen sensorischen Neuronen

Vorbereitung des Vomeronasalorgans der Maus für die Vibratom-Schnittung

Perforierte Patch-Clamp-Aufzeichnung von olfaktorischen sensorischen Neuronen bei Mäusen