We thank the Bloomington Stock Center (Bloomington, USA), Dirk Bohmann, Katja Br&#252;ckner and Istvan Ando for fly stocks, and antibodies. We thank Marek Jindra and Colin Donohoe for comments on the manuscript. This work was supported by the Sofja Kovalevskaja Award to M.U. from the Alexander von Humboldt Foundation and DFG project UH243/1-1 to M.U. from the German Research Foundation.

HINWEIS: Diese Arbeit nutzt die eyFLP1; act&gt; y +&gt; Gal4, UAS-GFP; FRT82B, wannen Gal80 MARCM 82B Grüne Tester Linie 11. Quer durch die MARCM 82B Grüne Tester Jungfrauen zu Männern von Stämmen wie w; UAS-a; UAS-b RNAi, FRT82B c mut Genotyp nachgeben Nachkommen , in der mitotischen Rekombination zwischen den rechten Arm der 3. homologen Chromosomen auftreten. Auf diese Weise homozygoten mutanten Klone zur Gen - c zur FRT82B Stelle distal angeordnet wird innerhalb des EAD und Gehirn Neuroepithel erzeugt werden. Diese Klone werden exprimieren GFP - Transgen ein und dsRNA für die Gen - b (Abbildung 1A). Verschiedene eyFLP-MARCM Tester Linien für die Rekombination auf dem X, 2L, 2R, 3L und 3R wurden eingerichtet und sind in der Fliege-Community zur Verfügung. 1. Fly Handling, Kreuze und Staging <ol><li> Erweitern Sie den entsprechenden MARCM Tester Lager bei Raumtemperatur durch mehrere bo bevölttles zugleich. Drehen Sie die Erwachsenen in frische Flaschen alle 2-3 Tage, so dass genügend Jungfrauen für nachfolgende Kreuze gesammelt werden. HINWEIS: Bei der Jungfrauen sammeln, vermeiden eine längere Exposition zu CO 2 als das weibliche Fruchtbarkeit beeinträchtigt. </li><li> Je nach Umfang des Experiments eingerichtet fly Kreuze in Fläschchen mit mindestens 10 MARCM Tester Jungfrauen und 4 Rüden (zB für die Abbildung von fluoreszierenden Reporter und Immunfärbung) oder in Flaschen mit mindestens 30 Jungfrauen und 10 Männer (zB für RNA-Isolierung und Quantifizierung der Invasivität). </li><li> Raise Nachkommen bei 25 ° C unter einem langen Tag 16 Stunden / 8 Stunden Licht-Dunkel-Zyklus. Flip Eltern in neue Fläschchen / Flaschen alle 24 Stunden, um reproduzierbare Durchführung von Larven erleichtern und Übervölkerung zu verhindern. HINWEIS: Beim Start am Tag 6 nach der Eiablage (AEL), der späten dritten Larvenstadium Kontrollarven Stop Fütterung, beginnen wandern und Puparium-Bildung ein. Im Gegensatz dazu kann der Beginn des Larven-pupal Übergang dEverlegt oder nicht existent in Larven mit EAD hyperplastische oder maligne klonale Tumoren tragen. </li></ol> 2. Sammeln Dritte Larvenstadium <ol><li> Für die Immunfärbung, sammeln etwa 20 späten dritten Larvenstadium (Wanderung an der Wand und die eines vergleichbaren Körpergröße aus der Nahrung). Verwenden einer Pinzette vorsichtig Larven zu holen aus dem Fläschchen oder Flasche und übertragen diese in einen Embryo Glasschale gefüllt mit phosphatgepufferter Salzlösung (PBS). <ol><li> Für die RNA-Isolierung und Quantifizierung der Invasivität, sammeln mindestens 80 späten dritten Larvenstadium (Wanderung an der Wand und die eines vergleichbaren Körpergröße aus der Nahrung). Verwenden Sie eine Spritzflasche PBS in eine Fliege Flasche mit Larven zu spritzen, bis die Oberfläche bedeckt ist. </li><li> Erweichen Sie die oberen Schichten der Nahrung mit einem Spatel und gießen Sie die Lebensmittel Maische Larven in eine Petrischale enthält. Mit einer Pinzette, Pick sanft Larven und übertragen diese in einen Embryo Glasschale mit PBS gefüllt. </li></ol></li><li> Waschen Sie Larven mit PBS until alle Speisereste entfernt. Überprüfen Sie die Larven unter dem Fluoreszenzstereomikroskop mit 8 bis 16 - facher Vergrößerung , alle &quot;Leopard - Larven&quot; zu verwerfen, die während des Larvenkörper (2A, 2B und siehe Diskussion Sektion) random GFP-positive Flecken führen. HINWEIS: Für die RNA-Isolierung umfassen einen vorletzten Waschschritt in 70% EtOH für 1 min. </li><li> Die Schale enthält ausgewählte Larven in PBS auf Eis, bis Dissektion. Prozess Larven innerhalb von 30 min negativen Auswirkungen von Kälte und Hunger zu vermeiden. </li></ol> 3. Dissection von Larvae <ol><li> Um den EAD unter einem Stereomikroskop sezieren, ein Paar Zangen verwenden, um sanft den mittleren Teil der Larve gegen die Glasschale unten drücken. Mit der zweiten Zange, greifen die Larven Mundhaken und ziehen Sie sie vom Körper weg (Abbildung 2C). HINWEIS: Die Zugkraft ist oft ausreichend, um die Optik Stiele Anschluss des EAD pai zu brechenr den Hirnlappen. Wenn das Gehirn oder seine Teile zu EAD und ihre Anwesenheit verbleiben, ist nicht für weitere Anwendungen gewünscht, schneiden Sie die Optik Stiel mit Hilfe der beiden Paare von Zangen. Für invasive Tumoren (zB ras V12 scrib 1) die Verbindung zwischen EAD und den Hirnlappen zunehmend mit der Zeit durch überwuchert und die Migration klonalen Zellen verdeckt wird. <ol><li> Um den EAD / Gehirn - Komplex mit einem intakten Bauchmark (VNC) (2D) herzustellen, verwenden Pinzette eine Larve in der Mitte des Körpers zu schneiden. Entsorgen Sie die hintere Hälfte. </li><li> Halten Sie die vordere Hälfte des Larvenkörpers zwischen den Spitzen einer Zange, drehen Sie die Larve von innen nach außen, indem sie mit der Spitze der zweiten Zange in den Mund Haken schieben und durch die Kutikula über sie mit dem ersten Zangenpaar rollen. </li></ol></li><li> Mit einer Pinzette vorsichtig entfernen Sie alle Fremdgewebe (zB Speicheldrüsen, Fettkörper und Darm) , während das EAD Paar verlassen oderder EAD / Gehirn-Komplex mit den Mundhaken verbunden. Entwirren die Mundhaken von der darüber liegenden Kutikula. Free the VNC durch die axonalen Projektionen Trennen erstrecken Körpermuskulatur und Epidermis (1B, 2C, 2D). HINWEIS: Die Mundhaken zur sicheren Handhabung von Gewebe mit einer Pinzette ermöglichen und effizienter Versenkung und einfache Erkennung von Gewebe während des Waschens zu erleichtern. Dissected EAD Änderung Morphologie relativ schnell, wenn in PBS nicht fixierten gehalten. Begrenzen Sie die Dissektion Zeit auf 20-30 min. </li><li> Um das Gewebe zu übertragen, Mantel ein P20 Mikropipettenspitze durch die restliche Körper Pipettieren Gerippen mehrmals auf und ab. Um die größeren EAD / Hirn-Komplexe übertragen, schneiden Sie die P20 Mikropipette Spitze mit einer Schere. HINWEIS: Das Beschichtungsverfahren ist entscheidend Klebe- und den Verlust von sezierten Gewebe während der Übertragung zu verhindern. Die Verwendung einer P20 Mikropipette minimiert die Übertragung von PBS in Fixierungslösung, unerwünschte Verdünnung zu begrenzen. <ol><li> Für die Immunfärbung, übertragendie seziert EAD in ein 0,5-ml-Röhrchen mit 400 ul 4% Paraformaldehyd (PFA) Fixiermittel gefüllt. Verwenden Sie 1,5-ml-Röhrchen mit 1 ml PFA für größere EAD / Gehirn Komplexe bedeutete für das Scoring der Invasivität. ACHTUNG: PFA ist hochgiftig. Schutzhandschuhe tragen und Kleidung. Vermeiden Sie den Kontakt mit Haut, Augen oder Schleimhäute. </li><li> Für die RNA-Isolierung übertragen die seziert EAD in eine neue Glasschale mit kaltem PBS gefüllt. Verwenden einer Pinzette zu reinigen EAD aus den Ring und Lymphdrüsen, Probe Verunreinigungen zu minimieren. </li><li> Nehmen Sie den EAD aus den Mundhaken durch die Verbindung zwischen den Antennenscheiben Trennen und Mundhaken mit einer Pinzette (Abbildung 2E). Um RNA-Abbau und die Genexpression Artefakte zu vermeiden, begrenzen die Dissektion Zeit auf 30 min. Fahren Sie mit Schritt 7 fort. HINWEIS: Ein erfahrener Forscher kann etwa 60 Larven in 30 min ohne Zeit für die Larven Sammlung und Waschen benötigt sezieren. Die Gesamt-RNA-Ausbeuten hängen von der EAD Größe, die unter Genotypen und developmenta variierenl Stufen. Dissection von 80-100 Steuer EAD Paare von späten dritten Larvenstadium sollte 5-8 &amp; mgr; g Gesamt-RNA erhalten. </li></ol></li></ol> 4. Befestigung, Immunostaining und Montage <ol><li> Fix Proben in PFA Fixativ für 25 min, während bei Raumtemperatur Taumel. Die Fixierungszeit ohne Veränderung Gewebemorphologie und die Antigenität von Proteinen bis zu 60 min verlängert werden. </li><li> Entfernen Sie die Fixierlösung und Waschproben mit PBST (PBS mit 0,1% Triton X-100) dreimal für 10 min ein Nutator verwenden. Verwenden Sie ein ausreichendes Volumen von PBST für jeden Waschschritt (400 &amp; mgr; l / 0,5 ml Röhrchen). HINWEIS: Fest EAD / Gehirn Komplexe bedeutete für das Scoring der Invasivität nicht Immunofärbung erfordern. GFP-Signal bleibt gut sichtbar nach der Fixierung. Gehen 4.4 für die endgültige Präparation zu treten. <ol><li> Für die Immunfärbung, Block Gewebe in 200 ul einer Blockierungslösung (PBST mit 0,3% BSA) für 20 min unter leichtem Schütteln bei Raumtemperatur. <ol><li> Inkubieren mit primary Antikörper bei 4 ° C über Nacht in 100 ul einer Blockierungslösung verdünnt unter leichtem Schütteln. Wenden Sie sich an primären Antikörper Datenblatt oder der veröffentlichten Literatur für empfohlene Antikörperverdünnung. HINWEIS: Die primäre Antikörperverdünnung kann optimiert werden müssen. </li><li> Nach fünf 10 min Waschen in PBST, Fleckengewebe mit den fluoreszierenden sekundären Antikörpern verdünnte Lösung bei der Blockierung während sanft für 2 Stunden bei Raumtemperatur schütteln oder über Nacht bei 4 ° C im Dunkeln. </li><li> Wash Proben dreimal 10 min in PBST. </li></ol></li></ol></li><li> Ersetzen PBST mit 500 ul DAPI-Färbelösung. F-Actin beschriften, fügen phalloidin an einen Fluoreszenzfarbstoff konjugiert mit DAPI-Färbelösung. Nach 15 min im Dunkeln Nutation, wasche Gewebe einmal für 10 min mit PBST. HINWEIS: F-Aktin Kennzeichnung unabhängig durchgeführt von DAPI-Färbung werden kann. </li><li> Für die endgültige Präparation Schritt übertragen Gewebe zurück in eine PBS-gefüllten Glasschale mit einem 1 ml pi mitPette. Mit den beiden Zangen die Mundhaken abschneiden. <ol><li> Trennen Sie die Gehirne, die zur Quantifizierung der Invasivität von der EAD verwendet wird, durch die Optik Stiel als bewachsen EAD schneiden könnte die Analyse erschweren. </li></ol></li><li> Geben Sie einen Tropfen des Montagemedium (15 &amp; mgr; l für eine 22 mm x 22 mm Deckglas) auf einer objektiven Folie. Mit Hilfe der Zangenspitzen, zu verteilen, das Medium in eine dünne Schicht. Übertragen EAD, Gehirn oder die EAD / Gehirn-Komplexe in die Montagemedium mit einer P20 Mikropipette. </li><li> Verwenden Sie die Zangenspitzen oder ein Wolframstab Gewebe zu verteilen und die VNC auf der Folie zu begradigen. </li><li> Um die Bildung von Blasen zu vermeiden, während, erste Berührung einer Kante einer Deck zur Montagemedium und dann langsam tiefer auf die Montagemedium mit Hilfe einer Pinzette Montage. Verwenden Sie kleine Stücke von Filterpapier oder Gewebe wischen Überschüssiges Montagemedium rund um die Deck Kanten zu absorbieren. HINWEIS: DABCO / Poly (Vinylalkohol) 4-88 Eindeckmediums verhärtetbei 4 ° C innerhalb einer Stunde. Folien können für Monate bei 4 ° C gelagert werden. </li></ol> 5. Die konfokale Imaging <ol><li> Erwerben Sie einzelne konfokale Schnitte und Stapeln ein konfokales Mikroskop mit 20X, 40X und 60X Öl Ziele ausgestattet werden. </li><li> Verhindern Pixelsättigung. Verwenden Sie gleiche Bildaufnahmeparameter einschließlich Bildauflösung, Lasereingangsleistung, Gain, Offset, Bildmittelung, einer Schrittweite in einer z-Serie und halten Sie diese Einstellungen für alle Genotypen für den Vergleich von Pixelintensitäten zwischen verschiedenen Genotypen 21,22 zu ermöglichen. HINWEIS: Für die Visualisierung von EAD / Gehirn-Komplex, maximale Projektionen erzeugen und Stich jeweiligen Nachbar Bilder. Für die endgültige Bildvorbereitung, verwenden Post Bildverarbeitungssoftware für Tafelaufbau und Helligkeit und Kontrast einzustellen. </li></ol> 6. Quantifizierung der Tumorinvasivität <ol><li> Definieren Sie ein Punktesystem, das die verschiedenen Ebenen der Tumor invasivenes charakterisierens das räumliche Muster der Invasion und die Menge an GFP-positiven Zellen unter Berücksichtigung in das Gehirn und VNC verbreiten. Bereiten Bewertungsbögen zur Dokumentation (3A). </li><li> Berg mindestens 80 intakten Gehirn für jeden Genotyp auf einer Folie unter Verwendung von 40 &amp; mgr; l des Eindeckmediums pro 24 mm x 50 mm Deckglas befestigt. <ol><li> Damit unvoreingenommene Scoring, fragen Sie eine neutrale Partei, die die Folien zu anonymisieren, so dass die Scoring-Verfahren unvoreingenommen ist. Bewerten anonymisierten Dias durch zwei voneinander unabhängige Labor Mitglieder. Disc Genotypen erst nach dem Zählen fertig ist. </li></ol></li><li> Werten Sie den Grad der Bösartigkeit von einem blinden Scoring-berittener Gehirne unter einem Fluoreszenz-Stereomikroskop mit einem GFP-Filtersatz ausgestattet. Verwenden Sie eine Markierung Gehirne zu kennzeichnen , die bereits angezeigt wurden Doppelzählungen (3B) zu vermeiden. </li><li> Berechnen Sie den Prozentsatz der Gehirne in jede der definierten invasive Kategorien pro Genotyp fallen. Bestimmen Sie die statistischen significance mit einem Chi-Quadrat - Test (3C). </li></ol> 7. RNA-Isolierung, DNase Behandlung und Qualitätsprüfung HINWEIS: Alle Reagenzien (Lösungen Kunststoff, Kunststoff) in den folgenden Schritten verwendet werden, sollten frei von RNase-Aktivität sein. Immer Handschuhe tragen und eine chemische Haube für die Arbeit mit organischen Lösungsmitteln verwendet werden. <ol><li> Übertragen Sie die saubere EAD mit einer beschichteten P20 Mikropipettenspitze in 1,5-ml-Röhrchen. </li><li> Lassen Sie Gewebe sinken auf den Boden des Röhrchens vorsichtig entfernen PBS und ersetzen Sie es mit 100 &amp; mgr; l RNA Lysereagenz (ausreichend für bis zu 140 EAD). </li><li> Lyse Gewebe durch Verwirbelung. An dieser Stelle können die Proben tiefgefroren in flüssigem Stickstoff und bei -80 ° C gelagert oder direkt mit einem Standard-RNA-Isolierung Protokoll verarbeitet. HINWEIS: Die Proben von ähnlichen Genotypen aus mehreren Dissektion Runden kann einmal in RNA Lysereagenzes gepoolt werden. </li><li> Füllen Sie das Probenvolumen auf 0,9 ml mit RNA Lysereagenzes. In 0,2 ml Chloroform und mischen Proben vigoronuierlich für 15-20 Sek. </li><li> Nach 2 bis 3 min Inkubation bei Raumtemperatur zentrifugiert werden die Proben bei 10.000 × g für 15 min bei 4 ° C. </li><li> Übertragen farblos obere wässrige Phase, die RNA in ein frisches Röhrchen, ohne die Interphase zu stören. Halten Sie sich von der Inter weg, wie es Proteine ​​und genomische DNA enthält. HINWEIS: Die rückgewonnene Volumen sollte zur Homogenisierung verwendet etwa 60% des Volumens der RNA Lysereagenz sein. </li><li> Auszufällen die RNA durch Zugabe von 0,5 ml Isopropylalkohol. Vortex und Inkubation Proben bei Raumtemperatur für 10 min. </li><li> Zentrifugiere die Proben bei 10.000 xg für 15 min bei 4 ° C. </li><li> Überstand verwerfen und waschen Sie die RNA-Pellet einmal mit 600 &amp; mgr; l 75% Ethanol. Nach einer kurzen Wirbel und Zentrifugation (10.000 × g für 7 min bei 4 ° C) alle Ethanol verwerfen und lassen Sie wischen das RNA-Pellet lufttrocken für 5-10 min das offene Rohr mit einem sauberen Tuch platzieren. HINWEIS: Das RNA-Pellet könnte als winziger opak / weiß st sichtbar seinam Boden des Röhrchens oder unsichtbar reif. Die restlichen Ethanol Tropfen können vorsichtig mit P10 Mikropipettenspitze entfernt werden. </li><li> Löse RNA in 50 ul DEPC-behandeltem Wasser durch Vortexen oder vorbei Lösung einige Male durch eine Pipettenspitze. </li><li> Um eine Kontamination mit genomischer DNA minimieren, Behandlung Gesamt-RNA mit DNase durch Zugabe von 50 ul einer Mischung, enthaltend 1 ul DNase (2 U / ul) und 10 ul 10x-Puffer DNase in DEPC-behandeltem Wasser. Vortex und Spin-down. </li><li> Inkubieren Proben bei 37 ° C in einem Wasserbad oder einem Heizblock für 30 bis 40 min. Nach der Inkubation wurden 100 ul DEPC-behandeltem Wasser in jeder Probe hinzu. </li><li> Um die enzymatische Aktivität und saubere RNA von DNase zu inaktivieren, 200 &amp; mgr; l Phenol: Chloroform: Isoamylalkohol (25: 24: 1) -Lösung, vortex für 1 min und zentrifugieren Sie die Proben bei 10.000 xg für 7 min bei 4 ° C. </li><li> Sorgfältig Transfer-RNA in ein frisches Röhrchen die obere wässrige Phase enthält. In gleichen Volumen (200 ul)Chloroform, mischen und den Zentrifugationsschritt von oben wiederholen. </li><li> Sammeln sorgfältig die obere Phase und auszufällen RNA durch Zugabe von 1/10 Volumen 3 M Natriumacetat, pH 5,2 , hergestellt in DEPC H 2 O und 2,5 Volumen 100% Ethanol. Gut mischen durch Vortexen. HINWEIS: Durch Hinzufügen 0,5 ul Glykogen (20 ug / ul) zu einer Fällung Mischung hilft, die RNA-Pellet zu visualisieren. RNA-Verlust, verwenden silikonisierte, Low-Bindung 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen zu minimieren. </li><li> Auszufällen RNA bei -20 ° C für mindestens 1 Std. HINWEIS: Die Inkubation kann über Nacht durchgeführt werden. Proben können auch bei -80 ° C platziert. </li><li> Pellet RNA durch Zentrifugation bei 10.000 xg für 30 min bei 4 ° C. Waschen und Trocknen des Pellets nach der Beschreibung in 7.9. </li><li> Man löst RNA in 10-15 ul DEPC-behandeltem Wasser. Store RNA bei -80 ° C. </li><li> Bestimmen Menge und Reinheit der RNA wurde durch OD bei 230 nm gemessen wird, 260 nm und 280 nm unter Verwendung eines Spektrophotometers. Berechnen RNA concentration durch die Konvention, dass 1 OD bei 260 nm Anwendung 40 ug / ml RNA entspricht. HINWEIS: Die A 260/280 Verhältnis von &quot;reinen&quot; RNA ist gleich 2,0 , während ein A 260/230 - Verhältnis im Bereich von 2,0 bis 2,2 liegen. RNA - Proben mit einem A 260/280 - Verhältnis zwischen 1,7 und 2,0 sind geeignet für Downstream - Anwendungen wie cDNA - Synthese. Für die Herstellung von mRNA-seq Bibliotheken die Qualität und Quantität von RNA sollte unter Verwendung eines automatisierten Elektrophorese-System überprüft werden. Das 28S / 18S-Verhältnis sollte über 1,8 sein. </li></ol>

<ol><li>Miles, W. O., Dyson, N. J., Walker, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+tumor+invasion+and+metastasis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Modeling tumor invasion and metastasis in Drosophila.</a> Dis Model Mech. 4 (6), 753-761 (2011).</li>
<li>Stefanatos, R. K. A., Vidal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+invasion+and+metastasis+in+Drosophila%3A+a+bold+past%2C+a+bright+future%5BTitle%5D)+AND+%22J+Genet+Genomics%22%5BJournal%5D)">Tumor invasion and metastasis in Drosophila: a bold past, a bright future.</a> J Genet Genomics. 38 (10), 431-438 (2011).</li>
<li>Patel, P. H., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+design%3A+How+Drosophila+tumors+remodel+their+neighborhood%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Tissue design: How Drosophila tumors remodel their neighborhood.</a> Semin Cell Dev Biol. 28, 86-95 (2014).</li>
<li>Gonzalez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+melanogaster%3A+a+model+and+a+tool+to+investigate+malignancy+and+identify+new+therapeutics%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cancer%22%5BJournal%5D)">Drosophila melanogaster: a model and a tool to investigate malignancy and identify new therapeutics.</a> Nat Rev Cancer. 13 (3), 172-183 (2013).</li>
<li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+%28MARCM%29+for+Drosophila+neural+development%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) for Drosophila neural development.</a> Trends Neurosci. 24 (5), 251-254 (2001).</li>
<li>Xu, T., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+genetic+mosaics+in+developing+and+adult+Drosophila+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues.</a> Development. 117 (4), 1223-1237 (1993).</li>
<li>Struhl, G., Basler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organizing+activity+of+wingless+protein+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Organizing activity of wingless protein in Drosophila.</a> Cell. 72 (4), 527-540 (1993).</li>
<li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118 (2), 401-415 (1993).</li>
<li>Wu, J. S., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+protocol+for+mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+%28MARCM%29+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">A protocol for mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) in Drosophila.</a> Nat Protoc. 1 (6), 2583-2589 (2006).</li>
<li>Brumby, A. M., Richardson, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((scribble+mutants+cooperate+with+oncogenic+Ras+or+Notch+to+cause+neoplastic+overgrowth+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">scribble mutants cooperate with oncogenic Ras or Notch to cause neoplastic overgrowth in Drosophila.</a> EMBO J. 22 (21), 5769-5779 (2003).</li>
<li>Pagliarini, R. A., Xu, T. A genetic screen in Drosophila for metastatic behavior. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPagliarini%2C+RA+%22Science+%28New+York%2C+NY%29%22">Science (New York, NY)</a>. 302 (5648), 1227-1231 (2003).</li>
<li>Uhlirova, M., Bohmann, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((JNK-+and+Fos-regulated+Mmp1+expression+cooperates+with+Ras+to+induce+invasive+tumors+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">JNK- and Fos-regulated Mmp1 expression cooperates with Ras to induce invasive tumors in Drosophila.</a> EMBO J. 25 (22), 5294-5304 (2006).</li>
<li>Turkel, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+BTB-zinc+finger+transcription+factor+abrupt+acts+as+an+epithelial+oncogene+in+Drosophila+melanogaster+through+maintaining+a+progenitor-like+cell+state%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">The BTB-zinc finger transcription factor abrupt acts as an epithelial oncogene in Drosophila melanogaster through maintaining a progenitor-like cell state.</a> PLoS Genet. 9 (7), e1003627(2013).</li>
<li>Cordero, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oncogenic+Ras+Diverts+a+Host+TNF+Tumor+Suppressor+Activity+into+Tumor+Promoter%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Oncogenic Ras Diverts a Host TNF Tumor Suppressor Activity into Tumor Promoter.</a> Dev Cell. 18 (6), 999-1011 (2010).</li>
<li>Khoo, P., Allan, K., Willoughby, L., Brumby, A. M., Richardson, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Drosophila%2C+RhoGEF2+cooperates+with+activated+Ras+in+tumorigenesis+through+a+pathway+involving+Rho1-Rok-Myosin-II+and+JNK+signalling%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">In Drosophila, RhoGEF2 cooperates with activated Ras in tumorigenesis through a pathway involving Rho1-Rok-Myosin-II and JNK signalling.</a> Dis Model Mech. 6, 661-678 (2013).</li>
<li>Jiang, Y., Scott, K. L., Kwak, S. J., Chen, R., Mardon, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sds22%2FPP1+links+epithelial+integrity+and+tumor+suppression+via+regulation+of+myosin+II+and+JNK+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Oncogene%22%5BJournal%5D)">Sds22/PP1 links epithelial integrity and tumor suppression via regulation of myosin II and JNK signaling.</a> Oncogene. 30 (29), 3248-3260 (2011).</li>
<li>Figueroa-Clarevega, A., Bilder, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Malignant+Drosophila+Tumors+Interrupt+Insulin+Signaling+to+Induce+Cachexia-like+Wasting%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Malignant Drosophila Tumors Interrupt Insulin Signaling to Induce Cachexia-like Wasting.</a> Dev Cell. 33 (1), 47-55 (2015).</li>
<li>Newsome, T. P., Asling, B., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+Drosophila+photoreceptor+axon+guidance+in+eye-specific+mosaics%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Analysis of Drosophila photoreceptor axon guidance in eye-specific mosaics.</a> Development. 127 (4), 851-860 (2000).</li>
<li>Quiring, R., Walldorf, U., Kloter, U., Gehring, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Homology+of+the+eyeless+gene+of+Drosophila+to+the+Small+eye+gene+in+mice+and+Aniridia+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Homology of the eyeless gene of Drosophila to the Small eye gene in mice and Aniridia in humans.</a> Science. 265 (5173), 785-789 (1994).</li>
<li>Külshammer, E., Uhlirova, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+actin+cross-linker+Filamin%2FCheerio+mediates+tumor+malignancy+downstream+of+JNK+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">The actin cross-linker Filamin/Cheerio mediates tumor malignancy downstream of JNK signaling.</a> J Cell Sci. 126 (Pt 4), 927-938 (2013).</li>
<li>North, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seeing+is+believing%3F+A+beginners%27+guide+to+practical+pitfalls+in+image+acquisition%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Seeing is believing? A beginners' guide to practical pitfalls in image acquisition.</a> J Cell Biol. 172 (1), 9-18 (2006).</li>
<li>Waters, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+and+precision+in+quantitative+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Accuracy and precision in quantitative fluorescence microscopy.</a> J Cell Biol. 185 (7), 1135-1148 (2009).</li>
<li>Igaki, T., Pagliarini, R. A., Xu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+cell+polarity+drives+tumor+growth+and+invasion+through+JNK+activation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Loss of cell polarity drives tumor growth and invasion through JNK activation in Drosophila.</a> Curr Biol. 16 (11), 1139-1146 (2006).</li>
<li>Külshammer, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interplay+among+Drosophila+transcription+factors+Ets21c%2C+Fos+and+Ftz-F1+drives+JNK-mediated+tumor+malignancy%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Interplay among Drosophila transcription factors Ets21c, Fos and Ftz-F1 drives JNK-mediated tumor malignancy.</a> Dis Model Mech. 8 (10), 1279-1293 (2015).</li>
<li>Pastor-Pareja, J. C., Wu, M., Xu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+innate+immune+response+of+blood+cells+to+tumors+and+tissue+damage+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">An innate immune response of blood cells to tumors and tissue damage in Drosophila.</a> Dis Model Mech. 1 (2-3), 144-154 (2008).</li>
<li>Chatterjee, N., Bohmann, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+versatile+%CE%A6C31+based+reporter+system+for+measuring+AP-1+and+Nrf2+signaling+in+Drosophila+and+in+tissue+culture%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">A versatile ΦC31 based reporter system for measuring AP-1 and Nrf2 signaling in Drosophila and in tissue culture.</a> PloS One. 7 (4), e34063(2012).</li>
<li>Petraki, S., Alexander, B., Brückner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assaying+Blood+Cell+Populations+of+the+Drosophila+melanogaster+Larva%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva.</a> J Vis Exp. (105), (2015).</li>
<li>Makhijani, K., Alexander, B., Tanaka, T., Rulifson, E., Bruckner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+peripheral+nervous+system+supports+blood+cell+homing+and+survival+in+the+Drosophila+larva%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The peripheral nervous system supports blood cell homing and survival in the Drosophila larva.</a> Development. 138 (24), 5379-5391 (2011).</li>
<li>Kurucz, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemese%2C+a+hemocyte-specific+transmembrane+protein%2C+affects+the+cellular+immune+response+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Hemese, a hemocyte-specific transmembrane protein, affects the cellular immune response in Drosophila.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 100 (5), 2622-2627 (2003).</li>
<li>Andersen, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+TNF+receptor+Grindelwald+couples+loss+of+cell+polarity+and+neoplastic+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The Drosophila TNF receptor Grindelwald couples loss of cell polarity and neoplastic growth.</a> Nature. 522 (7557), 482-486 (2015).</li>
<li>Srivastava, A., Pastor-Pareja, J. C., Igaki, T., Pagliarini, R., Xu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basement+membrane+remodeling+is+essential+for+Drosophila+disc+eversion+and+tumor+invasion%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Basement membrane remodeling is essential for Drosophila disc eversion and tumor invasion.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 104 (8), 2721-2726 (2007).</li>
<li>Larionov, A., Krause, A., Miller, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+standard+curve+based+method+for+relative+real+time+PCR+data+processing%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">A standard curve based method for relative real time PCR data processing.</a> BMC Bioinformatics. 6 (1), (2005).</li>
<li>Blair, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+mosaic+techniques+for+studying+Drosophila+development%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development.</a> Development. 130 (21), 5065-5072 (2003).</li>
<li>Mirth, C. K., Shingleton, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrating+body+and+organ+size+in+Drosophila%3A+recent+advances+and+outstanding+problems%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">Integrating body and organ size in Drosophila: recent advances and outstanding problems.</a> Front Endocrinol. 3 (49), (2012).</li>
<li>French, V., Feast, M., Partridge, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+size+and+cell+size+in+Drosophila%3A+the+developmental+response+to+temperature%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Body size and cell size in Drosophila: the developmental response to temperature.</a> J Insect Physiol. 44 (11), 1081-1089 (1998).</li>
<li>Ashburner, M., Bonner, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+induction+of+gene+activity+in+drosophila+by+heat+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The induction of gene activity in drosophila by heat shock.</a> Cell. 17 (2), 241-254 (1979).</li>
<li>Frazier, M. R., Woods, H. A., Harrison, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactive+effects+of+rearing+temperature+and+oxygen+on+the+development+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Biochem+Zool%22%5BJournal%5D)">Interactive effects of rearing temperature and oxygen on the development of Drosophila melanogaster.</a> Physiol Biochem Zool. 74 (5), 641-650 (2001).</li>
<li>Lai, S. L., Lee, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+mosaic+with+dual+binary+transcriptional+systems+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Genetic mosaic with dual binary transcriptional systems in Drosophila.</a> Nat Neurosci. 9 (5), 703-709 (2006).</li>
<li>Potter, C. J., Tasic, B., Russler, E. V., Liang, L., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Q+system%3A+a+repressible+binary+system+for+transgene+expression%2C+lineage+tracing%2C+and+mosaic+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The Q system: a repressible binary system for transgene expression, lineage tracing, and mosaic analysis.</a> Cell. 141 (3), 536-548 (2010).</li>
<li>del Valle Rodrìguez, A., Didiano, D., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Power+tools+for+gene+expression+and+clonal+analysis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Power tools for gene expression and clonal analysis in Drosophila.</a> Nature Methods. 9 (1), 47-55 (2011).</li>
<li>Rynes, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activating+Transcription+Factor+3+Regulates+Immune+and+Metabolic+Homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Activating Transcription Factor 3 Regulates Immune and Metabolic Homeostasis.</a> Mol Cell Biol. 32 (19), 3949-3962 (2012).</li>
<li>Claudius, A. K., Romani, P., Lamkemeyer, T., Jindra, M., Uhlirova, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unexpected+role+of+the+steroid-deficiency+protein+ecdysoneless+in+pre-mRNA+splicing%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">Unexpected role of the steroid-deficiency protein ecdysoneless in pre-mRNA splicing.</a> PLoS Genet. 10 (4), e1004287(2014).</li>
<li>Basu, S., Campbell, H. M., Dittel, B. N., Ray, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification+of+Specific+Cell+Population+by+Fluorescence+Activated+Cell+Sorting+%28FACS%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Purification of Specific Cell Population by Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS).</a> J Vis Exp. (41), (2010).</li>
<li>Tauc, H. M., Tasdogan, A., Pandur, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolating+intestinal+stem+cells+from+adult+Drosophila+midguts+by+FACS+to+study+stem+cell+behavior+during+aging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Isolating intestinal stem cells from adult Drosophila midguts by FACS to study stem cell behavior during aging.</a> J Vis Exp. (94), (2014).</li>
</ol>

The authors declare that they have no conflict of interest.

Die Techniken der genetischen Mosaiken in Drosophila zu erzeugen , gehören zu den anspruchsvollsten Werkzeuge für die Analyse und die Genfunktion 33 zu manipulieren. Das eyFLP-MARCM System leistungsfähig und robust erwiesen , da sie die Induktion von visuell markiert, genetisch definierte Klone in einer räumlich beschränkten Weise ermöglicht, also in Geweben , in denen die augenlose Enhancer aktiv 9,18 ist. Dies ist besonders wichtig, wenn mehrere genetische Läsion...

Krebs stellt eine der genetisch heterogene Gruppe von Krankheiten, deren Häufigkeit und Sterblichkeit dramatisch zunimmt, insbesondere bei älteren Menschen weltweit. Krebs stammt klonal aus einem Tumor-initiierende Zelle, die inhärente Tumorsuppressor Mechanismen entweicht und teilt außer Kontrolle. Die allmähliche Ansammlung von genetischen Läsionen, die kooperativ Wachstum, die Vermehrung und Beweglichkeit fördern, während der Tod und die Differenzierung Hemmung verwandelt die anfängliche gutartige Wucherung in eine hochmaligne, metastasiertem und tödlichen Tumor. Es hat sich gezeigt, dass zusätzlich zu genetischen Veränderungen, die Tumorprogression Veränderungen im umgebenden Stroma und Übersprechen zwischen den Tumor und mehrere Zelltypen (beispielsweise Fibroblasten, Immun- und Endothelzellen) in seiner Mikroumgebung erfordert. die molekularen Prinzipien zugrunde liegenden malignen Transformation einschließlich Tumor-Stroma-Interaktionen zu verstehen, ist von großer Bedeutung für die Entwicklung von prevention und frühen Screening-Strategien, sowie neue und wirksame Behandlungen von Krebsmetastasen und Medikamentenresistenz zu bekämpfen. Die Fruchtfliege Drosophila melanogaster ist ein attraktives System für die Krebsforschung geworden 1-4 seiner schnellen Generationszeit wegen bemerkenswerte Erhaltung der Knoten zwischen Fliegen und Menschen, begrenzte genetische Redundanz und Fülle von fortgeschrittenen genetischen Werkzeugen , Signalisierung , die Manipulation von fast jedem Gen erleichtern ein temporär und räumlich beschränkten Weise. Genetisch definierte Tumoren unterschiedlicher Malignität reproduzierbar in Drosophila konstruiert werden durch Verstärkungs- und loss-of-function Mutationen in einer Untergruppe von Vorläufern in einem ansonsten Wildtyp - Gewebe unter Verwendung der MARCM Technik 5 einzuführen. Das MARCM Werkzeug kombiniert FLP / FRT (FLP - Rekombinase / FLP Recognition Target) -vermittelten mitotische Rekombination 6 mit FLP-out 7 und Gal4 / UAS (Upstream Activation Sequence) 8 ZielgenExpressionssysteme 9. Mit dieser Methode Expression jedes UAS-basierten Transgen, einschließlich Onkogen oder fluoreszierendes Protein cDNAs oder invertierte DNA-Wiederholungen für dsRNA-induced gene silencing, wird auf einen Klon von Zellen beschränkt werden, die einen bestimmten genetischen Locus und einen Gal4 Repressor aufgrund Rekombination verloren (1A). Geklonte Patches mit grün fluoreszierenden markiert (GFP) oder rot fluoreszierende Proteine (zB RFP, DsRed, mCherry) leicht während der gesamten Entwicklung, isoliert und analysiert verfolgt werden. Wichtig ist, dass ihr Verhalten direkt zum benachbarten Wildtyp-Gewebe verglichen werden. So relevante Fragen an die Zelle autonomen und nicht autonomen Auswirkungen der genetischen Läsionen können bequem untersucht werden. Ähnlich wie bei Säugetieren, nur Klone , bei denen mehrere onkogene Läsionen in Drosophila maligne kombiniert werden und die wichtigsten Merkmale von Säugetierkrebs rekapitulieren. Sie overproliferate, entziehen Apoptose induzieren Entzündung, unsterblich geworden und invasive und tötete schließlich den Host - 10-17. Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Erzeugung genetisch definierten klonale Tumoren im Auge / antennal und Hirngewebe von Drosophila - Larven der MARCM Technik. Das Verfahren beruht auf einem MARCM Tester Lager, das die Hefe FLP - Rekombinase unter der Kontrolle des eyeless Enhancer (eyFLP) 18,19 zum Ausdruck bringt. Auf diese Weise GFP-markierten Klone werden erzeugt sowohl in peripodial und Epithel des EAD und dem Neuroepithel des Gehirns gesamten embryonalen und Larvenstadien (1A, B und Referenz 20). Die Klone können leicht bis zum Erwachsenenalter verfolgt werden, wie der EAD entwickelt sich zum erwachsenen Auge, Antenne und Kopfkapsel während der neuroepithelium Aufstieg zu Neuroblasten gibt, die differenzierte Optik lobe Neuronen erzeugen. Zur Erleichterung der umfangreiche molekulare, funktionelle und phänotypische Charakterisierung des Mosaiks Gewebe, wir deSchreiber ein Protokoll für die Präparation des EAD und Gehirn von der dritten Larvenstadium und beschreiben, wie sie für drei verschiedene Anwendungen zu verarbeiten: (i) Nachweis von transgenen fluoreszierenden Reporter und Immunfärbung, (ii) die Quantifizierung der Tumor Invasivität und (iii) Analyse Veränderungen der Genexpression eine quantitative Echtzeit - PCR (qRT-PCR) oder ein Hochdurchsatz - Sequenzierung mRNA (mRNA-seq) (1C) verwendet wird . Die Immunofärbung Protokoll kann jedes Protein von Interesse mit einem spezifischen Antikörper zu visualisieren verwendet werden. Transgene fluoreszierende Transkriptions Reporter ermöglicht eine bequeme und präzise räumlich-zeitliche Informationen über die Aktivität eines bestimmten Signalwegs. Zell-Abstammungslinie spezifischen Reportern, andererseits widerspiegeln qualitative und quantitative Veränderungen in Zellpopulationen im mosaic Gewebe und unter Tumoren von unterschiedlichen Genotypen. Die Quantifizierung von invasiven Verhalten erleichtert den Vergleich von Tumor Malignität zwischen Genotyps. Schließlich ist das Protokoll beschreibt, Erfassung und Verarbeitung von Mosaik EAD für die RNA-Isolierung eignet sich sowohl für kleine und große Downstream-Anwendungen wie Reverse Transkription, gefolgt von qRT-PCR und genomweite mRNA-seq sind. Die qualitativen und quantitativen Daten aus diesen Tests gewonnenen Ergebnisse liefern neue Einblicke in das soziale Verhalten von klonalen Tumoren. Außerdem produzieren sie eine solide Grundlage für funktionelle Untersuchungen über die Rolle einzelner Gene, genetische Netzwerke und Tumor-Mikroumgebung in verschiedenen Phasen und Aspekte der Tumorentstehung.

<table><tbody><tr><td>Agar</td><td>Gew&amp;uuml;rzm&amp;uuml;hle Brecht, Eggenstein, Germany</td><td>00262-0500</td><td>Fly food recipe: Prepare 20 L fly food with 160 g agar, 360 g yeast, 200 g soy flour, 1.6 kg yellow cornmeal, 1.2 L malt extract, 300 ml light corn syrup, 130 ml propionic acid and 200 ml 15% nipagin. Fly food should be cooked for 1 hour at 85&amp;nbsp;&amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Corn syrup</td><td>Grafschafter Krautfabrik Josef Schmitz KG, Meckenheim, Germany</td><td>01939</td><td></td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Germany</td><td>6026.1</td><td></td></tr><tr><td>Cornmeal</td><td>ReformKontor GmbH, Zarrentin, Germany</td><td>4010155063948</td><td></td></tr><tr><td>Malt extract</td><td>CSM Deutschland GmbH, Bremen, Germany</td><td>728985</td><td></td></tr><tr><td>Soy flour</td><td>Stockmeier Food GmbH, Herford, Germany</td><td>1000246441010</td><td></td></tr><tr><td>Yeast</td><td>Werner Ramspeck GmbH, Schwabach, Germany</td><td>210099K</td><td></td></tr><tr><td>Methyl-4-benzoate/ Nipagin</td><td>Sigma-Aldrich, Deisenhofen, Germany</td><td>H5501</td><td>Prepare a 15% stock solution with 70% EtOH</td></tr><tr><td>Drosophila fly food vials</td><td>Kisker Biotech, Steinfurt, Germany</td><td>789008</td><td></td></tr><tr><td>Vial plugs</td><td>K-TK e.K., Retzstadt, Germany</td><td>1002</td><td></td></tr><tr><td>Drosophila fly food bottles</td><td>Greiner Bio-One, Frickenhausen, Germany</td><td>960177</td><td></td></tr><tr><td>Bottle plugs</td><td>K-TK e.K., Retzstadt, Germany</td><td>1002 S</td><td></td></tr><tr><td>Poly(vinyl alcohol) 4-88/[-CH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;CHOH-]&lt;sub&gt;n&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich, Deisenhofen, Germany</td><td>81381</td><td>Mounting medium recipe: Dissolve 6 g Poly(vinyl alcohol) 4-88 in 39&amp;nbsp;ml Millipore H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O, 6 ml 1 M Tris (pH 8.5) and 12.5 ml glycerol. Stir overnight at 50&amp;nbsp;&amp;deg;C and centrifuge 20&amp;nbsp;min at 5,000 rpm. Add DABCO to the supernatant to get a final concentration of 2.5%. Store aliquots at -20&amp;nbsp;&amp;deg;C.</td></tr><tr><td>1,4-Diazabicyclo[2.2.2]octane/ DABCO&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, Deisenhofen, Germany</td><td>D2522</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich, Deisenhofen, Germany</td><td>9002-93-1</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline/ PBS</td><td></td><td></td><td>137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 10 mM Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; and 1.8 mM KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, pH 7.4 in Millipore H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td></tr><tr><td>PBST</td><td></td><td></td><td>0.1% Triton X-100 in PBS</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde/ PFA</td><td>Sigma-Aldrich, Deisenhofen, Germany</td><td>158127</td><td>4% PFA fixative recipe: Dissolve 4&amp;nbsp;g PFA in 80 ml Millipore H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O on a magnetic stirrer plate heated to 55&amp;nbsp;&amp;deg;C. Add 1 M NaOH dropwise until all PFA particles are dissolved. Add 10 ml 10x PBS and adjust the pH to 7.4 with 1 M HCl. Mix in 100 &amp;micro;l Triton X-100 and fill up with Millipore H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O to 100 ml. Store aliquots at -20 &amp;deg;C. Avoid repeated thawing. (CAUTION: PFA is highly toxic. Prepare the PFA fixative in a fume hood. Wear a self-contained breathing apparatus, gloves and clothing. Avoid contact with skin, eyes or mucous membranes.)</td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin/ BSA</td><td>Sigma-Aldrich, Deisenhofen, Germany</td><td>A3059</td><td>Blocking solution recipe: Dissolve 0.3% BSA in PBST</td></tr><tr><td>Fluorescently labeled phalloidin</td><td>Invitrogen, Karlsruhe, Germany, Molecular Probes</td><td>A12379, A22283, A22284</td><td>Phalloidin stock solution: Dissolve powder (300 U) in 1.5 ml Methanol. Store at -20 &amp;deg;C. For staining, use in dilution 1:250 (A12379, A22283) and 1:100 (A22284) in PBST.</td></tr><tr><td>4&amp;rsquo;,6-Diamidino-2-phenylindol Dihydrochlorid/ DAPI</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Germany</td><td>6335</td><td>DAPI staining solution: Prepare a stock solution of 5 mg/ml in Millipore H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O and store aliquots at 4 &amp;deg;C. Used in dilution 1:1,000 in PBST.</td></tr><tr><td>Mouse anti-H2 antibody</td><td>Kurucz et al., 2003</td><td></td><td>Used in dilution 1:500 in blocking solution</td></tr><tr><td>Cy5 AffiniPure Donkey Anti-Mouse IgG (H+L)</td><td>Jackson ImmunoResearch, Suffolk, UK</td><td>715-175-151</td><td>Used in dilution 1:500 in blocking solution</td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools, Heidelberg, Germany</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Glass embryo dish (30&amp;nbsp;mm)</td><td>Thermo Scientific, Schwerte, Germany</td><td>E90</td><td></td></tr><tr><td>Tungsten needles</td><td>Fine Science Tools, Heidelberg, Germany</td><td>10130-20</td><td></td></tr><tr><td>Nickel Plated Pin Holder</td><td>Fine Science Tools, Heidelberg, Germany</td><td>26018-17</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>VWR, Darmstadt, Germany</td><td>631-1553</td><td></td></tr><tr><td>Coverslips 22 x 22 mm (#1 Menzel-Gl&amp;auml;ser)</td><td>VWR, Darmstadt, Germany</td><td>631-1336</td><td></td></tr><tr><td>Coverslips 24 x 50 mm (0.13-0.16&amp;nbsp;mm)</td><td>Thermo Scientific, Schwerte, Germany</td><td>1076371</td><td></td></tr><tr><td>Kimtech Science Precision Wipes</td><td>Thermo Scientific, Schwerte, Germany</td><td>06-677-70</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting stereomicroscope</td><td>Olympus, Hamburg, Germany</td><td>SZX7 (DF PLAPO 1X-4 Japan)</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescent stereomicroscope</td><td>Olympus, Hamburg, Germany</td><td>SZX16 (SDF PLAPO 0.8X Japan) with DP72 CCD camera</td><td>Equipped with the narrow blue bandpass filter set for excitation of GFP other blue excitable fluorochromes (excitation filter BP460-480 nm, barrier filter BA495-540 nm) and narrow green excitation and longpass barrier filter for RFP and other green excitable fluorochromes (excitation filter BP530-550, barrier filter BA575IF). Software: Olympus cellSens Standard 1.11.</td></tr><tr><td>Confocal microscope</td><td>Olympus, Hamburg, Germany</td><td>FV1000</td><td>Equipped with inverted IX81 microscope. Objectives: 20&amp;times; UPlan S-Apo (NA 0.85), 40&amp;times; UPlanFL (NA 1.30) and 60&amp;times; UPlanApo (NA 1.35). Lasers: UV laser Diode LD405 (50&amp;nbsp;mW), Argon laser, multi-line 457/(476)/ 488/515 (40&amp;nbsp;mW), Yellow/Green laser diode LD560 (15&amp;nbsp;mW) and Red Laser diode 635 (20&amp;nbsp;mW). Software: Fluoview 2.1c Software</td></tr><tr><td>Drosophila cooled incubator</td><td>Ewald Innovationstechnik GmbH, Bad Nenndorf, Germany</td><td>&amp;nbsp;Sanyo MIR553</td><td></td></tr><tr><td>Squirt bottle</td><td>VWR, Darmstadt, Germany</td><td>215-8105</td><td></td></tr><tr><td>BD Clay Adams Nutator Mixer</td><td>VWR, Darmstadt, Germany</td><td>15172-203</td><td></td></tr><tr><td>ELMI Digital Rocking Shaker</td><td>VWR, Darmstadt, Germany</td><td>DRS-12</td><td></td></tr><tr><td>5 PRIME Isol-RNA Lysis Reagent</td><td>VWR, Darmstadt, Germany</td><td>2302700</td><td>The protocol is compatible with other TRIzol-based reagents, &lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, TRIreagent from Sigma (Cat. Nr.T9424), TRIzol reagent from Thermofisher (Cat. Nr. 15596).</td></tr><tr><td>Diethyl pyrocarbonate/ DEPC</td><td>Sigma-Aldrich, Deisenhofen, Germany</td><td>D5758</td><td>Dilute DEPC 1:1,000 in Millipore H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O, stir overnight and autoclave.</td></tr><tr><td>UltraPure Phenol:Chloroform:Isoamyl Alcohol (25:24:1)</td><td>ThermoFischer Scientific, Invitrogen, Karlsruhe, Germany</td><td>15593-031</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Merck, Darmstadt, Germany</td><td>102445</td><td></td></tr><tr><td>TURBO DNase (2 U/&amp;micro;l)</td><td>Thermo Scientific, Schwerte, Germany</td><td>AM2238</td><td></td></tr><tr><td>Invitrogen UltraPure Glycogen</td><td>ThermoFischer Scientific, Invitrogen, Karlsruhe, Germany</td><td>10-814-010</td><td></td></tr><tr><td>Sodium acetate trihydrate</td><td>VWR, Darmstadt, Germany</td><td>27652.232</td><td>Prepare a 3 M Sodium acetate solution with DEPC-H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O and adjust the pH to 5.2</td></tr><tr><td>2-Propanol</td><td>Merck, Darmstadt, Germany</td><td>109634</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Merck, Darmstadt, Germany</td><td>100983</td><td>Prepare a 75% EtOH dilution with DEPC-H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O.</td></tr><tr><td>UV/Vis-Spectrophotometre NanoDrop ND-8000</td><td>Thermo Scientific, Schwerte, Germany</td><td>ND-8000</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Microcentrifuge (Refrigerated)</td><td>Thermo Scientific, Schwerte, Germany</td><td>5417R</td><td></td></tr><tr><td>Experion RNA StdSens Analysis Kit</td><td>Bio-Rad Laboratories GmbH, M&amp;uuml;nchen, Germany</td><td>7007103</td><td></td></tr><tr><td>Experion Automated Electrophoresis Station</td><td>Bio-Rad Laboratories GmbH, M&amp;uuml;nchen, Germany</td><td>7007010</td><td></td></tr><tr><td>SuperScript III Reverse Transcriptase</td><td>Thermo Scientific, Schwerte, Germany</td><td>18080044</td><td></td></tr><tr><td>Oligo d(T) Primer</td><td>Integrated DNA Technologies, Leuven, Belgium</td><td></td><td>Prepare 100 &amp;micro;M stock solutions in DEPC-H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O and store at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>dNTP Mixture</td><td>Takara Bio Europe/Clonetech, Saint-Germain-en-Laye, France</td><td>4030</td><td>Store aliquots of 25 &amp;micro;l at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>CFX96 Touch Real-Time PCR Detection System</td><td>Bio-Rad Laboratories GmbH, M&amp;uuml;nchen, Germany</td><td>1855195</td><td></td></tr><tr><td>iQ SYBR Green Supermix</td><td>Bio-Rad Laboratories GmbH, M&amp;uuml;nchen, Germany</td><td>170-8882</td><td></td></tr><tr><td>Hard-Shell PCR Plates 96-well, thin wall</td><td>Bio-Rad Laboratories GmbH, M&amp;uuml;nchen, Germany</td><td>HSP9601</td><td></td></tr><tr><td>Microseal &#039;B&#039; Film</td><td>Bio-Rad Laboratories GmbH, M&amp;uuml;nchen, Germany</td><td>MSB1001</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;rp49&lt;/em&gt; Forward primer</td><td>Integrated DNA Technologies, Leuven, Belgium</td><td></td><td>5&#039; TCC TAC CAG CTT CAA GAT GAC 3&#039;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;rp49&lt;/em&gt; Reverse primer</td><td>Integrated DNA Technologies, Leuven, Belgium</td><td></td><td>5&#039; CAC GTT GTG CAC CAG GAA CT 3&#039;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;mmp1&lt;/em&gt; Forward primer</td><td>Integrated DNA Technologies, Leuven, Belgium</td><td></td><td>5&#039; AGG GCG ACA AGT ACT ACA AGC TGA 3&#039;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;mmp1&lt;/em&gt; Reverse primer</td><td>Integrated DNA Technologies, Leuven, Belgium</td><td></td><td>5&#039; ACG TCT TGC CGT TCT TGT AGG TGA 3&#039;</td></tr></tbody></table>

the drosophila imaginal disc tumor model: visualization and quantification of gene expression and tumor invasiveness using genetic mosaics

Drosophila melanogaster has emerged as a powerful experimental system for functional and mechanistic studies of tumor development and progression in the context of a whole organism. Sophisticated techniques to generate genetic mosaics facilitate induction of visually marked, genetically defined clones surrounded by normal tissue. The clones can be analyzed through diverse molecular, cellular and omics approaches. This study describes how to generate fluorescently labeled clonal tumors of varying malignancy in the eye/antennal imaginal discs (EAD) of Drosophila larvae using the Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker (MARCM) technique. It describes procedures how to recover the mosaic EAD and brain from the larvae and how to process them for simultaneous imaging of fluorescent transgenic reporters and antibody staining. To facilitate molecular characterization of the mosaic tissue, we describe a protocol for isolation of total RNA from the EAD. The dissection procedure is suitable to recover EAD and brains from any larval stage. The fixation and staining protocol for imaginal discs works with a number of transgenic reporters and antibodies that recognize Drosophila proteins. The protocol for RNA isolation can be applied to various larval organs, whole larvae, and adult flies. Total RNA can be used for profiling of gene expression changes using candidate or genome-wide approaches. Finally, we detail a method for quantifying invasiveness of the clonal tumors. Although this method has limited use, its underlying concept is broadly applicable to other quantitative studies where cognitive bias must be avoided.

GFP-markierten Flecken von definierten Genotypen in Drosophila EAD, drei Arten von Klonen , um das Potential der eyFLP-MARCM Technik zeigen , wurden zu erzeugen induziert: (1) Kontrolle, die GFP allein, (2) maligne Tumore eine onkogene Form des kleinen exprimierenden G-Protein Ras (Ras V12) in einem Hintergrund von homozygoten Verlust eines Gens scribble Tumorsuppressor (Scrib 1) und (3) Bewachsen aber nicht-invasive Scrib 1...

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The Drosophila Imaginal Disc Tumor Model: Visualization and Quantification of Gene Expression and Tumor Invasiveness Using Genetic Mosaics

Dieses Protokoll zeigt , wie fluoreszierend markiert, genetisch definierten klonalen Tumoren im Auge von Drosophila melanogaster / antennal Imaginalscheiben (EAD) zu erzeugen. Es beschreibt, wie der EAD und Gehirn aus dem dritten Larvenstadium zu sezieren und wie sie zu verarbeiten, zu visualisieren und zu Veränderungen der Genexpression und Tumorinvasivität quantifizieren.

Das<em&gt; Drosophila</em&gt; Imaginalscheibe Tumormodell: Visualisierung und Quantifizierung von Genexpression und Tumorinvasivität mit Genetischen Mosaiken

Drosophila melanogaster has emerged as a powerful experimental system for functional and mechanistic studies of tumor development and progression in the ...

the-drosophila-imaginal-disc-tumor-model-visualization-quantification

Research

JoVE Journal

Cancer Research

The Drosophila Imaginal Disc Tumor Model: Visualization and Quantification of Gene Expression and Tumor Invasiveness Using Genetic Mosaics

11.0K Aufrufe.  University of Cologne.  Dieses Protokoll zeigt , wie fluoreszierend markiert, genetisch definierten klonalen Tumoren im Auge von Drosophila melanogaster / antennal Imaginalscheiben (EAD) zu erzeugen. Es beschreibt, wie der EAD und Gehirn aus dem dritten Larvenstadium zu sezieren und wie sie zu verarbeiten, zu visualisieren und zu Veränderungen der Genexpression und Tumorinvasivität quantifizieren. 

Serie: The Drosophila Imaginal Disc Tumor Model: Visualization and Quantification of Gene Expression and Tumor Invasiveness Using Genetic Mosaics

Mosaic Zebrafish Transgenesis for Functional Genomic Analysis of Candidate Cooperative Genes in Tumor Pathogenesis

Comprehensive genomic analysis has uncovered surprisingly large numbers of genetic alterations in various types of cancers. To robustly and efficiently identify oncogenic &#8220;drivers&#8221; among these tumors and define their complex relationships with concurrent genetic alterations during tumor pathogenesis remains a daunting task. Recently, zebrafish have emerged as an important animal model for studying human diseases, largely because of their ease of maintenance, high fecundity, obvious advantages for in vivo imaging, high conservation of oncogenes and their molecular pathways, susceptibility to tumorigenesis and, most importantly, the availability of transgenic techniques suitable for use in the fish. Transgenic zebrafish models of cancer have been widely used to dissect oncogenic pathways in diverse tumor types. However, developing a stable transgenic fish model is both tedious and time-consuming, and it is even more difficult and more time-consuming to dissect the cooperation of multiple genes in disease pathogenesis using this approach, which requires the generation of multiple transgenic lines with overexpression of the individual genes of interest followed by complicated breeding of these stable transgenic lines. Hence, use of a mosaic transient transgenic approach in zebrafish offers unique advantages for functional genomic analysis in vivo. Briefly, candidate transgenes can be coinjected into one-cell-stage wild-type or transgenic zebrafish embryos and allowed to integrate together into each somatic cell in a mosaic pattern that leads to mixed genotypes in the same primarily injected animal. This permits one to investigate in a faster and less expensive manner whether and how the candidate genes can collaborate with each other to drive tumorigenesis. By transient overexpression of activated ALK in the transgenic fish overexpressing MYCN, we demonstrate here the cooperation of these two oncogenes in the pathogenesis of a pediatric cancer, neuroblastoma that has resisted most forms of contemporary treatment.

The goal of this study is to demonstrate how the mosaic transgenesis strategy can be used in zebrafish to rapidly and efficiently assess the relative contributions of multiple oncogenes in tumor initiation and progression in vivo.

Mosaic Zebrafisch Transgenese für Funktionelle Genomanalyse Candidate Cooperative Gene in Tumor Pathogenese

Comprehensive genomic analysis has uncovered surprisingly large numbers of genetic alterations in various types of cancers.  To robustly and efficiently ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Induction and Diagnosis of Tumors in Drosophila Imaginal Disc Epithelia

In the early stages of cancer, transformed mutant cells show cytological abnormalities, begin uncontrolled overgrowth, and progressively disrupt tissue organization. Drosophila melanogaster has emerged as a popular experimental model system in cancer biology to study the genetic and cellular mechanisms of tumorigenesis. In particular, genetic tools for Drosophila imaginal discs (developing epithelia in larvae) enable the creation of transformed pro-tumor cells within a normal epithelial tissue, a situation similar to the initial stages of human cancer. A recent study of tumorigenesis in Drosophila wing imaginal discs, however, showed that tumor initiation depends on the tissue-intrinsic cytoarchitecture and the local microenvironment, suggesting that it is important to consider the region-specific susceptibility to tumorigenic stimuli in evaluating tumor phenotypes in imaginal discs. To facilitate phenotypic analysis of tumor progression in imaginal discs, here we describe a protocol for genetic experiments using the GAL4-UAS system to induce neoplastic tumors in wing imaginal discs. We further introduce a diagnosis method to classify the phenotypes of clonal lesions induced in imaginal epithelia, as a clear classification method to discriminate various stages of tumor progression (such as hyperplasia, dysplasia, or neoplasia) had not been described before. These methods might be broadly applicable to the clonal analysis of tumor phenotypes in various organs in Drosophila.

Induction and Diagnosis of Tumors in Drosophila Imaginal Disc Epithelia

Mosaic clone analysis in Drosophila imaginal disc epithelia is a powerful model system to study the genetic and cellular mechanisms of tumorigenesis. Here we describe a protocol to induce tumors in Drosophila wing imaginal discs using the GAL4-UAS system, and introduce a diagnosis method to classify the tumor phenotypes.

Induktion und Diagnose von Tumoren in<em&gt; Drosophila</em&gt; Imaginal Disc Epithelia

In the early stages of cancer, transformed mutant cells show cytological abnormalities, begin uncontrolled overgrowth, and progressively disrupt tissue ...

Krebsforschung

Mapping and Application of Enhancer-trap Flippase Expression in Larval and Adult Drosophila CNS

The Gal4/ UAS binary method is powerful for gene and neural circuitry manipulation in Drosophila. For most neurobiological studies, however, Gal4 expression is rarely tissue-specific enough to allow for precise correlation of the circuit with behavioral readouts. To overcome this major hurdle, we recently developed the FINGR method to achieve a more restrictive Gal4 expression in the tissue of interest. The FINGR method has three components: 1) the traditional Gal4/UAS system; 2) a set of FLP/FRT-mediated Gal80 converting tools; and 3) enhancer-trap FLP (ET-FLP). Gal4 is used to define the primary neural circuitry of interest. Paring the Gal4 with a UAS-effector, such as UAS-MJD78Q or UAS-Shits, regulates the neuronal activity, which is in turn manifested by alterations in the fly behavior. With an additional UAS-reporter such as UAS-GFP, the neural circuit involved in the specific behavior can be simultaneously mapped for morphological analysis. For Gal4 lines with broad expression, Gal4 expression can be restricted by using two complementary Gal80-converting tools: tubP&gt;Gal80&gt; ('flip out') and tubP&gt;stop&gt;Gal80 ('flip in'). Finally, investigators can turn Gal80 on or off, respectively, with the help of tissue-specific ET-FLP. In the flip-in mode, Gal80 will repress Gal4 expression wherever Gal4 and ET-FLP intersect. In the flip-out mode, Gal80 will relieve Gal4 repression in cells in which Gal4 and FLP overlap. Both approaches enable the restriction of the number of cells in the Gal4-defined circuitry, but in an inverse pattern. The FINGR method is compatible with the vast collection of Gal4 lines in the fly community and highly versatile for traditional clonal analysis and for neural circuit mapping. In this protocol, we demonstrate the mapping of FLP expression patterns in select ET-FLPx2 lines and the effectiveness of the FINGR method in photoreceptor cells. The principle of the FINGR method should also be applicable to other genetic model organisms in which Gal4/UAS, Gal80, and FLP/FRT are used.

Mapping and Application of Enhancer-trap Flippase Expression in Larval and Adult Drosophila CNS

We describe a Flippase-induced intersectional Gal80/Gal4 repression (FINGR) method, allowing tissue-specific FLP to determine Gal80 expression patterns. Wherever Gal4 and FLP overlap, Gal4 expression is turned on (Gal80 flipped out) or off (Gal80 flipped in). The FINGR method is versatile for clonal analysis and neural circuit mapping.

Mapping und Anwendung von Enhancer-trap Flippase Expression in Larven und Erwachsene Drosophila CNS

The Gal4/ UAS binary method is powerful for gene and neural circuitry manipulation in Drosophila. For most neurobiological studies, however, Gal4 ...

Neurowissenschaften

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic development and axonal wiring. Recently the dendritic arborization (DA) sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system (PNS) have become powerful genetic models in which to elucidate both general and class-specific mechanisms of neuron differentiation.
There are four main DA neuron classes (I-IV)1. They are named in order of increasing dendrite arbor complexity, and have class-specific differences in the genetic control of their differentiation2-10. The DA sensory system is a practical model to investigate the molecular mechanisms behind the control of dendritic morphology11-13 because: 1) it can take advantage of the powerful genetic tools available in the fruit fly, 2) the DA neuron dendrite arbor spreads out in only 2 dimensions beneath an optically clear larval cuticle making it easy to visualize with high resolution in vivo, 3) the class-specific diversity in dendritic morphology facilitates a comparative analysis to find key elements controlling the formation of simple vs. highly branched dendritic trees, and 4) dendritic arbor stereotypical shapes of different DA neurons facilitate morphometric statistical analyses.
DA neuron activity modifies the output of a larval locomotion central pattern generator14-16. The different DA neuron classes have distinct sensory modalities, and their activation elicits different behavioral responses14,16-20. Furthermore different classes send axonal projections stereotypically into the Drosophila larval central nervous system in the ventral nerve cord (VNC)21. These projections terminate with topographic representations of both DA neuron sensory modality and the position in the body wall of the dendritic field7,22,23. Hence examination of DA axonal projections can be used to elucidate mechanisms underlying topographic mapping7,22,23, as well as the wiring of a simple circuit modulating larval locomotion14-17.
We present here a practical guide to generate and analyze genetic mosaics24 marking DA neurons via MARCM (Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker)1,10,25 and Flp-out22,26,27 techniques (summarized in Fig. 1).

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

The dendritic arborization sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system are useful models to elucidate both general and neuron class-specific mechanisms of neuron differentiation. We present a practical guide to generate and analyze dendritic arborization neuron genetic mosaics.

Morphologische Analyse Drosophila Larven peripheren sensorischen Neuron Dendriten und Axone mit Genetic Mosaike

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic ...

A Protocol for Genetic Induction and Visualization of Benign and Invasive Tumors in Cephalic Complexes of Drosophila melanogaster

Drosophila has illuminated our understanding of the genetic basis of normal development and disease for the past several decades and today it continues to contribute immensely to our understanding of complex diseases 1-7. Progression of tumors from a benign to a metastatic state is a complex event 8 and has been modeled in Drosophila to help us better understand the genetic basis of this disease 9. Here I present a simple protocol to genetically induce, observe and then analyze the progression of tumors in Drosophila larvae. The tumor induction technique is based on the MARCM system 10 and exploits the cooperation between an activated oncogene, RasV12 and loss of cell polarity genes (scribbled, discs large and lethal giant larvae) to generate invasive tumors 9. I demonstrate how these tumors can be visualized in the intact larvae and then how these can be dissected out for further analysis. The simplified protocol presented here should make it possible for this technique to be utilized by investigators interested in understanding the role of a gene in tumor invasion.

A Protocol for Genetic Induction and Visualization of Benign and Invasive Tumors in Cephalic Complexes of Drosophila melanogaster

Cooperation between an activated oncogene like RASV12 and mutations in cell polarity genes like scribbled, result in tumor growth in Drosophila where tumor cells also display invasive behaviors. Here a simple protocol for the induction and observation of the benign and invasive tumors is presented.

Ein Protokoll für genetische Induktion und Visualisierung von Gut-und invasiven Tumoren in Cephalic Komplexe von<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila has illuminated our  understanding of the genetic basis of normal development and disease for the  past several decades and today it continues ...

Medizin

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Visualizing developing organ formation as well as progession and treatment of disease often heavily relies on the ability to optically interrogate molecular and functional changes in intact living organisms. Most existing optical imaging methods are inadequate for imaging at dimensions that lie between the penetration limits of modern optical microscopy (0.5-1mm) and the diffusion-imposed limits of optical macroscopy (&gt;1cm) [1]. Thus, many important model organisms, e.g. insects, animal embryos or small animal extremities, remain inaccessible for in-vivo optical imaging. 
Although there is increasing interest towards the development of nanometer-resolution optical imaging methods, there have not been many successful efforts in improving the imaging penetration depth. The ability to perform in-vivo imaging beyond microscopy limits is in fact met with the difficulties associated with photon scattering present in tissues. Recent efforts to image entire embryos for example [2,3] require special chemical treatment of the specimen, to clear them from scattering, a procedure that makes them suitable only for post-mortem imaging. These methods however evidence the need for imaging larger specimens than the ones usually allowed by two-photon or confocal microscopy, especially in developmental biology and in drug discovery.
We have developed a new optical imaging technique named Mesoscopic Fluorescence Tomography [4], which appropriate for non-invasive in-vivo imaging at dimensions of 1mm-5mm. The method exchanges resolution for penetration depth, but offers unprecedented tomographic imaging performance and it has been developed to add time as a new dimension in developmental biology observations (and possibly other areas of biological research) by imparting the ability to image the evolution of fluorescence-tagged responses over time. As such it can accelerate studies of morphological or functional dependencies on gene mutations or external stimuli, and can importantly, capture the complete picture of development or tissue function by allowing longitudinal time-lapse visualization of the same, developing organism.
The technique utilizes a modified laboratory microscope and multi-projection illumination to collect data at 360-degree projections. It applies the Fermi simplification to Fokker-Plank solution of the photon transport equation, combined with geometrical optics principles in order to build a realistic inversion scheme suitable for mesoscopic range. This allows in-vivo whole-body visualization of non-transparent three-dimensional structures in samples up to several millimeters in size.
We have demonstrated the in-vivo performance of the technique by imaging three-dimensional structures of developing Drosophila tissues in-vivo and by following the morphogenesis of the wings in the opaque Drosophila pupae in real time over six consecutive hours.

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Mesoscopic fluorescence tomography operates beyond the penetration limits of tissue-sectioning fluorescence microscopy. The technique is based on multi-projection illumination and a photon transport description. We demonstrate in-vivo whole-body 3D visualization of the morphogenesis of GFP-expressing wing imaginal discs in Drosophila melanogaster.

Mesoscopic Fluoreszenz-Tomographie für In-vivo Imaging der Entwicklungsländer Drosophila</em

Visualizing  developing organ formation as well as progession and treatment of disease often  heavily relies on the ability to optically interrogate ...

Biologie

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A remarkable example is given by sensory epithelia, where cells of the same or distinct identities are brought together via cell-cell adhesion showing highly organized planar patterns. Cells align to one another in the same direction and display equivalent polarity over large distances. This organization of the mature epithelia is established over the course of morphogenesis. To understand how the planar arrangement of the mature epithelia is achieved, it is crucial to track cell orientation and growth dynamics with high spatiotemporal fidelity during development in vivo. Robust analytical tools are also essential to identify and characterize local-to-global transitions. The Drosophila pupa is an ideal system to evaluate oriented cell shape changes underlying epithelial morphogenesis. The pupal developing epithelium constitutes the external surface of the immobile body, allowing long-term imaging of intact animals. The protocol described here is designed to image and analyze cell behaviors at both global and local levels in the pupal abdominal epidermis as it grows. The methodology described can be easily adapted to the imaging of cell behaviors at other developmental stages, tissues, subcellular structures, or model organisms.

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

This protocol is designed for the imaging and analysis of the dynamics of cell orientation and tissue growth in the Drosophila abdominal epithelia as the fruit fly undergoes metamorphosis. The methodology described here can be applied to the study of different developmental stages, tissues, and subcellular structures in Drosophila or other model organisms.

Bildgebung und Analyse der Gewebeorientierung und Wachstumsdynamik in der Entwicklung drosophila Epithelia während der Pupal-Stadien

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A ...

Laser Microdissection Applied to Gene Expression Profiling of Subset of Cells from the Drosophila Wing Disc

Heterogeneous nature of tissues has proven to be a limiting factor in the amount of information that can be generated from biological samples, compromising downstream analyses. Considering the complex and dynamic cellular associations existing within many tissues, in order to recapitulate the in vivo interactions thorough molecular analysis one must be able to analyze specific cell populations within their native context. Laser-mediated microdissection can achieve this goal, allowing unambiguous identification and successful harvest of cells of interest under direct microscopic visualization while maintaining molecular integrity. We have applied this technology to analyse gene expression within defined areas of the developing Drosophila wing disc, which represents an advantageous model system to study growth control, cell differentiation and organogenesis. Larval imaginal discs are precociously subdivided into anterior and posterior, dorsal and ventral compartments by lineage restriction boundaries. Making use of the inducible GAL4-UAS binary expression system, each of these compartments can be specifically labelled in transgenic flies expressing an UAS-GFP transgene under the control of the appropriate GAL4-driver construct. In the transgenic discs, gene expression profiling of discrete subsets of cells can precisely be determined after laser-mediated microdissection, using the fluorescent GFP signal to guide laser cut. 
Among the variety of downstream applications, we focused on RNA transcript profiling after localised RNA interference (RNAi). With the advent of RNAi technology, GFP labelling can be coupled with localised knockdown of a given gene, allowing to determinate the transcriptional response of a discrete cell population to the specific gene silencing. To validate this approach, we dissected equivalent areas of the disc from the posterior (labelled by GFP expression), and the anterior (unlabelled) compartment upon regional silencing in the P compartment of an otherwise ubiquitously expressed gene. RNA was extracted from microdissected silenced and unsilenced areas and comparative gene expression profiling determined by quantitative real-time RT-PCR. We show that this method can effectively be applied for accurate transcriptomics of subsets of cells within the Drosophila imaginal discs. Indeed, while massive disc preparation as source of RNA generally assumes cell homogeneity, it is well known that transcriptional expression can vary greatly within these structures in consequence of positional information. Using localized fluorescent GFP signal to guide laser cut, more accurate transcriptional analyses can be performed and profitably applied to disparate applications, including transcript profiling of distinct cell lineages within their native context.

Laser Microdissection Applied to Gene Expression Profiling of Subset of Cells from the Drosophila Wing Disc

Laser microdissection was applied to analyse gene expression profiling in specific compartments of Drosophila wing disc subjected to localised RNAi in vivo. RNA extracted from equivalent areas of silenced and unsilenced compartments was analysed by quantitative RT-PCR to determine comparative gene expression profiling within the context of native tissue microecology.

Laser Mikrodissektion Angewandt auf Gene Expression Profiling von Untergruppe von Zellen aus dem Drosophila Wing Disc

Heterogeneous nature of tissues has proven to be a limiting factor in the amount of information that can be generated from biological samples, ...

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called imaginal discs. These discs give rise to a high percentage of adult structures that are found within the adult fly. Here we describe a protocol that has been optimized to recover these discs and prepare them for analysis with antibodies, transcriptional reporters and protein traps. This procedure is best suited for thin tissues like imaginal discs, but can be easily modified for use with thicker tissues such as the larval brain and adult ovary. The written protocol and accompanying video will guide the reader/viewer through the dissection of third instar larvae, fixation of tissue, and treatment of imaginal discs with antibodies. The protocol can be used to dissect imaginal discs from younger first and second instar larvae as well. The advantage of this protocol is that it is relatively short and it has been optimized for the high quality preservation of the dissected tissue. Another advantage is that the fixation procedure that is employed works well with the overwhelming number of antibodies that recognize Drosophila proteins. In our experience, there is a very small number of sensitive antibodies that do not work well with this procedure. In these situations, the remedy appears to be to use an alternate fixation cocktail while continuing to follow the guidelines that we have set forth for the dissection steps and antibody incubations.

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

The adult structures of Drosophila are derived from sac-like structures called imaginal discs. Analysis of these discs provides insight into many developmental processes including tissue determination, compartment boundary establishment, cell proliferation, cell fate specification, and planar cell polarity. This protocol is used to prepare imaginal discs for light/fluorescent microscopy.

Präparation und Immunfärbung von Imaginalscheiben aus<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called ...

Dissection and Mounting of Drosophila Pupal Eye Discs

The Drosophila melanogaster eye disc is a powerful system that can be used to study many different biological processes. It contains approximately 800 separate eye units, termed ommatidia1. Each ommatidium contains eight neuronal photoreceptors that develop from undifferentiated cells following the passage of the morphogenetic furrow in the third larval instar2. Following the sequential differentiation of the photoreceptors, non-neuronal cells develop, including cone and pigment cells, along with mechanosensory bristle cells3. Final differentiation processes, including the structured arrangement of all the ommatidial cell types, programmed cell death of undifferentiated cell types and rhodopsin expression, occurs through the pupal phase4-7. This technique focuses on manipulating the pupal eye disc, providing insight and instruction on how to dissect the eye disc during the pupal phase, which is inherently more difficult to perform than the commonly dissected third instar eye disc. This technique also provides details on immunostaining to allow the visualization of various proteins and other cell components.

Dissection and Mounting of Drosophila Pupal Eye Discs

The goal of this technique is to enable researchers to perform dissection, immunostaining and mounting of pupal eye discs from Drosophila melanogaster of any age.

Dissection und Montage<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupal Eye Discs

The Drosophila melanogaster eye disc is a powerful system that can be used to study many different biological processes.  It contains approximately 800 ...

Das

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Laser Mikrodissektion Angewandt auf Gene Expression Profiling von Untergruppe von Zellen aus dem Drosophila Wing Disc

Präparation und Immunfärbung von Imaginalscheiben aus

Dissection und Montage