The authors acknowledge the help from the staff of Laboratory Animal Medicine, University of Nevada, Reno. MM received funding from Nevada INBRE.

Das unten beschriebene Protokoll (Nummer-00682) wird vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) an der University of Nevada Reno genehmigt und folgt den Richtlinien der Universität Nevada, dem Tierforschungsethik-Komitee von Reno. Kurz gesagt wurden Mäuse mit Isofluran betäubt und ein Nasenkonus wurde für die Aufrechterhaltung kontinuierlicher Isofluranspiegel für 20 min verwendet. Eine Tierarzt-Salbe wurde verwendet, um das Austrocknen der Augen unter Anästhesie zu verhindern. Zehensperre wurde verwendet, um die Anästhesie-Ebene zu ermitteln und die Atemfrequenz wurde während des gesamten Verfahrens gemessen. Die Mäuse wurden in einzelnen Käfigen gehalten und überwacht, bis das Bewusstsein wiedergewonnen wurde. Die Mäuse wurden nur einmal für die Zeckenfütterung verwendet und wurden nach der Tick-Erholung euthanasiert. Euthanasie wurde von der Laboratorium für Tiermedizin Personal Personal durchgeführt. CO 2 und Zervixversetzung wurden für die Euthanisierung von Tieren verwendet. HINWEIS: Die Arbeit an Zecken erfordert die Verwendung von vollständigen persönlichen Schutz-ÄqVersand Zum Zählen von unreifen Zecken tragen Sie weiße Laborkittel, lange Nitrilhandschuhe, um die Hülsenöffnung des mit Gummibändern bedeckten Laborkleides und geschlossenen Zehenschuhen zu bedecken. Für die Befallung von Mäusen mit Zecken, verwenden Sie ein Haar Netz, Einweg-Overalls, Langarm-Handschuhe über die Ärmel und Fuß-Abdeckungen. Verwenden Sie weiße oder helle Overalls, um Wegfahrten zu erkennen. Überprüfen Sie regelmäßig Handschuhe und Ärmel für Zecken. 1. Vorbereitung des Raumes für Tierhaltung <ol><li> Bezeichnen Sie einen separaten Raum zum Haus Mäuse mit Zecken befallen. Legen Sie eine klebrige Matte oder doppelseitigen Teppichband außerhalb und innerhalb der Tür, um versehentliches Zecken zu entkommen. </li></ol> 2. Zählungen für Mausbefall <ol><li> Setzen Sie doppelseitiges Klebeband um die Oberkanten eines 7 &quot;x 5&quot; x 14 &quot;Plastikbehälters und füllen Sie mit Wasser auf ca. 2 cm. </li><li> Legen Sie eine weitere kleine Schachtel oder Petrischale in die Mitte des Behälters und füllen Sie mit Wasser auf 1 cm Schaffung eines &amp;# 34; Wallgraben“um diesen Behälter </li><li> Lagern Sie die Fläschchen mit Larven oder Nymphen in der Petrischale. </li><li> Mit einem feinen Pinsel Larven oder Nymphen aus der Phiole zu entfernen, und unter dem Mikroskop zählen. Graf 50 Larven oder 25 Nymphen in einzelne Szintillationsgefße. Deckt die Fläschchen sofort mit Nylonnetz oder organdy Tuch Bildschirm und Schließen mit Gummibändern. </li></ol> 3. befall Mäuse mit Unreife Ticks <ol><li> Verwenden, um eine weiße oder helle Werkbank und kleben doppelseitiges Klebeband um den Umfang des Arbeitsbereiches. </li><li> Anesthetize Maus mit Isofluran. Prüfen Sie das Niveau der Anästhesie durch toe Prise. Einmal betäubt, übertragen Sie die Maus auf ein Heizkissen mit Papiertüchern bedeckt und an einen Nasenkegel für die weitere Isofluran Versorgung anschließen. </li><li> Vaseline-basierte Augensalbe Trockenheit zu vermeiden. Beachten Sie das Atemmuster der Maus Isofluran Stufen einstellen (80 -. 230 Atemzüge pro Minute normal ist, reduzieren Isofluran Ebene, wenn brDie Eatrate beträgt weniger als 80 Atemzüge pro Minute, um das Tier nicht zu töten). </li><li> Nehmen Sie eine Durchstechflasche mit 50 Larven oder 25 Nymphen und legen Sie Zecken unter dem Pelz auf den Kopf zwischen den Ohren mit einem Pinsel ( Abbildung 1 ). Halten Sie die Maus unter Anästhesie für 20 Minuten nach der Platzierung, um genügend Zeit für Zecken zu befestigen. </li><li> Bewegen Sie die Maus zu einem Standard, Kunststoff Schuhkarton-Typ Einweg-Maus Käfig mit statischen Deckel und weiße Bettwäsche. Geben Sie Spielzeug, Wasser und Lebensmittel ad libitum wie pro normale Maus Pflege. </li><li> Bewahren Sie den Mauskäfig in einem größeren Ratten- oder Gerbil-Käfig auf, der mit doppelseitigem Klebeband um die Oberkanten ausgekleidet ist. Füllen Sie den äußeren Käfig mit 3 cm Wasser ( Abbildung 2 ). </li></ol> 4. Sammeln von Zecken von Mäusen <ol><li> Unreife Zecken lösen zwischen den Tagen 3 und 6 der Fütterung ab. Überprüfen Sie die Käfige und Wasser-Graben für engorged Zecken jeden Tag nach Tag 3. </li><li> Sammle freistehende Zecken aus dem Käfig zwischen den Tagen 4 und 6. Verwenden Sie einen Schmerzt Bürste oder weiche Zange für angeschwollene Zecken und lagerte in sauberen Szintillationsfläschchen Aufnehmen capped mit Tuch Nylonnetz mit Gummibändern gesichert. </li><li> Betäuben und überprüfen Maus am Tag 7 für alle verbleibenden angebracht Zecken. </li><li> Überprüfen Sie die Bettwäsche, Futtertrog, und Wasserflasche für angeschwollene Zecken am Tag 7. Euthanize Mäusen nach dem Verfahren, wie oben beschrieben. Sterilisieren Sie den Einweg-Käfige, Bettwäsche, Wasserflasche, und Futtertrog tretener unfed Zecken zu vermeiden. </li></ol> 5. Lagerung von Fed Ticks <ol><li> Pflegen angeschwollene Zecken bei 90% Luftfeuchtigkeit, 20 ° C und ein 00.12-Licht: Dunkel-Zyklus in einer Luftfeuchtigkeit und Temperatur kontrollierten Inkubator, bis Häutungs auftritt. Dies kann etwa 12 bis 18 Wochen dauern auftreten. </li><li> Während hohe Luftfeuchtigkeit tick Überleben fördert, macht es auch die Zecken anfällig für Pilzwachstum. Überprüfen Sie die fed das Mikroskop mindestens einmal pro Woche für Schimmel Ticks unter. Wenn erkannt wird, waschen Überlebenden in 70% Ethanol für 5Min., In Wasser abspülen, auf ein Filterpapier zum Trocknen überführen und auf neue, saubere Fläschchen übertragen. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Kritische Schritte im Rahmen des Protokolls Es ist wichtig, mehrere Ebenen von Sicherheitsmaßnahmen zu haben, wenn Zecken Aufzucht, um ein versehentliches Entweichen zu vermeiden. Die Verwendung von Klebeband und einem Wassergraben ist kritische Sicherheit zu gewährleisten. Es ist wichtig, die narkotisierten Maus auf einem Heizkissen zu halten die Körpertemperatur konstant zu halten. Wir fanden auch, dass die Maus Rasur bietet keinen zusätzlichen Nutzen für Zeckenanheftung. Eine individuel...

Zecken sind obligat bluts Ektoparasiten von Wirbeltieren und werden weltweit vertrieben. In den Vereinigten Staaten mindestens 11 Arten von Zecken sind Vektoren von Krankheitserregern der öffentlichen Gesundheit wichtig 1. Hirschzecke ist verantwortlich für die Übertragung von mehreren Krankheitserregern wie den Erreger der Lyme - Krankheit (Borrelia burgdorferi) Rückfallfieber (B. miyamotoi), menschliche granulozytäre Anaplasmose (Anaplasma phagocytophilum) und der Babesiose (Babesia spp.). Trotz der Bedeutung des I. scapularis als Krankheitsüberträger, diese Spinntiere in Hülle und Fülle aus der Natur für Studien im Labor zu sammeln ist nicht immer möglich. Daher ist die Produktion von gesunden Labor aufgezogen Zecken wesentlich Studien über tick Biologie und tick-Pathogen-Interaktionen. Der Lebenszyklus aller harten Zecken (Familie Ixodidae), einschließlich I. scapularis, besteht aus dem Ei und drei activE Stufen: Larve, Nymphe und Erwachsene. Jede aktive Stufe füttert auf einem Wirbeltierwirt. Die komplexen Wechselwirkungen, die zwischen Zecken und ihren Wirten über mehrere Tage der Anhaftung und Fütterung stattfinden, sind fast unmöglich, sich mit künstlichen Füttern zu replizieren, und es ist unwahrscheinlich, dass sie genügend Anzahl von gefüllten Zecken für die Massenaufzucht 2 , 3 , 4 zur Verfügung stellen. Daher werden lebende Mäuse und Kaninchen am häufigsten als Gastgeber für die Aufzucht unreifen (Larven und Nymphen) und reifen Stadien (Erwachsene) von Zecken verwendet. Die Anforderung von mehreren Wirten für die Blutverfütterung während jeder Entwicklungsstufe kompliziert die Zeckenaufzucht und ist zeit- und kostenintensiv 5 , 6 , 7 . Die meisten Tick-Aufzucht-Protokolle verlangen, dass Mäuse in einem hängenden Drahtgitter-Bodenkäfig 7 , 8 oder in einem zylindrischen cage so bemessen , dass das Tier sich nicht frei bewegen kann , und selbst pflegen 6, 9, 10. Diese zylindrischen Käfige werden später zu einem Schuhkarton Käfig mit einem Drahtgitter übertragen. Engorged, freistehende Zecken werden dann aus dem Wasser unterhalb gesammelt. Dieses Verfahren führt jedoch in fed Belichten Zecken zu Wasser verunreinigt mit Urin und Fäkalien , die das Pilzwachstum erhöhen und Zecken Mortalität 9. Außerdem erhöht es die Möglichkeit der Zecke Flucht aus dem Wassertrog sowie verursacht Stress bei Mäusen. Um diese Probleme zu umgehen, zeigen wir hier Larvenzecken Fütterung auf Mäuse innerhalb Kunststoff Schuhkarton-Wegwerf Käfigen. Diese Methode ermöglicht das normale Verhalten von Mäusen, steigt tick Erholung gestaut und nimmt aufgrund der Kontamination tick Mortalität.

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rearing ixodes scapularis, the black-legged tick: feeding immature stages on mice

Ixodes scapularis, der Vektor der Lyme - Borreliose ist eine der wichtigsten Krankheitsvektoren im Osten und Mittleren Westen der Vereinigten Staaten. Diese Art ist eine drei Host-Zecke, die eine Blutmahlzeit von einem Vertebratenwirts für jede Entwicklungsstufe erfordert, und die erwachsenen Weibchen benötigen eine Blutmahlzeit für die Wiedergabe. Larval Zecken für 3 bis ihre Gastgeber befestigen - 5 Tage für Fütterung und die Host abfallen, wenn sie vollständig gestaut. Diese Abhängigkeit von verschiedenen Hosts und die langen Befestigungs Zeit für engorgement kompliziert in der Laborumgebung tick Aufzucht. Allerdings tick Biologie und tick-Pathogen-Interaktionen zu verstehen, die Produktion von gesunden, im Labor aufgezogen Zecken ist von wesentlicher Bedeutung. Hier haben wir ein einfaches, kostengünstiges Protokoll für unreife Zecken ernähren sich von Mäusen zeigen. Wir modifizierten die vorhandenen Protokolle für die verringerte Belastung auf Mäuse und erhöhte Zecke Fütterung Erfolg und das Überleben von mit Einweg-Käfigen ohne Mesh Böden Kontakt von Zecken wi zu vermeidenth Wasser mit Mäusen Urin und Kot verunreinigt.

Wir haben die bestehenden Tick-Aufzucht-Protokolle 6 , 10 für eine verbesserte Fütterungseffizienz und reduzierte Belastung des Maus-Hosts modifiziert. Die Ergebnisse zeigen, dass die Standard-Shoebox-Stil Maus Käfige sind gut geeignet für Tick Aufzucht. Die weiße Bettwäsche stellte einen guten Kontrast für eine einfache Sammlung von gefüllten Zecken. Die meisten Zecken kletterten die Wände der Container nach der Fütter...

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Rearing Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice

Die Produktion von gesunden Labor aufgezogen Zecken ist wichtig, um Studien über tick Biologie und tick-Pathogen-Interaktionen. Hier zeigen wir ein einfaches Protokoll für unreife Zecken Fütterung, die kostengünstiger und weniger belastend für Mäuse ist.

Aufzucht<em&gt; Ixodes scapularis,</em&gt; Die schwarzbeinigen Tick: Fütterung unreife Stadien auf Mäusen

Ixodes scapularis, the vector of Lyme disease, is one of the most important disease vectors in the eastern and Midwestern United States. This species is a ...

rearing-ixodes-scapularis-black-legged-tick-feeding-immature-stages

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Rearing Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice

11.9K Aufrufe.  University of Nevada, Reno.  Die Produktion von gesunden Labor aufgezogen Zecken ist wichtig, um Studien über tick Biologie und tick-Pathogen-Interaktionen. Hier zeigen wir ein einfaches Protokoll für unreife Zecken Fütterung, die kostengünstiger und weniger belastend für Mäuse ist. 

Serie: Rearing Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice

Methods for Rapid Transfer and Localization of Lyme Disease Pathogens Within the Tick Gut

Lyme disease is caused by infection with the spirochete pathogen Borrelia burgdorferi, which is maintained in nature by a tick-rodent infection cycle 1. A tick-borne murine model 2 has been developed to study Lyme disease in the laboratory. While na&iacute;ve ticks can be infected with B. burgdorferi by feeding them on infected mice, the molting process takes several weeks to months to complete. Therefore, development of more rapid and efficient tick infection techniques, such as a microinjection-based procedure, is an important tool for the study of Lyme disease 3,4. The procedure requires only hours to generate infected ticks and allows control over the delivery of equal quantities of spirochetes in a cohort of ticks. This is particularly important as the generation of B. burgdorferi infected ticks by the natural feeding process using mice fails to ensure 100% infection rate and potentially results in variation of pathogen burden amongst fed ticks. Furthermore, microinjection can be used to infect ticks with B. burgdorferi isolates in cases where an attenuated strain is unable to establish infection in mice and thus can not be naturally acquired by ticks 5. This technique can also be used to deliver a variety of other biological materials into ticks, for example, specific antibodies or double stranded RNA 6. In this article, we will demonstrate the microinjection of nymphal ticks with in vitro-grown B. burgdorferi. We will also describe a method for localization of Lyme disease pathogens in the tick gut using confocal immunofluorescence microscopy.

Lyme disease research studies often require generation of ticks infected with the pathogen Borrelia burgdorferi, a process that typically takes several weeks. Here we demonstrate a microinjection-based tick infection procedure that can be accomplished within hours. We also demonstrate an immunofluorescence method for in situ localization of B. burgdorferi within ticks.

Methoden zur raschen Transfer und die Lokalisierung von Lyme-Borreliose Erreger innerhalb der Tick Gut

Lyme disease is caused by infection with the spirochete pathogen Borrelia burgdorferi, which is maintained in nature by a tick-rodent infection cycle 1.  ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Saliva, Salivary Gland, and Hemolymph Collection from Ixodes scapularis Ticks

Ticks are found worldwide and afflict humans with many tick-borne illnesses. Ticks are vectors for pathogens that cause Lyme disease and tick-borne relapsing fever (Borrelia spp.), Rocky Mountain Spotted fever (Rickettsia rickettsii), ehrlichiosis (Ehrlichia chaffeensis and E. equi), anaplasmosis (Anaplasma phagocytophilum), encephalitis (tick-borne encephalitis virus), babesiosis (Babesia spp.), Colorado tick fever (Coltivirus), and tularemia (Francisella tularensis) 1-8. To be properly transmitted into the host these infectious agents differentially regulate gene expression, interact with tick proteins, and migrate through the tick 3,9-13. For example, the Lyme disease agent, Borrelia burgdorferi, adapts through differential gene expression to the feast and famine stages of the tick's enzootic cycle 14,15. Furthermore, as an Ixodes tick consumes a bloodmeal Borrelia replicate and migrate from the midgut into the hemocoel, where they travel to the salivary glands and are transmitted into the host with the expelled saliva 9,16-19.
As a tick feeds the host typically responds with a strong hemostatic and innate immune response 11,13,20-22. Despite these host responses, I. scapularis can feed for several days because tick saliva contains proteins that are immunomodulatory, lytic agents, anticoagulants, and fibrinolysins to aid the tick feeding 3,11,20,21,23. The immunomodulatory activities possessed by tick saliva or salivary gland extract (SGE) facilitate transmission, proliferation, and dissemination of numerous tick-borne pathogens 3,20,24-27. To further understand how tick-borne infectious agents cause disease it is essential to dissect actively feeding ticks and collect tick saliva. This video protocol demonstrates dissection techniques for the collection of hemolymph and the removal of salivary glands from actively feeding I. scapularis nymphs after 48 and 72 hours post mouse placement. We also demonstrate saliva collection from an adult female I. scapularis tick.

Saliva, Salivary Gland, and Hemolymph Collection from Ixodes scapularis Ticks

The collection of infected tick hemolymph, salivary glands, and saliva is important to study how tick-borne pathogens cause disease. In this protocol we demonstrate how to collect hemolymph and salivary glands from feeding Ixodes scapularis nymphs. We also demonstrate saliva collection from female I. scapularis adults.

Speichel, Speicheldrüse, und Hämolymphe Abholung Ixodes scapularis Zecken

Ticks are found worldwide and afflict humans with many tick-borne illnesses. Ticks are vectors for pathogens that cause Lyme disease and tick-borne ...

Rearing and Injection of Manduca sexta Larvae to Assess Bacterial Virulence

Manduca sexta, commonly known as the tobacco hornworm, is considered a significant agricultural pest, feeding on solanaceous plants including tobacco and tomato. The susceptibility of M. sexta larvae to a variety of entomopathogenic bacterial species1-5, as well as the wealth of information available regarding the insect's immune system6-8, and the pending genome sequence9 make it a good model organism for use in studying host-microbe interactions during pathogenesis. In addition, M. sexta larvae are relatively large and easy to manipulate and maintain in the laboratory relative to other susceptible insect species. Their large size also facilitates efficient tissue/hemolymph extraction for analysis of the host response to infection.
The method presented here describes the direct injection of bacteria into the hemocoel (blood cavity) of M. sexta larvae. This approach can be used to analyze and compare the virulence characteristics of various bacterial species, strains, or mutants by simply monitoring the time to insect death after injection. This method was developed to study the pathogenicity of Xenorhabdus and Photorhabdus species, which typically associate with nematode vectors as a means to gain entry into the insect. Entomopathogenic nematodes typically infect larvae via natural digestive or respiratory openings, and release their symbiotic bacterial contents into the insect hemolymph (blood) shortly thereafter10. The injection method described here bypasses the need for a nematode vector, thus uncoupling the effects of bacteria and nematode on the insect. This method allows for accurate enumeration of infectious material (cells or protein) within the inoculum, which is not possible using other existing methods for analyzing entomopathogenesis, including nicking11 and oral toxicity assays12. Also, oral toxicity assays address the virulence of secreted toxins introduced into the digestive system of larvae, whereas the direct injection method addresses the virulence of whole-cell inocula.
The utility of the direct injection method as described here is to analyze bacterial pathogenesis by monitoring insect mortality. However, this method can easily be expanded for use in studying the effects of infection on the M. sexta immune system. The insect responds to infection via both humoral and cellular responses. The humoral response includes recognition of bacterial-associated patterns and subsequent production of various antimicrobial peptides7; the expression of genes encoding these peptides can be monitored subsequent to direct infection via RNA extraction and quantitative PCR13. The cellular response to infection involves nodulation, encapsulation, and phagocytosis of infectious agents by hemocytes6. To analyze these responses, injected insects can be dissected and visualized by microscopy13, 14.

Rearing and Injection of Manduca sexta Larvae to Assess Bacterial Virulence

The method described here utilizes direct injection of entomopathogenic bacteria into the hemocoel of Manduca sexta insect larvae. M. sexta is a commercially available and well-studied insect. Thus, this method represents a simple approach to analyzing host-bacterial interactions from the perspective of one or both partners.

Aufzucht und Injektion von<em&gt; Manduca sexta</em&gt; Larven zu bakteriellen Virulenz beurteilen

Manduca sexta, commonly known as the tobacco hornworm, is considered a significant agricultural pest, feeding on solanaceous plants including tobacco and ...

Feeding of Ticks on Animals for Transmission and Xenodiagnosis in Lyme Disease Research

Transmission of the etiologic agent of Lyme disease, Borrelia burgdorferi, occurs by the attachment and blood feeding of Ixodes species ticks on mammalian hosts. In nature, this zoonotic bacterial pathogen may use a variety of reservoir hosts, but the white-footed mouse (Peromyscus leucopus) is the primary reservoir for larval and nymphal ticks in North America. Humans are incidental hosts most frequently infected with B. burgdorferi by the bite of ticks in the nymphal stage. B. burgdorferi adapts to its hosts throughout the enzootic cycle, so the ability to explore the functions of these spirochetes and their effects on mammalian hosts requires the use of tick feeding. In addition, the technique of xenodiagnosis (using the natural vector for detection and recovery of an infectious agent) has been useful in studies of cryptic infection. In order to obtain nymphal ticks that harbor B. burgdorferi, ticks are fed live spirochetes in culture through capillary tubes. Two animal models, mice and nonhuman primates, are most commonly used for Lyme disease studies involving tick feeding. We demonstrate the methods by which these ticks can be fed upon, and recovered from animals for either infection or xenodiagnosis.

Lyme disease is the most commonly-reported vector-borne disease in North America. The causative agent, Borrelia burgdorferi is a spirochete bacterium transmitted by Ixodid ticks. Transmission and detection of infection in animal models is optimized by the use of tick feeding, which we describe here.

Fütterung von Zecken auf Tiere, die zur Übertragung und Xenodiagnosis in Lyme Disease Research

Transmission of the etiologic agent of Lyme disease, Borrelia burgdorferi, occurs by the  attachment and blood feeding of Ixodes species ticks on ...

Measuring Local Anaphylaxis in Mice

Allergic responses are the result of the activation of mast cells and basophils, and the subsequent release of vasoactive and proinflammatory mediators. Exposure to an allergen in a sensitized individual can result in clinical symptoms that vary from minor erythema to life threatening anaphylaxis. In the laboratory, various animal models have been developed to understand the mechanisms driving allergic responses. Herein, we describe a detailed method for measuring changes in vascular permeability to quantify localized allergic responses. The local anaphylaxis assay was first reported in the 1920s, and has been adapted from the technique published by Kojima et al. in 20071. In this assay, mice sensitized to OVA are challenged in the left ear with vehicle and in the right ear with OVA. This is followed by an intravenous injection of Evans Blue dye. Ten min after injecting Evans Blue, the animal is euthanized and the dye that has extravasated into the ears is extracted overnight in formamide. The absorbance of the extracted dye is then quantified with a spectrophotometer. This method reliably results in a visual and quantifiable manifestation of a local allergic response.

Allergic responses, characterized by the activation of mast cells and basophils, are driven by the cross-linking of IgE and release of proinflammatory mediators. A quantitative assessment of allergic responses can be achieved by using Evans Blue dye to monitor changes in vascular permeability after allergen challenge.

Mess Lokale Anaphylaxie bei Mäusen

Allergic responses are the result of the activation of mast cells and basophils, and the subsequent release of vasoactive and proinflammatory mediators. ...

Generation of Immature, Mature and Tolerogenic Dendritic Cells with Differing Metabolic Phenotypes

Immune response results from a complex interplay between the antigen non-specific innate immune system and the antigen specific adaptive immune system. The immune system is a constant balance in maintaining tolerance to self-molecules and reacting rapidly to pathogens. Dendritic cells (DCs) are powerful professional antigen presenting cells that link the innate immune system to the adaptive immune system and balance the adaptive response between self and non-self. Depending on the maturation signals, immature dendritic cells can be selectively stimulated to differentiate into immunogenic or tolerogenic DCs. Immunogenic dendritic cells provide proliferation signals to antigen-specific T cells for clonal expansion; while tolerogenic dendritic cells regulate tolerance by antigen-specific T-cell deletion or clonal expansion of regulatory T-cells. Due to this unique property, dendritic cells are highly sought after as therapeutic agents for cancer and autoimmune diseases. Dendritic cells can be loaded with specific antigens in vitro and injected into the human body to mount a specific immune response both immunogenic and tolerogenic. This work presents a means to generate in vitro from monocytes, immature monocyte derived dendritic cells (moDCs), tolerogenic and mature moDCs that differ in surface marker expression, function and metabolic phenotypes.

Immature dendritic cells can be selectively differentiated into tolerogenic or mature dendritic cells to regulate the balance between immunity and tolerance. This work presents a means to generate from immature monocyte derived dendritic cells (moDCs), in vitro tolerogenic and mature moDCs that differ in metabolic phenotypes.

Die Erzeugung von Unreife, Ältere und Tolerogene Dendritischen Zellen mit unterschiedlichen Metabolic Phänotypen

Immune response results from a complex interplay between the antigen non-specific innate immune system and the antigen specific adaptive immune system. ...

Exposition des Menschen gegenüber Larven von Zecken für die Erforschung von durch Zecken übertragenen Krankheiten

A Model for Experimental Exposure of Humans to Larval Ixodes scapularis Ticks

Tickborne diseases are a significant public health problem in the United States and worldwide. Ticks are obligate blood-feeding arthropods; an ixodid tick must remain attached to the skin of the host and complete its multi-day feeding process to acquire its blood meal. Exposing animals to ticks is a common practice for studying host responses to tick bites and tickborne diseases. We developed the procedure, conducted the first human research study, and published the findings on exposing human volunteers to uninfected larval Ixodes scapularis ticks. This article describes the methodology used to construct the containment dressing, how to apply and secure the ticks to the host, how to maintain the dressing, and how to remove the ticks from the host. Exposing volunteers to tick bites is an experimental procedure and must be performed under a clinical research protocol approved by the appropriate regulatory authorities. This method allows for translational research to better understand the human response to tick bites and foster the development of diagnostics, prevention, and therapies for tickborne diseases.

Autor im Rampenlicht: Kontrolliertes Expositionsmodell beim Menschen für die Zeckenforschung und Lyme-Borreliose-Studien

This article presents the methodology for exposing humans to larval Ixodes scapularis for clinical research. The technique is relatively simple, tolerable by the research volunteers, and can be modified according to experimental needs. Such research involving human subjects must be conducted under clinical study protocols approved by the appropriate regulatory authorities.

Ein Modell für die experimentelle Exposition von Menschen gegenüber Larven von Ixodes scapularis Zecken

Tickborne diseases are a significant public health problem in the United States and worldwide. Ticks are obligate blood-feeding arthropods; an ixodid tick ...

A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice

Ticks are obligatory blood feeding parasites at all stages of development (except eggs) and are recognized as vectors of various pathogens. The use of mouse models in tick research is critical for understanding their biology and tick-host-pathogen interactions. Here we demonstrate a non-laborious technique for the feeding of immature stages of hard ticks on laboratory mice. The benefit of the method is its simplicity, short duration, and the ability to monitor or collect ticks at different time points of an experiment. In addition, the technique allows attachment of two individual capsules on the same mouse, which is beneficial for a variety of experiments where two different groups of ticks are required to feed on the same animal. The non-irritating and flexible capsule is made from easily accessible materials and minimizes the discomfort of the experimental animals. Furthermore, euthanasia is not necessary, mice recover completely after the experiment and are available for re-use.

In this study, a feeding system for nymphal and larval stages of hard tick was developed using a capsule attached to laboratory mouse. The feeding capsule is made from flexible materials and remains firmly attached to the mouse for at least one week and allows comfortable monitoring of tick feeding.

Ein Capsule-basiertes Modell für unreife harte Zeckenstadien Befall auf Labormäuse

Ticks are obligatory blood feeding parasites at all stages of development (except eggs) and are recognized as vectors of various pathogens. The use of ...

Aufzucht

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Methoden zur raschen Transfer und die Lokalisierung von Lyme-Borreliose Erreger innerhalb der Tick Gut

Speichel, Speicheldrüse, und Hämolymphe Abholung Ixodes scapularis Zecken

Aufzucht und Injektion von

Fütterung von Zecken auf Tiere, die zur Übertragung und Xenodiagnosis in Lyme Disease Research

Mess Lokale Anaphylaxie bei Mäusen

Die Erzeugung von Unreife, Ältere und Tolerogene Dendritischen Zellen mit unterschiedlichen Metabolic Phänotypen

Ein Modell für die experimentelle Exposition von Menschen gegenüber Larven von Ixodes scapularis Zecken

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Ein Capsule-basiertes Modell für unreife harte Zeckenstadien Befall auf Labormäuse