Name: echocardiographic and histological examination of cardiac morphology in the mouse
Uploaded: 2017-10-26T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 22 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Echocardiographic and Histological Examination of Cardiac Morphology in the Mouse at JoVE.com

Die Arbeit wurde von der französischen Regierung (National Research Agency, ANR) durch das Programm "Investitionen für die Zukunft" LABEX SIGNALIFE (Referenz ANR-11-LABX-0028-01) unterstützt und durch Zuschüsse, K. D. W. von der Association pour la Recherche Sur le Cancer Fondation de France, und planen Sie Krebs Inserm. D. B. und A. V. Feldkamp von der Fondation Pour la Recherche Médicale und von der Stadt Nizza, beziehungsweise. Die Echokardiograph und der Wandler wurden uns freundlicherweise zur Verfügung gestellt von Philips. Wir danken A. Borderie, S. Destree, M. Cutajar-Bossert, A. Landouar, A. Martres, A. Biancardini und S. M. Wagner für ihre qualifizierte technische Unterstützung.

die hier beschriebenen Experimente wurden in Übereinstimmung mit den relevanten institutionellen und französischen Tierschutz Gesetze, Richtlinien und Richtlinien durchgeführt. Sie wurden von der französischen Ethikkommission genehmigt worden (Comité Institutionnel d &#39; Ethique Pour l &#39; Tier de Laboratoire; Nummer NCE/2012-106).
 1. Echokardiographie <ol><li>bestimmen das Körpergewicht der Maus mit einer standard-Laborwaage halten Sie es leicht am Schwanz auf um die richtige Positionierung zu gewährleisten.</li>
	<li>Betäuben das Tier durch die intraperitoneale (i.p.) Injektion von 50 mg/kg Pentobarbital 25 , 26. 
	Hinweis: Jede andere Art von Narkose kann verwendet werden, wenn das gleiche Protokoll während der gesamten Studie verwendet wird. Vor- und Nachteile weiter unten besprochen werden.</li>
	<li>Die Maus wieder im eigenen Käfig und warten, bis es nicht mehr reagiert ist, es zeigt stetige Atmung und Hinterfuss Reflexe sind nicht vorhanden. Um dies zu testen, drücken Sie einen Fuß leicht und beobachten, ob das Bein noch fährt.</li>
	<li>Die linke Seite des Thorax und die linke Achselhöhle mit einem kommerziellen Nagetier Rasierer rasieren. 
	Hinweis: Die Verwendung eines dedizierten Nagetier Rasierers ermöglicht die komplette Haarentfernung feine Maus zur Vermeidung von Interferenzen in der echokardiographischen Messung. Kommerzielle Haarentfernung Cremes oder Lösungen sollten vermieden werden, da sie in der Regel parfümiert sind, die das Tier stören wird, nachdem es weckt. Vermeiden Sie übermäßige rasieren, wie Wärmeverlust erhöht.</li>
	<li>Setzen die schlafende Tier auf einem warmen Pad set 40-42 ° c in einer flachen linksseitige Position mit dem Kopf um 12 o &#39; Uhr und die Rute auf 6 o &#39; Uhr. Fixieren Sie den linken Arm, linkes Bein und Endstück mit Klebeband.</li>
	<li>Anwenden vorgewärmt Echokardiographie-Gel auf die rasierte Brust und Kopf des Aufnehmers.</li>
	<li>Legen Sie den Schallkopf Parasternal-links auf der rechten Seite des Halses eine zweidimensionale (2D) Parasternal lange Achse Ansicht auf der Ebene des papillären Muskels erhalten Regie. Drehen der Wandlers 90° im Uhrzeigersinn eine kurze Achse auf Papilary Muskel Ebene zu erhalten. Verwenden Sie eine minimale Tiefeneinstellung und ein Zoom Bild Qualität und Frame-Rate zu maximieren. Einstellen der Laufgeschwindigkeit bis zum Maximum.
	<ol><li>, Diese Einstellungen, verschiedene Zoom und Tiefe Einstellmöglichkeiten zu erhalten kann verwendet werden, je nach Maschine und Software. 2D-geführte M-Modus Aufnahmen in kurze Achse anzeigen 27. Siehe Abb. 1A und B 27. 
		Hinweis: Achten Sie darauf, übermäßigen Druck auf der Brust, da dies Bradykardie führen kann.</li>
	</ol></li> <li>Datensatz mindestens 3 Reihe 3 Herzen schlagen Cine Schleifen für jedes Tier. 
	Hinweis: Für die in dieser Studie verwendete Echokardiograph-Software drücken Sie die &#34; erwerben/Save &#34; Taste nur einmal. Diese Methode ist speziell für die Echokardiograph mit dieser speziellen Software. Andere Software-Pakete mit verschiedenen Maschinen verwendet werden.</li>
	<li>Nach erfolgreichen Aufnahmen, wischen Sie die Echokardiographie von Maus Thorax, Heizkissen und Wandler gel. Entfernen Sie das Klebeband von der Gliedmaßen und Rute.</li>
	<li>Lassen Sie die Maus unter Beobachtung auf das Heizkissen, bedeckt mit einem Tuch zu vermeiden unnötige Exposition und Wärme Lichtverlust, bis es sich aufwacht</li>
	<li>Das Tier wieder in seinen Käfig.</li>
	<li>Analysieren aufgenommenen M-Modus Bilder aus Parasternal kurze Achse links ventrikulären (LV) Abmessungen und Funktion bestimmen. Messen Sie die Dicke von der vorderen Wand der LV in Systole und Diastole (LVAWs und LVAWd), die LV Ende systolischen und End-diastolischen Innendurchmesser (LVIDs und LVIDd) und die LV posterior Wandstärke (LVPW) in Systole und Diastole (LVPWs und LVPWd) mit der Identifikation der Gewebe-Blut-Schnittstelle auf die gespeicherten Bilder.</li>
	<li>Messen Sie die diastolischen Dimensionen zum Zeitpunkt der scheinbaren maximale LV diastolischen Dimensionen und LV-Ende-systolische Dimensionen zum Zeitpunkt der meisten anterioren systolischen Exkursion von der hinteren Wand des LV. Berühre den Touchscreen der &#34; Analyse &#34; Symbol und dann auf die &#34; LVAWd &#34; Symbol. Positionieren Sie die elektronische Bremssattel an der Schnittstelle zwischen dem rechtsventrikuläre Hohlraum und der vorderen Wand der LV in Diastole.</li>
	<li>Position des elektronischen Bremssattels an der Schnittstelle zwischen der vorderen Wand des LV und der LV-Hohlraum, die LV diastolische anterior Wandstärke zu erhalten, die Software wird direkt auf die interne End-diastolischen LV-Messung wechseln.</li>
	<li>Positionieren Sie den Bremssattel an der Schnittstelle zwischen dem LV Hohlraum und der hinteren Wand der LV den End-diastolischen LV-Innendurchmesser zu erhalten, die Software wird auf der hinteren Wand-Dickenmessung LV wechseln.</li>
	<li>Position der Bremssattel an der Schnittstelle zwischen der hinteren Wand des LV und das Perikard, die LV diastolische posterior Wandstärke zu erhalten. LV systolischen Dimensionen, tippen Sie auf den Touchscreen auf der &#34; LVAWs &#34; Symbol und Position der elektronischen Bremssattel an der Schnittstelle zwischen dem rechtsventrikuläre Hohlraum und der vorderen Wand des LV in Systole.</li>
	<li>Position der elektronischen Bremssattel an der Schnittstelle zwischen der vorderen Wand des LV und der LV-Hohlraum, die LV systolische anteriore Wandstärke zu erhalten. Wiederholen Sie den Vorgang wie oben beschrieben für den Ende systolischen LV-Innendurchmesser und die LV systolischen posterior Wandstärke. Verwenden die Vorderkante Konvention durch die amerikanische Gesellschaft der Echokardiographie nachzuvollziehen endokardialen und epicardial Grenzen 13 , 27. 
	Hinweis: LV kontraktile Funktionsparameter werden automatisch mit der vorherigen Messungen berechnet werden. Die LV gebrochene Verkürzung (FS) ist definiert als FS (%) = [(LVIDd-LVIDs)/LVIDd] X 100. Die LV Auswurffraktion (EF) errechnet sich mit der veränderten Teicholz Formel, wo EF (%) = [(LVIDd3-LVIDs3)/LVIDd 3] X 100 12. Siehe Abb. 1A und B.</li>
	<li>Speichern die Daten auf CDs oder USB-Memory-Sticks und Sicherungskopien.</li>
	<li>Import, analysieren und exportieren Sie die Daten mit Hilfe der entsprechenden Software. 
	Hinweis: Nach dieser Baseline-Messungen kann das Experiment angehalten werden. Wenn Sie einen direkten Vergleich zwischen Ko Tiere und Wildtyp Wurfgeschwistern durchführen, fahren Sie mit der histologische Analysen- 6. Für Cre-ERT2; Lox/Lox Mauslinien, weiter am nächsten Tag mit Tamoxifen Induktion durch Injektion i.p., wie beschrieben 5 , 24. Bei experimentellen Myokardinfarkt durch die Ligatur der linken Koronararterie 5 , 28 induziert, konnte die Operation direkt nach der echokardiographischen Messungen durchgeführt werden wenn die Mäuse sind unter Narkose. Andernfalls sollte eine minimale Verzögerung von einer Woche zwischen den zwei Runden der Anästhesie, um die Rate der postoperativen Letalität zu begrenzen beibehalten werden.</li>
</ol> 2. Vorbereitung der Herz-Proben zur histologischen Auswertung <ol><li>die Tiere durch zervikale Dislokation zu opfern. Messen Sie ihr Körpergewicht. Brust und Bauch mit einem 70 % Alkoholtupfer desinfizieren.</li>
	<li>Machen eine Quereinschnitt in der Haut 1 cm distal des Brustbeins. Mit stumpfen Pinzette, entfernen Sie die Haut von Thorax, in Richtung des Kopfes. Das Brustbein leicht mit einer feinen Pinzette halten und öffnen das Zwerchfell durch das stumpfe Ende des feinen Schere einfügen.</li>
	<li>Senken des Brustkorbs auf beiden Seiten parallel zum Brustbein. Bewegen Sie das Brustbein in Richtung des Kopfes. Suchen Sie die Herzen im Brustkorb. Halten den vaskulären Stamm des Herzens mit feinen Zangen und unten mit einer feinen Schere geschnitten.</li>
	<li>Öffne die Truhe und Verbrauchsteuern das gesamte Herz aus der Brust, das Herz Gewicht zu messen und eine Herz-zu-Körper-Gewicht-Verhältnis 4 , 5 , 6 , 23 , 29 , 30 .</li>
	<li>Fix das Herz in 2 mL 10 % neutral gepuffertem Formalin-Lösung in 15 mL Röhrchen über Nacht bei 4 ° c 
	Vorsicht: Gefahr! Arbeiten mit Formalin Lösungen müssen in einem chemischen Abzug durchgeführt werden; Handschuhe und Schutzbrille zu tragen. 
	Hinweis: Da die Puffer-Komposition für Formalin-Lösungen mit verschiedenen Lieferanten unterscheiden, verwenden die gleichen Lieferanten während der gesamten Studie.</li>
	<li>Am nächsten Tag die Herzen in der Querebene, in der Mitte geschnitten und in Kassetten für Paraffin einbetten, überführen, erfolgt in der Pathologielabor unter Verwendung eine automatisierte einbetten Vorrichtung.</li>
	<li>-Schnitt durchführen.
	<ol><li>Abschnitt Paraffin blockiert bei einer Dicke von 3 µm mit einem Mikrotom und schweben sie in einem 40 ° C Wasser mit destilliertem Wasser Baden.</li>
		<li>Übertragen die Abschnitte auf Folien. Ermöglichen die Folien über Nacht trocknen in einem Inkubator 37 ° C und bei 4 ° C aufbewahrt bis einsatzbereit. 
		Hinweis: Das Protokoll kann angehalten werden hier bis der Benutzer bereit ist für die Färbung (Schritt 3).</li>
	</ol></li> <li>Deparaffinize und rehydrieren das Gewebe gleitet.
	<ol><li>Legen Sie die Folien in der Färbung Gläser mit Glaseinsätzen in einem 55 ° C Ofen für 10 Minuten das Paraffin schmilzt.</li>
		<li>Deparaffinize Folien in zwei Änderungen von 200 mL Xylol oder Xylol Ersatz für 5 min. 
		Achtung: Leicht entzündlich und giftig! Arbeiten Sie in einem chemischen Abzug; Handschuhe und Schutzbrille zu tragen.</li>
		<li>Übertragen die Folien auf 200 mL 100 % Alkohol. Zwei Änderungen für 3 min und einmal über 200 mL 95 % Alkohol für 3 min. übertragen 
		Achtung: Entzündlich! Von Zündquellen fernhalten; kein Rauchen.</li>
		<li>Zweimal in 200 mL Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) für 5 min spülen und fahren Sie mit Schritt 3, 4 oder 5.</li>
	</ol></li></ol> 3. Hämatoxylin und Eosin Färbung <ol><li>die Folien mit ihren Sektionen in destilliertem Wasser abspülen.</li>
	<li>Färben Sie die Kerne mit Hämatoxylin Lösung für 8 min.</li>
	<li>Spülen unter fließendem Leitungswasser für 10 min.</li>
	<li>Färben mit Eosin-Lösung für 2 min.</li>
	<li>Gelief dreimal für 2 min bei 100 % igem Ethanol (EtOH). Klar drei Mal für 2 Minuten in Xylol und Xylol zu ersetzen. Berg in Xylol-basierte Eindeckmedium.</li>
	<li>Die Folien zu fotografieren und Messen Sie den Durchmesser des Cardiomyocyte auf der Ebene des Zellkerns in Längsprofile der interventricular Septum. Messen Sie mindestens 100 Zellen pro Abschnitt und drei Abschnitte pro Herz.</li>
</ol> 4. WGA Färbung <ol><li>inkubieren Sie die Folien aus Schritt 2.7 mit Tetramethylrhodamine (oder andere Fluoreszenzfarbstoffe) gewonnen-WGA (1: 100 mit PBS-Puffer) für 60 min bei Raumtemperatur in einer feuchten Kammer konjugiert.</li>
	<li>Für 5 min dreimal mit PBS waschen.</li>
	Mount <li>mit Fluoreszenz Montage Medium mit DAPI. Shop bei 4 ° C im Dunkeln vor der Analyse. 
	Achtung: Tragen Sie Augenschutz und kompatibel-chemikalienbeständige Handschuhe.</li>
	<li>Die Folien zu fotografieren.
	<ol><li>Verwendung setzt ein Mikroskop mit Fluoreszenz-Epi-Beleuchtung und Filter ausgestattet für DAPI und Tetramethylrhodamine (siehe die Tabelle der Materialien). Stellen Sie die Blende, die maximale und die Helligkeit auf Belichtungsautomatik.</li>
		Bilder bei 400 X Vergrößerung für die blaue und die rote Kanäle getrennt <li>erwerben. Öffnen Sie die Bilder in ImageJ. Stellen Sie die Helligkeit und Kontrast bei Bedarf (Bild &#62; Adjust &#62; Helligkeit/Kontrast).</li>
		<li>Jedes Bild auf 8-Bit festgelegt (Bild &#62; Typ &#62; 8-Bit). Das DAPI und WGA Bilder zu überlagern. Verwenden Sie den blauen Kanal für DAPI und den Rot-Kanal für WGA; die grünen und grauen Kanäle auf none gesetzt (Bild &#62; Farbe &#62; Kanäle zusammenführen) 31.</li>
	</ol></li> <li>Bestimmen die Cardiomyocyte Durchmesser auf der Ebene des Zellkerns in Querschnitte der interventricular Scheidewand.
	<ol><li>Definieren die Skalierung der Bilder in ImageJ. Zu diesem Zweck Fotografieren ein Objekts bekannter Größe (z. B. einer Hemocytometer-Kammer mit der gleichen Vergrößerung als die Herz-Abschnitte, Schritt 4,4).</li>
		<li>Verwenden Sie das lineare Werkzeug zum Zeichnen einer Linie von Anfang bis Ende der bekannten Struktur (Analyze &#62; Maßstab). 
		Hinweis: Der Abstand in Pixel wird automatisch angezeigt werden; die bekannten Abstand und Längeneinheit müssen eingegeben werden. Fahren Sie fort mit Cardiomyocyte Messungen auf der Ebene des Zellkerns.</li>
		<li>Zeichnen einer geraden Linie von der WGA-positiven Membrane durch DAPI-positiven Kern auf der gegenüberliegenden Seite der Zellmembran WGA-positiv (Analyze &#62; Maßnahme). Im Ergebnisfenster stellen sicher, dass die Längenwerte eine sinnvolle Anzahl von Dezimalstellen (Analyze &#62; Set Messungen &#62; stellen nach dem Komma).</li>
		<li>Maßnahme mindestens 100 Zellen pro Abschnitt und drei Abschnitte pro Herz. Die Ergebnisse in Excel exportieren (Klicken Sie auf Ergebnisse &#62; Datei &#62; speichern als &#62; CSV) 6 , 31.</li>
	</ol></li></ol> 5. PECAM-1 Immunostaining <ol><li>führen Sie Antigen Demaskierung.
	<ol><li>Hinzufügen, 1.600 mL Natriumcitrat-Puffer (10 mM Natriumcitrat, 0,05 % Tween 20, pH 6.0), einen Schnellkochtopf. Setzen Sie den Schnellkochtopf auf die Herdplatte und schalten Sie ihn auf volle Leistung. Sichern Sie den Deckel des Schnellkochtopfes zu diesem Zeitpunkt nicht; ruhen sie sich einfach an der Spitze. 
		Vorsicht: Heiß!</li>
		<li>Sobald die Natrium-Citrat-Puffer kocht, die Folien von Schritt 2.5 auf den Schnellkochtopf übertragen. Sichern Sie den Schnellkochtopf Deckel. Sobald der Herd voll Druck erreicht hat, 7 min. warten. Wenn 7 min. vergangen sind, schalten Sie die Herdplatte und legen Sie den Schnellkochtopf in eine leere sinken. Aktivieren Sie das Überdruckventil und laufen Sie kaltes Wasser über den Herd. Sobald es de-unter Druck gesetzt hat, öffnen Sie den Deckel und führen Sie kaltes Wasser in den Herd für 5 min. Ort Folien in 200 mL PBS. 
		Hinweis: Alternativ Mikrowelle Antigen Demaskierung genutzt werden, obwohl die Gefahr der Überhitzung erhöht wird.</li>
	</ol></li> <li>Verwendung 0,3 % Wasserstoffperoxid in Methanol zu Block endogene Peroxidase-Aktivität für 5 min. Spülen Sie die Folien für dreimal jeweils in 200 mL PBS für 2 min. 
	Achtung: Entzündlich und giftig!</li>
	<li>Inkubieren Sie die Folien für 15 min in verdünnte normale blockierende Serum (5 % normalem Ziegenserum mit PBS-Puffer), der auch einen Avidin-Block (4 Tropfen in 1 mL) enthält.</li>
	<li>Vorsichtig Tippen Sie die Flüssigkeit aus den Abschnitten und inkubieren sie mit Pecam-1 Antikörper vom Kaninchen, verdünnte 01:50 in PBS mit 2,5 % normalem Ziegenserum und 4 Tropfen Biotin Block pro mL. Inkubieren Sie die Folien über Nacht in einer feuchten Kammer bei 4 ° c</li>
	<li>Die Folien drei Mal für 5 min in 200 mL PBS waschen. Inkubieren Sie die Abschnitte mit biotinylierte Ziege Anti-Kaninchen IgG Antikörper verdünnt 1: 200 mit PBS-Puffer mit 2,5 % normalem Ziegenserum für 1 h bei Raumtemperatur. Waschen Sie die Folien drei Mal für 5 min in 200 mL PBS.</li>
	<li>Inkubieren tHe-Abschnitte mit einem Avidin/Biotin-basierte Peroxidase-System für 20 min (Reagenz A und Reagenz B müssen kombinierte 30 Minuten vorher zu verwenden). Waschen Sie die Folien drei Mal für 5 min in 200 mL PBS.</li>
	<li>Auflösen 1 3,3 &#39;-Diaminobenzidine (DAB) und 1 Harnstoff Wasserstoffperoxid tablet in 5 mL bidestilliertem Wasser. Inkubieren Sie die Abschnitte mit DAB Lösung für ca. 3 min, Farbe Entwicklung sorgfältig zu überwachen. Die Farbreaktion vorbeischauen, sanft waschen die Folien in 200 mL PBS. 
	Achtung: Krebserregend; chemisch beständige Handschuhe!</li>
	<li>Counterstain die Kernen für 6 min mit Hämatoxylin. Spülen Sie in fließendem Leitungswasser für 2 min. gelief dreimal für 2 min in 200 mL 100 % Alkohol. Deaktivieren Sie dreimal für 2 min jeweils in 200 mL Xylol oder Xylol Ersatz. Berg in Xylol-basierte Eindeckmedium.</li>
	<li>Folien (mindestens zehn Felder bei 40 X Vergrößerung aus der interventricular Scheidewand von jedes Herz) zu fotografieren und die Flächendichte Pecam-1 mit Hilfe der frei verfügbare ImageJ Software 31 messen. Verwenden Sie die Farbe Dekonvolution 32 Plugin für DAB und Hämatoxylin und passen Sie den Kontrast des Bildes auf das gleiche Niveau. 
	Hinweis: für den Fall, dass die Farbe braune und lila/blau haben erhebliche spektrale Überlappung, die Schwierigkeiten mit Farbe Dekonvolution verursachen könnte, könnte man verschiedene Marken von Hämatoxylin Lösung um klare, hellblaue nuklearen Färbung zu erhalten versuchen. Alternativ, Immunfluoreszenz oder manuelle Zählung der Kapillaren durchgeführt werden konnte.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Ormandy, E. H., Dale, J., Griffin, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+engineering+of+animals:+ethical+issues,+including+welfare+concerns.">Genetic engineering of animals: ethical issues, including welfare concerns.</a> Can Vet J. 52 (5), 544-550 (2011).</li><li>Karl, T., Pabst, R., von H&#246;rsten, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+phenotyping+of+mice+in+pharmacological+and+toxicological+research.">Behavioral phenotyping of mice in pharmacological and toxicological research.</a> Exp Toxicol Pathol. 55 (1), 69-83 (2003).</li><li>Phoon, C. K., Turnbull, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+Imaging+in+Mice.">Cardiovascular Imaging in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 6 (1), 15-38 (2016).</li><li>Wagner, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peroxisome+proliferator-activated+receptor+beta+stimulation+induces+rapid+cardiac+growth+and+angiogenesis+via+direct+activation+of+calcineurin.">Peroxisome proliferator-activated receptor beta stimulation induces rapid cardiac growth and angiogenesis via direct activation of calcineurin.</a> Cardiovasc Res. 83 (1), 61-71 (2009).</li><li>Wagner, K. D., Vukolic, A., Baudouy, D., Michiels, J. F., Wagner, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inducible+Conditional+Vascular-Specific+Overexpression+of+Peroxisome+Proliferator-Activated+Receptor+Beta/Delta+Leads+to+Rapid+Cardiac+Hypertrophy.">Inducible Conditional Vascular-Specific Overexpression of Peroxisome Proliferator-Activated Receptor Beta/Delta Leads to Rapid Cardiac Hypertrophy.</a> PPAR Res. 2016, 7631085 (2016).</li><li>Ghanbarian, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dnmt2/Trdmt1+as+Mediator+of+RNA+Polymerase+II+Transcriptional+Activity+in+Cardiac+Growth.">Dnmt2/Trdmt1 as Mediator of RNA Polymerase II Transcriptional Activity in Cardiac Growth.</a> PLoS One. 11 (6), e0156953 (2016).</li><li>Meguro, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclosporine+attenuates+pressure-overload+hypertrophy+in+mice+while+enhancing+susceptibility+to+decompensation+and+heart+failure.">Cyclosporine attenuates pressure-overload hypertrophy in mice while enhancing susceptibility to decompensation and heart failure.</a> Circ Res. 84 (6), 735-740 (1999).</li><li>de Ara&#250;jo, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regular+and+moderate+aerobic+training+before+allergic+asthma+induction+reduces+lung+inflammation+and+remodeling.">Regular and moderate aerobic training before allergic asthma induction reduces lung inflammation and remodeling.</a> Scand J Med Sci Sports. 26 (11), 1360-1372 (2016).</li><li>Benavides-Vallve, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+strategies+for+echocardiographic+evaluation+of+left+ventricular+function+in+a+mouse+model+of+long-term+myocardial+infarction.">New strategies for echocardiographic evaluation of left ventricular function in a mouse model of long-term myocardial infarction.</a> PLoS One. 7 (7), e41691 (2012).</li><li>Colazzo, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+left+atrium+and+left+atrial+appendage+structure+and+function:+echocardiographic+and+morphologic+evaluation.">Murine left atrium and left atrial appendage structure and function: echocardiographic and morphologic evaluation.</a> PLoS One. 10 (4), e0125541 (2015).</li><li>Pachon, R. E., Scharf, B. A., Vatner, D. E., Vatner, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Best+anesthetics+for+assessing+left+ventricular+systolic+function+by+echocardiography+in+mice.">Best anesthetics for assessing left ventricular systolic function by echocardiography in mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308 (12), H1525-H1529 (2015).</li><li>Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Echocardiography+in+Mice.">Echocardiography in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).</li><li>Mor-Avi, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+and+evolving+echocardiographic+techniques+for+the+quantitative+evaluation+of+cardiac+mechanics:+ASE/EAE+consensus+statement+on+methodology+and+indications+endorsed+by+the+Japanese+Society+of+Echocardiography.">Current and evolving echocardiographic techniques for the quantitative evaluation of cardiac mechanics: ASE/EAE consensus statement on methodology and indications endorsed by the Japanese Society of Echocardiography.</a> J Am Soc Echocardiogr. 24 (3), 277-313 (2011).</li><li>Collins, K. A., Korcarz, C. E., Lang, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+echocardiography+for+the+phenotypic+assessment+of+genetically+altered+mice.">Use of echocardiography for the phenotypic assessment of genetically altered mice.</a> Physiol Genomics. 13 (3), 227-239 (2003).</li><li>Rottman, J. N., Ni, G., Brown, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Echocardiographic+evaluation+of+ventricular+function+in+mice.">Echocardiographic evaluation of ventricular function in mice.</a> Echocardiography. 24 (1), 83-89 (2007).</li><li>Hart, C. Y., Burnett, J. C., Redfield, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+avertin+versus+xylazine-ketamine+anesthesia+on+cardiac+function+in+normal+mice.">Effects of avertin versus xylazine-ketamine anesthesia on cardiac function in normal mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 281 (5), H1938-H1945 (2001).</li><li>Moran, C. M., Thomson, A. J., Rog-Zielinska, E., Gray, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+echocardiography+in+the+assessment+of+cardiac+physiology+and+disease+in+preclinical+models.">High-resolution echocardiography in the assessment of cardiac physiology and disease in preclinical models.</a> Exp Physiol. 98 (3), 629-644 (2013).</li><li>Fayssoil, A., Tournoux, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analyzing+left+ventricular+function+in+mice+with+Doppler+echocardiography.">Analyzing left ventricular function in mice with Doppler echocardiography.</a> Heart Fail Rev. 18 (4), 511-516 (2013).</li><li>Schoensiegel, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+throughput+echocardiography+in+conscious+mice:+training+and+primary+screens.">High throughput echocardiography in conscious mice: training and primary screens.</a> Ultraschall Med. 32, S124-S129 (2011).</li><li>Yariswamy, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac-restricted+Overexpression+of+TRAF3+Interacting+Protein+2+(TRAF3IP2)+Results+in+Spontaneous+Development+of+Myocardial+Hypertrophy,+Fibrosis,+and+Dysfunction.">Cardiac-restricted Overexpression of TRAF3 Interacting Protein 2 (TRAF3IP2) Results in Spontaneous Development of Myocardial Hypertrophy, Fibrosis, and Dysfunction.</a> J Biol Chem. 291 (37), 19425-19436 (2016).</li><li>Jara, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac-Specific+Disruption+of+GH+Receptor+Alters+Glucose+Homeostasis+While+Maintaining+Normal+Cardiac+Performance+in+Adult+Male+Mice.">Cardiac-Specific Disruption of GH Receptor Alters Glucose Homeostasis While Maintaining Normal Cardiac Performance in Adult Male Mice.</a> Endocrinology. 157 (5), 1929-1941 (2016).</li><li>Kerr, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+and+function+of+adult+vasculature+is+sustained+by+Akt/Jagged1+signalling+axis+in+endothelium.">Stability and function of adult vasculature is sustained by Akt/Jagged1 signalling axis in endothelium.</a> Nat Commun. 7, 10960 (2016).</li><li>Wagner, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coronary+vessel+development+requires+activation+of+the+TrkB+neurotrophin+receptor+by+the+Wilms'+tumor+transcription+factor+Wt1.">Coronary vessel development requires activation of the TrkB neurotrophin receptor by the Wilms' tumor transcription factor Wt1.</a> Genes Dev. 19 (21), 2631-2642 (2005).</li><li>Wagner, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Wilms'+tumour+suppressor+Wt1+is+a+major+regulator+of+tumour+angiogenesis+and+progression.">The Wilms' tumour suppressor Wt1 is a major regulator of tumour angiogenesis and progression.</a> Nat Commun. 5, 5852 (2014).</li><li>Yang, X. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Echocardiographic+assessment+of+cardiac+function+in+conscious+and+anesthetized+mice.">Echocardiographic assessment of cardiac function in conscious and anesthetized mice.</a> Am J Physiol. 277 (5 Pt 2), H1967-H1974 (1999).</li><li>Rottman, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+in+ventricular+function+assessed+echocardiographically+in+conscious+and+anesthetized+mice.">Temporal changes in ventricular function assessed echocardiographically in conscious and anesthetized mice.</a> J Am Soc Echocardiogr. 16 (11), 1150-1157 (2003).</li><li>Qui&#241;ones, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recommendations+for+quantification+of+Doppler+echocardiography:+a+report+from+the+Doppler+Quantification+Task+Force+of+the+Nomenclature+and+Standards+Committee+of+the+American+Society+of+Echocardiography.">Recommendations for quantification of Doppler echocardiography: a report from the Doppler Quantification Task Force of the Nomenclature and Standards Committee of the American Society of Echocardiography.</a> J Am Soc Echocardiogr. 15 (2), 167-184 (2002).</li><li>van Laake, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+of+cell+therapy+and+assessment+of+cardiac+function+using+magnetic+resonance+imaging+in+a+mouse+model+of+myocardial+infarction.">Monitoring of cell therapy and assessment of cardiac function using magnetic resonance imaging in a mouse model of myocardial infarction.</a> Nat Protoc. 2 (10), 2551-2567 (2007).</li><li>Wagner, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Wilms'+tumor+suppressor+Wt1+is+expressed+in+the+coronary+vasculature+after+myocardial+infarction.">The Wilms' tumor suppressor Wt1 is expressed in the coronary vasculature after myocardial infarction.</a> FASEB J. 16 (9), 1117-1119 (2002).</li><li>Wagner, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+induction+and+inheritance+of+epigenetic+cardiac+hypertrophy+in+the+mouse.">RNA induction and inheritance of epigenetic cardiac hypertrophy in the mouse.</a> Dev Cell. 14 (6), 962-969 (2008).</li><li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+Image+to+ImageJ:+25+years+of+image+analysis.">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).</li><li>Ruifrok, A. C., Johnston, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+histochemical+staining+by+color+deconvolution.">Quantification of histochemical staining by color deconvolution.</a> Anal Quant Cytol Histol. 23 (4), 291-299 (2001).</li><li>Lazzeroni, D., Rimoldi, O., Camici, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Left+Ventricular+Hypertrophy+to+Dysfunction+and+Failure.">From Left Ventricular Hypertrophy to Dysfunction and Failure.</a> Circ J. 80 (3), 555-564 (2016).</li><li>Ismail, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunohistologic+labeling+of+murine+endothelium.">Immunohistologic labeling of murine endothelium.</a> Cardiovasc Pathol. 12 (2), 82-90 (2003).</li><li>Benton, R. L., Maddie, M. A., Minnillo, D. R., Hagg, T., Whittemore, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Griffonia+simplicifolia+isolectin+B4+identifies+a+specific+subpopulation+of+angiogenic+blood+vessels+following+contusive+spinal+cord+injury+in+the+adult+mouse.">Griffonia simplicifolia isolectin B4 identifies a specific subpopulation of angiogenic blood vessels following contusive spinal cord injury in the adult mouse.</a> J Comp Neurol. 507 (1), 1031-1052 (2008).</li><li>Ayoub, A. E., Salm, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+morphological+diversity+of+microglia+in+the+activated+hypothalamic+supraoptic+nucleus.">Increased morphological diversity of microglia in the activated hypothalamic supraoptic nucleus.</a> J Neurosci. 23 (21), 7759-7766 (2003).</li><li>Maddox, D. E., Shibata, S., Goldstein, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulated+macrophages+express+a+new+glycoprotein+receptor+reactive+with+Griffonia+simplicifolia+I-B4+isolectin.">Stimulated macrophages express a new glycoprotein receptor reactive with Griffonia simplicifolia I-B4 isolectin.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 79 (1), 166-170 (1982).</li><li>dela Paz, N. G., D'Amore, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arterial+versus+venous+endothelial+cells.">Arterial versus venous endothelial cells.</a> Cell Tissue Res. 335 (1), 5-16 (2009).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Verschiedene Methoden wurden entwickelt, um kardiale Struktur und Funktion bei Mäusen, einschließlich Echokardiographie, Kontrast-verstärkte MRI, Mikro-CT und PET-Scan zu bewerten. Aufgrund seiner Wirtschaftlichkeit und Einfachheit ist Echokardiographie die am weitesten verbreitete Technik zur Funktionsanalyse in Mäusen11. In der Regel wegen der geringen Größe des Herzens und der hohen Frequenz der Herzfrequenz bei Mäusen, Wandler mit einer Frequenz &#62; 10 MHz sollte verwendet werden, obw...

Gibt es eine Vielzahl von genetisch veränderten Mäusen, und die Anzahl der pharmakologischen Studien an Mäusen ist hoch1,2. Echokardiographie und MRT sind häufig verwendete Ansätze zur phänotypischen Charakterisierung der Herzfunktion und Morphologie in diese Maus-Modelle-3. Das Ziel des vorliegenden Protokolls ist, Herzfunktion und Morphologie bei Erwachsenen Mäusen zu analysieren. Es verbindet echokardiographische, histologischen, und immunhistochemische Messungen. Echokardiographische Untersuchung ist in Mäusen4,5,6,7,8,9,10,11verbreitet, 12. Pachon Et al. 11 identifiziert 205 Studien veröffentlicht in Umlauf, Zirkulation Forschung, American Journal of Physiology - Herz und Herz-Kreislauf Physiologieund Herz-Kreislauf-Forschung zwischen 2012 und 2015 echokardiographische Untersuchung bei Tieren verwendet.
Die Echokardiographie dient zur Identifizierung kardiale Phänotypen in genetisch veränderte Mäuse,5,6,13,14,15,16, 17 , 18 , 19 , 20 , 21 , 22, sowie der Herzfunktion in chronische Überlastung-induzierte Hypertrophie, Myokardischämie und Kardiomyopathie Modelle bei Mäusen (rezensiert in12) zu analysieren. Verbesserte Echokardiographie Ausrüstung ermöglicht es, für die das Standardmaß von links-ventrikuläre (LV) systolischen und diastolischen Dimensionen, Gewebe-Doppler-Bildgebung, myokardiale Kontrast Sonografie und die Beurteilung der LV Regionalfunktion und koronare Reserve 12. im Idealfall echokardiographische Untersuchung durchgeführt werden sollte, im bewussten Mäuse, die negativen Auswirkungen der Narkose auf kontraktile Funktion, autonome reflex Kontrolle zu vermeiden und Herzfrequenz11. Dennoch wird dieser Ansatz durch das Erfordernis, die Tiere zu trainieren begrenzt; Schwierigkeiten die Körpertemperatur stabil zu halten; Bewegungsartefakte; Stress; sehr hohe Herz Frequenzen; und die Forderung für mindestens zwei Ermittler das Experiment durchführen, vor allem, wenn eine große Anzahl von Tieren untersucht werden. Eine aktuelle Studie berichtet Interessanterweise keine Unterschiede in der echokardiographische Parameter in trainierten und untrainierten Tiere19. Wir führen echokardiographische Messungen bei narkotisierten Mäusen. Verschiedenen Anästhesie Protokolle werden unten besprochen.
Obwohl Standardauflösung Echokardiographie (&#62; 10 MHz) ist ausreichend, um Maßnahme LV systolischen und diastolischen Dimensionen und Herzfunktion bei Erwachsenen Mäusen, die Methode ist in seiner Beschreibung der zugrunde liegende strukturelle Phänomene begrenzt. So verbinden wir die in-Vivo -Messungen mit histologischen und Immunohistologische Analysen, z. B. Cardiomyocyte Durchmesser und Schiff Dichte zu messen. Andere histologischen und Immunohistologische Untersuchungen, wie z. B. die Bestimmung der Proliferation, Prüfung der Apoptose, Infarkt Größenmessungen, Bestimmung der Fibrose und spezifische Marker Ausdruck können auch auf die gleiche Art von erfolgen Gewebe verarbeitet, aber sind nicht Gegenstand dieses Protokolls. Die Kombination von in Vivo echokardiographische Untersuchung mit histologischen Analysen bietet weitere Einblicke in die zugrunde liegende strukturelle Veränderungen. In einem weiteren Schritt können wir diese Messungen mit molekularen und Ultra-strukturelle Untersuchungen durchführen. Histologische Analysen nicht nur die echokardiographische Untersuchung sondern auch unverzichtbar geworden, wenn die Auflösung der Echokardiographie nicht ausreichend ist. Dies gilt vor allem für Modelle von genetisch veränderten Mäusen, die embryonale tödliche23,24.

<table><tbody><tr><td>Wheat germ agglutinin (WGA) conjugated tetramethylrhodamine</td><td>Life Technologies, Molecular Probes</td><td>W849</td><td></td></tr><tr><td>Biotinylated Goat Anti-Rabbit IgG Antibody</td><td>Vectorlabs</td><td>BA-1000</td><td></td></tr><tr><td>Avidin/Biotin Blocking Kit</td><td>Vectorlabs</td><td>SP-2001</td><td></td></tr><tr><td>VECTASTAIN Elite ABC HRP Kit (Peroxidase, Standard)</td><td>Vectorlabs</td><td>PK-6100</td><td></td></tr><tr><td>VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI</td><td>Vectorlabs</td><td>H-1200</td><td></td></tr><tr><td>SIGMAFAST 3,3&#039;-Diaminobenzidine tablets</td><td>Sigma</td><td>D4168</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide solution</td><td>Sigma</td><td>H1009</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Pecam-1 (CD31) antibody</td><td>Abcam</td><td>ab28364</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasound transmission gel, Gel Aquasonic 100</td><td>Parker</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Linear ultrasound probe, L15-7io</td><td>Philips Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Echocardiograph, IE33 xMATRIX</td><td>Philips Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope, Leica DMi8</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluorescence Filterset DAPI</td><td>Leica</td><td>11525304</td><td></td></tr><tr><td>Filterset TxR</td><td>Leica</td><td>11525310</td><td></td></tr><tr><td>Digital Camera, SPOT RT3 Color Slider</td><td>Spot Imaging</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Imaging Software, SPOT 5.2 Advanced and Basic Software</td><td>Spot Imaging</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Imaging Computer</td><td>Dell</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Large Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14501-14</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blades</td><td>Fine Science Tools</td><td>10023-00</td><td></td></tr><tr><td>Graefe Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11650-10</td><td></td></tr><tr><td>Rodent shaver</td><td>Harvard Apparatus</td><td>34-0243</td><td></td></tr><tr><td>cassettes for paraffin embedding</td><td>Sakura</td><td>4155F</td><td></td></tr><tr><td>neutral buffered Formalin</td><td>Sakura</td><td>8727</td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Sakura</td><td>8733</td><td></td></tr><tr><td>Paraffine TEK III</td><td>Sakura</td><td>4511</td><td></td></tr><tr><td>automated embedding apparatus, Tissue-Tek VIP</td><td>Sakura</td><td>6032</td><td></td></tr><tr><td>paraffin-embedding station Tissue-Tek TEC 5</td><td>Sakura</td><td>5229</td><td></td></tr><tr><td>microtome blades,Accu-Edge S35</td><td>Sakura</td><td>4685</td><td></td></tr><tr><td>microscopy slides, Tissue-Tek</td><td>Sakura</td><td>9533</td><td></td></tr><tr><td>cover slips, Tissue-Tek</td><td>Sakura</td><td>9582</td><td></td></tr><tr><td>Mounting medium Tissue-Tek</td><td>Sakura</td><td>1408</td><td></td></tr><tr><td>slide boxes</td><td>Sakura</td><td>3958</td><td></td></tr><tr><td>eosine solution</td><td>Sakura</td><td>8703</td><td></td></tr><tr><td>hematoxyline solution</td><td>Sakura</td><td>8711</td><td></td></tr><tr><td>microtome, RM2125RT</td><td>Leica</td><td>720-1880 (VWR)</td><td></td></tr><tr><td>water bath, Leica HI1210</td><td>Leica</td><td>720-0113(VWR)</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>VWR</td><td>ACRO444220050</td><td></td></tr><tr><td>15 ml tubes</td><td>VWR</td><td>734-0451</td><td></td></tr><tr><td>staining glass dish</td><td>VWR</td><td>MARI4220004</td><td></td></tr><tr><td>staining jars</td><td>VWR</td><td>MARI4200005</td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Binder</td><td>9010-0012</td><td></td></tr><tr><td>DAB and urea hydrogen peroxide tablets, SIGMAFAST 3,3&amp;prime;-Diaminobenzidine tablets</td><td>Sigma</td><td>D4293</td><td></td></tr><tr><td>PBS (10X)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>70011044</td><td></td></tr></tbody></table>

echocardiographic and histological examination of cardiac morphology in the mouse

Eine wachsende Zahl von genetisch veränderten Mäusen ist verfügbar in den letzten Jahren geworden. Darüber hinaus ist die Anzahl der pharmakologischen Studien an Mäusen hoch. Phänotypischen Charakterisierung dieser Maus-Modelle erfordert auch die Untersuchung der Herzfunktion und Morphologie. Echokardiographie und Magnetresonanz-Bildgebung (MRI) sind häufig verwendete Ansätze Herzfunktion und Morphologie bei Mäusen zu charakterisieren. Echokardiographische und MRT-Geräte spezialisiert für den Gebrauch in kleinen Nagetieren ist teuer und erfordert einen eigenen Platz. Dieses Protokoll beschreibt kardiale Messungen bei Mäusen mit einem klinischen echokardiographische System mit einer menschlichen Kreislauf 15 MHz-Sonde. Messungen werden an narkotisierten erwachsenen Mäusen durchgeführt. Mindestens drei Bildsequenzen werden aufgezeichnet und analysiert für jedes Tier im M-Modus in der Parasternal kurze Achse Ansicht. Danach kardiologische histologische Untersuchung wird durchgeführt, und Cardiomyocyte Durchmesser richten sich auf Hämatoxylin-Eosin oder Weizenkeime Agglutinin (WGA)-gebeizt Paraffin Abschnitte. Schiff-Dichte ist bestimmt Morphometrically nach Pecam-1 Immunostaining. Das Protokoll wurde erfolgreich auf pharmakologische Studien angewendet und verschiedene genetische Tiermodellen unter geplanten Bedingungen sowie nach experimentellen Myokardinfarkt durch die dauerhafte Unterbindung des linken vorderen absteigenden Koronararterie ( (LAD). Nach unserer Erfahrung echokardiographische Untersuchung beschränkt sich auf narkotisierten Tiere und ist machbar in erwachsener Mäuse mit einem Gewicht von mindestens 25 g.

In Abbildung 1zeigen repräsentative echokardiographische Aufnahmen die Nützlichkeit der Echokardiographie, kardiale Phänotypen bei genetisch veränderten Mäusen zu identifizieren. Der Unterschied zwischen einer Maus mit normalen Herzfunktion (Abbildung 1A) und ein Tier mit einem dilatierten linken Ventrikel und reduzierte LV-Funktion (Abb. 1 b) kann leicht identifiziert werden. <strong class="xfi...

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Echocardiographic and Histological Examination of Cardiac Morphology in the Mouse

Echokardiographische Untersuchung wird häufig bei Mäusen verwendet. Teure hochauflösende Ultraschall-Geräte wurden für diesen Zweck entwickelt. Dieses Protokoll beschreibt eine erschwingliche echokardiographische Verfahren kombiniert mit histologischen morphometrische Analysen kardiale Morphologie zu bestimmen.

Echokardiographische und histologische Untersuchung der kardiale Morphologie in der Maus

An increasing number of genetically modified mouse models has become available in recent years. Moreover, the number of pharmacological studies performed ...

echocardiographic-histological-examination-cardiac-morphology

Research

JoVE Journal

Medicine

21.3K Aufrufe.  CNRS, INSERM, iBV. Echokardiographische Untersuchung wird häufig bei Mäusen verwendet. Teure hochauflösende Ultraschall-Geräte wurden für diesen Zweck entwickelt. Dieses Protokoll beschreibt eine erschwingliche echokardiographische Verfahren kombiniert mit histologischen morphometrische Analysen kardiale Morphologie zu bestimmen.

Serie: Echocardiographic and Histological Examination of Cardiac Morphology in the Mouse

Transthoracic Echocardiography in Mice

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene expression. Transgenic and gene targeting methods can be used to generate mice with altered cardiac size and function,1-3 and as a result, in vivo techniques are needed to evaluate their cardiac phenotype. Transthoracic echocardiography, pulse wave Doppler (PWD), and tissue Doppler imaging (TDI) can be used to provide dimensional measurements of the mouse heart and to quantify the degree of cardiac systolic and diastolic performance. Two-dimensional imaging is used to detect abnormal anatomy or movements of the left ventricle, whereas M-mode echo is used for quantification of cardiac dimensions and contractility.4,5 In addition, PWD is used to quantify localized velocity of turbulent flow,6 whereas TDI is used to measure the velocity of myocardial motion.7 Thus, transthoracic echocardiography offers a comprehensive method for the noninvasive evaluation of cardiac function in mice.

Transthoracic echocardiography offers a noninvasive method for the evaluation of cardiac function in mice. A combination of ultrasound and Doppler imaging modalities can be used to obtain dimensional measurements of the heart and intracardiac blood flow, which together provide an assessment of cardiac systolic and diastolic performance.

Transthorakale Echokardiographie in Mäuse

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene ...

Forschung

Medizin

Murine Echocardiography and Ultrasound Imaging

Rodent models of cardiac pathophysiology represent a valuable research tool to investigate mechanism of disease as well as test new therapeutics.1 Echocardiography provides a powerful, non-invasive tool to serially assess cardiac morphometry and function in a living animal.2 However, using this technique on mice poses unique challenges owing to the small size and rapid heart rate of these animals.3 Until recently, few ultrasound systems were capable of performing quality echocardiography on mice, and those generally lacked the image resolution and frame rate necessary to obtain truly quantitative measurements. Newly released systems such as the VisualSonics Vevo2100 provide new tools for researchers to carefully and non-invasively investigate cardiac function in mice. This system generates high resolution images and provides analysis capabilities similar to those used with human patients. Although color Doppler has been available for over 30 years in humans, this valuable technology has only recently been possible in rodent ultrasound.4,5 Color Doppler has broad applications for echocardiography, including the ability to quickly assess flow directionality in vessels and through valves, and to rapidly identify valve regurgitation. Strain analysis is a critical advance that is utilized to quantitatively measure regional myocardial function.6 This technique has the potential to detect changes in pathology, or resolution of pathology, earlier than conventional techniques. Coupled with the addition of three-dimensional image reconstruction, volumetric assessment of whole-organs is possible, including visualization and assessment of cardiac and vascular structures. Murine-compatible contrast imaging can also allow for volumetric measurements and tissue perfusion assessment.

This video demonstrates use of a rail-mounted high-frequency ultrasound probe to perform echocardiography on an anesthetized mouse. The methods describe both conventional two-dimensional and M-mode measurements of cardiac function in addition to newer, more powerful tools such as color Doppler, strain analysis, as well as general and targeted contrast imaging.

Murine Echokardiographie und Ultraschall-Bildgebung

Rodent models of cardiac pathophysiology represent a valuable research tool to investigate mechanism of disease as well as test new therapeutics.1  ...

Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential therapies. Given the expense and time involved in creating animal models of disease, it is critical that researchers have tools to accurately assess phenotypic expression of disease. Right ventricular dysfunction is the major manifestation of pulmonary hypertension. Echocardiography is the mainstay of the noninvasive assessment of right ventricular function in rodent models and has the advantage of clear translation to humans in whom the same tool is used. Published echocardiography protocols in murine models of PAH are lacking.
In this article, we describe a protocol for assessing RV and pulmonary vascular function in a mouse model of PAH with a dominant negative BMPRII mutation; however, this protocol is applicable to any diseases affecting the pulmonary vasculature or right heart. We provide a detailed description of animal preparation, image acquisition and hemodynamic calculation of stroke volume, cardiac output and an estimate of pulmonary artery pressure.

This article provides a protocol for the echocardiographic assessment of right ventricular size and pulmonary hypertension in mice. Applications include phenotype determination and serial assessment in transgenic and toxin-induced mouse models of cardiomyopathy and pulmonary vascular disease.

Echokardiographische Beurteilung des rechten Herzens bei Mäusen

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential ...

Analysis of Congenital Heart Defects in Mouse Embryos Using Qualitative and Quantitative Histological Methods

Congenital heart defects (CHD) are the most common type of birth defect in humans, affecting up to 1% of all live births. However, the underlying causes for CHD are still poorly understood. The developing mouse constitutes a valuable model for the study of CHD, because cardiac developmental programs between mice and humans are highly conserved. The protocol describes in detail how to produce mouse embryos of the desired gestational stage, methods to isolate and preserve the heart for downstream processing, quantitative methods to identify common types of CHD by histology (e.g., ventricular septal defects, atrial septal defects, patent ductus arteriosus), and quantitative histomorphometry methods to measure common muscular compaction phenotypes. These methods articulate all the steps involved in sample preparation, collection, and analysis, allowing scientists to correctly and reproducibly measure CHD.

In this protocol, we describe procedures to qualitatively and quantitatively analyze developmental phenotypes in mice associated with congenital heart defects.

Analyse von angeborenen Herzfehlern bei Mausembryonen mit qualitativen und quantitativen histologischen Methoden

Congenital heart defects (CHD) are the most common type of birth defect in humans, affecting up to 1% of all live births. However, the underlying causes ...

Entwicklungsbiologie

A Pipeline to Characterize Structural Heart Defects in the Fetal Mouse

Congenital heart diseases (CHDs) are major causes of infant death in the United States. In the 1980s and earlier, most patients with moderate or severe CHD died before adulthood, with the maximum mortality during the first week of life. Remarkable advances in surgical techniques, diagnostic approaches, and medical management have led to marked improvements in outcomes. To address the critical research needs of understanding congenital heart defects, murine models have provided an ideal research platform, as they have very similar heart anatomy to humans and short gestation rates. The combination of genetic engineering with high-throughput phenotyping tools has allowed for the replication and diagnosis of structural heart defects to further elucidate the molecular pathways behind CHDs. The use of noninvasive fetal echocardiography to screen the cardiac phenotypes in mouse models coupled with the high fidelity of Episcopic fluorescence image capture (EFIC) using Episcopic confocal microscopy (ECM) histopathology with three-dimensional (3D) reconstructions enables a detailed view into the anatomy of various congenital heart defects. This protocol outlines a complete workflow of these methods to obtain an accurate diagnosis of murine congenital heart defects. Applying this phenotyping protocol to model organisms will allow for accurate CHD diagnosis, yielding insights into the mechanisms of CHD. Identifying the underlying mechanisms of CHD provide opportunities for potential therapies and interventions.

This article details murine congenital heart disease (CHD) diagnostic methods using fetal echocardiography, necropsy, and Episcopic fluorescence image capture (EFIC) using Episcopic confocal microscopy (ECM) followed by three-dimensional (3D) reconstruction.

Eine Pipeline zur Charakterisierung struktureller Herzfehler in der fetalen Maus

Congenital heart diseases (CHDs) are major causes of infant death in the United States. In the 1980s and earlier, most patients with moderate or severe ...

Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable noninvasive method is essential to assess real-time cardiac morphological and functional changes in animal models of heart disease. Transthoracic echocardiography represents an important tool for noninvasive assessment of cardiac structure and function2. Here we used a high-resolution ultrasound imaging system to monitor myocardial remodeling and heart failure progression over time in a mouse model of TAC. B-mode, M-mode, and Doppler imaging were used to precisely assess cardiac hypertrophy, ventricular dilatation, and functional deterioration in mice following TAC. Color and pulse wave (PW) Doppler imaging was used to noninvasively measure pressure gradient across the aortic constriction created by TAC and to assess transmitral blood flow in mice. Thus transthoracic echocardiographic imaging provides comprehensive noninvasive measurements of cardiac dimensions and function in mouse models of heart disease.

The goal of this protocol is to noninvasively assess cardiac structural and functional changes in a mouse model of heart disease created by transverse aortic constriction, using B- and M-mode echocardiography and color/pulse wave Doppler imaging.

Beurteilung der Herz Morphologische und funktionelle Veränderungen in Maus-Modell der Quer Aortakonstriktion durch Echokardiographie

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable ...

Echocardiographic Approaches and Protocols for Comprehensive Phenotypic Characterization of Valvular Heart Disease in Mice

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in rodents, with detailed descriptions of the appropriate methods for anesthesia, the echocardiographic windows used, the imaging planes and probe orientations for image acquisition, the methods for data analysis, and the limitations of emerging technologies for the evaluation of cardiac and valvular function. Importantly, we also highlight several future areas of research in cardiac and heart valve imaging that may be leveraged to gain insights into the pathogenesis of valve disease in preclinical animal models. We propose that using a systematic approach to evaluating cardiac and heart valve function in mice can result in more robust and reproducible data, as well as facilitate the discovery of previously underappreciated phenotypes in genetically-altered and/or physiologically-stressed mice.

This protocol provides a detailed description of the echocardiographic approach for comprehensive phenotyping of heart and heart valve function in mice.

Echokardiographische Ansätze und Protokolle für die umfassende phänotypischen Charakterisierung von Herzklappenerkrankungen bei Mäusen

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in ...

Murine Echocardiography of Left Atrium, Aorta, and Pulmonary Artery

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic pressure through echocardiography, as well as to obtain measurements of the Aorta and PA diameter in mice.
Mice older than 10 d of age can be analyzed using the present technique. The technique is composed of 3 main steps: set-up, image acquisition, and image analysis. The set-up step consists of getting the mouse anesthetized with 1% isoflurane, shaving it, and taping it in a supine position to a heated EKG board where the image acquisition will take place. The image acquisition step consists of learning to identify the cardiac structures and obtaining all the required images with its correspondent probe and axis in order to be able to calculate volumes and diameters. The image analysis step consists of measuring the previously acquired images with the aid of computer software.
Advantages of the proposed technique include a fast (15 min) procedure that would allow the researcher to evaluate interventions in a non-invasive, non-terminal approach and therefore follow the same mouse over time; each mouse can be used as its own control. This fact plus having the same operator perform all the acquisition and analysis for the entire experiment minimizes the limitation of operator-dependency. The present methodology is useful for mouse researchers in cardiovascular and pulmonary medicine.

The following protocol describes the methodology for the acquisition and analysis of echocardiographic images used to obtain the Left Atrial Volume (LAV), Aorta (Ao) diameter, and Pulmonary Artery (PA) diameter in mice. This technique is a non-invasive, non-terminal procedure that allows assessment of the cardiopulmonary function.

Murine Echokardiographie von Linker Vorhof, Aorta und Lungenarterie

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic ...

Echocardiographic Measurement of Right Ventricular Diastolic Parameters in Mouse

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV diastolic function is rarely quantified in experimental studies. This might be due to technical difficulties in the visualization of the RV in the apical four-chamber view in rodents. Here we describe two positions facilitating the visualization of the apical four-chamber view in mice to assess the RV diastolic function.
The apical four-chamber view is enabled by tilting the mouse fixation platform to the left and caudally (LeCa) or to the right and cranially (RiCr). Both positions provide images of comparable quality. The results of the RV diastolic function obtained from two positions are not significantly different. Both positions are comparably easy to perform. This protocol can be incorporated into published protocols and enables detailed investigations of the RV function.

Here we describe and compare two positions for obtaining the apical four-chamber view in mice. These positions enable the quantification of the right ventricular function, provide comparable results, and can be used interchangeably.

Echokardiographische Messung rechtsventrikulärer diastolischer Parameter in der Maus

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV ...

Echocardiographic Characterization of Left Ventricular Structure, Function, and Coronary Flow in Neonate Mice

Echocardiography is a non-invasive procedure that enables the evaluation of structural and functional parameters in animal models of cardiovascular disease and is used to assess the impact of potential treatments in preclinical studies. Echocardiographic studies are usually conducted in young adult mice (i.e., 4-6 weeks of age). The evaluation of early neonatal cardiovascular function is not usually performed because of the small size of the mouse pups and the associated technical difficulties. One of the most important challenges is that the short length of the pups&#39; limbs prevents them from reaching the electrodes in the echocardiography platform. Body temperature is the other challenge, as pups are very susceptible to changes in temperature. Therefore, it is important to establish a practical guide for performing echocardiographic studies in small mouse pups to help researchers detect early pathological changes and study the progression of cardiovascular disease over time. The current work describes a protocol for performing echocardiography in mouse pups at the early age of 7 days old. The echocardiographic characterization of cardiac morphology, function, and coronary flow in neonatal mice is also described.

The present protocol describes the echocardiographic assessment of left ventricular morphology, function, and coronary blood flow in 7-day old neonate mice.

Echokardiographische Charakterisierung der linksventrikulären Struktur, Funktion und Koronarfluss bei neugeborenen Mäusen

Echocardiography is a non-invasive procedure that enables the evaluation of structural and functional parameters in animal models of cardiovascular ...