Name: acute in vivo electrophysiological recordings of local field potentials and multi-unit activity from the hyperdirect pathway in anesthetized rats
Uploaded: 2017-06-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 46 s
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Wir danken der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), KFO 247, für die Finanzierung unserer Studie.

Die experimentellen Verfahren wurden nach dem deutschen Tierschutzgesetz (zuletzt überarbeitet 2014) und den europäischen Vorschriften (2010/63 / EU) durchgeführt. Experimente wurden von der örtlichen Tierschutzbehörde (LaGeSo, Berlin) genehmigt und entsprechen der lokalen Abteilung und internationalen Richtlinien. ANMERKUNG: In der vorgestellten Methode werden zwei Modelle von Elektroden verwendet, um von dem hyperdirekten Cortico-Basal-Ganglienpfad aufzuzeichnen, der den primären motorischen Kortex (M1) mit dem subthalamischen Kern (STN) und dem substantia nigra pars retikulieren (SNr) verbindet. Für epidurale Elektrokortikogramme (ECoG) werden Aufnahmen von den M1 maßgeschneiderten niederohmigen Ag / AgCl-Elektroden verwendet. Die Aufnahmen von STN und SNr werden mit handelsüblichen hochohmigen Wolfram-Elektroden durchgeführt. 1. Konstruktion von Epidural-Ag / AgCl-Epidural-Elektroden <ol><li> Nimm eine ca. 5 cm langer Streifen von 99,99% reiner Silberdraht mit einem diameteR von 200 μm und entfernen Sie ggf. Beschichtungen. </li><li> Halten Sie die Drahtspitze mit der Spitze nach unten in eine Flamme eines Feuerzeugs oder einer Kerze, bis die Spitze zu schmelzen beginnt. Warten Sie, bis die Spitze kugelförmig ist und einen Durchmesser von ca. 1 mm hat. Die vorgeformte Elektrode auf eine Gesamtlänge von 15 mm vom Beginn der kugelförmigen Spitze bis zum Drahtende abschneiden. </li><li> Lösen Sie einen Präzisionsstecker zum Drahtende, der für das verwendete elektrophysiologische Aufnahmesystem passt. Die Lötstelle vom Drahtende zum Verbinder mit leitfähigem Silberlack abdecken. Das hilft Leitfähigkeit und führt zu einer besseren Signalqualität. </li><li> Nach dem Trocknen des leitfähigen Lackes die Lötstelle mit einem 3 mm bis 1 mm Wärmeschrumpfschlauch abdecken. Verwenden Sie sorgfältig einen Uhrmacherhammer, um die kugelförmige Spitze auf die Hälfte der Dicke zu glätten. </li><li> Setzen Sie auf Untersuchungshandschuhe und nehmen Sie ein fusselfreies Reinigungstuch mit 100% Ethanol, um Schmutz und Fett zu entfernen. </li><li> Setzen Sie die Elektroden inEin 15-ml-Zentrifugenröhrchen oder Zellkulturrohr und füllen es mit Haushalts-Chlorbleiche (ACHTUNG, mit 2,8 g Natriumhypochlorid pro 100 g Lösungsmittel) bis die kugelförmige Spitze vollständig bedeckt ist. ACHTUNG: Chlorbleiche ist korrosiv; Befolgen Sie immer die Sicherheitshinweise des Herstellers. </li><li> Nach 23 min die Elektroden herausnehmen und mit destilliertem Wasser großzügig spülen. Die erfolgreiche Anwendung einer Silberchloridschicht erscheint als homogene violette Farbänderung. </li><li> In der Luft trocknen Nach dem vollständigen Trocknen die Elektroden mit feiner Pinzette nehmen. Mit einem feinen Pinsel, wenden Sie flüssige elektrische Isolierung. Starten Sie den Draht direkt hinter der Elektrodenspitze und decken Sie alles bis zum Schrumpfschlauch ab. Lassen Sie die Isolierung mindestens 2 Stunden lang trocknen. </li><li> Zur Qualitätskontrolle eine Überprüfung der elektrischen Leitfähigkeit mit einem Multimeter durchführen. Wenn verfügbar, führen Sie Impedanz-Tests bei 1 kHz mit einem geeigneten Impedanz-Meter, während die Elektrode und TestSonde werden in einer 0,9% NaCl enthaltenden H 2 O-Lösung zusammengesetzt, ohne sich gegenseitig zu berühren. Impedanzwerte bei 1 kHz sollten ca. 8 kΩ betragen. </li></ol> 2. Anbringen der Elektroden an einen stereotaktischen Halter HINWEIS: Zur gleichzeitigen Aufzeichnung von MUA und LFPs verwenden Sie Wolfram-Microwire-Elektroden mit einer Impedanz von 1,5 MΩ. Wenn der Fokus der Aufnahmen auf qualitativ hochwertigen Aufnahmen einzelner Einheiten liegt, wählen Sie microwire-Elektroden mit einer höheren Impedanz (&gt; 5 MΩ). Wenn das Ziel der Studie ausschließlich auf LFPs gerichtet ist, können Elektroden mit niedrigeren Impedanzen akzeptabel sein. Für kleine Strukturen, für die dorsoventrale stereotaxische Einstellungen oft notwendig sind, verwenden Sie Elektrodenpaare mit einer geeigneten dorsoventralen Spitzenabscheidung (in diesem Fall 250 μm). Darüber hinaus bietet dies den Vorteil einer lokaleren Referenzelektrode, falls erforderlich. Die stereotaxischen Koordinaten werden immer von der untersten Elektrode und a gemessenRe berechnet in Bezug auf die Bregma. <ol><li> Nehmen Sie einen serienmäßigen stereotaxischen Elektrodenhalter mit Acrylblock und Klemme und legen Sie ihn auf einer ebenen Fläche im Sichtfeld eines Operationsmikroskops fest. </li><li> Lose das erste Paar Elektroden mit Acrylblock des Halters mit Klebestreifen (3 mm x 8 mm) mit feinen Pinzetten fixieren. Die Elektroden sollen den Acrylblock ca. 12 mm </li><li> Die zweite bipolare Elektrode vorsichtig neben der ersten Elektrode fixieren. Für die Ausrichtung der Strukturen des Hyperdirect-Weges sollte der Abstand 2 mm betragen ( Abbildung 1 ). Für die meisten Standard-Stereotax-Elektrodenhalter ist dies die angrenzende Aussparung. Verwenden Sie eine Bremssattellehre, um zu überprüfen. Verschiedene Netzwerke können auf die gleiche Weise angefahren werden. Hierzu kann der Acrylblock zu einem gewissen Grad gedreht werden. </li><li> Stellen Sie das zweite Paar von Elektroden ein, indem Sie es sorgfältig in eine Position schieben, in der die ventralste Spitze etwa 200 istUmgesetzt gegenüber der ersten Elektrode ( Abbildung 1 ). Tun Sie dies unter mikroskopischen Vision. Verwenden Sie dazu eine 30 G Kanüle (Außendurchmesser 300 μm), um den Abstand besser abzuschätzen. </li><li> Drücken Sie auf das Klebeband und befestigen Sie es mit der Metallklemme des Halters. </li></ol> 3. Chirurgie <ol><li> Für elektrophysiologische Aufnahmen verwenden Sie Urethan (ACHTUNG) für die Anästhesie. Achtung: Urethan ist giftig und krebserregend, daher immer die Sicherheitsbestimmungen und das Datenblatt des Stoffherstellers einhalten. </li><li> Eine Lösung von 200 mg / ml Urethan in 0,9% iger NaCl-Kochsalzlösung vorbereiten. </li><li> Verabreichen Sie insgesamt 1,3 g / kg Körpergewicht Urethan intraperitoneal (IP). Abhängig von der Rattenbelastung könnte es sinnvoll sein, die Dosis in zwei Dosen mit einem 15-minütigen Intervall zwischen den Injektionen aufzuteilen, um die Sicherheit der Anästhesie zu erhöhen. </li><li> Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie mit pEdal-Entzugsreflex und andere geeignete Reflexe. Wenn die Anästhesie nicht tief genug ist, um eine Operation durchzuführen, injizieren Sie 0,15 g / kg Körpergewicht von Urethan-IP und warten noch 15 min. </li><li> Wenden Sie eine Augensalbe an, um Hornhautentwässerung zu verhindern. </li><li> Ständig überwachen Atemfrequenz und Pedal Entnahme Reflex während der Anästhesie. Verwenden Sie ein kleines Tier Heizkissen mit Temperaturkontrolle, um sicherzustellen, dass eine physiologische Körpertemperatur während der Operation beibehalten wird. Vor dem Beginn der elektrophysiologischen Aufnahmen wechseln Sie zu einer nicht-elektrischen Alternative ( zB Natriumacetat-Kopfpolster). </li><li> Rasiere das Fell neben der dorsalen Seite des Kopfes, um ein sauberes chirurgisches Feld zu erreichen. Desinfizieren Sie die Inzisionsstelle mit einem geeigneten chirurgischen Desinfektionsmittel. Fixiere das Tier im stereotaktischen Rahmen. </li><li> Führen Sie einen 2 cm langen Einschnitt der Kopfhaut in sagittaler Richtung mit einem Skalpell. Verwenden Sie ein Skalpell, um die Schädel-Aponeurose leicht abzuschaben und den Schädel zu desinfizieren. Verwenden Sie coTtonknospen, die in 3% H 2 O 2 eingeweicht wurden , um das übrige Gewebe zu entfernen. </li><li> Verwenden Sie einen Elektrokauter oder Thermokocher, um die Blutung zu kontrollieren, falls erforderlich. Stoppen Sie Blutungen aus dem Schädelknochen und Hypoderm, wenn die Blutung nicht spontan nach 1-2 min aufhört und den Blick auf den Schädel hindert. </li><li> Stellen Sie den Schneidezahnstab ein, bis der Kopf in flacher Schädelposition positioniert ist, was bedeutet, dass die Bregma und Lambda als stereotaxische Referenzpunkte in der gleichen Ebene liegen. Dies ist am wichtigsten, um eine hohe chirurgische Präzision zu erreichen. Verwenden Sie ein Standard-Stereotax-Ratten-Ausrichtungswerkzeug, kalibrieren Sie die angegebene Spitze zum Bregma unter mikroskopischem Sehen und stellen Sie die Schneidezange ein, bis die vorgesehenen Punkte für das Bregma und Lambda auf dem Werkzeug gleichzeitig den Schädel berühren. HINWEIS: Eine Ansicht von einer Seite mit fokussiertem Licht von der anderen kann helfen, diesen Zustand zu bestimmen. Alternativ nehmen Sie einen stereotaxischen Halter mit einer feinen Kanüle und messen die dorsoventralen Koordinaten von Bregma aNd lambda unter mikroskopischen vision. Passen Sie die Schneidezelle an, bis die dorsoventralen Koordinaten von Bregma und Lambda gleich sind. </li><li> Verwenden Sie einen stereotaxischen Halter mit Kanüle, kalibrieren Sie den Bregma und berechnen Sie dann die Position aller Bohrlöcher am Schädel. Mit dem stereotaxischen Halter markieren Sie die Positionen der zu bohrenden Löcher entweder durch sorgfältiges Kratzen des Schädels oder durch Verwendung einer chirurgischen Farbmarkierung. Die Koordinaten hierfür hängen von den Zielen ab, Koordinaten mit Bezug auf das Bregma sind für den Hyperdirect-Pfad in Tabelle 1 angegeben , einschließlich der vorgeschlagenen Koordinaten für zerebelläre Referenzelektroden. </li><li> Mit einem Mikrobohrer alle Löcher sorgfältig bohren. Für die STN und SNr bohren Sie ein gemeinsames Loch (ca. 2 mm x 3 mm groß). Alle anderen Bohrlöcher sollten einen Durchmesser von ca. 1 mm haben. </li><li> Nehmen Sie zwei feine Kanülen (mindestens 27 G) und biegen Sie ihre Spitzen, um eine hooked Form, mit einer harten Oberfläche oder Pinzette zu bilden. Verwenden Sie diese, um alle Trümmer zu entfernenS von den Bohrlöchern, und sorgfältig schneiden und entfernen Sie die Dura mater in der gemeinsamen STN / SNr Loch. </li><li> Spülen Sie die Bohrlöcher mit physiologischer Kochsalzlösung. Tragen Sie einen Tropfen physiologischer Kochsalzlösung alle 15 min auf die Bohrlöcher, um das Gehirn und die Dura vor dem Austrocknen zu verhindern. </li><li> Nehmen Sie einen Mikrobohrer und passende Edelstahl-Mikroschraube ( z. B. eine M 1,2 mm x 2 mm Schraube), bohren Sie ein Loch und schrauben Sie eine Mikroschraube zwischen den Bohrlöchern der Referenz-Epidural-Elektroden über dem Kleinhirn ein, machen Sie dasselbe für die M1-Epidural-Elektroden. </li><li> Schieben Sie die selbstgebauten Ag / AgCl-Epidural-Elektroden in die Bohrlöcher für die Referenzelektroden und M1-Elektroden. Führen Sie die Elektrodenspitze mit einer feinen Pinzette und schieben Sie sie direkt unter den Schädelknochen in das Bohrloch. </li><li> Fixieren Sie alle Epidural-Elektroden mit Zweikomponenten-Dental-Acryl. Achten Sie darauf, den Bregma-Punkt nicht zu decken und das gemeinsame STN / SNr-Loch nicht zu beeinträchtigen. </li><li> Setzen Sie den vorbereiteten Halter mit dem Wolfram-Microwire-Elektrod einEs in den stereotaxischen Rahmen. </li><li> Kalibrieren Sie die ventrale Elektrode, die auf das STN gerichtet ist, auf das Bregma. An die berechnete Position über dem gemeinsamen STN / SNr-Loch anpassen und die Elektroden unter mikroskopischem Anblick auf das Gehirn absenken. Stellen Sie sicher, dass die Wolfram-Mikrowellenelektroden reibungslos in das Gehirn gehen. </li></ol> 4. Elektrophysiologische Kartierung und Aufnahmen HINWEIS: Für diesen Schritt ist ein Faraday-Käfig und ein mehrkanaliges elektrophysiologisches Aufzeichnungssystem mit Aufzeichnungssoftware erforderlich, das Online-Filterung und Online-Spike-Sortierung ermöglicht. Verwenden Sie vorzugsweise ein System, das mit einem Vorverstärker arbeitet, der in der Nähe des Kopfes der Tiere positioniert ist, um das elektrische Rauschen und die Artefakte auf ein absolutes Minimum zu halten. Neben den Wolfram-Microwire-Elektroden sind mindestens eine Epidural- und eine Referenzelektrode erforderlich, um Aufnahmen des hyperdirekten Weges durchzuführen. Es wird empfohlen, epidural und referenc einzufügenE Elektroden paarweise, ohne dass sie sich gegenseitig berühren, hilft dies bei Störungen und ermöglicht verschiedene Arten der Referenzierung in der Datenanalyse. <ol><li> Setzen Sie einen mobilen Faraday Käfig über den stereotaxischen Rahmen. Wenn nur ein stationärer Faraday-Käfig vorhanden ist, bewegen Sie den stereotaxischen Rahmen vorsichtig in den Faraday-Käfig, während sichergestellt wird, dass tiefe Hirnelektroden nicht in das Gehirn abgesenkt werden, bis der stereotaxische Rahmen in seiner endgültigen Position ist. </li><li> Verbinden Sie die Elektroden mit der Kopfstufe des elektrophysiologischen Aufbaus. Stellen Sie sicher, dass die Referenzelektroden mit geeigneten Referenzkanälen verbunden sind. </li><li> Richten Sie die Aufnahmesoftware ein: Bandpassfilter (0,05-8,000 Hz) und verstärken Sie (Verstärkung 1.500-2.000x) das Rohdatensignal. Verwenden Sie einen Online-LFP- und Spike-Filter mit entsprechenden Einstellungen (Bandpassfilter 0,05-250 Hz für LFPs, Bandpassfilter 300-8.000 Hz für MUA). Für alle Filter einen Butterworth-Filter verwenden. </li><li> Richten Sie eine Spike-Schwelle, falls zutreffend, für onlin einE spike sortieren Die meisten Aufnahmesoftware ermöglicht die Einrichtung einer Spike-Schwelle, die ein Amplitudenwert ist, oberhalb dessen ein Signal als Spike durch die Software markiert wird. Diese Schwelle kann entweder mathematisch als Faktor oder Standardabweichung der mittleren Amplitude des gefilterten Spikesignals bestimmt werden oder kann vorzugsweise durch visuelle Inspektion von Datensegmenten &lt;500 ms bestimmt und als Zeile über dem Signalrauschen grafisch aufgebaut werden Benutzer interface. HINWEIS: Die Absicht, eine Spike-Schwelle einzurichten, besteht darin, Spikes und Sortiereinheiten zu zählen, um darüber zu informieren, wie viele Neuronen gegenwärtig aufgezeichnet sind und wie ihre Spikes geformt werden. </li><li> Langsam die Wolfram-Microwire-Elektroden auf 1 mm dorsal des Targets senken, was STN für hyperdirect-Weg ist. Warten Sie, bis sich das Signal bei Bedarf stabilisiert hat. </li><li> Für die elektrophysiologische Kartierung die Elektroden ventral in Schritten von 100 μm vorschieben. Bei jedem Schritt das Ausfeuchtungsmuster auswertenAßen und form von spikes Vergleichen Sie diese mit den typischen Beispielen in Abbildung 2 . Häufig zeigen dichte Kerne schnell und kontinuierlich über mehrere dorsoventrale Schritte hinweg, während faserreiche Strukturen in nachfolgenden ventralen Schritten niedrige Brenngeschwindigkeiten und weniger homogene Spikeaktivitäten zeigen. </li><li> Für den hyperdirekten Weg ist darauf zu achten, dass die ventrale Elektrode im Inneren des STN liegt. HINWEIS: Die STN wird erreicht, wenn ein erheblicher Anstieg der MUA ventral der Zona incerta festgestellt wird. Ventral zum STN, das Spiking stoppt fast vollständig, weil die Elektrode die interne Kapsel erreicht hat. Wenn die ventralste Elektrode in STN ist, sorgt die Konfiguration der Wolfram-Mikroelektroden für die hintere, zweite Elektrode in SNr. Dorsoventrale Feinabstimmung in kleinen Schritten könnte notwendig sein, um typische MUA in STN und SNr zur gleichen Zeit aufzuzeichnen. Beachten Sie, dass die Häufigkeit von MUA von der Anzahl der tatsächlich aufgenommenen Neuronen und auf dem ebenen Gehirn abhängtAktivierung. </li><li> Sobald sich die Elektroden in den gewünschten Strukturen befinden, richten Sie Online-Filterung und Spikesortierung ein (siehe Abbildung 4 ) und starten dann die Aufzeichnung der Daten. Typische Beispiele für die verschiedenen kortikalen Synchronisationszustände, die in den LFP-Aufzeichnungen identifiziert werden können, sind in Abbildung 3 dargestellt . </li></ol> 5. Ende des Experiments <ol><li> Wenn Aufnahmen gemacht werden, heben Sie die Elektroden langsam aus dem Gehirn und spülen sie sofort mit physiologischer Kochsalzlösung aus. Die Elektroden können nach gründlicher Spülung und Sichtkontrolle wiederverwendet werden. Entladungs-Biegeelektroden </li><li> Euthanisieren Sie die Tiere durch eine IP-Injektion einer Überdosierung von Urethan (2,5 g / kg Körpergewicht). HINWEIS: Urethan sollte nur für die endgültigen Verfahren verwendet werden. </li><li> Wenn eine histologische Verifikation der Elektrodenposition oder anderer histologischer Färbeverfahren erforderlich ist, entfernen Sie das Gehirn aus dem Schädel und verarbeiten dasGewebe passend. HINWEIS: Abhängig von den beabsichtigten Färbemethoden kann eine transkardiale Perfusion notwendig sein. Für die Nachuntersuchung der Elektrodenposition genügt eine Standard-Nissl-Färbung in den meisten Fällen, um die Elektrodentrajektorie in zB koronalen Hirnabschnitten zu visualisieren. Weitere Ansätze zur Erleichterung der histologischen Zielverifizierung sind die Verwendung von elektrisch induzierten Läsionen an das Hirngewebe durch Anlegen eines elektrischen Stroms über die Aufzeichnungselektroden oder das Aufbringen von biokompatiblen Farbstoffen vor der Elektrodeneinführung 16 , 17 . </li></ol>

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A., Meli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suitability+of+urethane+anesthesia+for+physiopharmacological+investigations+in+various+systems.+Part+1:+General+considerations.">Suitability of urethane anesthesia for physiopharmacological investigations in various systems. Part 1: General considerations.</a> Experientia. 42 (2), 109-114 (1986).</li><li>Goldberg, J. A., Kats, S. S., Jaeger, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Globus+pallidus+discharge+is+coincident+with+striatal+activity+during+global+slow+wave+activity+in+the+rat.">Globus pallidus discharge is coincident with striatal activity during global slow wave activity in the rat.</a> J Neurosci. 23 (31), 10058-10063 (2003).</li><li>Karain, B., Xu, D., Bellone, J. A., Hartman, R. E., Shi, W. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+globus+pallidus+neurons:+functional+classification+and+effects+of+dopamine+depletion.">Rat globus pallidus neurons: functional classification and effects of dopamine depletion.</a> Synapse. 69 (1), 41-51 (2015).</li><li>Paasonen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+seven+different+anesthesia+protocols+for+nicotine+pharmacologic+magnetic+resonance+imaging+in+rat.">Comparison of seven different anesthesia protocols for nicotine pharmacologic magnetic resonance imaging in rat.</a> Eur Neuropsychopharmacol. 26 (3), 518-531 (2016).</li><li>Mahmud, M., Vassanelli, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Processing+and+Analysis+of+Multichannel+Extracellular+Neuronal+Signals:+State-of-the-Art+and+Challenges.">Processing and Analysis of Multichannel Extracellular Neuronal Signals: State-of-the-Art and Challenges.</a> Front Neurosci. 10, 248 (2016).</li><li>Hadar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+neural+oscillations+and+elevated+dopamine+levels+in+the+reward+pathway+during+alcohol+relapse.">Altered neural oscillations and elevated dopamine levels in the reward pathway during alcohol relapse.</a> Behav Brain Res. 316, 131-135 (2017).</li><li>Voget, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+local+field+potential+activity+and+serotonergic+neurotransmission+are+further+characteristics+of+the+Flinders+sensitive+line+rat+model+of+depression.">Altered local field potential activity and serotonergic neurotransmission are further characteristics of the Flinders sensitive line rat model of depression.</a> Behav Brain Res. 291, 299-305 (2015).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

In der vorliegenden Studie wird die Methode gezeigt, wie man extrazelluläre elektrophysiologische Signale gleichzeitig von mehreren Standorten eines gegebenen Netzwerks unter Verwendung des Beispiels des hyperdirektigen Cortico-Basal-Ganglienpfades aufzeichnet, der das M1 mit dem STN und SNr in Nagetieren verbindet. Ein kritischer Schritt bei der Aufzeichnung kleiner subkortikaler Strukturen wie der STN ist die präzise geführte Insertion der Aufzeichnungselektroden in das Target. In der v...

Die jüngsten kumulativen Evidenz bei verschiedenen neuropsychiatrischen Erkrankungen wie Parkinson&#39;sche Krankheit (PD) und Schizophrenie deutet stark darauf hin, dass ihre Pathophysiologie auf einer kritischen Dysfunktion von erweiterten neuronalen Kreisen beruht, die oft kortikale und subkortikale Strukturen 1 , 2 , 3 beinhalten . Nach dieser Theorie entstehen die klinischen Manifestationen der Erkrankungen als Folge einer beeinträchtigten Informationsverarbeitungskapazität eines Netzwerkes von Zellen anstelle von einzelnen Zellen oder spezifischen neuronalen Elementen 1 , 2 , 3 . Um das Verständnis dieser komplexen Gruppe neuropsychiatrischer Erkrankungen zu verbessern und neue Behandlungsmöglichkeiten zu finden, ist es notwendig, die neuronale Dynamik jener ungeordneten Netzwerke bei menschlichen Patienten und in Tiermodellen im Detail zu charakterisieren. Eine excellEnt-Methode, um große Netzwerke in lebenden Probanden zu untersuchen, ist mehrfache elektrophysiologische Aufzeichnungen von extrazellulären Potentialen 4 . Mit dieser Methode ist es möglich, lokale Feldpotentiale (LFPs) gleichzeitig zu beurteilen, die in erster Linie die zeitliche Summierung von exzitatorischen und inhibitorischen postsynaptischen Strömen und Multi-Unit-Aktivität (MUA) darstellen, die durch präsynaptische Potentiale erzeugt wird. Die Aufzeichnung von extrazellulären Potentialen hat gegenüber alternativen Methoden, um Netzwerke zu untersuchen, zB funktionelle Magnetresonanztomographie und Calciumbildgebung, weil sie eine höhere zeitliche und räumliche Auflösung bietet und weil sie nicht auf gentechnisch veränderte Organismen angewiesen ist. Allerdings ist die Verwendung von extrazellulären In-vivo- Aufnahmen begrenzt, da es sich um eine invasive Technik handelt, die nicht universell angewendet werden kann. In vivo elektrophysiologische recOrden können sowohl bei wach als auch bei anästhesierten Tieren durchgeführt werden 6 . Beide Methoden werden von spezifischen Vor- und Nachteilen begleitet. Studien in wachen Tieren erlauben die Aufzeichnung von Hirnsignalen während der Durchführung von definierten Verhaltensaufgaben, sind aber anfällig für bewegungsbezogene und andere Artefakte 7 , 8 . Aufzeichnungen in anästhesierten Tieren bieten andererseits die Möglichkeit, LFPs und MUA mit einem Minimum an Artefakten in hoch definierten kortikalen Synchronisationszuständen zu beurteilen, aber die Ergebnisse unterscheiden sich auch in gewissem Maße von dem, was in den wachenden Fächern 9 , 10 , 11 gefunden werden kann . In den letzten Jahren wurde gezeigt, dass die Probenahme von LFPs besonders nützlich ist, um pathologische Veränderungen der Netzwerkaktivität abzugrenzen. Ein prominentes Beispiel dafür ist die Erforschung der Pathophysiologie der PD bei menschlichen PatientenS und Tiermodelle der Krankheit, wo es gezeigt werden konnte, dass erhöhte Beta-Oszillationen in der Cortico-Basal-Ganglien-Schleife mit Parkinson-Motorsymptomen 12 , 13 verknüpft sind. Als Konsequenz dieser Forschungsrichtung wird derzeit untersucht, ob Beta-Oszillationen als Online-Feedback-Biomarker für geschlossene tiefe Hirnstimulation 14 , 15 verwendet werden könnten. In der vorliegenden Studie wird eine detaillierte Beschreibung der akuten mehrstufigen in vivo elektrophysiologischen Aufzeichnungen von LFPs und MUA bei Ratten, die mit Urethan betäubt sind, bereitgestellt. Es wird gezeigt, wie ein komplettes Netzwerk, wie der hyperdirekte Cortico-Basalganglienweg, elektrophysiologisch mit Standard- und kundenspezifischen Elektroden charakterisiert werden kann und wie diese Elektroden aufgebaut werden können. Es wird besonders hervorgehoben, wie eine präzise Ausrichtung von Basalganglienkernen durch Co erreicht werden kannMbining stereotaktische Chirurgie zusammen mit der Online-Registrierung von MUAs.

<table><tbody><tr><td>Ag/AgCl custom epidural electrodes</td><td>Goodfellow GmbH&lt;br/&gt; D-61213 Bad Nauheim, Germany&lt;br/&gt; info@goodfellow.com</td><td>Product-ID AG005127 for 99.99% silver wire</td><td>Ag/AgCl electrodes will allow for better signal quality, but may only be used in acute experiments. Possible replacement: Stainless steel electrodes</td></tr><tr><td>Stereotaxic holder with acrylic block</td><td>David Kopf Instruments,&lt;br/&gt; 7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA</td><td>Product ID Model 1770 Standard Electrode Holder</td><td>Make sure the acrylic block has recesses which suit the electrode setup for the desired target. Acrylic blocks can easily be modified with a file to obtain the desired configuration. Possible replacement: Self-constructed electrode holders</td></tr><tr><td>Tungsten microwire electrodes 1.5 M&amp;Omega; impedance</td><td>Microprobes.com&lt;br/&gt; 18247-D Flower Hill Way&amp;nbsp; Gaithersburg, Maryland, 20879 USA</td><td>Product-ID WE3ST31.5A5-250um</td><td>The 1.5 M&amp;Omega; is necessary to record MUA and LFP at the same time. Possible replacement: Microelectrodes of different materials can be used. The electrodes have to be straight, robust and as thin as possible.</td></tr><tr><td>Rat alignment tool</td><td>David Kopf Instruments,&lt;br/&gt; 7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA</td><td>Product ID Model 944 Rat Alignment Tool</td><td>Allows the exact orientation of the brain to match stereotaxic atlases. Possible replacement: Stereotaxic holder with a cannula</td></tr><tr><td>Two-component dental acrylic</td><td>Associated Dental Products Ltd.&lt;br/&gt; Kemdent Works, Purton, Swindon&lt;br/&gt; Wiltshire, SN5 4HT, United Kingdom</td><td>Simplex Rapid Powder Clear 225g, Product code: ACR803; Simplex Rapid Liquid 150ml, Product code: ACR920</td><td>Depending in the electrodes used, superglue might be an easy alternative, if the electrodes are small and lightweight. Possible replacement: Superglue (Cyanacrylate-based)</td></tr><tr><td>Faraday cage</td><td>Self-construction</td><td></td><td>A proper Faraday cage will be the best protection from electromagnetic artifacts, but everything which can be formed into a box shape or applied to a frame and is made of conductive material may help. Possible replacement: Aluminum foil or copper mesh</td></tr><tr><td>Electrophysiological setup with recording software and online spike-sorting capabilities</td><td>OmniPlex&lt;sup&gt;&amp;reg;&lt;/sup&gt; Neural Data Acquisition System&lt;br/&gt; Plexon Inc&lt;br/&gt; 6500 Greenville Avenue, Suite 700&lt;br/&gt; Dallas, Texas 75206&lt;br/&gt; USA</td><td></td><td>Offline sorting software is a potential alternative, multiple scripts and softwares can be found for free in the open source community.</td></tr></tbody></table>

acute in vivo electrophysiological recordings of local field potentials and multi-unit activity from the hyperdirect pathway in anesthetized rats

Konvergente Beweise zeigen, dass viele neuropsychiatrische Erkrankungen als Störungen von großräumigen neuronalen Netzwerken verstanden werden sollten. Um die pathophysiologische Grundlagen dieser Erkrankungen besser zu verstehen, ist es notwendig, genau zu charakterisieren, in welcher Weise die Verarbeitung von Informationen zwischen den verschiedenen neuronalen Teilen der Schaltung gestört wird. Unter Verwendung von extrazellulären in vivo elektrophysiologischen Aufnahmen ist es möglich, die neuronale Aktivität innerhalb eines neuronalen Netzwerks genau abzugrenzen. Die Anwendung dieses Verfahrens hat gegenüber alternativen Techniken, zB funktionelle Magnetresonanztomographie und Calciumabbildung, mehrere Vorteile, da es eine einzigartige zeitliche und räumliche Auflösung ermöglicht und sich nicht auf gentechnisch veränderte Organismen stützt. Allerdings ist die Verwendung von extrazellulären In-vivo- Aufnahmen begrenzt, da es sich um eine invasive Technik handelt, die nicht universell angewendet werden kann. In diesem Artikel wird eine einfache und einfach zu bedienende Methode dargestelltMit denen es möglich ist, gleichzeitig extrazelluläre Potentiale wie lokale Feldpotentiale und Multifunktionsaktivitäten an mehreren Standorten eines Netzwerks aufzuzeichnen. Es wird detailliert, wie eine präzise Ausrichtung von subkortikalen Kernen durch eine Kombination von stereotaktischer Chirurgie und Online-Analyse von Multi-Unit-Aufnahmen erreicht werden kann. So wird gezeigt, wie ein komplettes Netzwerk wie die hyperdirekte Cortico-Basal-Ganglienschleife in anästhesierten Tieren in vivo untersucht werden kann .

Mit den hierin verwendeten Aufzeichnungselektroden ist es möglich, LFPs aus dem primären motorischen Kortex, dem subthalamischen Kern und den substantia nigra pars reticulata und MUA aus dem STN und SNr zu probieren. Anfänglich werden LFPs und Multi-Unit-Aktivitäten zusammen in einem Breitband-Signal aufgezeichnet. Danach werden LFPs und MUAs durch Bandpassfilter (0,05-250 Hz für LFPs und 300-4000 Hz für MUA) getrennt. F...

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Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

In dieser Studie wird die Methodik vorgestellt, wie man mehrfache in vivo elektrophysiologische Aufnahmen aus dem hyperdirekten Weg unter Urethananästhesie durchführt.

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

acute-vivo-electrophysiological-recordings-local-field-potentials

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

15.5K Aufrufe.  Charité University Medicine Berlin.  In dieser Studie wird die Methodik vorgestellt, wie man mehrfache in vivo elektrophysiologische Aufnahmen aus dem hyperdirekten Weg unter Urethananästhesie durchführt. 

Serie: Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

Ein kabelloses, bidirektionale Schnittstelle für In Vivo Aufnahme und Stimulation der neuronalen Aktivität in Ratten frei Verhalten

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

Forschung

Verhalten

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials and Electrocorticograms in Response to Nociceptive Laser Stimuli from Freely Moving Rats

Electrocortical responses, elicited by laser heat pulses that selectively activate nociceptive free nerve endings, are widely used in many animal and human studies to investigate the cortical processing of nociceptive information. These laser-evoked brain potentials (LEPs) consist of several transient responses that are time-locked to the onset of laser stimuli. However, the functional properties of the LEP responses are still largely unknown, due to the lack of a sampling technique that can simultaneously record neural activities at the surface of the cortex (i.e., electrocorticogram [ECoG] and scalp electroencephalogram [scalp EEG]) and inside the brain (i.e., local field potential [LFP]). To address this issue, we present here an animal protocol using freely moving rats. This protocol is composed of three main procedures: (1) animal preparation and surgical procedures, (2) a simultaneous recording of ECoG and LFP in response to nociceptive laser stimuli, and (3) data analysis and feature extraction. Specifically, with the help of a 3D-printed protective shell, both ECoG and LFP electrodes implanted on the rat&#39;s skull were securely held together. During data collection, laser pulses were delivered on the rat&#39;s forepaws through gaps in the bottom of the chamber when the animal was in spontaneous stillness. Ongoing white noise was played to avoid the activation of the auditory system by the laser-generated ultrasounds. As a consequence, only nociceptive responses were selectively recorded. Using the standard analytical procedures (e.g., band-pass filtering, epoch extraction, and baseline correction) to extract stimulus-related brain responses, we obtained results showing that LEPs with a high signal-to-noise ratio were simultaneously recorded from ECoG and LFP electrodes. This methodology makes the simultaneous recording of ECoG and LFP activities possible, which provides a bridge of electrocortical signals at the mesoscopic and macroscopic levels, thereby facilitating the investigation of nociceptive information processing in the brain.

We developed a technique that simultaneously records both electrocorticography and local field potentials in response to nociceptive laser stimuli from freely moving rats. This technique helps establish a direct relationship of electrocortical signals at the mesoscopic and macroscopic levels, which facilitates the investigation of nociceptive information processing in the brain.

Gleichzeitige Aufnahmen von kortikalen lokales Feld Potentialen und Electrocorticograms in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten

Electrocortical responses, elicited by laser heat pulses that selectively activate nociceptive free nerve endings, are widely used in many animal and ...

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In particular, endogenously-generated network activity, which strongly varies as a function of the state of vigilance, significantly modulates neuronal computation. To investigate how different spontaneous cerebral dynamics impact single neurons&#39; integrative properties, we developed a new experimental strategy in the rat consisting in suppressing in vivo all cerebral activity by means of a systemic injection of a high dose of sodium pentobarbital. Cortical activities, continuously monitored by combined electrocorticogram (ECoG) and intracellular recordings are progressively slowed down, leading to a steady isoelectric profile. This extreme brain state, putting the rat into a deep comatose, was carefully monitored by measuring the physiological constants of the animal throughout the experiments. Intracellular recordings allowed us to characterize and compare the integrative properties of the same neuron embedded into physiologically relevant cortical dynamics, such as those encountered in the sleep-wake cycle, and when the brain was fully silent.

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

This procedure performs long-lasting in vivo intracellular recordings from single neurons during physiologically relevant cerebral states and after complete abolition of ongoing electrical activities, resulting in an isoelectric brain state. The physiological constants of the animal are carefully monitored during the transition to the artificial comatose condition.

Induktion einer Isoelektrischer Gehirn Staat die Auswirkungen der Endogene synaptische Aktivität auf neuronaler Erregbarkeit zur Untersuchung<em&gt; In Vivo</em

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In ...

Neurowissenschaften

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Concurrent Recording of Co-localized Electroencephalography and Local Field Potential in Rodent

Although electroencephalography (EEG) is widely used as a non-invasive technique for recording neural activities of the brain, our understanding of the neurogenesis of EEG is still very limited. Local field potentials (LFPs) recorded via a multi-laminar microelectrode can provide a more detailed account of simultaneous neural activity across different cortical layers in the neocortex, but the technique is invasive. Combining EEG and LFP measurements in a pre-clinical model can greatly enhance understanding of the neural mechanisms involved in the generation of EEG signals, and facilitate the derivation of a more realistic and biologically accurate mathematical model of EEG. A simple procedure for acquiring concurrent and co-localized EEG and multi-laminar LFP signals in the anesthetized rodent is presented here. We also investigated whether EEG signals were significantly affected by a burr hole drilled in the skull for the insertion of a microelectrode. Our results suggest that the burr hole has a negligible impact on EEG recordings.

This protocol describes a simple method for concurrent recording of co-localized electroencephalography (EEG) and multi-laminar local field potential in an anesthetized rat. A burr hole drilled in the skull for the insertion of a microelectrode is shown to produce negligible distortion of the EEG signal.

Gleichzeitige Aufnahme von Co lokalisierte Elektroenzephalographie und lokales Feld Potential in Nagetier

Although electroencephalography (EEG) is widely used as a non-invasive technique for recording neural activities of the brain, our understanding of the ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Bau eine verbesserte Multi-Tuberkuloseinfektion Hyperdrive für groß angelegte neuronalen Aufnahme in Ratten Verhalten

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) is a promising approach when pharmacological treatment fails or neurosurgery is not recommended. Acute brain slices coupled to microelectrode arrays (MEAs) represent a valuable tool to study neuronal network interactions and their modulation by electrical stimulation. As compared to conventional extracellular recording techniques, they provide the added advantages of a greater number of observation points and a known inter-electrode distance, which allow studying the propagation path and speed of electrophysiological signals. However, tissue oxygenation may be greatly impaired during MEA recording, requiring a high perfusion rate, which comes at the cost of decreased signal-to-noise ratio and higher oscillations in the experimental temperature. Electrical stimulation further stresses the brain tissue, making it difficult to pursue prolonged recording/stimulation epochs. Moreover, electrical modulation of brain slice activity needs to target specific structures/pathways within the brain slice, requiring that electrode mapping be easily and quickly performed live during the experiment. Here, we illustrate how to perform the recording and electrical modulation of 4-aminopyridine (4AP)-induced epileptiform activity in rodent brain slices using planar MEAs. We show that the brain tissue obtained from mice outperforms rat brain tissue and is thus better suited for MEA experiments. This protocol guarantees the generation and maintenance of a stable epileptiform pattern that faithfully reproduces the electrophysiological features observed with conventional field potential recording, persists for several hours, and outlasts sustained electrical stimulation for prolonged epochs. Tissue viability throughout the experiment is achieved thanks to the use of a small-volume custom recording chamber allowing for laminar flow and quick solution exchange even at low (1 mL/min) perfusion rates. Quick MEA mapping for real-time monitoring and selection of stimulating electrodes is performed by a custom graphic user interface (GUI).

We illustrate how to perform recording and electrical modulation of 4-aminopyridine-induced epileptiform activity in rodent brain slices using microelectrode arrays. A custom recording chamber maintains tissue viability throughout prolonged experimental sessions. Live electrode mapping and selection of stimulating pairs are performed by a custom graphical user interface.

Aufnahme und Modulation der Epileptiformen Aktivität in Nagetier Gehirnscheiben gekoppelt mit Mikroelektrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

<meta charset="utf8"></head><body>Abgewinkelte Silizium-Multielektroden-Aufzeichnungen für tiefe Hirnstammstrukturen bei Mäusen

Acute Single-Unit Multi-Electrode Recordings from the Brainstem of Head-Fixed Mice

Silicon multielectrode-based recordings are increasingly popular for studying neuronal activity at the temporal resolution of action potentials in many brain regions. However, recording neuronal activity from deep caudal structures like the brainstem using multi-channel probes remains challenging. A significant concern is finding a trajectory for probe insertion that avoids large blood vessels, such as the superior sagittal venous sinus and the transverse venous sinus. Injuring these large veins can cause extensive bleeding, damage to the underlying brain tissue, and potentially death. This approach describes targeting brainstem structures by coupling anterior coordinates with an angled approach, allowing the recording probe to penetrate the brain below high-risk vascular structures. Compared to a strictly vertical approach, the angled approach maximizes the number of brain regions that can be targeted. Using this strategy, the ventrolateral periaqueductal gray (vlPAG), a brainstem region associated with REM sleep, can be reproducibly and reliably accessed to obtain single-unit, multi-electrode recordings in head-fixed mice before and during sevoflurane anesthesia. The ability to record neuronal activity in the vlPAG and surrounding nuclei with high temporal resolution is a step forward in advancing the understanding of the relationship between REM sleep and anesthesia.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Untersuchung anästhesieinduzierter Schlafwege und neuronaler Erregbarkeit bei Mäusen

This protocol describes a method to obtain in vivo, high-density single-neuron recordings from the brainstem of head-fixed mice. This approach is deployed to measure the action potential firing of neurons in the ventrolateral periaqueductal gray - a brainstem region inactive during Rapid Eye Movement (REM) sleep - before and during general anesthesia.

Akute Einzel-Multi-Elektroden-Ableitungen aus dem Hirnstamm von Mäusen mit fixiertem Kopf

Silicon multielectrode-based recordings are increasingly popular for studying neuronal activity at the temporal resolution of action potentials in many ...

Akut

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Ein kabelloses, bidirektionale Schnittstelle für In Vivo Aufnahme und Stimulation der neuronalen Aktivität in Ratten frei Verhalten

Gleichzeitige Aufnahmen von kortikalen lokales Feld Potentialen und Electrocorticograms in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten

Induktion einer Isoelektrischer Gehirn Staat die Auswirkungen der Endogene synaptische Aktivität auf neuronaler Erregbarkeit zur Untersuchung

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

Gleichzeitige Aufnahme von Co lokalisierte Elektroenzephalographie und lokales Feld Potential in Nagetier

Bau eine verbesserte Multi-Tuberkuloseinfektion Hyperdrive für groß angelegte neuronalen Aufnahme in Ratten Verhalten

Aufnahme und Modulation der Epileptiformen Aktivität in Nagetier Gehirnscheiben gekoppelt mit Mikroelektrode Arrays

Akute Einzel-Multi-Elektroden-Ableitungen aus dem Hirnstamm von Mäusen mit fixiertem Kopf

Akute Einzel-Multi-Elektroden-Ableitungen aus dem Hirnstamm von Mäusen mit fixiertem Kopf

Akute Einzel-Multi-Elektroden-Ableitungen aus dem Hirnstamm von Mäusen mit fixiertem Kopf