우리 연구에 자금을 지원 한 Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), KFO 247에 감사드립니다.

실험 절차는 독일 동물 복지 법 (2014 년 마지막 개정) 및 유럽 규정 (2010 / 63 / EU)에 따라 수행되었습니다. 실험은 지역 동물 복지 당국 (LaGeSo, Berlin)의 승인을 얻었으며 지역 부서 및 국제 지침을 준수했습니다. 참고 : 제시된 방법에서는 두 가지 전극 모델을 사용하여 일차 운동 피질 (M1)과 시상 하부 핵 (STN) 및 망막 흑색질 (SNr)을 연결하는 하이퍼 다이렉트 cortico-basal ganglia 경로를 기록합니다. 경막 외 electrocorticogram (ECoG) M1 맞춤형 낮은 임피던스 Ag / AgCl 전극에서 녹음에 사용됩니다. STN 및 SNr의 녹음은 상업적으로 이용 가능한 고 임피던스 텅스텐 전극을 사용하여 수행됩니다. 1. 경막 외 Ag / AgCl 경막 외 전극의 제작 <ol><li> 대략을 가지고 가십시오. 직경 99.99 % 순은 와이어 5cm 길이 스트립r을 200 μm로 줄이고 필요한 경우 코팅을 제거하십시오. </li><li> 팁이 녹을 때까지 팁이있는 와이어 팁을 라이터 또는 촛불의 불꽃 속으로 아래쪽으로 잡습니다. 팁이 볼 형태이고 직경이 약 1 mm가 될 때까지 기다리십시오. 공 모양의 시작 부분에서 와이어 끝까지 총 길이 15 mm로 예비 성형 된 전극을 잘라내십시오. </li><li> 사용 된 전기 생리 학적 녹음 시스템에 맞는 와이어 끝단에 정밀 커넥터를 납땜하십시오. 전도성 실버 바니시로 와이어 끝에서 커넥터까지 납땜 지점을 덮으십시오. 이는 전도도를 높이고 신호 품질을 향상시킵니다. </li><li> 전도성 바니시가 건조 된 후 납땜 지점을 3 mm ~ 1 mm 열수축 튜브로 덮으십시오. 조심스럽게 시계 모양의 해머를 사용하여 공 모양의 팁을 두께의 절반으로 평평하게하십시오. </li><li> 시험 장갑을 끼고 보풀이없는 천을 100 % 에탄올로 닦아서 먼지와 기름을 제거하십시오. </li><li> 전극을 넣으세요.15 mL 원심 분리 관 또는 세포 배양 튜브에 넣고 공 모양의 팁이 완전히 덮일 때까지 가정용 염소 표백제 (주의 : 용매 100 g 당 2.8 g의 차아 염소산 나트륨 함유)로 채 웁니다. 주의 : 염소 표백제는 부식성이 있습니다. 항상 제조업체의 안전 지침을 따르십시오. </li><li> 23 분 후에 전극을 꺼내 증류수로 관대하게 씻어 낸다. 염화은 층의 성공적인 적용은 균질 한 자주색 변화로 나타납니다. </li><li> 공기 중에서 건조하십시오. 완전히 말린 후 미세 핀셋으로 전극을 가져갑니다. 고급 페인트 브러시로 액체 전기 절연체를 바르십시오. 전극 팁 바로 뒤에있는 와이어에서 시작하여 열 수축 튜브까지 모든 것을 덮으십시오. 단열재를 최소 2 시간 동안 건조시킵니다. </li><li> 품질 관리를 위해 멀티 미터로 전기 전도도를 점검하십시오. 가능한 경우 적절한 임피던스 미터를 사용하여 1kHz에서 임피던스 테스트를 수행하고 전극과 테스트프로브는 서로 접촉하지 않고 H2O 용액을 함유하는 0.9 % NaCl에 함께 넣는다. 1kHz에서의 임피던스 값은 약 8kΩ이어야합니다. </li></ol> 2. 전극 고정 장치 홀더에 전극 고정 참고 : MUA와 LFP를 동시에 기록하려면 임피던스가 1.5 MΩ 인 텅스텐 마이크로 와이어 전극을 사용하십시오. 레코딩의 초점이 단일 유닛의 고음질 레코딩 인 경우 임피던스 (&gt; 5 MΩ)가 더 높은 마이크로 와이어 전극을 선택하십시오. 연구 목적이 LFP에서만 이루어지는 경우, 더 낮은 임피던스를 갖는 전극을 수용 할 수 있습니다. dorsoventral stereotaxic 조정이 종종 필요한 작은 구조의 경우 적절한 dorsoventral tip separation (이 경우 250 μm)이있는 전극 쌍을 사용하십시오. 또한, 필요하다면 더 많은 로컬 기준 전극의 이점을 제공합니다. stereotaxic 좌표는 항상 최하위 전극에서 측정되고브레 그마를 참조하여 계산됩니다. <ol><li> 아크릴 블록과 클램프로 표준 stereotaxic 전극 홀더를 가져 와서 수술 현미경의 시야에서 평평한 표면에 안전하게 놓습니다. </li><li> 핀셋을 사용하여 접착 테이프 조각 (3mm x 8mm)으로 홀더의 아크릴 블록에 첫 번째 전극 쌍을 느슨하게 고정합니다. 전극은 아크릴 블록을 돌출시켜야합니다. 12 mm. </li><li> 조심스럽게 두 번째 바이폴라 전극을 첫 번째 전극 옆에 고정하십시오. 하이퍼 다이렉트 경로의 구조를 표적으로 할 때 거리는 2mm가되어야합니다 ( 그림 1 ). 대부분의 표준 stereotaxic 전극 홀더 들어, 이것은 인접한 홈입니다. 확인하려면 캘리퍼 게이지를 사용하십시오. 다른 네트워크에도 같은 방식으로 접근 할 수 있습니다. 이를 위해 아크릴 블록이 어느 정도 돌릴 수 있습니다. </li><li> 대부분의 복부 팁이 약 200 인 위치로 조심스럽게 밀어서 두 번째 전극 쌍을 조정하십시오( 그림 1 )에 비해 오목하게 들어가있다. 현미경으로 시력 검사를하십시오. 이를 위해 30G 캐뉼라 (외경 300μm)를 사용하여 거리를 더 정확하게 측정하십시오. </li><li> 접착 테이프를 누른 다음 홀더의 금속 클램프로 고정하십시오. </li></ol> 3. 수술 <ol><li> 전기 생리 학적 기록을 위해 마취에 우레탄 (CAUTION)을 사용하십시오. 주의 : 우레탄은 독성 및 발암 성이므로 항상 물질 제조업체가 제공 한 안전 규정 및 데이터 시트를 준수하십시오. </li><li> 0.9 % NaCl 의료 식염수에 200 mg / mL 우레탄 용액을 준비합니다. </li><li> 1.3 g / kg 체중 우레탄을 복강 내 (IP)로 투여하십시오. 쥐의 종류에 따라 마취의 안전성을 높이기 위해 주사 간격을 15 분 간격으로 2 회 복용량으로 나누는 것이 합리적 일 수 있습니다. </li><li> p를 사용하여 마취 깊이를 확인하십시오.(edal-withdrawal) 반사 및 다른 적절한 반사 (reflexes)를 포함한다. 마취가 수술을 수행하기에 충분히 깊지 않은 경우 0.15 g / kg bodyweight의 우레탄 IP를 주입하고 15 분 더 기다리십시오. </li><li> 각막 탈수를 예방하기 위해 안 연고를 바르십시오. </li><li> 마취 중 호흡 수 및 페달 철수 반사를 지속적으로 모니터링합니다. 생리 학적 체온이 수술 전반에 걸쳐 유지되도록 온도 조절 장치가있는 작은 동물 가열 패드를 사용하십시오. 전기 생리 학적 기록을 시작하기 전에 비 전기적인 대안 ( 예 : 아세트산 나트륨 헤드 패드)으로 변경하십시오. </li><li> 깨끗한 수술 분야를 달성하기 위해 머리의 지느러미면과 함께 털을 면도하십시오. 적절한 수술 소독제로 절개 부위 주위를 소독하십시오. stereotactic 프레임에 동물을 해결. </li><li> 메스로 2cm 길이의 두피를 시상면 방향으로 절개하십시오. 메스를 사용하여 두개골의 무력증을 약간 없애고 두개골을 소독하십시오. 공동 사용tton 봉오리는 남아있는 조직을 제거하기 위해 3 % H 2 O 2 에 담갔다. </li><li> 필요하다면 전기 카 커나 열 경화기를 사용하여 출혈을 조절하십시오. 출혈이 1-2 분 후에 자발적으로 멈추지 않고 두개골에 시력을 방해하는 경우 두개골 뼈와 피하에서 출혈을 멈춥니다. </li><li> 머리가 편평한 해골 위치에 위치 할 때까지 절치 막대를 조절하십시오. 이는 stereotaxic 기준점 인 bregma와 lambda가 같은 평면에 있음을 의미합니다. 이것은 높은 수술 정밀도를 달성하는 데 가장 중요합니다. 표준 stereotaxic 쥐 정렬 도구를 사용하여, 현미경 비전 아래 bregma에 지정된 팁을 보정하고 공구에 bregma과 람다에 대한 지정된 지점이 동시에 두개골을 만질 때까지 절치 막대를 조정합니다. 참고 : 다른 쪽에서 집중된 빛이있는 한쪽면의 뷰는이 상태를 결정하는 데 도움이 될 수 있습니다. 또는 정교한 캐 뉼러로 stereotaxic 홀더를 가져 와서 Bregma a의 dorsoventral 좌표를 측정하십시오.현미경으로 시야를 확보 한 람다. 브레 마지마와 람다의 외음부 좌표가 같아 질 때까지 절치 막대를 조절하십시오. </li><li> 캐 뉼러가있는 stereotaxic holder를 사용하고 bregma를 교정 한 다음 두개골에있는 모든 drill hole의 위치를 ​​계산하십시오. stereotaxic 홀더를 사용하여 조심스럽게 두개골을 긁거나 수술 컬러 마커를 사용하여 구멍을 뚫는 구멍의 위치를 ​​표시하십시오. 이것에 대한 좌표는 표적에 따라 다르며, bregma에 대한 좌표는 소뇌 기준 전극에 대해 제안 된 좌표를 포함하여 표 1 의 hyperdirect 경로에 대해 제공됩니다. </li><li> 마이크로 드릴을 사용하여 모든 구멍을 조심스럽게 뚫습니다. STN 및 SNr의 경우 일반적인 구멍 (약 2mm x 3mm 크기)을 뚫습니다. 다른 모든 드릴 구멍은 ​​약 1mm의 직경을 가져야합니다. </li><li> 2 개의 정밀한 캐 뉼러 (적어도 27G)를 가져 가며 단단한 표면 또는 핀셋을 사용하여 구부려 진 모양을 만들기 위해 팁을 구부립니다. 이들을 사용하여 debri을 제거하십시오.s를 드릴 구멍에서 빼내고 일반적인 STN / SNr 구멍에서 경질 물질을 조심스럽게 자르고 제거하십시오. </li><li> 생리 식염수로 드릴 구멍을 플러시하십시오. 두뇌와 두라의 건조를 방지하기 위해 15 분마다 한 방울의 생리 식염수를 드릴 구멍에 바르십시오. </li><li> 미세 드릴과 일치하는 스테인레스 강 마이크로 나사 ( 예 : M 1.2 mm x 2 mm 나사)를 가지고 소뇌 위의 경막 외 전극의 드릴 구멍 사이에있는 마이크로 나사에 구멍과 나사를 뚫습니다. M1 경막 외 전극. </li><li> 자기 조립 Ag / AgCl 경막 외 전극을 참조 전극과 M1 전극의 드릴 구멍으로 밀어 넣습니다. 정밀한 핀셋으로 전극 팁을 가이드하고 두개골 뼈 바로 아래를 드릴 구멍으로 밀어 넣으십시오. </li><li> 모든 경막 외 전극을 2 성분 치과 용 아크릴로 고정하십시오. bregma 포인트를 덮거나 일반적인 STN / SNr 구멍에 영향을 미치지 않도록하십시오. </li><li> 텅스텐 마이크로 와이어 electrod와 준비 홀더를 삽입es를 stereotaxic 틀에 넣는다. </li><li> STN을 대상으로하는 대부분의 복부 전극을 브레 그마에게 교정하십시오. 일반적인 STN / SNr 구멍 위의 계산 된 위치로 조정하고 현미경으로 뇌 아래로 전극을 낮추십시오. 텅스텐 마이크로 와이어 전극이 뇌 내부로 부드럽게 들어가는 지 확인하십시오. </li></ol> 4. 전기 생리 학적 매핑과 녹음 참고 :이 단계에서는 온라인 필터링 및 온라인 스파이크 정렬이 가능한 레코딩 소프트웨어가있는 패러데이 케이지 및 다중 채널 전기 생리 학적 레코딩 시스템이 필요합니다. 바람직하게는 전기적 잡음과 아티팩트를 절대 최소로 유지하기 위해 동물의 머리 근처에 위치한 전치 증폭기와 함께 작동하는 시스템을 사용하십시오. 텅스텐 마이크로 와이어 전극 외에도, 적어도 하나의 경막 외 전극 및 하나의 기준 전극이 하이퍼 다이렉트 경로의 기록을 수행하는 데 필요하다. 그것은 경막 외 및 참조를 삽입하는 것이 좋습니다e 전극을 서로 접촉하지 않고 쌍으로 연결하면 오작동이 발생했을 때 도움이되며 데이터 분석에서 다양한 유형의 참조가 가능합니다. <ol><li> stereotaxic 프레임 위에 모바일 패러데이 케이지를 넣어. 고정식 패러데이 케이지 만 사용할 수있는 경우 조심스럽게 stereotaxic 프레임을 패러데이 케이지로 옮기고 뇌의 깊은 전극을 뇌에 넣지 말고 stereotaxic frame이 최종 위치에 올 때까지 확인하십시오. </li><li> Electysiological 설정의 headstage에 전극을 연결합니다. 참조 전극이 적절한 참조 채널에 연결되어 있는지 확인하십시오. </li><li> 레코딩 소프트웨어 설정 : 밴드 패스 필터 (0.05-8,000 Hz) 및 원시 데이터 신호 증폭 (1,500-2,000 배 이득). 적절한 설정 (LFP의 경우 대역 통과 필터 0.05-250 Hz, MUA의 경우 대역 통과 필터 300-8,000 Hz)과 함께 온라인 LFP 및 스파이크 필터를 사용하십시오. 모든 필터에는 버터 워스 필터를 사용하십시오. </li><li> 해당되는 경우 onlin에 대해 스파이크 임계 값을 설정합니다.전자 스파이크 정렬. 대부분의 레코딩 소프트웨어는 신호가 소프트웨어에 의해 스파이크로 표시되는 진폭 값인 스파이크 임계 값을 설정할 수 있습니다. 이 임계 값은 필터링 된 스파이크 신호의 평균 진폭의 인자 또는 표준 편차로서 수학적으로 결정될 수 있거나, 바람직하게는 &lt;500ms의 데이터 세그먼트의 육안 검사에 의해 결정될 수 있고 그래픽의 신호 노이즈 위의 라인으로 설정 될 수있다 사용자 인터페이스. 참고 : 스파이크 임계 값 설정의 의도는 스파이크 및 정렬 단위를 계산하여 현재 얼마나 많은 뉴런이 기록되고 스파이크가 어떻게 형성되는지에 대한 정보를 제공하는 것입니다. </li><li> 천천히 텅스텐 마이크로 와이어 전극을 대상의 1 mm 지느러미까지 내립니다.이 전극은 하이퍼 다이 렉션 경로의 STN입니다. 필요한 경우 신호가 안정 될 때까지 기다리십시오. </li><li> 전기 생리 학적 매핑을 위해 전극을 100 μm 간격으로 전진시킵니다. 각 단계에서 점화 패턴을 평가하여 r먹고 스파이크의 모양. 그림 2 의 전형적인 예와 비교하십시오. 일반적으로 밀도가 높은 핵은 몇 가지 dorsoventral 단계에 걸쳐 빠르고 연속적으로 스파이크를하는 반면, 섬유가 풍부한 구조는 후속 복부 단계에서 낮은 발사 속도와 동질적인 스파이크 활동을 나타냅니다. </li><li> 하이퍼 다이렉트 경로의 경우, 대부분의 복부 전극이 STN 내부에 있는지 확인하십시오. 참고 : MUA의 상당한 증가가 Zona incerta의 복부에서 감지되면 STN에 도달합니다. STN에 이르기까지 전극이 내부 캡슐에 도달했기 때문에 스파이크가 거의 완전히 멈 춥니 다. 대부분의 복부 전극이 STN에있을 때, 텅스텐 미세 전극의 구성은 후부의 두 번째 전극이 SNr에 있음을 보장합니다. STN과 SNr에서 일반적인 MUA를 동시에 기록하려면 미세 조정을 조금씩 늘려야합니다. MUA의 빈도는 실제로 기록 된 뉴런 수와 뇌 수준활성화. </li><li> 일단 전극이 원하는 구조에 있으면 온라인 필터링 및 스파이크 정렬 ( 그림 4 참조)을 설정 한 다음 데이터 기록을 시작하십시오. LFP 녹음에서 식별 할 수있는 다양한 피질 동기화 상태에 대한 일반적인 예가 그림 3에 나와 있습니다. </li></ol> 5. 실험 종료 <ol><li> 녹음이 끝나면 천천히 뇌에서 전극을 들어 올려 생리 식염수로 순간적으로 씻어 낸다. 전극은 철저한 세척과 육안 검사 후에 재사용 할 수 있습니다. 방전 전극을 배출하십시오. </li><li> 과량의 우레탄 (2.5g / kg bodyweight)을 IP로 주사하여 동물을 안락사시킵니다. 참고 : 우레탄은 최종 절차에만 사용해야합니다. </li><li> 전극 위치 또는 다른 조직 학적 염색 절차의 조직 학적 검증이 필요한 경우, 두개골에서 뇌를 제거하고조직을 적절하게. 참고 : 의도 염색 방법에 따라 심근 관류가 필요할 수 있습니다. 전극 위치의 사후 검증을 위해 표준 Nissl 염색법이 대부분의 경우에 예를 들어 코로나 뇌 절편에서 전극 궤적을 시각화하는데 충분합니다. 조직 학적 표적 검증을 용이하게하기위한 다른 접근법으로는 기록 전극을 통해 전류를인가하거나 전극 삽입 전에 생체 적합 염료를 적용하여 뇌 조직에 전기 유도 된 병변을 사용하는 방법이있다. </li></ol>

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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+efficacy+of+the+6-hydroxydopamine+lesion+of+the+median+forebrain+bundle+in+small+rats,+by+modification+of+the+stereotaxic+coordinates.">Increased efficacy of the 6-hydroxydopamine lesion of the median forebrain bundle in small rats, by modification of the stereotaxic coordinates.</a> J Neurosci Methods. 200 (1), 29-35 (2011).</li><li>Hadar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rats+overexpressing+the+dopamine+transporter+display+behavioral+and+neurobiological+abnormalities+with+relevance+to+repetitive+disorders.">Rats overexpressing the dopamine transporter display behavioral and neurobiological abnormalities with relevance to repetitive disorders.</a> Sci Rep. 6, 39145 (2016).</li><li>Parr-Brownlie, L. C., Poloskey, S. L., Bergstrom, D. A., Walters, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parafascicular+thalamic+nucleus+activity+in+a+rat+model+of+Parkinson's+disease.">Parafascicular thalamic nucleus activity in a rat model of Parkinson's disease.</a> Exp Neurol. 217 (2), 269-281 (2009).</li><li>Steriade, M., Nunez, A., Amzica, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+slow+(&lt;+1+Hz)+oscillation+of+neocortical+neurons+in+vivo:+depolarizing+and+hyperpolarizing+components.">A novel slow (&lt; 1 Hz) oscillation of neocortical neurons in vivo: depolarizing and hyperpolarizing components.</a> J Neurosci. 13 (8), 3252-3265 (1993).</li><li>Maggi, C. A., Meli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suitability+of+urethane+anesthesia+for+physiopharmacological+investigations+in+various+systems.+Part+1:+General+considerations.">Suitability of urethane anesthesia for physiopharmacological investigations in various systems. Part 1: General considerations.</a> Experientia. 42 (2), 109-114 (1986).</li><li>Goldberg, J. A., Kats, S. S., Jaeger, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Globus+pallidus+discharge+is+coincident+with+striatal+activity+during+global+slow+wave+activity+in+the+rat.">Globus pallidus discharge is coincident with striatal activity during global slow wave activity in the rat.</a> J Neurosci. 23 (31), 10058-10063 (2003).</li><li>Karain, B., Xu, D., Bellone, J. A., Hartman, R. E., Shi, W. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+globus+pallidus+neurons:+functional+classification+and+effects+of+dopamine+depletion.">Rat globus pallidus neurons: functional classification and effects of dopamine depletion.</a> Synapse. 69 (1), 41-51 (2015).</li><li>Paasonen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+seven+different+anesthesia+protocols+for+nicotine+pharmacologic+magnetic+resonance+imaging+in+rat.">Comparison of seven different anesthesia protocols for nicotine pharmacologic magnetic resonance imaging in rat.</a> Eur Neuropsychopharmacol. 26 (3), 518-531 (2016).</li><li>Mahmud, M., Vassanelli, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Processing+and+Analysis+of+Multichannel+Extracellular+Neuronal+Signals:+State-of-the-Art+and+Challenges.">Processing and Analysis of Multichannel Extracellular Neuronal Signals: State-of-the-Art and Challenges.</a> Front Neurosci. 10, 248 (2016).</li><li>Hadar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+neural+oscillations+and+elevated+dopamine+levels+in+the+reward+pathway+during+alcohol+relapse.">Altered neural oscillations and elevated dopamine levels in the reward pathway during alcohol relapse.</a> Behav Brain Res. 316, 131-135 (2017).</li><li>Voget, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+local+field+potential+activity+and+serotonergic+neurotransmission+are+further+characteristics+of+the+Flinders+sensitive+line+rat+model+of+depression.">Altered local field potential activity and serotonergic neurotransmission are further characteristics of the Flinders sensitive line rat model of depression.</a> Behav Brain Res. 291, 299-305 (2015).</li></ol>

저자는 공개 할 것이 없습니다.

본 연구에서이 방법은 M1과 STN 및 SNR을 설치류에 연결하는 하이퍼 다이렉트 cortico-basal ganglia 경로의 예를 사용하여 주어진 네트워크의 여러 지점에서 동시에 세포 외 전기 생리 학적 신호를 기록하는 방법을 보여줍니다. STN과 같은 작은 피질 하부 구조의 기록에서 중요한 단계는 정확하게 기록 된 전극을 표적 안으로 삽입하는 것입니다. 제시된 방법에서는 두 가지 중요한 단...

파킨슨 병 (PD)과 정신 분열병과 같은 다른 신경 정신 질환에 대한 최근의 누적 증거는 그들의 병태 생리가 대뇌 피질 및 피질 하부 구조 1 , 2 , 3 을 종종 포함하는 확장 된 신경 회로의 중대한 장애에 기초한다는 것을 강하게 시사한다. 이 이론에 따르면, 질병의 임상 증상은 단일 세포 또는 특정 연결 요소 1 , 2 , 3 대신에 세포 네트워크의 정보 처리 능력이 손상되어 발생합니다. 신경 정신병 학 질환의 복잡한 그룹에 대한 이해를 높이고 새로운 치료 옵션을 찾으려면 인간 환자 및 동물 모델에서 이러한 무질서한 네트워크의 연결 동역학을 매우 상세하게 특성화해야합니다. 탁월한생체 내에서 대규모 네트워크를 연구하는 방법은 세포 외 전위의 다중 사이트 전기 생리 학적 기록이다. 이 방법을 사용하여, 흥분성 및 억제 성 postsynaptic 전류의 시간적 합계를 주로 나타내는 국부 전계 전위 (local field potentials, LFPs) 및 시냅스 전 전위 (preynaptic potentials)에 의해 생성 된 다중 단위 활성 (MUA)을 동시에 평가할 수 있습니다. 세포 외 포텐셜의 기록은 기능적 자기 공명 영상 및 칼슘 이미징과 같은 네트워크를 연구하는 다른 방법보다 시간적 공간적 해상도가 더 높고 유 전적으로 조작 된 유기체에 의존하지 않기 때문에 몇 가지 장점이 있습니다 5 . 그러나, 세포 외 생체 내 기록의 사용은 보편적으로 적용될 수없는 침입 기술이기 때문에 제한적이다. 생체 내 전기 생리 학적 연구ordings는 마취 된 동물뿐만 아니라 깨어있는 상태에서 수행 될 수 있습니다. 두 가지 방법 모두 특정 장단점이 있습니다. 깨어있는 동물에 대한 연구는 정의 된 행동 과제를 수행하는 동안 뇌 신호를 기록 할 수는 있지만 운동 관련 및 기타 아티팩트 7,8에 취약합니다. 반면 마취 된 동물의 기록은 고도로 정의 된 피질의 동기화 상태에서 최소한의 인공물로 LFP 및 MUA를 평가할 기회를 제공하지만 결과는 또한 깨어있는 피험자 9 , 10 , 11 에서 발견 할 수있는 것과 어느 정도 다릅니다. 최근에는 LFP 샘플링이 네트워크 활동의 병리학 적 변화를 묘사하는 데 특히 유용하다는 것이 입증되었습니다. 이에 대한 탁월한 예는 인간 환자에서 PD의 병리 생리학에 관한 연구입니다cortico-basal ganglia loop에서의 강화 된 베타 진동이 파킨슨 병 운동 증상과 연관되어 있음을 보여줄 수있는이 질병의 동물 모델 12 , 13 . 이 연구의 결과로, 베타 진동이 폐쇄 루프 심뇌 자극에 대한 온라인 피드백 바이오 마커로 사용될 수 있는지에 대해서는 현재 조사 중이다. 본 연구에서는 우레탄으로 마취 된 쥐에서 LFP 및 MUA의 급성 다중 부위 생체 전기 생리 학적 기록에 대한 상세한 설명이 제공된다. 하이퍼 다이렉트 cortico-basal ganglia pathway와 같은 완전한 네트워크가 표준 및 맞춤 전극을 사용하여 전기 생리 학적으로 특성화 될 수있는 방법과 그 전극을 구축하는 방법을 보여줍니다. 기저핵 신경핵의 정확한 표적화가 공동체에 의해 어떻게 달성 될 수 있는지 특히 강조된다MUA의 온라인 등록과 함께 정위 수술을 마비시킨다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ag/AgCl custom epidural electrodes</td>
			<td>Goodfellow GmbH 
			D-61213 Bad Nauheim, Germany 
			info@goodfellow.com</td>
			<td>Product-ID AG005127 for 99.99% silver wire</td>
			<td>Ag/AgCl electrodes will allow for better signal quality, but may only be used in acute experiments. Possible replacement: Stainless steel electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic holder with acrylic block</td>
			<td>David Kopf Instruments, 
			7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA</td>
			<td>Product ID Model 1770 Standard Electrode Holder</td>
			<td>Make sure the acrylic block has recesses which suit the electrode setup for the desired target. Acrylic blocks can easily be modified with a file to obtain the desired configuration. Possible replacement: Self-constructed electrode holders</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten microwire electrodes 1.5 M&#937; impedance</td>
			<td>Microprobes.com 
			18247-D Flower Hill Way&#160; Gaithersburg, Maryland, 20879 USA</td>
			<td>Product-ID WE3ST31.5A5-250um</td>
			<td>The 1.5 M&#937; is necessary to record MUA and LFP at the same time. Possible replacement: Microelectrodes of different materials can be used. The electrodes have to be straight, robust and as thin as possible.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat alignment tool</td>
			<td>David Kopf Instruments, 
			7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA</td>
			<td>Product ID Model 944 Rat Alignment Tool</td>
			<td>Allows the exact orientation of the brain to match stereotaxic atlases. Possible replacement: Stereotaxic holder with a cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Two-component dental acrylic</td>
			<td>Associated Dental Products Ltd. 
			Kemdent Works, Purton, Swindon 
			Wiltshire, SN5 4HT, United Kingdom</td>
			<td>Simplex Rapid Powder Clear 225g, Product code: ACR803; Simplex Rapid Liquid 150ml, Product code: ACR920</td>
			<td>Depending in the electrodes used, superglue might be an easy alternative, if the electrodes are small and lightweight. Possible replacement: Superglue (Cyanacrylate-based)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Faraday cage</td>
			<td>Self-construction</td>
			<td></td>
			<td>A proper Faraday cage will be the best protection from electromagnetic artifacts, but everything which can be formed into a box shape or applied to a frame and is made of conductive material may help. Possible replacement: Aluminum foil or copper mesh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrophysiological setup with recording software and online spike-sorting capabilities</td>
			<td>OmniPlex&#174; Neural Data Acquisition System 
			Plexon Inc 
			6500 Greenville Avenue, Suite 700 
			Dallas, Texas 75206 
			USA</td>
			<td></td>
			<td>Offline sorting software is a potential alternative, multiple scripts and softwares can be found for free in the open source community.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

acute in vivo electrophysiological recordings of local field potentials and multi-unit activity from the hyperdirect pathway in anesthetized rats

수렴 된 증거는 많은 신경 정신병이 대다수의 신경 네트워크의 장애로 이해되어야 함을 보여줍니다. 이러한 질병의 병태 생리 학적 기초를 더 잘 이해하기 위해서는 회로의 다른 연결 부분간에 정보 처리가 방해되는 방식을 정확하게 특성화해야합니다. 세포 외 생체 전기 기록을 사용하여, 연결 네트워크 내에서의 신경 활동을 정확하게 묘사하는 것이 가능하다. 이 방법의 적용은 기능적 자기 공명 영상 및 칼슘 이미징과 같은 다른 기술보다 몇 가지 장점이 있습니다. 고유 한 시간 및 공간 해상도를 허용하고 유 전적으로 조작 된 유기체에 의존하지 않기 때문입니다. 그러나, 세포 외 생체 내 기록의 사용은 보편적으로 적용될 수없는 침입 기술이기 때문에 제한적이다. 이 기사에서는 간단하고 사용하기 쉬운 방법을 소개합니다.네트워크의 여러 지점에서 로컬 필드 잠재력 및 다중 단위 활동과 같은 세포 외 잠재력을 동시에 기록 할 수 있습니다. 그것은 stereotactic 수술과 multi-unit 녹음의 온라인 분석의 결합을 사용하여 피질 핵의 정확한 타겟팅이 어떻게 이루어질 수 있는지에 대해 자세히 설명합니다. 따라서, hyperdirect cortico-basal ganglia loop와 같은 완전한 네트워크가 in vivo 에서 마취 된 동물 에서 어떻게 연구 될 수 있는지 보여줍니다.

본 명세서에 사용 된 기록 전극을 사용하여, 일차 운동 피질, 시상 하부 핵 및 STN 및 SNr로부터의 흑질질 및 MUA로부터 LFP를 샘플링하는 것이 가능하다. 처음에는 LFP 및 다중 단위 활동이 광대역 신호로 함께 기록됩니다. 그 후, LFP 및 MUA는 대역 통과 필터 (LFP의 경우 0.05-250 Hz 및 MUA의 경우 300-4,000 Hz)로 분리됩니다. 피질 핵, 특히 ...

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Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

심각한<em&gt; In Vivo</em&gt; 마취 된 래트에서의 Hyperdirect 경로로부터의 국소 장 전위 및 다중 단위 활성의 전기 생리 학적 기록

이 연구에서 방법론은 우레탄 마취하에 hyperdirect 통로에서 다중 부위 생체 내 생리 학적 기록을 수행하는 방법에 대해 제시됩니다.

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

acute-vivo-electrophysiological-recordings-local-field-potentials

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

15.5K 조회수.  Charité University Medicine Berlin.  이 연구에서 방법론은 우레탄 마취하에 hyperdirect 통로에서 다중 부위 생체 내 생리 학적 기록을 수행하는 방법에 대해 제시됩니다. 

비디오: Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

의 거대한 섬유 패스에서 Electrophysiological 레코딩 D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

연구

신경과학

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

곤충 Antennal 엽에 가스 크로마토 그래피 - 멀티 유닛 레코딩 (GCMR)를 사용하여 강한 휘발성 물질의 식별

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

급성 Hippocampal 슬라이스에 Synaptically-evoked Astroglial와 Neuronal 응답의 듀얼 Electrophysiological 레코딩

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

메뚜기에 신경 활동을 특성화하기 위해 다중 단위 기록 방법 (<em&gt; Schistocerca 아메리카나</em&gt;) 강한 회로

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with simultaneous intracellular biocytin filling allows a correlated analysis of their structural and functional properties. With this method it is possible to identify and characterize both pre- and postsynaptic neurons by their morphology and electrophysiological response pattern. Paired recordings allow studying the connectivity patterns between these neurons as well as the properties of both chemical and electrical synaptic transmission. Here, we give a step-by-step description of the procedures required to obtain reliable paired recordings together with an optimal recovery of the neuron morphology. We will describe how pairs of neurons connected via chemical synapses or gap junctions are identified in brain slice preparations. We will outline how neurons are reconstructed to obtain their 3D morphology of the dendritic and axonal domain and how synaptic contacts are identified and localized. We will also discuss the caveats and limitations of the paired recording technique, in particular those associated with dendritic and axonal truncations during the preparation of brain slices because these strongly affect connectivity estimates. However, because of the versatility of the paired recording approach it will remain a valuable tool in characterizing different aspects of synaptic transmission at identified neuronal microcircuits in the brain.

Patch-clamp recordings and simultaneous intracellular biocytin filling of synaptically coupled neurons in acute brain slices allow a correlated analysis of their structural and functional properties. The aim of this protocol is to describe the essential technical steps of electrophysiological recording from neuronal microcircuits and their subsequent morphological analysis.

급성 뇌 조각에서 신경 세포의 미세 회로의 전기 생리 및 형태 학적 특성은 페어 패치 클램프 녹음을 사용하여

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

전위도의 동시 녹화 및 마취 된 흰쥐의 비주얼 사건 관련 전위

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

대뇌 피 질의 로컬 필드 전위, 심전도, 치십시오, 그리고 자유롭게 움직이는 쥐에서 리듬 호흡의 동시 녹음

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Quantifying Acute Changes in Renal Sympathetic Nerve Activity in Response to Central Nervous System Manipulations in Anesthetized Rats

Renal sympathetic nerve activity (RSNA) and mean arterial pressure are important parameters in cardiovascular and autonomic research; however, there are limited resources directing scientists in the techniques for measuring and analyzing these variables. This protocol describes the methods for measuring RSNA and mean arterial pressure in anesthetized rats. The protocol also includes the approaches for accessing the brain during RSNA recordings for central nervous system (CNS) manipulations. The RSNA recording technique is compatible with pharmacologic, optogenetic, or electrical stimulation of the CNS. The approach is useful when an investigator will measure short-term (min to h) autonomic responses in non-survival experiments to correlate anatomically with CNS nuclei. The approach is not intended to be used to obtain chronic (survival) recordings of RSNA in rats. Discharges in RSNA, averaged rectified RSNA, and mean arterial pressure can be quantified and analyzed further using parametric statistical tests. Methods for obtaining venous access, recording mean arterial pressure telemetrically, and brain fixation for future histological analysis are also described in the article.

Methods for measuring sympathetic and cardiovascular responses to central nervous system (CNS) manipulations are important for advancing neuroscience. This protocol was developed to assist scientists with measuring and quantifying acute changes in renal sympathetic nerve activity (RSNA) in anesthetized rats (non-survival).

마 취 쥐에서 중앙 신경 조작에 대 한 응답에서 신장 교감 신경 활동에 심각한 변화를 측정

Renal sympathetic nerve activity (RSNA) and mean arterial pressure are important parameters in cardiovascular and autonomic research; however, there are ...

Labeling and Imaging of Amyloid Plaques in Brain Tissue Using the Natural Polyphenol Curcumin

Deposition of amyloid beta protein (A&#946;) in extra- and intracellular spaces is one of the hallmark pathologies of Alzheimer&#39;s disease (AD). Therefore, detection of the presence of A&#946; in AD brain tissue is a valuable tool for developing new treatments to prevent the progression of AD. Several classical amyloid binding dyes, fluorochrome, imaging probes, and A&#946;-specific antibodies have been used to detect A&#946; histochemically in AD brain tissue. Use of these compounds for A&#946; detection is costly and time consuming. However, because of its intense fluorescent activity, high-affinity, and specificity for A&#946;, as well as structural similarities with traditional amyloid binding dyes, curcumin (Cur) is a promising candidate for labeling and imaging of A&#946; plaques in postmortem brain tissue. It is a natural polyphenol from the herb Curcuma longa. In the present study, Cur was used to histochemically label A&#946; plaques from both a genetic mouse model of 5x familial Alzheimer&#39;s disease (5xFAD) and from human AD tissue within a minute. The labeling capability of Cur was compared to conventional amyloid binding dyes, such as thioflavin-S (Thio-S), Congo red (CR), and Fluoro-jade C (FJC), as well as A&#946;-specific antibodies (6E10 and A11). We observed that Cur is the most inexpensive and quickest way to label and image A&#946; plaques when compared to these conventional dyes and is comparable to A&#946;-specific antibodies. In addition, Cur binds with most A&#946; species, such as oligomers and fibrils. Therefore, Cur could be used as the most cost-effective, simple, and quick fluorochrome detection agent for A&#946; plaques.

Curcumin is an ideal fluorophore for labeling and imaging of amyloid beta protein plaques in brain tissue due to its preferential binding to amyloid beta protein as well as its structural similarities with other traditional amyloid binding dyes. It can be used to label and image amyloid beta protein plaques more efficiently and inexpensively than traditional methods.

천연 폴리페놀 커큐민을 사용하여 뇌 조직에서 아밀로이드 플라크의 라벨링 및 이미징

Deposition of amyloid beta protein (A&#946;) in extra- and intracellular spaces is one of the hallmark pathologies of Alzheimer&#39;s disease (AD). ...

Establishment of Acute Pontine Infarction in Rats by Electrical Stimulation

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided here is a protocol for successfully establishing a rat model of acute pontine infarction. Rats weighing about 250 g are used, and a probe with an insulated sheath is injected into the pons using a stereotaxic apparatus. A lesion is produced by the electrical stimulation with a single pulse. The Longa score, Berderson score, and beam balance test are used to assess neurological deficits. Additionally, the adhesive-removal somatosensory test is used to determine sensorimotor function, and the limb placement test is used to evaluate proprioception. MRI scans are then used to assess the infarction in vivo, and TTC staining is used to confirm the infarction in vitro. Here, a successful infarction is identified that is located in the anterolateral basis of the rostral pons. In conclusion, a new method is described to establish an acute pontine infarction rat model.

Presented here is a protocol for establishing acute pontine infarction in a rat model via electrical stimulation with a single pulse.

전기 자극에 의한 쥐에 급성 폰틴 경색 의 설립

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided ...