Ringraziamo la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), KFO 247, per finanziare il nostro studio.

Le procedure sperimentali sono state condotte in conformità alla legge tedesca per il benessere degli animali (ultima riveduta nel 2014) e alle normative europee (2010/63 / UE). Gli esperimenti sono stati approvati dall&#39;autorità locale del benessere degli animali (LaGeSo, Berlino) e conformi alle linee guida locali e internazionali. NOTA: Nel metodo presentato vengono utilizzati due modelli di elettrodi per registrare dal percorso gangliale cortico-basale iperdirezionale che collega la corteccia motoria primaria (M1) con il nucleo subthalamic (STN) e il substantia nigra pars reticulate (SNr). Per le registrazioni epidurale di electrocorticogram (ECoG) vengono utilizzati gli elettrodi Ag / AgCl a bassa impedenza M1 su misura. Le registrazioni da STN e SNr vengono eseguite con gli elettrodi di tungsteno ad alta impedenza commercialmente disponibili. 1. Costruzione di elettrodi Epidural Ag / AgCl Epidural <ol><li> Prendi una ca. Striscia lunga 5 cm di filo d&#39;argento puro 99,99% con diameteR di 200 μm e rimuovere ogni rivestimento se necessario. </li><li> Tenere la punta del filo con la punta verso il basso in una fiamma di un accendino o una candela finché la punta inizia a fondersi. Attendere che la punta sia a forma di sfera e abbia un diametro di circa 1 mm. Tagliare l&#39;elettrodo preformato a una lunghezza totale di 15 mm dall&#39;inizio della punta a forma di palla all&#39;estremità del filo. </li><li> Saldare un connettore di precisione all&#39;estremità del filo, che si adatta al sistema di registrazione elettrofisiologico utilizzato. Coprire il punto di saldatura dall&#39;estremità del filo al connettore con vernice d&#39;argento conduttiva. Ciò aiuta la conduttività e si traduce in una migliore qualità del segnale. </li><li> Dopo che la vernice conduttiva si è asciugata, coprire il punto di saldatura con un tubo termoretraibile da 3 mm a 1 mm. Utilizzare attentamente un martello dell&#39;orologeria per appiattire la punta a forma di palla a metà dello spessore. </li><li> Mettete i guanti di esame e prendete un panno di pulizia privo di pelo con etanolo al 100% per rimuovere la sporcizia e il grasso. </li><li> Inserisci gli elettrodiUn tubo di centrifuga da 15 ml o un tubo di coltura cellulare e riempirlo con candeggina di cloro domestico (ATTENZIONE: contiene 2,8 g di ipocloruro di sodio per 100 g di solvente) finché la punta a forma di pallone è completamente rivestita. ATTENZIONE: lo candeggio del cloro è corrosivo; Seguire sempre le istruzioni di sicurezza del produttore. </li><li> Prendete gli elettrodi fuori dopo 23 minuti e sciacquati generosamente con acqua distillata. L&#39;applicazione efficace di uno strato di cloruro d&#39;argento appare come un cambiamento violaceo omogeneo di colore. </li><li> Asciugare nell&#39;aria. Dopo essiccazione completa, prendete gli elettrodi con pennellini fine. Con un pennello bene applicare l&#39;isolamento elettrico liquido. Avviare il filo direttamente dietro la punta dell&#39;elettrodo e coprire tutto fino al tubo termoretraibile. Lasciare asciugare l&#39;isolamento per almeno 2 ore. </li><li> Per il controllo di qualità, eseguire un controllo della conducibilità elettrica con un multimetro. Se disponibile, eseguire test di impedenza a 1 kHz utilizzando un misuratore di impedenza appropriato, mentre l&#39;elettrodo e il testSonda vengono messi insieme in una soluzione contenente H 2 O contenente NaCl da 0,9% senza toccarsi l&#39;un l&#39;altro. I valori di impedenza a 1 kHz dovrebbero essere di circa 8 kΩ. </li></ol> 2. Applicare gli elettrodi ad un supporto stereotossico NOTA: Per registrare contemporaneamente MUA e LFP, utilizzare elettrodi a microfilo a tungsteno con un&#39;impedenza di 1,5 MΩ. Se la messa a fuoco delle registrazioni è su registrazioni di alta qualità di singole unità, scegliere gli elettrodi a microfilo con un&#39;impedenza maggiore (&gt; 5 MΩ). Se lo scopo dello studio è rivolto esclusivamente a LFP, gli elettrodi con impedenze inferiori possono essere accettabili. Per piccole strutture, per le quali sono spesso necessarie regolazioni stereotassiali dorsoventrali, utilizzare coppie di elettrodi con un&#39;adeguata separazione di punta dorsoventrale (in questo caso 250 μm). Inoltre, questo fornisce il vantaggio di un elettrodo di riferimento più locale, se necessario. Le coordinate stereotassiali sono sempre misurate dall&#39;elettrodo più basso e da aCalcolata in riferimento al bregma. <ol><li> Prendete un supporto elettrodo-elettrico stereotossico con un blocco e un morsetto acrilico e posizionatelo saldamente su una superficie piana nel campo visivo di un microscopio chirurgico. </li><li> Fissare leggermente la prima coppia di elettrodi al blocco acrilico del supporto con pezzi di nastro adesivo (3 mm x 8 mm) utilizzando pinzette fine. Gli elettrodi devono sporgere il blocco acrilico ca. 12 mm. </li><li> Fissare attentamente il secondo elettrodo bipolare accanto al primo elettrodo. Per il targeting delle strutture del percorso iperdirezionale, la distanza dovrebbe essere di 2 mm ( Figura 1 ). Per la maggior parte degli elettrodi stereotossici standard, questo è il recesso adiacente. Utilizzare un manometro per verificare. Reti diverse possono essere affrontate allo stesso modo. Per questo il blocco acrilico può essere girato in un certo grado. </li><li> Regolare la seconda coppia di elettrodi facendola scivolare attentamente in una posizione in cui la punta più ventrale è di circa 200Μm incassato rispetto al primo elettrodo ( Figura 1 ). Faccia questo sotto la visione microscopica. Per questo, utilizzare una cannula da 30 G (diametro esterno 300 μm) per stimare meglio la distanza. </li><li> Premere sul nastro adesivo e quindi fissare con il morsetto metallico del supporto. </li></ol> 3. Chirurgia <ol><li> Per le registrazioni elettrofisiologiche, utilizzare uretano (ATTENZIONE) per l&#39;anestesia. Attenzione: l&#39;uretano è tossico e cancerogeno, quindi attenersi sempre alle norme di sicurezza e alla scheda dati fornita dal produttore della sostanza. </li><li> Preparare una soluzione di 200 mg / ml uretano in soluzione salina medica di NaCl 0.9%. </li><li> Amministrare un totale di 1,3 g / kg di uretano corporeo intraperitonealmente (IP). A seconda del ceppo del ratto potrebbe essere ragionevole dividere la dose in due dosi con un intervallo di 15 minuti tra le iniezioni per aumentare la sicurezza dell&#39;anestesia. </li><li> Controllare la profondità dell&#39;anestesia utilizzando pRiflesso edale e altri riflessi adatti. Se l&#39;anestesia non è abbastanza profonda per eseguire l&#39;intervento chirurgico, iniettare 0,15 g / kg di uretano IP e attendere altri 15 minuti. </li><li> Applicare un occhio per impedire la disidratazione cornea. </li><li> Monitorare costantemente il tasso respiratorio e il riflesso del ritiro del pedale durante l&#39;anestesia. Utilizzare un piccolo rilievo di riscaldamento animale con il controllo della temperatura per assicurare che una temperatura fisiologica del corpo sia mantenuta durante l&#39;intervento chirurgico. Prima di iniziare le registrazioni elettrofisiologiche, passare ad un&#39;alternativa non elettrica ( ad es . Pad di testa acetato di sodio). </li><li> Rasare la pelliccia accanto al lato dorsale della testa per ottenere un campo chirurgico pulito. Disinfettare attorno al sito di incisione con appropriato disinfettante chirurgico. Fissare l&#39;animale nel telaio stereotassico. </li><li> Eseguire un&#39;incisione del cuoio capelluto lungo 2 cm in direzione sagittale con un bisturi. Utilizzare un bisturi per raschiare leggermente il cranio aponeurosis e disinfettare il cranio. Utilizza coBastoncini di tono imbevuti di 3% di H 2 O 2 per rimuovere qualsiasi tessuto residuo. </li><li> Usare un elettrocauter o un termocarto per controllare il sanguinamento, se necessario. Smettere le emorragie dall&#39;osso del cranio e dall&#39;ipoderma, se il sanguinamento non si ferma spontaneamente dopo 1-2 minuti e ostacola la vista sul cranio. </li><li> Regolare la barra incisiva finché la testa non è posizionata in posizione del cranio piatto, il che significa che i bregma e lambda come punti di riferimento stereotassiali sono nello stesso piano. Questo è più importante per ottenere un&#39;elevata precisione chirurgica. Utilizzare un attrezzo standard di allineamento stereotossico del ratto, calibrare la punta designata al bregma sotto visione microscopica e regolare la barra incisoria finché i punti designati per il bregma e lambda sullo strumento non toccano contemporaneamente il cranio. NOTA: Una vista da un lato con luce focalizzata dall&#39;altra può aiutare a determinare questa condizione. In alternativa, prendere un porta stereotassia con una bella cannula e misurare le coordinate dorsoventrali di Bregma aNd lambda sotto visione microscopica. Regolare la barra incisoria finché le coordinate dorsoventrali di Bregma e lambda non sono uguali. </li><li> Utilizzare un supporto stereotassico con cannula, calibrare sul bregma e calcolare la posizione di tutti i fori di foratura sul cranio. Utilizzando il supporto stereotatico, segnare le posizioni dei fori da forare, accuratamente graffiando il cranio o utilizzando un indicatore di colore chirurgico. Le coordinate per questo dipendono dagli obiettivi, le coordinate con riferimento al bregma sono fornite per il percorso iperdirezionale nella Tabella 1 , incluse le coordinate suggerite per gli elettrodi di riferimento cerebellare. </li><li> Usando un microdrillo, eseguire attentamente tutti i fori. Per STN e SNr, eseguire un foro comune (circa 2 mm x 3 mm di dimensione). Tutti gli altri fori dovrebbero avere un diametro di circa 1 mm. </li><li> Prendete due ottime cannule (almeno 27 G) e piegate le loro punte per formare una forma agganciata, usando una superficie dura o pinzette. Usalo per rimuovere eventuali debriS dai fori di foratura e tagliare con cura e rimuovere la dura mater nel comune foro STN / SNr. </li><li> Lavare i fori di trivellazione con salina fisiologica. Applicare una goccia di salina fisiologica ogni 15 minuti ai fori di foratura per evitare il cervello e duro dall&#39;essiccazione. </li><li> Prendete un microdrillo e una corrispondente microvite in acciaio inossidabile ( es. Una vite M 1,2 mm x 2 mm), forate un foro e avvitate una micro-vite tra i fori di trapano degli elettrodi epidurali di riferimento sopra il cervelletto, fate lo stesso per Elettrodi epidurali M1. </li><li> Far scorrere gli elettrodi epidurali Ag / AgCl auto-costruiti nei fori per gli elettrodi di riferimento e gli elettrodi M1. Guida la punta dell&#39;elettrodo con le piccole pinzette e lo passa direttamente sotto l&#39;osso del cranio nel foro di trapano. </li><li> Fissare tutti gli elettrodi epidurale con acrilico dentale a due componenti. Assicurarsi di non coprire il punto bregma né influenzare il comune foro STN / SNr. </li><li> Inserire il supporto preparato con l&#39;elettrodo a microfilo a tungstenoNel telaio stereotatico. </li><li> Calibrare l&#39;elettrodo ventrale, che è destinato a raggiungere l&#39;STN, al bregma. Regolare la posizione calcolata sopra il foro comune STN / SNr e abbassare gli elettrodi fino al cervello sotto visione microscopica. Assicurarsi che gli elettrodi a microfilo a tungsteno vadano senza intoppi nel cervello. </li></ol> 4. Mappatura e registrazioni elettrofisiologiche NOTA: Per questo passo, è necessaria una gabbia di Faraday e un sistema di registrazione elettrofisiologico multicanale con software di registrazione in grado di filtrare in linea e di ordinare il punteggio in linea. Preferibilmente utilizzare un sistema che funziona con un preamplificatore posizionato vicino alla testa degli animali per mantenere il rumore e gli artefatti elettrici ad un minimo assoluto. Oltre agli elettrodi a microfilo a tungsteno, sono necessari almeno un elettrodo epidurale e uno di riferimento per eseguire registrazioni del percorso iperdirezionale. Si raccomanda di inserire epidurale e referenzeGli elettrodi in coppia senza che si toccano, questo aiuta in caso di malfunzionamento e consente diversi tipi di riferimenti nell&#39;analisi dei dati. <ol><li> Mettere una gabbia mobile Faraday sopra il telaio stereotatico. Se è disponibile solo una gabbia di Faraday stazionaria, spostare con attenzione il telaio stereotatico nella gabbia di Faraday, assicurandosi che gli elettrodi cervicali profondi non siano abbassati nel cervello fino a che il telaio stereotatico non sia nella sua posizione finale. </li><li> Collegare gli elettrodi al headstage della configurazione elettrofisiologica. Assicurarsi che gli elettrodi di riferimento siano collegati a canali di riferimento appropriati. </li><li> Impostare il software di registrazione: Filtro a banda passante (0,05-8,000 Hz) e amplificare (guadagno 1,500-2,000x) il segnale di dati grezzo. Utilizzare un filtro LFP e un filtro a spina in linea con impostazioni appropriate (filtro passa-banda da 0,05-250 Hz per LFP, filtro passa-banda da 300-8,000 Hz per MUA). Per tutti i filtri, utilizzare un filtro tipo butterworth. </li><li> Impostare una soglia di spike, se applicabile, per onlinE spike sorting. La maggior parte dei software di registrazione consente di impostare una soglia di picco, che è un valore di ampiezza sopra il quale un segnale è segnato come un picco dal software. Questa soglia può essere determinata in modo matematico come fattore o deviazione standard dell&#39;ampiezza media del segnale a spruzzo filtrato o può essere preferibilmente determinato mediante ispezione visiva dei segmenti di dati &lt;500 ms e impostato come una riga superiore al rumore del segnale in un grafico interfaccia utente. NOTA: L&#39;intenzione di impostare una soglia di picco è quella di contare i picchi e ordinare le unità per fornire informazioni su quanti neuroni sono attualmente registrati e come i loro picchi sono modellati. </li><li> Abbassare lentamente gli elettrodi microfilo a tungsteno fino a 1 mm dorsale del bersaglio, che è STN per il percorso iperdirezionale. Attendere che il segnale si stabilizzi se necessario. </li><li> Per la mappatura elettrofisiologica, avanzare gli elettrodi ventralmente in passi di 100 μm. Ad ogni passo, valutare lo schema di cottura, sparando rMangiato e forma di picchi. Confrontiamo quelli con gli esempi tipici riportati in Figura 2 . Di solito, nuclei densi mostrano una rapida e continua penetrazione su diversi gradini dorsoventrali, mentre le strutture ricche di fibre mostrano bassi livelli di combustione e attività di picco meno omogenea nelle successive fasi ventrali. </li><li> Per il percorso iperdirezionale, assicurarsi che l&#39;elettrodo ventrale sia all&#39;interno di STN. NOTA: L&#39;STN è raggiunto quando un rilevante aumento di MUA è rilevato ventrale della zona incerta. Ventrale all&#39;STN, la rotazione si ferma quasi completamente perché l&#39;elettrodo ha raggiunto la capsula interna. Quando l&#39;elettrodo ventrale è in STN, la configurazione dei microelettri di tungsteno assicura l&#39;elettrodo posteriore, secondo è in SNr. Il fine-tuning Dorsoventral a piccoli incrementi potrebbe essere necessario per registrare tipicamente MUA in STN e SNr contemporaneamente. Si noti che la frequenza di MUA dipende dal numero di neuroni effettivamente registrati e dal livello del cervelloAttivazione. </li><li> Una volta che gli elettrodi si trovano nelle strutture desiderate, impostare il filtraggio on-line e l&#39;ordinamento dei picchi (vedere la Figura 4 ) e avviare la registrazione dei dati. Esempi tipici per i diversi stati di sincronizzazione corticale che possono essere identificati nelle registrazioni LFP sono mostrati in Figura 3 . </li></ol> 5. Fine dell&#39;esperimento <ol><li> Quando le registrazioni vengono fatte, lentamente sollevate gli elettrodi dal cervello e li sciacquano istantaneamente con soluzione salina fisiologica. Gli elettrodi possono essere riutilizzati dopo una completa lavata e ispezione visiva. Elettrodi di curvatura di scarico. </li><li> Eutanizzare gli animali da un&#39;iniezione IP di un sovradosaggio di uretano (2,5 g / kg di peso corporeo). NOTA: Urethane deve essere utilizzato solo per le procedure definitive. </li><li> Se è richiesta la verifica istologica della posizione dell&#39;elettrodo o di altre procedure di colorazione istologica, rimuovere il cervello dal cranio e procedereTessuto appropriatamente. NOTA: A seconda dei metodi di colorazione previsti, può essere necessaria una perfusione transcloscale. Per la verifica post-mortem della posizione dell&#39;elettrodo, una colorazione Nissl standard è sufficiente nella maggior parte dei casi per visualizzare la traiettoria dell&#39;elettrodo in ad es . Sezioni del cervello coronale. Ulteriori approcci per facilitare la verifica istologica del bersaglio includono l&#39;uso di lesioni elettricamente indotte al tessuto cerebrale applicando corrente elettrica tramite elettrodi di registrazione o l&#39;applicazione di colorante biocompatibile prima dell&#39;inserzione dell&#39;elettrodo 16 , 17 . </li></ol>

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C., Poloskey, S. L., Bergstrom, D. A., Walters, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parafascicular+thalamic+nucleus+activity+in+a+rat+model+of+Parkinson's+disease.">Parafascicular thalamic nucleus activity in a rat model of Parkinson's disease.</a> Exp Neurol. 217 (2), 269-281 (2009).</li><li>Steriade, M., Nunez, A., Amzica, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+slow+(&lt;+1+Hz)+oscillation+of+neocortical+neurons+in+vivo:+depolarizing+and+hyperpolarizing+components.">A novel slow (&lt; 1 Hz) oscillation of neocortical neurons in vivo: depolarizing and hyperpolarizing components.</a> J Neurosci. 13 (8), 3252-3265 (1993).</li><li>Maggi, C. A., Meli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suitability+of+urethane+anesthesia+for+physiopharmacological+investigations+in+various+systems.+Part+1:+General+considerations.">Suitability of urethane anesthesia for physiopharmacological investigations in various systems. Part 1: General considerations.</a> Experientia. 42 (2), 109-114 (1986).</li><li>Goldberg, J. A., Kats, S. S., Jaeger, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Globus+pallidus+discharge+is+coincident+with+striatal+activity+during+global+slow+wave+activity+in+the+rat.">Globus pallidus discharge is coincident with striatal activity during global slow wave activity in the rat.</a> J Neurosci. 23 (31), 10058-10063 (2003).</li><li>Karain, B., Xu, D., Bellone, J. A., Hartman, R. E., Shi, W. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+globus+pallidus+neurons:+functional+classification+and+effects+of+dopamine+depletion.">Rat globus pallidus neurons: functional classification and effects of dopamine depletion.</a> Synapse. 69 (1), 41-51 (2015).</li><li>Paasonen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+seven+different+anesthesia+protocols+for+nicotine+pharmacologic+magnetic+resonance+imaging+in+rat.">Comparison of seven different anesthesia protocols for nicotine pharmacologic magnetic resonance imaging in rat.</a> Eur Neuropsychopharmacol. 26 (3), 518-531 (2016).</li><li>Mahmud, M., Vassanelli, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Processing+and+Analysis+of+Multichannel+Extracellular+Neuronal+Signals:+State-of-the-Art+and+Challenges.">Processing and Analysis of Multichannel Extracellular Neuronal Signals: State-of-the-Art and Challenges.</a> Front Neurosci. 10, 248 (2016).</li><li>Hadar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+neural+oscillations+and+elevated+dopamine+levels+in+the+reward+pathway+during+alcohol+relapse.">Altered neural oscillations and elevated dopamine levels in the reward pathway during alcohol relapse.</a> Behav Brain Res. 316, 131-135 (2017).</li><li>Voget, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+local+field+potential+activity+and+serotonergic+neurotransmission+are+further+characteristics+of+the+Flinders+sensitive+line+rat+model+of+depression.">Altered local field potential activity and serotonergic neurotransmission are further characteristics of the Flinders sensitive line rat model of depression.</a> Behav Brain Res. 291, 299-305 (2015).</li></ol>

Gli autori non hanno niente da rivelare.

Nel presente studio, il metodo è stato dimostrato come registrare contemporaneamente segnali elettrofisiologici extracellulari da siti multipli di una determinata rete utilizzando l&#39;esempio del percorso gangliale cortico-basale iperdirezionale che collega M1 con STN e SNr nei roditori. Un passo critico nella registrazione di piccole strutture subcorticali come lo STN è l&#39;inserimento preciso delle elettrodi di registrazione nell&#39;obiettivo. Nel metodo presentato, prendersi cura d...

Recenti evidenze cumulative su diversi disturbi neuropsichiatrici come la malattia di Parkinson (PD) e la schizofrenia suggeriscono fortemente che la loro fisiopatologia si basa su una disfunzione critica dei circuiti neuronali estesi che spesso coinvolgono strutture corticali e subcorticali 1 , 2 , 3 . Secondo questa teoria, le manifestazioni cliniche delle malattie si presentano come conseguenza di una capacità di elaborazione dell&#39;informazione compromessa di una rete di cellule anziché di singole cellule o di elementi neuronali specifici 1 , 2 , 3 . Per migliorare la comprensione di questo complesso gruppo di malattie neuropsichiatrici e trovare nuove opzioni di trattamento, è obbligatorio caratterizzare le dinamiche neuronali di quelle reti disorganizzate nei pazienti umani e nei modelli animali in grande dettaglio. Un eccellenteMetodo per studiare reti su larga scala nei soggetti viventi è registrazioni elettrofisiologiche multi-siti di potenziali extracellulari 4 . Utilizzando questo metodo, è possibile valutare contemporaneamente i potenziali locali di campo (LFPs), che rappresentano principalmente la somma temporale delle correnti postsinaptiche eccitatorie e inibitorie e dell&#39;attività multi-unità (MUA) generata dai potenziali presinaptici 5 . La registrazione di potenziali extracellulari ha diversi vantaggi rispetto ai metodi alternativi per studiare le reti, ad esempio la risonanza magnetica funzionale e l&#39;imaging del calcio, perché fornisce una risoluzione temporale e spaziale più elevata e perché non dipende da organismi geneticamente modificati 5 . Tuttavia, l&#39;uso di registrazioni in vivo extracellulari è limitato in quanto è una tecnica invasiva che non può essere applicata universalmente. Ricognizione elettrofisiologica in vivoGli ordings possono essere eseguiti svegli come pure in animali anestetizzati 6 . Entrambi i metodi sono accompagnati da pro e contro specifici. Gli studi sugli animali svegli consentono la registrazione dei segnali del cervello durante l&#39;esecuzione di compiti comportamentali definiti, ma sono soggetti a movimenti e altri artefatti 7 , 8 . Le registrazioni negli animali anestetizzati, invece, offrono l&#39;opportunità di valutare LFP e MUA con un minimo di artefatti in stati di sincronizzazione corticali altamente definiti, ma i risultati sono anche diversi in qualche misura da ciò che si può trovare nei soggetti svegli 9 , 10 , 11 . Negli ultimi anni è stato dimostrato che il campionamento di LFP è particolarmente utile per delineare i cambiamenti patologici dell&#39;attività di rete. Un esempio importante di questo è la ricerca sulla fisiopatologia del PD nel paziente umanoI modelli animali della malattia, dove si potrebbe dimostrare che le oscillazioni beta aumentate nel loop del gangliale cortico-basale sono legate ai sintomi motori parkinsoniani 12 , 13 . Come conseguenza di questa linea di ricerca, è attualmente studiato se le oscillazioni beta potrebbero essere utilizzate come biomarker di feedback online per la stimolazione profonda del cervello 14 , 15 . Nel presente studio viene fornita una descrizione dettagliata delle registrazioni elettrofisiologiche acute di più siti in vivo di LFP e MUA nei ratti anestetizzati con uretano. È dimostrato come una rete completa, come il percorso del gangliale cortico-basale iperdirezionale, possa essere caratterizzata elettrofisiologicamente utilizzando elettrodi standard e personalizzati e come possono essere costruiti gli elettrodi. Viene in particolare sottolineato come un targeting preciso dei nuclei dei gangli basali possa essere raggiunto da coPiù veloce della chirurgia stereotassica insieme alla registrazione online di MUA.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ag/AgCl custom epidural electrodes</td>
			<td>Goodfellow GmbH 
			D-61213 Bad Nauheim, Germany 
			info@goodfellow.com</td>
			<td>Product-ID AG005127 for 99.99% silver wire</td>
			<td>Ag/AgCl electrodes will allow for better signal quality, but may only be used in acute experiments. Possible replacement: Stainless steel electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic holder with acrylic block</td>
			<td>David Kopf Instruments, 
			7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA</td>
			<td>Product ID Model 1770 Standard Electrode Holder</td>
			<td>Make sure the acrylic block has recesses which suit the electrode setup for the desired target. Acrylic blocks can easily be modified with a file to obtain the desired configuration. Possible replacement: Self-constructed electrode holders</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten microwire electrodes 1.5 M&#937; impedance</td>
			<td>Microprobes.com 
			18247-D Flower Hill Way&#160; Gaithersburg, Maryland, 20879 USA</td>
			<td>Product-ID WE3ST31.5A5-250um</td>
			<td>The 1.5 M&#937; is necessary to record MUA and LFP at the same time. Possible replacement: Microelectrodes of different materials can be used. The electrodes have to be straight, robust and as thin as possible.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat alignment tool</td>
			<td>David Kopf Instruments, 
			7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA</td>
			<td>Product ID Model 944 Rat Alignment Tool</td>
			<td>Allows the exact orientation of the brain to match stereotaxic atlases. Possible replacement: Stereotaxic holder with a cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Two-component dental acrylic</td>
			<td>Associated Dental Products Ltd. 
			Kemdent Works, Purton, Swindon 
			Wiltshire, SN5 4HT, United Kingdom</td>
			<td>Simplex Rapid Powder Clear 225g, Product code: ACR803; Simplex Rapid Liquid 150ml, Product code: ACR920</td>
			<td>Depending in the electrodes used, superglue might be an easy alternative, if the electrodes are small and lightweight. Possible replacement: Superglue (Cyanacrylate-based)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Faraday cage</td>
			<td>Self-construction</td>
			<td></td>
			<td>A proper Faraday cage will be the best protection from electromagnetic artifacts, but everything which can be formed into a box shape or applied to a frame and is made of conductive material may help. Possible replacement: Aluminum foil or copper mesh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrophysiological setup with recording software and online spike-sorting capabilities</td>
			<td>OmniPlex&#174; Neural Data Acquisition System 
			Plexon Inc 
			6500 Greenville Avenue, Suite 700 
			Dallas, Texas 75206 
			USA</td>
			<td></td>
			<td>Offline sorting software is a potential alternative, multiple scripts and softwares can be found for free in the open source community.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

acute in vivo electrophysiological recordings of local field potentials and multi-unit activity from the hyperdirect pathway in anesthetized rats

La convergenza dimostra che molte malattie neuropsichiatrici dovrebbero essere intese come disturbi delle reti neuronali su larga scala. Per capire meglio la base fisiopatologica di queste malattie, è necessario specificare con precisione il modo in cui l&#39;elaborazione delle informazioni è disturbata tra le diverse parti neuronali del circuito. Usando registrazioni elettrofisiologiche extracellulari in vivo , è possibile accuratamente delineare l&#39;attività neuronale all&#39;interno di una rete neuronale. L&#39;applicazione di questo metodo presenta diversi vantaggi rispetto alle tecniche alternative, ad esempio la risonanza magnetica funzionale e l&#39;imaging del calcio, in quanto consente una risoluzione temporale e spaziale unica e non si basa su organismi geneticamente modificati. Tuttavia, l&#39;uso di registrazioni in vivo extracellulari è limitato in quanto è una tecnica invasiva che non può essere applicata universalmente. In questo articolo viene presentato un metodo semplice e facile da usareCon cui è possibile registrare contemporaneamente potenziali extracellulari come potenziali di campo locale e attività multiunitica in siti multipli di una rete. E &#39;dettagliato come un preciso targeting dei nuclei subcorticali può essere ottenuto utilizzando una combinazione di chirurgia stereotassica e analisi online delle registrazioni multi-unità. Pertanto, è dimostrato come una rete completa come il loop gangliale cortico-basale iperdirezionale possa essere studiata in animali anestetizzati in vivo .

Con gli elettrodi di registrazione qui utilizzati, è possibile campionare LFP dalla corteccia motore primaria, dal nucleo subthalamic e dalla substantia nigra pars reticulata e dalla MUA da STN e SNr. Inizialmente, i LFP e l&#39;attività multi-unità vengono registrati insieme in un segnale a banda larga. Successivamente, i LFP e gli MUA sono separati da filtri a banda passante (0,05-250 Hz per LFP e 300-4,000 Hz per MUA). P...

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Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

acuto<em&gt; In Vivo</em&gt; Registrazioni elettrofisiologiche dei potenziali del campo locale e dell&#39;attività multi-unità dal percorso iperdirezionale nei ratti anestetizzati

In questo studio viene presentata la metodologia su come eseguire registrazioni elettrofisiologiche in vivo multi-site dal percorso iperdirezionale in anestesia uretanica.

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

acute-vivo-electrophysiological-recordings-local-field-potentials

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

15.5K Views.  Charité University Medicine Berlin.  In questo studio viene presentata la metodologia su come eseguire registrazioni elettrofisiologiche in vivo multi-site dal percorso iperdirezionale in anestesia uretanica. 

Video: Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

Le registrazioni elettrofisiologiche dal Percorso di Fiber Gigante D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Ricerca

Neuroscienze

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

Identificazione dei volatili olfattive utilizzando la gas cromatografia-Multi-unit Recordings (GCMR) nel lobo antennale Insetto

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Multi-unit Metodi di registrazione per caratterizzare l&#39;attività neurale nel Locust (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Circuiti olfattive

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with simultaneous intracellular biocytin filling allows a correlated analysis of their structural and functional properties. With this method it is possible to identify and characterize both pre- and postsynaptic neurons by their morphology and electrophysiological response pattern. Paired recordings allow studying the connectivity patterns between these neurons as well as the properties of both chemical and electrical synaptic transmission. Here, we give a step-by-step description of the procedures required to obtain reliable paired recordings together with an optimal recovery of the neuron morphology. We will describe how pairs of neurons connected via chemical synapses or gap junctions are identified in brain slice preparations. We will outline how neurons are reconstructed to obtain their 3D morphology of the dendritic and axonal domain and how synaptic contacts are identified and localized. We will also discuss the caveats and limitations of the paired recording technique, in particular those associated with dendritic and axonal truncations during the preparation of brain slices because these strongly affect connectivity estimates. However, because of the versatility of the paired recording approach it will remain a valuable tool in characterizing different aspects of synaptic transmission at identified neuronal microcircuits in the brain.

Patch-clamp recordings and simultaneous intracellular biocytin filling of synaptically coupled neurons in acute brain slices allow a correlated analysis of their structural and functional properties. The aim of this protocol is to describe the essential technical steps of electrophysiological recording from neuronal microcircuits and their subsequent morphological analysis.

Elettrofisiologici e morfologica Caratterizzazione neuronali Microcircuiti in Acute Fette cervello Utilizzando accoppiati di patch-clamp Recordings

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Registrazione simultanea di elettroretinografia e Potenziali evocati visivi nei ratti anestetizzati

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Quantifying Acute Changes in Renal Sympathetic Nerve Activity in Response to Central Nervous System Manipulations in Anesthetized Rats

Renal sympathetic nerve activity (RSNA) and mean arterial pressure are important parameters in cardiovascular and autonomic research; however, there are limited resources directing scientists in the techniques for measuring and analyzing these variables. This protocol describes the methods for measuring RSNA and mean arterial pressure in anesthetized rats. The protocol also includes the approaches for accessing the brain during RSNA recordings for central nervous system (CNS) manipulations. The RSNA recording technique is compatible with pharmacologic, optogenetic, or electrical stimulation of the CNS. The approach is useful when an investigator will measure short-term (min to h) autonomic responses in non-survival experiments to correlate anatomically with CNS nuclei. The approach is not intended to be used to obtain chronic (survival) recordings of RSNA in rats. Discharges in RSNA, averaged rectified RSNA, and mean arterial pressure can be quantified and analyzed further using parametric statistical tests. Methods for obtaining venous access, recording mean arterial pressure telemetrically, and brain fixation for future histological analysis are also described in the article.

Methods for measuring sympathetic and cardiovascular responses to central nervous system (CNS) manipulations are important for advancing neuroscience. This protocol was developed to assist scientists with measuring and quantifying acute changes in renal sympathetic nerve activity (RSNA) in anesthetized rats (non-survival).

Quantificare i cambiamenti acuti nell'attività comprensiva renale del nervo in risposta a manipolazioni del sistema nervoso centrale in ratti anestetizzati

Renal sympathetic nerve activity (RSNA) and mean arterial pressure are important parameters in cardiovascular and autonomic research; however, there are ...

Labeling and Imaging of Amyloid Plaques in Brain Tissue Using the Natural Polyphenol Curcumin

Deposition of amyloid beta protein (A&#946;) in extra- and intracellular spaces is one of the hallmark pathologies of Alzheimer&#39;s disease (AD). Therefore, detection of the presence of A&#946; in AD brain tissue is a valuable tool for developing new treatments to prevent the progression of AD. Several classical amyloid binding dyes, fluorochrome, imaging probes, and A&#946;-specific antibodies have been used to detect A&#946; histochemically in AD brain tissue. Use of these compounds for A&#946; detection is costly and time consuming. However, because of its intense fluorescent activity, high-affinity, and specificity for A&#946;, as well as structural similarities with traditional amyloid binding dyes, curcumin (Cur) is a promising candidate for labeling and imaging of A&#946; plaques in postmortem brain tissue. It is a natural polyphenol from the herb Curcuma longa. In the present study, Cur was used to histochemically label A&#946; plaques from both a genetic mouse model of 5x familial Alzheimer&#39;s disease (5xFAD) and from human AD tissue within a minute. The labeling capability of Cur was compared to conventional amyloid binding dyes, such as thioflavin-S (Thio-S), Congo red (CR), and Fluoro-jade C (FJC), as well as A&#946;-specific antibodies (6E10 and A11). We observed that Cur is the most inexpensive and quickest way to label and image A&#946; plaques when compared to these conventional dyes and is comparable to A&#946;-specific antibodies. In addition, Cur binds with most A&#946; species, such as oligomers and fibrils. Therefore, Cur could be used as the most cost-effective, simple, and quick fluorochrome detection agent for A&#946; plaques.

Curcumin is an ideal fluorophore for labeling and imaging of amyloid beta protein plaques in brain tissue due to its preferential binding to amyloid beta protein as well as its structural similarities with other traditional amyloid binding dyes. It can be used to label and image amyloid beta protein plaques more efficiently and inexpensively than traditional methods.

Etichettatura e imaging di placche amiloidi nel tessuto cerebrale utilizzando la curcumina polifenolo naturale

Deposition of amyloid beta protein (A&#946;) in extra- and intracellular spaces is one of the hallmark pathologies of Alzheimer&#39;s disease (AD). ...

Establishment of Acute Pontine Infarction in Rats by Electrical Stimulation

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided here is a protocol for successfully establishing a rat model of acute pontine infarction. Rats weighing about 250 g are used, and a probe with an insulated sheath is injected into the pons using a stereotaxic apparatus. A lesion is produced by the electrical stimulation with a single pulse. The Longa score, Berderson score, and beam balance test are used to assess neurological deficits. Additionally, the adhesive-removal somatosensory test is used to determine sensorimotor function, and the limb placement test is used to evaluate proprioception. MRI scans are then used to assess the infarction in vivo, and TTC staining is used to confirm the infarction in vitro. Here, a successful infarction is identified that is located in the anterolateral basis of the rostral pons. In conclusion, a new method is described to establish an acute pontine infarction rat model.

Presented here is a protocol for establishing acute pontine infarction in a rat model via electrical stimulation with a single pulse.

Istituzione dell'infarto pontino acuto nei ratti mediante stimolazione elettrica

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided ...

acuto

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Le registrazioni elettrofisiologiche dal Percorso di Fiber Gigante D. melanogaster