Diese Arbeit wurde vom Korea Institute of Science und Technology institutionelle Program (Projekte Nr. 2E26190 und 2E26170) und das Human Frontier Science Program (RGY0089/2012) unterstützt.

alle beschriebene Methoden von Animal Care und Use Committee des Korea Institute of Science und Technologie genehmigt worden.
 1. Vorbereitung der Micro-Drive und Elektrode <ol><li>Montage das Micro-Drive.
	<ol><li>Die Teile des Mikro-Laufwerks (Schieberegler, Körper und Shell) Drucken 14 mit einem hochauflösenden 3D-Drucker. Sicherstellen, dass die Teile haben keine Mängel.</li>
		<li>Fixieren den Schieberegler in den Mikro-Antrieb-Körper mit einer Schraube (Größe 000-120 x 1/4).</li>
		<li>Löten eine Nuss (Größe 000-120 000-120/64 Hex) auf die Spitze der Schraube.</li>
		<li>Drehen Sie die Schraube im Uhrzeigersinn bewegen Sie den Schieberegler nach oben oder nach unten gegen den Uhrzeigersinn drehen.</li>
		<li>Befestigen Sie die Schale auf den Körper mit einer Schraube (Größe 000-120 x 1/4).</li>
	</ol></li> <li>Montage der Sonde auf dem Mikro-Laufwerk.
	<ol><li>Fixieren der Mikro-Antrieb in horizontaler Position unter einem Binokular.</li>
		<li>Verwenden eine flache Krokodilklemme mit Kautschuk Polsterung, um Flex-Kabel des Prüfpunkts Silizium zu greifen, während sorgfältig trennen die Sonde aus dem Versand-Gehäuse mit der Pinzette. Fix die Krokodilklemme, ein Manipulator.</li>
		<li>Mit dem Manipulator die Silizium-Sonde auf den Micro-Drive-Regler parallel zur Richtung der Bewegung lag.</li>
		<li>Geben Sie einen Tropfen von dental Zement (Raumtemperatur aushärtende Acryl dental Reparatur Material), die Sonde an den Schieberegler zu beheben. Korrigieren Sie die Sondenposition, wenn es verschoben hat. Kleber wird nicht empfohlen, da es sehr schnell heilt und es schwierig macht, die Elektrodenposition nachjustieren.</li>
		<li>Befestigen Sie den Anschluss der Sonde an den C-Halter (Steckerhalter) mit dental Zement.</li>
	</ol></li> <li>Reinigung und Aufsetzen der Sonde Farbstoff.
	<ol><li>Fix die Microdrive/Sonde Gefüge auf dem Sonde-Reinigungs-Gerät. Das Gerät verfügt über 2 kleine rotierende Schaumstoff Schwämme (nicht-sterile Tupfer). Passen Sie die Lücke durch den Manipulator.</li>
		<li>Die Schwämme mit Reinigungsmittel einweichen.</li>
		<li>Bewegen sich langsam die Sonde nach oben und unten zwischen die Schwämme, so dass eine sanfte Berührung. Die Reinigung unter dem Mikroskop zu überwachen.</li>
		<li>Spülen die Sonde mit destilliertem Wasser. Tauchen Sie die Sonde in Alkohol für die Sterilisation.</li>
		<li>Anwenden Dil (lipophile Fluoreszenzfarbstoff) auf der Rückseite der Ableger der Sonde mit einem Schaum-Tupfer. Dies ermöglicht die Visualisierung der Schaft stellen im Gehirn in einer späteren Phase.</li>
	</ol></li> <li>Montage des Hutes <ol><li>Teile des Hutes (Kopf-Platte, Steckerhalter und Mütze) Drucken 14 mit einem 3D Drucker. Die 3 Teile fügen sich zu eine geschlossene Gehäuse bilden.</li>
		<li>Muttern (Größe M2 und 00-90 00-90/4) in die Schlitze an der Kopfplatte und befestigen Sie mit Leim und dental Zement einsetzen.</li>
		<li>Legen Sie eine Unterlegscheibe in den Schlitz der GAP und fixieren mit dental Zement.</li>
	</ol></li></ol> 2. Operation zur Fixierung des Hutes auf den Schädel alle Hilfsmittel für die Chirurgie sind vorher durch Autoklavieren sterilisiert. Eine trockene Hitze-Perlen-Gerät dient Forto sterilisieren Werkzeuge, die kontaminiert werden und müssen während der Operation sterilisiert werden.
<ol><li>Die Isofluran auf 4 % für die Einleitung der Narkose festlegen. Setzen Sie die Maus in der Anästhesie-Kammer für 5 min.</li>
	<li>Installieren Sie die Maus in einer stereotaktischen Apparatur.</li>
	<li>Verringern Isofluran auf 1,5-2 %. Stellen Sie den Pegel während der Operation nach Tier stand, Atemfrequenz, und Körper Temperatur 20.</li>
	<li>Augensalbe auf die Augen auftragen.</li>
	<li>Die Kopfhaut rasieren und reinigen Sie den Kopf des Tieres mit antiseptischen (Iodopovidone). Aseptische Bedingungen bei allen Arbeitsschritten der Chirurgie zu erhalten.</li>
	<li>Inject Bupivacain (1 mg/kg) unter der Kopfhaut. Schneiden Sie und entfernen Sie Teil der parietalen Haut von der Maus-Kopf mit einer feinen Schere um zu den Schädel an den Rändern zu entlarven. Verwenden Sie Kochsalzlösung und eine blutstillende Schwamm zu reinigen und zu kontrollieren, die Blutung während der Operation.</li>
	<li>Entfernen der Knochenhaut mit einem Etikettenschaber.</li>
	<li>Finden Sie die Referenzpunkte auf der Schädel 21: Bregma, Lambda, koronal und sagittale Naht. Passen Sie den Kopf &#39; s Winkel entlang der sagittalen Achse, so dass die Bregma und Lambda Punkte auf gleicher Höhe sind.</li>
	<li>Bohren Sie zwei Löcher (~0.5 mm Durchmesser) in den Schädel für die Referenz und Boden Elektroden. Die Löcher sollten etwa kaudalen 1 mm und 1 mm seitlich des Lambda werden.</li>
	<li>Legen Sie die Boden und Verweis Elektroden (Größe 000-120 000-120/16 Miniatur Edelstahl-Schrauben mit Pin Stecker Kabel gekoppelt).</li>
	<li>Apply ultraviolettes (UV) Licht kleben Dentin Aktivator auf den Schädel und wenden Sie dann UV-Licht für 45-60 s.</li>
	<li>Tragen Sie eine Schicht von dental Zement an den Rändern des Schädels. Vermeiden Sie die Verbreitung von Zement auf die Haut und Haar der Mäuse.</li>
	<li>Fixieren die Kopfplatte zu einer stereotaktischen Manipulator und positionieren Sie es über den Schädel. Langsam senken Sie die Kopfplatte, bis es leicht den Schädel berührt, und wenden Sie dental Zement an der Kreuzung mit dem Totenkopf. Lassen Sie die dental Zement Aushärten für 15 min.</li>
	<li>Entfernen die Narkose. Befestigen Sie ein Steckerhalter und eine Kappe auf der Kopfplatte. Setzen Sie die Maus in seinem Käfig nach geben eine subkutane Injektion von Ketaprofen 5 mg/kg</li>
	<li>Geben subkutane Injektionen von Ketaprofen 5 mg/kg für die nächsten zwei Tage und Monitor sorgfältig auf Anzeichen von Schmerzen. Mäuse in der Regel aufwachen aus der Narkose innerhalb von 20-40 min. Das Hut-Implantat ist relativ leicht (3,34 g), solche, die Mäuse haben keine Mühe, den Kopf zu heben, laufen in Labyrinthe und Klettern an den Rändern ihrer Heimat Käfig.</li>
</ol> 3. Verhaltenstraining <ol><li>nach einer postoperative Erholungszeit von 7 Tagen beginnen die Beschränkung des Wassers bei 1 mL pro Tag.</li>
	<li>Auf den Laufband Gürtel machen schneiden Sie ein Stück samt Stoff (5 cm x 1-2 m) und kleine Objekte mit Heißkleber befestigen. Befestigen Sie errichteten Gegenstände an den Rändern des Bandes um nicht mit der Bewegung der Maus stören.</li>
	<li>Durch Vernähen zusammen die beiden Enden der Gürtel an den Rädern des Laufbandes zu beheben.</li>
	<li>Installieren Sie die Maus in der Tretmühle Kopf fixiert durch einsetzen und anziehen der beiden Schrauben von der Kopfplatte in die Schlitze der Kopf-Fixierung Platte.</li>
	<li>Start training der Maus Kopf zurückhaltend laufen auf dem Laufband für die Wasser-Belohnung. Liefern Sie die Wasser-Belohnung über einen Port lecken. Zunächst setzen Sie die Maus auf dem Laufband für einen Zeitraum von 10 min, 3 Mal pro Tag.</li>
	<li>Wie die Maus gewöhnt sich an den Kopf-Fixierung und beginnt sich zu bewegen den Gürtel (in der Regel nach ~ 3 Tage), erhöhen die Trainingseinheit bis 30 min Dauer. Nach ca. 2-3 Wochen, laufen einige Mäuse mehr als 100 Studien in 30 min (ein Verfahren wird eine volle Umdrehung des Riemens).</li>
	<li>Wählen Sie die Mäuse zeigen die besten Verhalten Leistungen für die Aufnahme Experimente.</li>
</ol> 4. Implantation von Silizium-Sonde <ol><li>die Maus unter Narkose.</li>
	<li>Installieren Sie die Maus in der stereotaktischen Vorrichtung durch die Festsetzung der Kopfplatte. Reinigen Sie die Oberfläche des Schädels mit Kochsalzlösung.</li>
	<li>Finden stereotaktischen Marker: Bregma, Lambda, koronal und sagittale Naht. Messen Sie den Abstand zum Einfügepunkt und markieren it.</li>
	<li>Bohren Knochen sorgfältig, bis es dünn und transparent wird. Befeuchten und reinigen Sie mit Kochsalzlösung während des Bohrens.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig den ausgedünnten Knochen und die Dura Materie Präzision GewaltanwendungPS: Halten Sie die Gehirn-Oberfläche mit Kochsalzlösung ständig nass.</li>
	<li>Fixieren die Microdrive/Silizium Sonde Assemblage zu einer stereotaktischen Manipulator. Bringen Sie die Silizium-Sonde oberhalb der Kraniotomie. Schrauben Sie Silizium Sondenhalter Connector an der Kopfplatte.</li>
	<li>Verbinden die Aufnahme Verstärker und Bezugsmasse/Elektroden. Die Maus mit Alu-Folie zum Schutz vor elektromagnetischen Lärm zu schützen. Starten Sie die Aufnahme-System zur Überwachung der elektrischen Aktivität des Gehirns.</li>
	<li>Setzen Sie langsam die Silizium-Sonde in das Gehirn mit dem Mikromanipulator. Kontinuierlich zu überprüfen, die elektrischen Signale der Manipulator reiste Abstand und die Schäfte der Sonde (stellen Sie sicher, sie sind in das Gehirn eindringen). Einheit Aktivität ist sichtbar in der Hirnrinde, während die weiße Substanz unter relativ leise ist. Einheit-Aktivität erscheint wenn die Schäfte die pyramidale Schicht des Hippocampus berühren. Ab diesem Zeitpunkt Einfahren der Silizium-Sonde 200 µm (Mikro-Antrieb am nächsten Tag verwenden, um den Schaft in die pyramidale Schicht zurückzubringen).</li>
	<li>Bedecken die Oberfläche des Gehirns mit einer Mischung aus Knochen Wachs und Mineralöl.</li>
	<li>Fix Micro-Drive auf der Kopfplatte mit dental Zement. Lassen Sie die dental Zement Aushärten für 15 Minuten. Dann lösen Sie die Mikro-Fahrt von der stereotaktischen Manipulator und legte die Mütze Kappe wieder auf.</li>
	<li>Die Maus zurück in seinen Käfig setzen und geben eine subkutane Injektion von Ketaprofen 5 mg/kg. Suchen Sie nach Anzeichen von Schmerzen. Diese Operation ist deutlich weniger invasiv als die erste und Mäuse sind in der Regel innerhalb von 45 min aktiv, nachdem sie aus der Narkose aufwachen. Aber lassen Sie die Maus, die einen ganzen Tag zu erholen, da die Silizium-Sonde im Gehirn zu stabilisieren muss.</li>
</ol> 5. Aufnahme <ol><li>Installation die Maus Kopf-fixiert auf dem Laufband. Entfernen Sie die Mütze Cap</li>
	<li>Den Aufnahme-Verstärker zu verbinden und starten Sie die Aufnahme.</li>
	<li>Am ersten Tag der Mikro-Laufwerk verwenden, um die Silizium-Sonde in die pyramidale Schicht des Hippocampus zu bewegen. Zuges der Schraube gegen den Uhrzeigersinn bewegt sich die Schäfte 200 µm tiefer. Passen Sie die Schaft Position langsam (~ 20-50 µm zu einem Zeitpunkt) bis Welligkeit Schwingungen 13 und Einheit Aktivität angezeigt werden.</li>
	<li>An den nächsten Tagen tune die Schaft-Position und warten ~ 1 h vor der Aufnahme der hippocampalen Aktivität, während die Maus auf das Band läuft. Um gute Aufnahmequalität Signal für mehrere Tage zu erhalten, entfernen Sie harte Gegenstände und niedrige Decke von der Maus &#39; s Käfig um die Chance zu minimieren, der Hut auf harten Oberflächen stößt.</li>
</ol> 6. Wiederherstellung der Sonde <ol><li>die Maus unter Narkose.</li>
	<li>Installieren Sie die Maus in der stereotaktischen Vorrichtung durch die Festsetzung der Kopfplatte. Entfernen Sie die Mütze Cap</li>
	<li>Bringen den stereotaktischen Manipulator oberhalb der Mikro-Antrieb. Der Mikro-Antrieb für den Manipulator zu beheben. Schrauben Sie den Steckerhalter aus der Kopfplatte. Entfernen Sie die Schraube, die Verbindung zwischen der Schale und Körper die Micro-Drive.</li>
	<li>Shell Teil hinterließ Binokular Aufsicht, langsam hochziehen, Mikro-Antrieb/Silizium Sonde Assemblage mit der stereotaktischen Manipulator.</li>
	<li>Reinigen die Silizium-Sonde mit dem Reinigungsgerät.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Schjetnan, A. G., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+large-scale+neuronal+ensembles+with+silicon+probes+in+the+anesthetized+rat.">Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat.</a> J Vis Exp. (56), (2011).</li><li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).</li><li>Suner, S., Fellows, M. R., Vargas-Irwin, C., Nakata, G. K., Donoghue, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliability+of+signals+from+a+chronically+implanted,+silicon-based+electrode+array+in+non-human+primate+primary+motor+cortex.">Reliability of signals from a chronically implanted, silicon-based electrode array in non-human primate primary motor cortex.</a> IEEE Trans Neural Syst Rehabil Eng. 13 (4), 524-541 (2005).</li><li>Csicsvari, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes.">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J Neurophysiol. 90 (2), 1314-1323 (2003).</li><li>Hochberg, L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+ensemble+control+of+prosthetic+devices+by+a+human+with+tetraplegia.">Neuronal ensemble control of prosthetic devices by a human with tetraplegia.</a> Nature. 442 (7099), 164-171 (2006).</li><li>Okun, M., Lak, A., Carandini, M., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+Term+Recordings+with+Immobile+Silicon+Probes+in+the+Mouse+Cortex.">Long Term Recordings with Immobile Silicon Probes in the Mouse Cortex.</a> PLoS One. 11 (3), e0151180 (2016).</li><li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents.">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> J Vis Exp. (61), e3568 (2012).</li><li>Kipke, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces:+new+horizons+and+clinical+opportunities.">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).</li><li>Royer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+timing,+rate+and+bursts+of+hippocampal+place+cells+by+dendritic+and+somatic+inhibition.">Control of timing, rate and bursts of hippocampal place cells by dendritic and somatic inhibition.</a> Nat Neurosci. 15 (5), 769-775 (2012).</li><li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).</li><li>Royer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-array+silicon+probes+with+integrated+optical+fibers:+light-assisted+perturbation+and+recording+of+local+neural+circuits+in+the+behaving+animal.">Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal.</a> Eur J Neurosci. 31 (12), 2279-2291 (2010).</li><li>Geiller, T., Fattahi, M., Choi, J. S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Place+cells+are+more+strongly+tied+to+landmarks+in+deep+than+in+superficial+CA1.">Place cells are more strongly tied to landmarks in deep than in superficial CA1.</a> Nat Commun. 8, 14531 (2017).</li><li>Ylinen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sharp+wave-associated+high-frequency+oscillation+(200+Hz)+in+the+intact+hippocampus:+network+and+intracellular+mechanisms.">Sharp wave-associated high-frequency oscillation (200 Hz) in the intact hippocampus: network and intracellular mechanisms.</a> J Neurosci. 15 (1 Pt 1), 30-46 (1995).</li><li>Battaglia, F. P., Sutherland, G. R., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+sensory+cues+and+place+cell+directionality:+additional+evidence+of+prospective+coding+in+the+hippocampus.">Local sensory cues and place cell directionality: additional evidence of prospective coding in the hippocampus.</a> J Neurosci. 24 (19), 4541-4550 (2004).</li><li>Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Klusters,+NeuroScope,+NDManager:+a+free+software+suite+for+neurophysiological+data+processing+and+visualization.">Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization.</a> J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).</li><li>Kadir, S. N., Goodman, D. F., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-dimensional+cluster+analysis+with+the+masked+EM+algorithm.">High-dimensional cluster analysis with the masked EM algorithm.</a> Neural Comput. 26 (11), 2379-2394 (2014).</li><li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+methods+for+spike+sorting:+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials.">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network. 9 (4), R53-R78 (1998).</li><li>Battaglia, F. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Lantern:+an+ultra-light+micro-drive+for+multi-tetrode+recordings+in+mice+and+other+small+animals.">The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals.</a> J Neurosci Methods. 178 (2), 291-300 (2009).</li><li>Blumberg, M. S., Sokoloff, G., Tiriac, A., Del Rio-Bermudez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+valuable+and+promising+method+for+recording+brain+activity+in+behaving+newborn+rodents.">A valuable and promising method for recording brain activity in behaving newborn rodents.</a> Dev Psychobiol. 57 (4), 506-517 (2015).</li><li>Haiss, F., Butovas, S., Schwarz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+miniaturized+chronic+microelectrode+drive+for+awake+behaving+head+restrained+mice+and+rats.">A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats.</a> J Neurosci Methods. 187 (1), 67-72 (2010).</li><li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+large-scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake,+mobile+mice.">Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice.</a> Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).</li><li>Villette, V., Malvache, A., Tressard, T., Dupuy, N., Cossart, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internally+Recurring+Hippocampal+Sequences+as+a+Population+Template+of+Spatiotemporal+Information.">Internally Recurring Hippocampal Sequences as a Population Template of Spatiotemporal Information.</a> Neuron. 88 (2), 357-366 (2015).</li><li>Ziv, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+dynamics+of+CA1+hippocampal+place+codes.">Long-term dynamics of CA1 hippocampal place codes.</a> Nat Neurosci. 16 (3), 264-266 (2013).</li><li>Danielson, N. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+Contribution+of+Adult-Born+Hippocampal+Granule+Cells+to+Context+Encoding.">Distinct Contribution of Adult-Born Hippocampal Granule Cells to Context Encoding.</a> Neuron. 90 (1), 101-112 (2016).</li><li>Stark, E., Koos, T., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diode+probes+for+spatiotemporal+optical+control+of+multiple+neurons+in+freely+moving+animals.">Diode probes for spatiotemporal optical control of multiple neurons in freely moving animals.</a> J Neurophysiol. 108 (1), 349-363 (2012).</li><li>Wu, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+implantable+neural+probe+with+monolithically+integrated+dielectric+waveguide+and+recording+electrodes+for+optogenetics+applications.">An implantable neural probe with monolithically integrated dielectric waveguide and recording electrodes for optogenetics applications.</a> J Neural Eng. 10 (5), 056012 (2013).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Chronische Aufnahme von neuronaler Aktivität ist von entscheidender Bedeutung für das Verständnis der neuronalen Prozesse wie z. B. hippocampal Ort Felder. Unser Ansatz, chronische Silicium-Sonde Implantantation durchzuführen unterscheidet sich von anderen Methoden7,18,19,20 durch die Tatsache, dass es relativ einfach, die Elektrode Paket wiederherzustellen das Ende des Experiments. Währen...

Silizium-Sonden präsentieren mehrere Vorteile für elektrophysiologische Aufnahmen, einschließlich der Tatsache, dass sie dazu, mit scharfen Profilen, die Minimierung von Gewebeschäden und bestimmt sind, dass sie ein präzises Layout der dicht gedrängten Aufnahme Websites1präsentieren, 2,3,4. Sie werden verwendet, um verschiedene Systeme in verschiedenen Arten, darunter Menschen3,5,6, mit unterschiedlichen Ansätzen1,7zu studieren. Ihre wiederkehrende Verwendung ist jedoch wegen ihrer Kosten, Zerbrechlichkeit und die Tatsache, dass bequeme Methoden für chronische Experimente8fehlen noch relativ begrenzt. Jüngste Fortschritte in der 3D-Drucktechnologie haben die individuelle Gestaltung der Geräte wie Mikro-Antriebe und Kopf-Platten ermöglichen eine einfachere Handhabung der diese empfindlicheren Elektroden möglich gemacht. In einem ersten Schritt werden wir beschreiben, wie erstellen und verwenden eine Reihe von Tools, die wir entwickelt haben für die Implantation von chronischen Silizium Sonden14.
Während Ortszellen mit frei beweglichen Tiere laufen in Labyrinthe in der Regel untersucht sind, wurden vor kurzem sie auch in virtuellen Umgebungen15 und Laufband Apparatii9 (Abbildung 1A) untersucht. Diese experimentelle Methoden bieten den Vorteil, dass Tiere Kopf-zurückhaltend können werden, Nutzung der 2-Photonen-Mikroskop15, Patch-Clamp16und Optrode9,10,11 Techniken einfacher, neben der verbesserten Kontrolle über Tierverhalten und ökologische Hinweise12. In einem zweiten Schritt präsentieren wir die Verfahren für die Ausbildung von Mäusen und Aufnahme Ort Zell-Aktivität in einem Laufband-Apparat.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Silicon Probe</td>
			<td>Neuronexus</td>
			<td>Buzsabi32</td>
			<td>Recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recording system</td>
			<td>Intantech</td>
			<td>RHD2132/RHD2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D printer</td>
			<td>Asiga</td>
			<td>Pico Plus 27</td>
			<td>High resolution printer for micro-drive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D printer</td>
			<td>Stratasys</td>
			<td>Mojo</td>
			<td>Lower resolution printer for hat components</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic apparatus</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 963</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Binocular microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Treadmill apparatus</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>We build them</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

implantation of chronic silicon probes and recording of hippocampal place cells in an enriched treadmill apparatus

Eine wichtige Voraussetzung für das Verständnis der Funktion des Gehirns ist die Identifizierung von Verhalten und Zell-Aktivität korreliert. Silizium-Sonden sind Elektroden für groß angelegte elektrophysiologische Aufzeichnung von neuronaler Aktivität fortgeschritten, aber die Verfahren für ihre chronische Implantation sind noch unterentwickelt. Ist die Aktivität der hippocampal Platzzellen korrelieren mit einem Tier Position in der Umgebung bekannt, aber die zugrunde liegenden Mechanismen sind noch unklar. Ortszellen untersuchen, beschreiben wir hier eine Reihe von Techniken, die das Spektrum reicht von der Herstellung von Geräten für chronische Silizium Sonde Implantate für die Überwachung der Ort Feld Aktivität in einem Cue-angereicherten Laufband-Apparat. Ein Mikro-Laufwerk und einen Hut entstehen durch Montage und Befestigung zusammen 3D-gedruckten Kunststoffteile. Eine Silizium-Sonde ist montiert auf dem Mikro-Laufwerk gereinigt und beschichtet mit Farbstoff. Eine erste Operation wird durchgeführt, um den Hut auf den Schädel einer Maus zu beheben. Kleine Sehenswürdigkeiten sind hergestellt und von einem Laufband am Gürtel befestigt. Die Maus ist darin geschult, Kopf fixiert laufen auf dem Laufband. Eine zweite Operation wird durchgeführt, um die Implantat-Silikon-Sonde im Hippocampus, nach welcher Breitband elektrophysiologische Signale aufgezeichnet werden. Schließlich ist die Silizium-Sonde wiederhergestellt und für die Wiederverwendung gereinigt. Die Analyse der Ort Zell-Aktivität in der Tretmühle zeigt eine Vielfalt von Mechanismen Feld Gliederung der Vorteil des Ansatzes.

Eine Maus trainierte zunächst auf einem zwei Meter langen Gürtel frei von Cues (Abbildung 1) ausgeführt. Nach der Implantation der Elektroden, einem neuen Gürtel von gleicher Länge aber 3 Paare von Cues zu präsentieren wurde auf dem Laufband, installiert, um Allocentric räumliche Darstellungen12,14zu generieren. Bei einer Abtastrate von 30.000 Hz mit einer 250-Kanal Recording-System (Verstärke...

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Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Wir beschreiben die verschiedenen Schritte, chronische Silicium-Sonden zu implantieren und Platzzellen bei Mäusen zu erfassen, die laufen Kopf fixiert auf einen Cue-angereicherten Laufband Apparat sind.

Implantation von chronischen Silicon Sonden und Aufzeichnung der Hippocampal Platzzellen in eine angereicherte Laufband-Vorrichtung

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

implantation-chronic-silicon-probes-recording-hippocampal-place-cells

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.6K Aufrufe.  Korea Institute of Science and Technology. Wir beschreiben die verschiedenen Schritte, chronische Silicium-Sonden zu implantieren und Platzzellen bei Mäusen zu erfassen, die laufen Kopf fixiert auf einen Cue-angereicherten Laufband Apparat sind.

Serie: Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

Live-Cell-Imaging von Sinnesorgan Vorläuferzellen im Intact Drosophila Puppen

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Forschung

Neurowissenschaften

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of behaviors from the spiking activity of its neurons. One of the most effective methods to monitor spiking activity from a large number of neurons in multiple local neuronal circuits simultaneously is by using silicon electrode arrays1-3.
Action potentials produce large transmembrane voltage changes in the vicinity of cell somata. These output signals can be measured by placing a conductor in close proximity of a neuron. If there are many active (spiking) neurons in the vicinity of the tip, the electrode records combined signal from all of them, where contribution of a single neuron is weighted by its 'electrical distance'. Silicon probes are ideal recording electrodes to monitor multiple neurons because of a large number of recording sites (+64) and a small volume. Furthermore, multiple sites can be arranged over a distance of millimeters, thus allowing for the simultaneous recordings of neuronal activity in the various cortical layers or in multiple cortical columns (Fig. 1). Importantly, the geometrically precise distribution of the recording sites also allows for the determination of the spatial relationship of the isolated single neurons4. Here, we describe an acute, large-scale neuronal recording from the left and right forelimb somatosensory cortex simultaneously in an anesthetized rat with silicon probes (Fig. 2).

Extracellular recordings of neuronal activity using silicon probes in the anesthetized rat will be described. This technique allows information to be obtained across multiple brain areas from more than 100 neurons simultaneously. It provides information with single cell resolution about neuronal ensembles dynamics in multiple local circuits.

Recording Großflächige Neuronale Ensembles mit Silicon-Sonden in der narkotisierten Ratte

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

Chirurgische Implantation von Elektroden für die Neural Chronische Aufnahme Single Unit Activity und Electrocorticographic Signale

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Konstruktion und Montage eines Ultra-light Motorisierte Microdrive für chronische Neural Recordings in Kleintiere

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dual-Elektrophysiologische Recordings synaptisch-evozierte astrogliale und neuronale Antworten in Acute Hippocampusschnitte

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

LWL-Implantation für chronische optogenetische Stimulation des Hirngewebes

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Elektrophysiologische Verfahren zur Aufzeichnung von intrazellulärer Spannung Antworten von<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorezeptoren und Inter auf Lichtreize<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Quantification of Endosome and Lysosome Motilities in Cultured Neurons Using Fluorescent Probes

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, survival, and glial communications. To date, numerous studies have reported that defects in these systems cause various neuronal diseases. Thus, understanding the mechanisms underlying vesicle dynamics may provide influential clues that could aid in the treatment of several neuronal disorders. Here, we describe a method for quantifying vesicle motilities, such as motility distance and rate of movement, using a software plug-in for the ImageJ platform. To obtain images for quantification, we labeled neuronal endosome-lysosome structures with EGFP-tagged vesicle marker proteins and observed the movement of vesicles using a time-lapse microscopy. This method is highly useful and simplify measuring vesicle motility in neurites, such as axons and dendrites, as well as in the soma of both neurons and glial cells. Furthermore, this method can be applied to other cell lines, such as fibroblasts and endothelial cells. This approach could provide a valuable advancement of our understanding of membrane trafficking.

The investigation of membrane trafficking is crucial for understanding neuronal functions. Here, we introduce a method for quantifying vesicle motility in neurons. This is a convenient method that can be adapted to the quantification of membrane trafficking in the nervous system.

Quantifizierung von Endosom- und Lysosom-Motilen in kultivierten Neuronen mit fluoreszierenden Sonden

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

Chronische Transkraniellen Elektrostimulation und Intracortical Aufnahme bei Ratten

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...