Name: implantation of chronic silicon probes and recording of hippocampal place cells in an enriched treadmill apparatus
Uploaded: 2017-10-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 59 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus at JoVE.com

Diese Arbeit wurde vom Korea Institute of Science und Technology institutionelle Program (Projekte Nr. 2E26190 und 2E26170) und das Human Frontier Science Program (RGY0089/2012) unterstützt.

alle beschriebene Methoden von Animal Care und Use Committee des Korea Institute of Science und Technologie genehmigt worden.
 1. Vorbereitung der Micro-Drive und Elektrode <ol><li>Montage das Micro-Drive.
	<ol><li>Die Teile des Mikro-Laufwerks (Schieberegler, Körper und Shell) Drucken 14 mit einem hochauflösenden 3D-Drucker. Sicherstellen, dass die Teile haben keine Mängel.</li>
		<li>Fixieren den Schieberegler in den Mikro-Antrieb-Körper mit einer Schraube (Größe 000-120 x 1/4).</li>
		<li>Löten eine Nuss (Größe 000-120 000-120/64 Hex) auf die Spitze der Schraube.</li>
		<li>Drehen Sie die Schraube im Uhrzeigersinn bewegen Sie den Schieberegler nach oben oder nach unten gegen den Uhrzeigersinn drehen.</li>
		<li>Befestigen Sie die Schale auf den Körper mit einer Schraube (Größe 000-120 x 1/4).</li>
	</ol></li> <li>Montage der Sonde auf dem Mikro-Laufwerk.
	<ol><li>Fixieren der Mikro-Antrieb in horizontaler Position unter einem Binokular.</li>
		<li>Verwenden eine flache Krokodilklemme mit Kautschuk Polsterung, um Flex-Kabel des Prüfpunkts Silizium zu greifen, während sorgfältig trennen die Sonde aus dem Versand-Gehäuse mit der Pinzette. Fix die Krokodilklemme, ein Manipulator.</li>
		<li>Mit dem Manipulator die Silizium-Sonde auf den Micro-Drive-Regler parallel zur Richtung der Bewegung lag.</li>
		<li>Geben Sie einen Tropfen von dental Zement (Raumtemperatur aushärtende Acryl dental Reparatur Material), die Sonde an den Schieberegler zu beheben. Korrigieren Sie die Sondenposition, wenn es verschoben hat. Kleber wird nicht empfohlen, da es sehr schnell heilt und es schwierig macht, die Elektrodenposition nachjustieren.</li>
		<li>Befestigen Sie den Anschluss der Sonde an den C-Halter (Steckerhalter) mit dental Zement.</li>
	</ol></li> <li>Reinigung und Aufsetzen der Sonde Farbstoff.
	<ol><li>Fix die Microdrive/Sonde Gefüge auf dem Sonde-Reinigungs-Gerät. Das Gerät verfügt über 2 kleine rotierende Schaumstoff Schwämme (nicht-sterile Tupfer). Passen Sie die Lücke durch den Manipulator.</li>
		<li>Die Schwämme mit Reinigungsmittel einweichen.</li>
		<li>Bewegen sich langsam die Sonde nach oben und unten zwischen die Schwämme, so dass eine sanfte Berührung. Die Reinigung unter dem Mikroskop zu überwachen.</li>
		<li>Spülen die Sonde mit destilliertem Wasser. Tauchen Sie die Sonde in Alkohol für die Sterilisation.</li>
		<li>Anwenden Dil (lipophile Fluoreszenzfarbstoff) auf der Rückseite der Ableger der Sonde mit einem Schaum-Tupfer. Dies ermöglicht die Visualisierung der Schaft stellen im Gehirn in einer späteren Phase.</li>
	</ol></li> <li>Montage des Hutes <ol><li>Teile des Hutes (Kopf-Platte, Steckerhalter und Mütze) Drucken 14 mit einem 3D Drucker. Die 3 Teile fügen sich zu eine geschlossene Gehäuse bilden.</li>
		<li>Muttern (Größe M2 und 00-90 00-90/4) in die Schlitze an der Kopfplatte und befestigen Sie mit Leim und dental Zement einsetzen.</li>
		<li>Legen Sie eine Unterlegscheibe in den Schlitz der GAP und fixieren mit dental Zement.</li>
	</ol></li></ol> 2. Operation zur Fixierung des Hutes auf den Schädel alle Hilfsmittel für die Chirurgie sind vorher durch Autoklavieren sterilisiert. Eine trockene Hitze-Perlen-Gerät dient Forto sterilisieren Werkzeuge, die kontaminiert werden und müssen während der Operation sterilisiert werden.
<ol><li>Die Isofluran auf 4 % für die Einleitung der Narkose festlegen. Setzen Sie die Maus in der Anästhesie-Kammer für 5 min.</li>
	<li>Installieren Sie die Maus in einer stereotaktischen Apparatur.</li>
	<li>Verringern Isofluran auf 1,5-2 %. Stellen Sie den Pegel während der Operation nach Tier stand, Atemfrequenz, und Körper Temperatur 20.</li>
	<li>Augensalbe auf die Augen auftragen.</li>
	<li>Die Kopfhaut rasieren und reinigen Sie den Kopf des Tieres mit antiseptischen (Iodopovidone). Aseptische Bedingungen bei allen Arbeitsschritten der Chirurgie zu erhalten.</li>
	<li>Inject Bupivacain (1 mg/kg) unter der Kopfhaut. Schneiden Sie und entfernen Sie Teil der parietalen Haut von der Maus-Kopf mit einer feinen Schere um zu den Schädel an den Rändern zu entlarven. Verwenden Sie Kochsalzlösung und eine blutstillende Schwamm zu reinigen und zu kontrollieren, die Blutung während der Operation.</li>
	<li>Entfernen der Knochenhaut mit einem Etikettenschaber.</li>
	<li>Finden Sie die Referenzpunkte auf der Schädel 21: Bregma, Lambda, koronal und sagittale Naht. Passen Sie den Kopf &#39; s Winkel entlang der sagittalen Achse, so dass die Bregma und Lambda Punkte auf gleicher Höhe sind.</li>
	<li>Bohren Sie zwei Löcher (~0.5 mm Durchmesser) in den Schädel für die Referenz und Boden Elektroden. Die Löcher sollten etwa kaudalen 1 mm und 1 mm seitlich des Lambda werden.</li>
	<li>Legen Sie die Boden und Verweis Elektroden (Größe 000-120 000-120/16 Miniatur Edelstahl-Schrauben mit Pin Stecker Kabel gekoppelt).</li>
	<li>Apply ultraviolettes (UV) Licht kleben Dentin Aktivator auf den Schädel und wenden Sie dann UV-Licht für 45-60 s.</li>
	<li>Tragen Sie eine Schicht von dental Zement an den Rändern des Schädels. Vermeiden Sie die Verbreitung von Zement auf die Haut und Haar der Mäuse.</li>
	<li>Fixieren die Kopfplatte zu einer stereotaktischen Manipulator und positionieren Sie es über den Schädel. Langsam senken Sie die Kopfplatte, bis es leicht den Schädel berührt, und wenden Sie dental Zement an der Kreuzung mit dem Totenkopf. Lassen Sie die dental Zement Aushärten für 15 min.</li>
	<li>Entfernen die Narkose. Befestigen Sie ein Steckerhalter und eine Kappe auf der Kopfplatte. Setzen Sie die Maus in seinem Käfig nach geben eine subkutane Injektion von Ketaprofen 5 mg/kg</li>
	<li>Geben subkutane Injektionen von Ketaprofen 5 mg/kg für die nächsten zwei Tage und Monitor sorgfältig auf Anzeichen von Schmerzen. Mäuse in der Regel aufwachen aus der Narkose innerhalb von 20-40 min. Das Hut-Implantat ist relativ leicht (3,34 g), solche, die Mäuse haben keine Mühe, den Kopf zu heben, laufen in Labyrinthe und Klettern an den Rändern ihrer Heimat Käfig.</li>
</ol> 3. Verhaltenstraining <ol><li>nach einer postoperative Erholungszeit von 7 Tagen beginnen die Beschränkung des Wassers bei 1 mL pro Tag.</li>
	<li>Auf den Laufband Gürtel machen schneiden Sie ein Stück samt Stoff (5 cm x 1-2 m) und kleine Objekte mit Heißkleber befestigen. Befestigen Sie errichteten Gegenstände an den Rändern des Bandes um nicht mit der Bewegung der Maus stören.</li>
	<li>Durch Vernähen zusammen die beiden Enden der Gürtel an den Rädern des Laufbandes zu beheben.</li>
	<li>Installieren Sie die Maus in der Tretmühle Kopf fixiert durch einsetzen und anziehen der beiden Schrauben von der Kopfplatte in die Schlitze der Kopf-Fixierung Platte.</li>
	<li>Start training der Maus Kopf zurückhaltend laufen auf dem Laufband für die Wasser-Belohnung. Liefern Sie die Wasser-Belohnung über einen Port lecken. Zunächst setzen Sie die Maus auf dem Laufband für einen Zeitraum von 10 min, 3 Mal pro Tag.</li>
	<li>Wie die Maus gewöhnt sich an den Kopf-Fixierung und beginnt sich zu bewegen den Gürtel (in der Regel nach ~ 3 Tage), erhöhen die Trainingseinheit bis 30 min Dauer. Nach ca. 2-3 Wochen, laufen einige Mäuse mehr als 100 Studien in 30 min (ein Verfahren wird eine volle Umdrehung des Riemens).</li>
	<li>Wählen Sie die Mäuse zeigen die besten Verhalten Leistungen für die Aufnahme Experimente.</li>
</ol> 4. Implantation von Silizium-Sonde <ol><li>die Maus unter Narkose.</li>
	<li>Installieren Sie die Maus in der stereotaktischen Vorrichtung durch die Festsetzung der Kopfplatte. Reinigen Sie die Oberfläche des Schädels mit Kochsalzlösung.</li>
	<li>Finden stereotaktischen Marker: Bregma, Lambda, koronal und sagittale Naht. Messen Sie den Abstand zum Einfügepunkt und markieren it.</li>
	<li>Bohren Knochen sorgfältig, bis es dünn und transparent wird. Befeuchten und reinigen Sie mit Kochsalzlösung während des Bohrens.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig den ausgedünnten Knochen und die Dura Materie Präzision GewaltanwendungPS: Halten Sie die Gehirn-Oberfläche mit Kochsalzlösung ständig nass.</li>
	<li>Fixieren die Microdrive/Silizium Sonde Assemblage zu einer stereotaktischen Manipulator. Bringen Sie die Silizium-Sonde oberhalb der Kraniotomie. Schrauben Sie Silizium Sondenhalter Connector an der Kopfplatte.</li>
	<li>Verbinden die Aufnahme Verstärker und Bezugsmasse/Elektroden. Die Maus mit Alu-Folie zum Schutz vor elektromagnetischen Lärm zu schützen. Starten Sie die Aufnahme-System zur Überwachung der elektrischen Aktivität des Gehirns.</li>
	<li>Setzen Sie langsam die Silizium-Sonde in das Gehirn mit dem Mikromanipulator. Kontinuierlich zu überprüfen, die elektrischen Signale der Manipulator reiste Abstand und die Schäfte der Sonde (stellen Sie sicher, sie sind in das Gehirn eindringen). Einheit Aktivität ist sichtbar in der Hirnrinde, während die weiße Substanz unter relativ leise ist. Einheit-Aktivität erscheint wenn die Schäfte die pyramidale Schicht des Hippocampus berühren. Ab diesem Zeitpunkt Einfahren der Silizium-Sonde 200 µm (Mikro-Antrieb am nächsten Tag verwenden, um den Schaft in die pyramidale Schicht zurückzubringen).</li>
	<li>Bedecken die Oberfläche des Gehirns mit einer Mischung aus Knochen Wachs und Mineralöl.</li>
	<li>Fix Micro-Drive auf der Kopfplatte mit dental Zement. Lassen Sie die dental Zement Aushärten für 15 Minuten. Dann lösen Sie die Mikro-Fahrt von der stereotaktischen Manipulator und legte die Mütze Kappe wieder auf.</li>
	<li>Die Maus zurück in seinen Käfig setzen und geben eine subkutane Injektion von Ketaprofen 5 mg/kg. Suchen Sie nach Anzeichen von Schmerzen. Diese Operation ist deutlich weniger invasiv als die erste und Mäuse sind in der Regel innerhalb von 45 min aktiv, nachdem sie aus der Narkose aufwachen. Aber lassen Sie die Maus, die einen ganzen Tag zu erholen, da die Silizium-Sonde im Gehirn zu stabilisieren muss.</li>
</ol> 5. Aufnahme <ol><li>Installation die Maus Kopf-fixiert auf dem Laufband. Entfernen Sie die Mütze Cap</li>
	<li>Den Aufnahme-Verstärker zu verbinden und starten Sie die Aufnahme.</li>
	<li>Am ersten Tag der Mikro-Laufwerk verwenden, um die Silizium-Sonde in die pyramidale Schicht des Hippocampus zu bewegen. Zuges der Schraube gegen den Uhrzeigersinn bewegt sich die Schäfte 200 µm tiefer. Passen Sie die Schaft Position langsam (~ 20-50 µm zu einem Zeitpunkt) bis Welligkeit Schwingungen 13 und Einheit Aktivität angezeigt werden.</li>
	<li>An den nächsten Tagen tune die Schaft-Position und warten ~ 1 h vor der Aufnahme der hippocampalen Aktivität, während die Maus auf das Band läuft. Um gute Aufnahmequalität Signal für mehrere Tage zu erhalten, entfernen Sie harte Gegenstände und niedrige Decke von der Maus &#39; s Käfig um die Chance zu minimieren, der Hut auf harten Oberflächen stößt.</li>
</ol> 6. Wiederherstellung der Sonde <ol><li>die Maus unter Narkose.</li>
	<li>Installieren Sie die Maus in der stereotaktischen Vorrichtung durch die Festsetzung der Kopfplatte. Entfernen Sie die Mütze Cap</li>
	<li>Bringen den stereotaktischen Manipulator oberhalb der Mikro-Antrieb. Der Mikro-Antrieb für den Manipulator zu beheben. Schrauben Sie den Steckerhalter aus der Kopfplatte. Entfernen Sie die Schraube, die Verbindung zwischen der Schale und Körper die Micro-Drive.</li>
	<li>Shell Teil hinterließ Binokular Aufsicht, langsam hochziehen, Mikro-Antrieb/Silizium Sonde Assemblage mit der stereotaktischen Manipulator.</li>
	<li>Reinigen die Silizium-Sonde mit dem Reinigungsgerät.</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Chronische Aufnahme von neuronaler Aktivität ist von entscheidender Bedeutung für das Verständnis der neuronalen Prozesse wie z. B. hippocampal Ort Felder. Unser Ansatz, chronische Silicium-Sonde Implantantation durchzuführen unterscheidet sich von anderen Methoden7,18,19,20 durch die Tatsache, dass es relativ einfach, die Elektrode Paket wiederherzustellen das Ende des Experiments. Währen...

Silizium-Sonden präsentieren mehrere Vorteile für elektrophysiologische Aufnahmen, einschließlich der Tatsache, dass sie dazu, mit scharfen Profilen, die Minimierung von Gewebeschäden und bestimmt sind, dass sie ein präzises Layout der dicht gedrängten Aufnahme Websites1präsentieren, 2,3,4. Sie werden verwendet, um verschiedene Systeme in verschiedenen Arten, darunter Menschen3,5,6, mit unterschiedlichen Ansätzen1,7zu studieren. Ihre wiederkehrende Verwendung ist jedoch wegen ihrer Kosten, Zerbrechlichkeit und die Tatsache, dass bequeme Methoden für chronische Experimente8fehlen noch relativ begrenzt. Jüngste Fortschritte in der 3D-Drucktechnologie haben die individuelle Gestaltung der Geräte wie Mikro-Antriebe und Kopf-Platten ermöglichen eine einfachere Handhabung der diese empfindlicheren Elektroden möglich gemacht. In einem ersten Schritt werden wir beschreiben, wie erstellen und verwenden eine Reihe von Tools, die wir entwickelt haben für die Implantation von chronischen Silizium Sonden14.
Während Ortszellen mit frei beweglichen Tiere laufen in Labyrinthe in der Regel untersucht sind, wurden vor kurzem sie auch in virtuellen Umgebungen15 und Laufband Apparatii9 (Abbildung 1A) untersucht. Diese experimentelle Methoden bieten den Vorteil, dass Tiere Kopf-zurückhaltend können werden, Nutzung der 2-Photonen-Mikroskop15, Patch-Clamp16und Optrode9,10,11 Techniken einfacher, neben der verbesserten Kontrolle über Tierverhalten und ökologische Hinweise12. In einem zweiten Schritt präsentieren wir die Verfahren für die Ausbildung von Mäusen und Aufnahme Ort Zell-Aktivität in einem Laufband-Apparat.

<table><tbody><tr><td>Silicon Probe</td><td>Neuronexus</td><td>Buzsabi32</td><td>Recording electrode</td></tr><tr><td>Recording system</td><td>Intantech</td><td>RHD2132/RHD2000</td><td></td></tr><tr><td>3D printer</td><td>Asiga</td><td>Pico Plus 27</td><td>High resolution printer for micro-drive</td></tr><tr><td>3D printer</td><td>Stratasys</td><td>Mojo</td><td>Lower resolution printer for hat components</td></tr><tr><td>Stereotaxic apparatus</td><td>Kopf</td><td>Model 963</td><td></td></tr><tr><td>Binocular microscope</td><td>Leica</td><td>M60</td><td></td></tr><tr><td>Treadmill apparatus</td><td></td><td></td><td>We build them</td></tr></tbody></table>

implantation of chronic silicon probes and recording of hippocampal place cells in an enriched treadmill apparatus

Eine wichtige Voraussetzung für das Verständnis der Funktion des Gehirns ist die Identifizierung von Verhalten und Zell-Aktivität korreliert. Silizium-Sonden sind Elektroden für groß angelegte elektrophysiologische Aufzeichnung von neuronaler Aktivität fortgeschritten, aber die Verfahren für ihre chronische Implantation sind noch unterentwickelt. Ist die Aktivität der hippocampal Platzzellen korrelieren mit einem Tier Position in der Umgebung bekannt, aber die zugrunde liegenden Mechanismen sind noch unklar. Ortszellen untersuchen, beschreiben wir hier eine Reihe von Techniken, die das Spektrum reicht von der Herstellung von Geräten für chronische Silizium Sonde Implantate für die Überwachung der Ort Feld Aktivität in einem Cue-angereicherten Laufband-Apparat. Ein Mikro-Laufwerk und einen Hut entstehen durch Montage und Befestigung zusammen 3D-gedruckten Kunststoffteile. Eine Silizium-Sonde ist montiert auf dem Mikro-Laufwerk gereinigt und beschichtet mit Farbstoff. Eine erste Operation wird durchgeführt, um den Hut auf den Schädel einer Maus zu beheben. Kleine Sehenswürdigkeiten sind hergestellt und von einem Laufband am Gürtel befestigt. Die Maus ist darin geschult, Kopf fixiert laufen auf dem Laufband. Eine zweite Operation wird durchgeführt, um die Implantat-Silikon-Sonde im Hippocampus, nach welcher Breitband elektrophysiologische Signale aufgezeichnet werden. Schließlich ist die Silizium-Sonde wiederhergestellt und für die Wiederverwendung gereinigt. Die Analyse der Ort Zell-Aktivität in der Tretmühle zeigt eine Vielfalt von Mechanismen Feld Gliederung der Vorteil des Ansatzes.

Eine Maus trainierte zunächst auf einem zwei Meter langen Gürtel frei von Cues (Abbildung 1) ausgeführt. Nach der Implantation der Elektroden, einem neuen Gürtel von gleicher Länge aber 3 Paare von Cues zu präsentieren wurde auf dem Laufband, installiert, um Allocentric räumliche Darstellungen12,14zu generieren. Bei einer Abtastrate von 30.000 Hz mit einer 250-Kanal Recording-System (Verstärke...

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Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Wir beschreiben die verschiedenen Schritte, chronische Silicium-Sonden zu implantieren und Platzzellen bei Mäusen zu erfassen, die laufen Kopf fixiert auf einen Cue-angereicherten Laufband Apparat sind.

Implantation von chronischen Silicon Sonden und Aufzeichnung der Hippocampal Platzzellen in eine angereicherte Laufband-Vorrichtung

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.6K Aufrufe.  Korea Institute of Science and Technology. Wir beschreiben die verschiedenen Schritte, chronische Silicium-Sonden zu implantieren und Platzzellen bei Mäusen zu erfassen, die laufen Kopf fixiert auf einen Cue-angereicherten Laufband Apparat sind.

Serie: Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of behaviors from the spiking activity of its neurons. One of the most effective methods to monitor spiking activity from a large number of neurons in multiple local neuronal circuits simultaneously is by using silicon electrode arrays1-3.
Action potentials produce large transmembrane voltage changes in the vicinity of cell somata. These output signals can be measured by placing a conductor in close proximity of a neuron. If there are many active (spiking) neurons in the vicinity of the tip, the electrode records combined signal from all of them, where contribution of a single neuron is weighted by its 'electrical distance'. Silicon probes are ideal recording electrodes to monitor multiple neurons because of a large number of recording sites (+64) and a small volume. Furthermore, multiple sites can be arranged over a distance of millimeters, thus allowing for the simultaneous recordings of neuronal activity in the various cortical layers or in multiple cortical columns (Fig. 1). Importantly, the geometrically precise distribution of the recording sites also allows for the determination of the spatial relationship of the isolated single neurons4. Here, we describe an acute, large-scale neuronal recording from the left and right forelimb somatosensory cortex simultaneously in an anesthetized rat with silicon probes (Fig. 2).

Extracellular recordings of neuronal activity using silicon probes in the anesthetized rat will be described. This technique allows information to be obtained across multiple brain areas from more than 100 neurons simultaneously. It provides information with single cell resolution about neuronal ensembles dynamics in multiple local circuits.

Recording Großflächige Neuronale Ensembles mit Silicon-Sonden in der narkotisierten Ratte

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

Forschung

Neurowissenschaften

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Simultaneous Monitoring of Wireless Electrophysiology and Memory Behavioral Test as a Tool to Study Hippocampal Neurogenesis

Brainwaves amplitude obtained from electroencephalography (EEG) has been well-recognized as a basis for cognitive capacity, memory, and learning on animals and humans. Adult neurogenesis mechanism is also linked to memory and learning improvement. Traditionally, researchers used to assess learning and memory parameters in rodent models by behavioral tasks. Therefore, the simultaneous monitoring of behavioral changes and EEG is particularly interesting in correlating data between brain activity and task-related behaviors. However, most of the equipment required to perform both studies are either complex, expensive, or uses a wired setup network that hinders the natural animals&#8217; movement. In this study, EEG was recorded with a wireless electrophysiology device along with the execution of a novel object recognition task (NORT). The animal&#8217;s behavior was monitored simultaneously by a video tracking system. Both recordings were analyzed offline by their timestamps which were synched to link EEG signals with the animal&#8217;s actions. Subjects consist of adult Wistar rats after medium-term environmental enrichment treatment. Six skull screw electrodes were fixed in pairs on both hemispheres over frontal, central, and parietal regions and were referenced to an electrode located posterior of the nasal bone. NORT protocol consists of exposing the animal to two identical objects for 10 min. After 2 h and 24 h, one of the objects was replaced with a novel one. Exploration time for each object was monitored by a behavioral tracking software (BTS) and EEG data recording. The analysis of the EEG synced with behavioral data consists of estimations of alpha and beta relative band power and comparisons between novel object recognition versus familiar object exploration, between three experimental stages. In this manuscript, we have discussed electrodes manufacturing process, epidural electrodes implantation surgery, environmental enrichment protocol, NORT protocol, BTS setup, EEG &#8211; BTS coupling for simultaneous monitoring in real-time, and EEG data analysis based on automatic events detection.

The protocol presented here provides information on the simultaneous electroencephalography (EEG) and behavioral assessment in real-time. We have discussed all steps involved in this protocol as an attractive solution for researchers in many fields of neuroscience, particularly in learning and memory areas.

Simultane Überwachung der drahtlosen Elektrophysiologie und des Gedächtnisverhaltenstests als Werkzeug zur Untersuchung der Neurogenese des Hippocampus

Brainwaves amplitude obtained from electroencephalography (EEG) has been well-recognized as a basis for cognitive capacity, memory, and learning on ...

Verhalten

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of scientific and clinical development. The use of flexible polymer electrode arrays can support long-lasting recording, but the same mechanical properties that allow for longevity of recording make multiple insertions and integration into a chronic implant a challenge. Here is a methodology by which multiple polymer electrode arrays can be targeted to a relatively spatially unconstrained set of brain areas.
The method utilizes thin-film polymer devices, selected for their biocompatibility and capability to achieve long-term and stable&#160;electrophysiologic recording interfaces. The resultant implant allows accurate and flexible targeting of anatomically distant regions, physical stability for months, and robustness to electrical noise. The methodology supports up to sixteen serially inserted devices across eight different anatomic targets. As previously demonstrated, the methodology is capable of recording from 1024 channels. Of these, the 512 channels in this demonstration used for single neuron recording yielded 375 single units distributed across six recording sites. Importantly, this method also can record single units for at least 160 days.
This implantation strategy, including temporarily bracing each device with a retractable silicon insertion shuttle, involves tethering of devices at their target depths to a skull-adhered plastic base piece that is custom-designed for each set of recording targets, and stabilization/protection of the devices within a silicone-filled, custom-designed plastic case. Also covered is the preparation of devices for implantation, and design principles that should guide adaptation to different combinations of brain areas or array designs.

Described below is a method for implantation of multiple polymer electrode arrays across anatomically distant brain regions for chronic electrophysiological recording in freely moving rats. Preparation and surgical implantation are described in detail, with emphasis on design principles to guide adaptation of these methods for use in other species.

Chronische Implantation mehrerer flexibler Polymerelektroden-Arrays

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

Hybrid Microdrive System mit wiederherstellbarer Opto-Silikon-Sonde und Tetrode für Dual-Site High Density Recording in frei beweglichen Mäusen

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...

Micro-Drive-Implantat zur Aufzeichnung der täglichen neuronalen Aktivität bei juvenilen Mäusen

A Lightweight Drive Implant for Chronic Tetrode Recordings in Juvenile Mice

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of particular importance for studying mouse models of human neuropsychiatric disorders. However, such methods often require large cranial implants, which cannot be used in mice at early developmental time points. As such, virtually no studies of in vivo physiology have been performed in freely behaving infant or juvenile mice, despite the fact that a better understanding of neurological development in this critical window would likely provide unique insights into age-dependent developmental disorders such as autism or schizophrenia. Here, a micro-drive design, surgical implantation procedure, and post-surgery recovery strategy are described that allow for chronic field and single-unit recordings from multiple brain regions simultaneously in mice as they age from postnatal day 20 (p20) to postnatal day 60 (p60) and beyond, a time window roughly corresponding to the human ages of 2 years old through to adulthood. The number of recording electrodes and final recording sites can be easily modified and expanded, thus allowing flexible experimental control of the in vivo monitoring of behavior- or disease-relevant brain regions across development.

Autor im Rampenlicht: Ein leichtes Antriebsimplantat für chronische Tetrodenaufnahmen bei juvenilen Mäusen  

Here, we describe a micro-drive design, surgical implantation procedure, and post-surgery recovery strategy that allow for chronic field and single-unit recordings from multiple brain regions simultaneously in juvenile and adolescent mice across a critical developmental window from postnatal day 20 (p20) to postnatal day 60 (p60) and beyond.

Ein leichtes Antriebsimplantat für chronische Tetrodenableitungen bei juvenilen Mäusen

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of ...

Entwicklung eines X-Y-Elektrodentisches zur präzisen neuronalen Aufzeichnung bei Weißbüschelaffen

Electrophysiology of Laminar Cortical Activity in the Common Marmoset

The marmoset monkey provides an ideal model for examining laminar cortical circuits due to its smooth cortical surface, which facilitates recordings with linear arrays. The marmoset has recently grown in popularity due to its similar neural functional organization to other primates and its technical advantages for recording and imaging. However, neurophysiology in this model poses some unique challenges due to the small size and lack of gyri as anatomical landmarks. Using custom-built micro-drives, researchers can manipulate linear array placement to sub-millimeter precision and reliably record at the same retinotopically targeted location across recording days. This protocol describes the step-by-step construction of the micro-drive positioning system and the neurophysiological recording technique with silicon linear electrode arrays. With precise control of electrode placement across recording sessions, researchers can easily traverse the cortex to identify areas of interest based on their retinotopic organization and the tuning properties of the recorded neurons. Further, using this laminar array electrode system, it is possible to apply a current source density analysis (CSD) to determine the recording depth of individual neurons. This protocol also demonstrates examples of laminar recordings, including spike waveforms isolated in Kilosort, which span multiple channels on the arrays.

Autor im Rampenlicht: Optimierung von Mikroantriebssystemen für die präzise Elektrodenpositionierung in Weißbüschelaffen

Custom-built micro-drives enable the sub-millimeter targeting of cortical recording sites with linear silicon arrays.

Elektrophysiologie der laminaren kortikalen Aktivität beim Weißbüschelaffen

The marmoset monkey provides an ideal model for examining laminar cortical circuits due to its smooth cortical surface, which facilitates recordings with ...

Implantation von chronischen Silicon Sonden und Aufzeichnung der Hippocampal Platzzellen in eine angereicherte Laufband-Vorrichtung

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Recording Großflächige Neuronale Ensembles mit Silicon-Sonden in der narkotisierten Ratte

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

Simultane Überwachung der drahtlosen Elektrophysiologie und des Gedächtnisverhaltenstests als Werkzeug zur Untersuchung der Neurogenese des Hippocampus

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

Chronische Implantation mehrerer flexibler Polymerelektroden-Arrays

Hybrid Microdrive System mit wiederherstellbarer Opto-Silikon-Sonde und Tetrode für Dual-Site High Density Recording in frei beweglichen Mäusen

Ein leichtes Antriebsimplantat für chronische Tetrodenableitungen bei juvenilen Mäusen

Ein leichtes Antriebsimplantat für chronische Tetrodenableitungen bei juvenilen Mäusen

Ein leichtes Antriebsimplantat für chronische Tetrodenableitungen bei juvenilen Mäusen

Elektrophysiologie der laminaren kortikalen Aktivität beim Weißbüschelaffen