Questo lavoro è stato supportato da Korea Institute of Science e tecnologia programma istituzionale (n. progetti 2E26190 e 2E26170) e la Human Frontier Science Program (RGY0089/2012).

tutti i metodi descritti sono stati approvati dal comitato di uso del Korea Institute of Science e tecnologia e cura degli animali.
 1. preparare il Micro-drive e l'elettrodo <ol><li>micro-unità di montaggio.
	<ol><li>Stampa le parti della micro-drive (cursore, corpo e shell) 14 utilizzando una stampante 3D ad alta risoluzione. Assicurarsi che le parti non hanno difetti.</li>
		<li>Fissare il cursore nel corpo del micro-drive con una vite (dimensione 000-120 x 1/4).</li>
		<li>Saldare un dado (formato Hex 000-120 000 120/64) verso la punta della vite.</li>
		<li>Ruotare la vite in senso orario per spostare il cursore in alto o in senso antiorario per spostare verso il basso.</li>
		<li>Fissare il guscio al corpo con una vite (dimensione 000-120 x 1/4).</li>
	</ol></li> <li>Montaggio della sonda sull'unità micro-.
	<ol><li>Difficoltà il micro-unità in posizione orizzontale sotto un microscopio binoculare.</li>
		<li>Utilizzare un morsetto a coccodrillo piatto con imbottitura in gomma per afferrare il cavo della sonda silicio, mentre si toglie attentamente la sonda dal recinto della spedizione con il forcipe. Fissare il morsetto a coccodrillo per un manipolatore.</li>
		<li>Utilizzando il manipolatore, porre la sonda di silicio sul dispositivo di scorrimento di micro-unità, parallelo alla direzione di movimento.</li>
		<li>Applicare una goccia di cemento dentale (temperatura di polimerizzazione acrilico dentale materiale di riparazione) per fissare la sonda per il dispositivo di scorrimento. Correggere la posizione della sonda se è spostato. Colla non è raccomandato in quanto guarisce molto velocemente e rende difficile regolare nuovamente la posizione degli elettrodi.</li>
		<li>Fissare il connettore della sonda al titolare della C (supporto del connettore) con cemento dentale.</li>
	</ol></li> <li>Lavaggio e mettere colorante sulla sonda.
	<ol><li>Fix il Microdrive/sonda assemblaggio del dispositivo di pulizia sonda. Il dispositivo è dotato di 2 piccoli rotanti schiuma spugne (tamponi non sterili). Regolare il divario con il manipolatore.</li>
		<li>Bagnare le spugne con detersivi.</li>
		<li>Muovere lentamente la sonda su e giù tra le spugne, permettendo un tocco delicato. Monitorare il processo di pulizia sotto un microscopio.</li>
		<li>Sciacquare la sonda con acqua distillata. Immergere la sonda in alcool per la sterilizzazione.</li>
		<li>Dil applica (colorante fluorescente lipofilico) sul retro della tibia della sonda, utilizzando un tampone di gomma piuma. Questo vi permetterà in una fase successiva la visualizzazione delle posizioni di tibia nel cervello.</li>
	</ol></li> <li>Montaggio il cappello <ol><li>stampare le parti del cappello (piastra di testa, supporto del connettore e un coperchio) 14 utilizzando una stampante 3D. I 3 pezzi si incastrano per formare un involucro sigillato.</li>
		<li>Inserire dadi (dimensioni M2 e 00-90 00 90/4) nelle asole del piastra di testa e fissarlo con colla e cemento dentale.</li>
		<li>Inserire una rondella nello slot della PAC e difficoltà con cemento dentale.</li>
	</ol></li></ol> 2. Chirurgia per la fissazione del cappello sul cranio tutti gli strumenti utilizzati per la chirurgia sono preventivamente sterilizzati in autoclave. Viene utilizzato un dispositivo di perline calore secco forto sterilizzare strumenti che essere contaminati e devono essere sterilizzati durante l'intervento chirurgico.
<ol><li>Impostare il livello di isoflurane al 4% per l'inizio dell'anestesia. Mettere il mouse nella camera di anestesia per 5 min.</li>
	<li>Installare il mouse in un apparato stereotassica.</li>
	<li>Ridurre il livello di isoflurano a 1,5-2%. Regolare il livello durante l'intervento chirurgico in base allo stato animale, il tasso di respirazione e corpo temperatura 20.</li>
	<li>Applicare unguento oculare sugli occhi.</li>
	<li>Radere il cuoio capelluto e pulire la testa dell'animale con antisettico (iodopovidone). Mantenere condizioni asettiche durante tutte le fasi dell'intervento chirurgico.</li>
	<li>Inject bupivacaine (1 mg/kg) sotto il cuoio capelluto. Tagliare e rimuovere la parte della pelle parietale della testa del mouse utilizzando la forbice per esporre il cranio ai relativi bordi. Utilizzare soluzione salina e una spugna emostatica per pulire e controllare il sanguinamento durante l'intervento chirurgico.</li>
	<li>Rimuovere il periostio utilizzando uno strumento di raschietto.</li>
	<li>Trovare i punti di riferimento sul cranio 21: bregma, lambda, coronale e la sutura sagittale. Regolare la testa &#39; s angolo lungo l'asse sagittale, tale che il Bregma e lambda punti sono alla stessa altezza.</li>
	<li>Praticare due fori (~0.5 mm di diametro) nel cranio per gli elettrodi di riferimento e terra. I fori devono essere circa 1 mm caudale e laterale di 1 mm del Lambda.</li>
	<li>Inserire gli elettrodi di riferimento e di terra (viti di acciaio inox dimensioni miniatura 000-120 000 120/16 filo accoppiato ai connettori pin).</li>
	<li>Applica luce ultravioletta (UV) attivatore di dentina sul cranio di legame e quindi applicare la luce UV per 45-60 s.</li>
	<li>Applicare uno strato di cemento dentale sui bordi del cranio. Evitare la diffusione di cemento sulla pelle e capelli dei topi.</li>
	<li>Fissare la piastra di testa a un manipolatore stereotassica e posizionarlo sopra il cranio. Lentamente abbassare la piastra di testa fino a toccare leggermente il cranio e applicare il cemento dentale all'incrocio con il cranio. Lasciate che la cura di cemento dentale per 15 min.</li>
	<li>Rimuovere l'anestesia. Difficoltà un supporto del connettore e un berretto sulla testa-piastra. Mettere il mouse nella sua gabbia dopo aver dato un'iniezione sub-cutanea di ketaprofen 5 mg/kg.</li>
	<li>Dare Sub-cutanee iniezioni di ketaprofen 5 mg/kg per i prossimi due giorni e monitor con attenzione per qualsiasi segno di dolore. Topi in genere si sveglia dall'anestesia entro 20-40 min. L'impianto di cappello è relativamente leggero (3,34 gr), tale che topi non hanno problemi ad alzare la testa, eseguire in labirinti e salire sui bordi della loro gabbia a casa.</li>
</ol> 3. Formazione comportamentale <ol><li>dopo un periodo di recupero post-operatorio di 7 giorni, avviare la restrizione di acqua a 1 mL al giorno.</li>
	<li>Per rendere il nastro, tagliare un pezzo di tessuto in velluto (5 cm da 1-2 m) e correggere piccoli oggetti su di esso utilizzando la colla a caldo. Allegare oggetti eretti sui bordi della cintura in modo da non interferire con il movimento del mouse.</li>
	<li>Fissare la cinghia sulle ruote del tapis roulant suturando insieme le due estremità.</li>
	<li>Installare il mouse testa-fisso in tapis roulant inserendo e serrando le due viti della piastra di testa nelle fessure della piastra di testa-fissazione.</li>
	<li>Inizio formazione il mouse per eseguire testa-trattenuto sul tapis roulant per la ricompensa di acqua. Consegnare la ricompensa di acqua attraverso una porta di leccare. Inizialmente, mettere il mouse sul tapis roulant per periodi di 10 minuti, 3 volte al giorno.</li>
	<li>Come il mouse si abitua alla testa-fissazione e inizia a muoversi la cintura (in genere dopo circa 3 giorni), aumentare la sessione di allenamento durata 30 min. Dopo 2-3 settimane, alcuni topi eseguire più di 100 sperimentazioni in 30 min (una prova essendo una rotazione completa della cintura).</li>
	<li>Scegliere i topi che mostrano le migliori prestazioni comportamentali per gli esperimenti di registrazione.</li>
</ol> 4. L'impianto di silicone sonda <ol><li>mettere il mouse sotto anestesia.</li>
	<li>Installare il mouse nell'apparato stereotassica di testa-piastra di fissaggio. Pulire la superficie del cranio con soluzione fisiologica.</li>
	<li>Trovare marcatori stereotassica: bregma, lambda, coronale e la sutura sagittale. Misurare la distanza fino al punto di inserimento e segnare it.</li>
	<li>Trapano l'osso con attenzione fino a quando diventa sottile e trasparente. Inumidire e pulire con soluzione salina durante la foratura.</li>
	<li>Rimuovere attentamente l'osso assottigliata e la materia Dura usando la forza di precisionePS. Mantenere la superficie del cervello bagnato con soluzione fisiologica per tutto il tempo.</li>
	<li>Difficoltà l'assemblaggio di sonda Microdrive/silicio per un manipolatore stereotassica. Portare la sonda di silicio appena sopra il craniotomy. Avvitare il supporto del connettore della sonda silicio alla testa-piastra.</li>
	<li>Collegare gli elettrodi di registrazione amplificatore e riferimento di terra. Scudo del mouse con foglio di alluminio per proteggere dal rumore elettromagnetico. Avviare il sistema di registrazione per monitorare l'attività elettrica del cervello.</li>
	<li>Inserire lentamente la sonda di silicio nel cervello usando il micromanipolatore. Controllare continuamente i segnali elettrici, la distanza di manipolatore viaggiato e gli stinchi della sonda (assicurarsi che essi stanno penetrando nel cervello). Attività dell'unità è visibile nella corteccia, mentre la materia bianca sottostante è relativamente silenziosa. Attività dell'unità riappare quando gli stinchi toccare lo strato piramidale dell'ippocampo. Da questo punto, ritrarre il silicio sonda 200 µm (utilizzare il micro-drive, il giorno successivo per riportare la tibia nello strato piramidale).</li>
	<li>Coprire la superficie del cervello con una miscela di cera dell'osso e olio minerale.</li>
	<li>Difficoltà il micro-drive alla testa-piastra usando cemento dentale. Lasciate che la cura di cemento dentale per 15 min. Quindi scollegare l'unità di micro dal manipolatore stereotassica e mettiti il cappello.</li>
	<li>Mettere il mouse indietro nella sua gabbia e dare un'iniezione sub-cutanea di ketaprofen 5 mg/kg. Verifica di qualsiasi segno di dolore. Questa chirurgia è molto meno invasiva rispetto al primo e topi sono in genere attivi entro 45 min dopo si sveglia dall'anestesia. Tuttavia, lasciare che il mouse per recuperare un'intera giornata come la sonda di silicio ha bisogno di stabilizzare nel cervello.</li>
</ol> 5. Registrazione <ol><li>installare il mouse testa-fisso sul tapis roulant. Rimuovere il cappello cap.</li>
	<li>Collegare l'amplificatore di registrazione e avviare la registrazione.</li>
	<li>Il primo giorno, utilizzare il micro-drive per spostare la sonda di silicio nello strato piramidale dell'ippocampo. Ogni girata in senso antiorario della vite si muove la tibia 200 µm più profondo. Regolare la posizione di tibia lentamente (~ 20-50 µm alla volta) fino a ripple oscillazioni 13 e unità attività appaiono.</li>
	<li>Sui prossimi giorni, regolare la posizione del gambo e attendere ~ 1 h prima di registrare l'attività hippocampal mentre il mouse viene eseguito sulla cintura. Per mantenere la qualità del segnale buona registrazione per diversi giorni, rimuovere oggetti duri e soffitto dal mouse basso &#39; gabbia per minimizzare la probabilità che il cappello si imbatte in superfici dure.</li>
</ol> 6. Riprendendo la sonda <ol><li>mettere il mouse sotto anestesia.</li>
	<li>Installare il mouse nell'apparato stereotassica di testa-piastra di fissaggio. Rimuovere il cappello cap.</li>
	<li>Portare il manipolatore stereotassica appena sopra il micro-drive. Difficoltà il micro-drive per il manipolatore. Svitare il supporto del connettore dalla piastra di testa. Rimuovere la vite che collega il guscio e il corpo della micro-drive.</li>
	<li>Sotto la supervisione di microscopio binoculare, tirare lentamente l'assemblaggio sonda micro-unità/silicio con il manipolatore stereotassica, lasciando la parte di shell.</li>
	<li>Pulire la sonda del silicio con il dispositivo di pulizia.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Schjetnan, A. G., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+large-scale+neuronal+ensembles+with+silicon+probes+in+the+anesthetized+rat.">Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat.</a> J Vis Exp. (56), (2011).</li><li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).</li><li>Suner, S., Fellows, M. R., Vargas-Irwin, C., Nakata, G. K., Donoghue, J. 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B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+Contribution+of+Adult-Born+Hippocampal+Granule+Cells+to+Context+Encoding.">Distinct Contribution of Adult-Born Hippocampal Granule Cells to Context Encoding.</a> Neuron. 90 (1), 101-112 (2016).</li><li>Stark, E., Koos, T., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diode+probes+for+spatiotemporal+optical+control+of+multiple+neurons+in+freely+moving+animals.">Diode probes for spatiotemporal optical control of multiple neurons in freely moving animals.</a> J Neurophysiol. 108 (1), 349-363 (2012).</li><li>Wu, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+implantable+neural+probe+with+monolithically+integrated+dielectric+waveguide+and+recording+electrodes+for+optogenetics+applications.">An implantable neural probe with monolithically integrated dielectric waveguide and recording electrodes for optogenetics applications.</a> J Neural Eng. 10 (5), 056012 (2013).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Registrazione cronica dell'attività neuronale è fondamentale per comprendere i processi neurali quali campi posto hippocampal. Il nostro approccio per eseguire cronica silicio sonda implantantation si distingue da altri metodi7,18,19,20 dal fatto che è relativamente semplice recuperare il pacchetto di elettrodo a alla fine dell'esperimento. Mentre le cellule posto in genere vengono studiate ...

Punte in silicio presentano diversi vantaggi per registrazioni elettrofisiologiche, compreso il fatto che essi sono progettati con profili taglienti, riducendo al minimo il danno tissutale e che essi presentano un layout preciso di densamente registrazione siti1, 2,3,4. Essi sono utilizzati per studiare i vari sistemi in specie differenti, compreso gli esseri umani3,5,6, con diversi approcci1,7. Ancora, il loro uso ricorrente è ancora relativamente limitato a causa del loro costo, fragilità e il fatto che i metodi utili per gli esperimenti cronici mancano8. Gli avanzamenti recenti nella tecnologia di stampa 3D hanno reso possibile la progettazione personalizzata di dispositivi come micro-Drive e testa-piastre per consentire una più facile gestione di questi elettrodi delicati. In una prima fase, descriveremo come costruire e utilizzare un insieme di strumenti che abbiamo sviluppato per l'impianto di silicone cronica sonde14.
Mentre le cellule di posizione sono in genere studiate usando gli animali liberi di muoversi in esecuzione in labirinti, recentemente essi sono stati studiati anche in ambienti virtuali15 e tapis roulant apparatii9 (Figura 1A). Questi metodi sperimentali offrono il vantaggio che gli animali possono essere testa-trattenuto, rendendo l'uso di microscopio 2 fotoni15, patch-clamp16e optrode9,10,11 tecniche più facile, oltre a fornire maggiore controllo sul comportamento animale e stimoli ambientali12. In una seconda fase, vi presentiamo le procedure per la formazione di topi e registrare l'attività delle cellule di posto in un apparato di tapis roulant.

<table><tbody><tr><td>Silicon Probe</td><td>Neuronexus</td><td>Buzsabi32</td><td>Recording electrode</td></tr><tr><td>Recording system</td><td>Intantech</td><td>RHD2132/RHD2000</td><td></td></tr><tr><td>3D printer</td><td>Asiga</td><td>Pico Plus 27</td><td>High resolution printer for micro-drive</td></tr><tr><td>3D printer</td><td>Stratasys</td><td>Mojo</td><td>Lower resolution printer for hat components</td></tr><tr><td>Stereotaxic apparatus</td><td>Kopf</td><td>Model 963</td><td></td></tr><tr><td>Binocular microscope</td><td>Leica</td><td>M60</td><td></td></tr><tr><td>Treadmill apparatus</td><td></td><td></td><td>We build them</td></tr></tbody></table>

implantation of chronic silicon probes and recording of hippocampal place cells in an enriched treadmill apparatus

Un requisito importante per comprendere la funzione del cervello è l'identificazione del comportamento e l'attività delle cellule correla. Punte in silicio sono avanzati elettrodi per registrazioni elettrofisiologiche su larga scala dell'attività neuronale, ma le procedure per il loro impianto cronica sono ancora poco sviluppate. L'attività delle cellule ippocampali posto è noto per correlare con la posizione di un animale nell'ambiente, ma i meccanismi di fondo sono ancora poco chiari. Per studiare le cellule posto, qui descriviamo un insieme di tecniche che vanno dalla fabbricazione dei dispositivi per sonda di silicio cronica gli impianti per il monitoraggio delle attività di campo posto in un apparato di tapis roulant cue-arricchita. Un micro-drive e un cappello sono costruiti da raccordo e fissare insieme le parti in plastica stampata in 3D. Una sonda di silicio è montata su micro-unità, pulita e rivestita con la tintura. Un primo intervento chirurgico viene eseguito per correggere il cappello sul cranio di un mouse. Piccoli punti di riferimento sono fabbricati e attaccate alla cintura di un tapis roulant. Il mouse è addestrato per eseguire testa-fisso sul tapis roulant. Un secondo intervento chirurgico viene eseguito per impiantare la sonda di silicio nell'ippocampo, seguendo quali segnali elettrofisiologici a banda larga sono registrati. Infine, la sonda di silicio è recuperata e pulita per il riutilizzo. L'analisi dell'attività delle cellule posto in tapis roulant rivela una diversità di meccanismi di campo, delineando il beneficio dell'approccio.

Un mouse in primo luogo è stato addestrato per eseguire su una cintura lunga due metri priva di spunti (Figura 1). Dopo l'impianto dell'elettrodo, una nuova cinghia della stessa lunghezza, ma che presenta 3 paia di stecche è stato installato sul tapis roulant, al fine di generare rappresentazioni spaziali allocentriche12,14. Segnali a banda larga sono stati registrati a una frequenza di campionament...

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Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Vengono descritti i diversi passi per impiantare microleve cronica e registrare posto cellule nei topi che vengono fissati a testa in esecuzione su un apparato di tapis roulant cue-arricchita.

Impianto di silicio cronica sonde e registrazione delle cellule ippocampali posto in un apparato di tapis roulant arricchito

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.6K Views.  Korea Institute of Science and Technology. Vengono descritti i diversi passi per impiantare microleve cronica e registrare posto cellule nei topi che vengono fissati a testa in esecuzione su un apparato di tapis roulant cue-arricchita.

Video: Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of behaviors from the spiking activity of its neurons. One of the most effective methods to monitor spiking activity from a large number of neurons in multiple local neuronal circuits simultaneously is by using silicon electrode arrays1-3.
Action potentials produce large transmembrane voltage changes in the vicinity of cell somata. These output signals can be measured by placing a conductor in close proximity of a neuron. If there are many active (spiking) neurons in the vicinity of the tip, the electrode records combined signal from all of them, where contribution of a single neuron is weighted by its 'electrical distance'. Silicon probes are ideal recording electrodes to monitor multiple neurons because of a large number of recording sites (+64) and a small volume. Furthermore, multiple sites can be arranged over a distance of millimeters, thus allowing for the simultaneous recordings of neuronal activity in the various cortical layers or in multiple cortical columns (Fig. 1). Importantly, the geometrically precise distribution of the recording sites also allows for the determination of the spatial relationship of the isolated single neurons4. Here, we describe an acute, large-scale neuronal recording from the left and right forelimb somatosensory cortex simultaneously in an anesthetized rat with silicon probes (Fig. 2).

Extracellular recordings of neuronal activity using silicon probes in the anesthetized rat will be described. This technique allows information to be obtained across multiple brain areas from more than 100 neurons simultaneously. It provides information with single cell resolution about neuronal ensembles dynamics in multiple local circuits.

Registrazione Ensembles neuronali su larga scala con sonde di silicio sotto Rat anestetizzati

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

Ricerca

Neuroscienze

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Su larga scala di registrazione dei neuroni da sonde mobili in silicio Comportarsi Roditori

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Simultaneous Monitoring of Wireless Electrophysiology and Memory Behavioral Test as a Tool to Study Hippocampal Neurogenesis

Brainwaves amplitude obtained from electroencephalography (EEG) has been well-recognized as a basis for cognitive capacity, memory, and learning on animals and humans. Adult neurogenesis mechanism is also linked to memory and learning improvement. Traditionally, researchers used to assess learning and memory parameters in rodent models by behavioral tasks. Therefore, the simultaneous monitoring of behavioral changes and EEG is particularly interesting in correlating data between brain activity and task-related behaviors. However, most of the equipment required to perform both studies are either complex, expensive, or uses a wired setup network that hinders the natural animals&#8217; movement. In this study, EEG was recorded with a wireless electrophysiology device along with the execution of a novel object recognition task (NORT). The animal&#8217;s behavior was monitored simultaneously by a video tracking system. Both recordings were analyzed offline by their timestamps which were synched to link EEG signals with the animal&#8217;s actions. Subjects consist of adult Wistar rats after medium-term environmental enrichment treatment. Six skull screw electrodes were fixed in pairs on both hemispheres over frontal, central, and parietal regions and were referenced to an electrode located posterior of the nasal bone. NORT protocol consists of exposing the animal to two identical objects for 10 min. After 2 h and 24 h, one of the objects was replaced with a novel one. Exploration time for each object was monitored by a behavioral tracking software (BTS) and EEG data recording. The analysis of the EEG synced with behavioral data consists of estimations of alpha and beta relative band power and comparisons between novel object recognition versus familiar object exploration, between three experimental stages. In this manuscript, we have discussed electrodes manufacturing process, epidural electrodes implantation surgery, environmental enrichment protocol, NORT protocol, BTS setup, EEG &#8211; BTS coupling for simultaneous monitoring in real-time, and EEG data analysis based on automatic events detection.

The protocol presented here provides information on the simultaneous electroencephalography (EEG) and behavioral assessment in real-time. We have discussed all steps involved in this protocol as an attractive solution for researchers in many fields of neuroscience, particularly in learning and memory areas.

Monitoraggio simultaneo dell'elettrofisiologia wireless e del test comportamentale della memoria come strumento per studiare la neurogenesi ippocampale

Brainwaves amplitude obtained from electroencephalography (EEG) has been well-recognized as a basis for cognitive capacity, memory, and learning on ...

Comportamento

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

Registrazione spazialmente limitate oscillazioni nell'ippocampo dei topi di comportarsi

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of scientific and clinical development. The use of flexible polymer electrode arrays can support long-lasting recording, but the same mechanical properties that allow for longevity of recording make multiple insertions and integration into a chronic implant a challenge. Here is a methodology by which multiple polymer electrode arrays can be targeted to a relatively spatially unconstrained set of brain areas.
The method utilizes thin-film polymer devices, selected for their biocompatibility and capability to achieve long-term and stable&#160;electrophysiologic recording interfaces. The resultant implant allows accurate and flexible targeting of anatomically distant regions, physical stability for months, and robustness to electrical noise. The methodology supports up to sixteen serially inserted devices across eight different anatomic targets. As previously demonstrated, the methodology is capable of recording from 1024 channels. Of these, the 512 channels in this demonstration used for single neuron recording yielded 375 single units distributed across six recording sites. Importantly, this method also can record single units for at least 160 days.
This implantation strategy, including temporarily bracing each device with a retractable silicon insertion shuttle, involves tethering of devices at their target depths to a skull-adhered plastic base piece that is custom-designed for each set of recording targets, and stabilization/protection of the devices within a silicone-filled, custom-designed plastic case. Also covered is the preparation of devices for implantation, and design principles that should guide adaptation to different combinations of brain areas or array designs.

Described below is a method for implantation of multiple polymer electrode arrays across anatomically distant brain regions for chronic electrophysiological recording in freely moving rats. Preparation and surgical implantation are described in detail, with emphasis on design principles to guide adaptation of these methods for use in other species.

Impianto cronico di più array di elettrodi polimerici flessibili

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

Sistema microdrive ibrido con sonda Opto-Silicon recuperabile e tetrode per la registrazione ad alta densità a doppio sito in mouse in movimento libero

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...

Impianto di micro-drive per la registrazione dell'attività neurale quotidiana nei topi giovani

A Lightweight Drive Implant for Chronic Tetrode Recordings in Juvenile Mice

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of particular importance for studying mouse models of human neuropsychiatric disorders. However, such methods often require large cranial implants, which cannot be used in mice at early developmental time points. As such, virtually no studies of in vivo physiology have been performed in freely behaving infant or juvenile mice, despite the fact that a better understanding of neurological development in this critical window would likely provide unique insights into age-dependent developmental disorders such as autism or schizophrenia. Here, a micro-drive design, surgical implantation procedure, and post-surgery recovery strategy are described that allow for chronic field and single-unit recordings from multiple brain regions simultaneously in mice as they age from postnatal day 20 (p20) to postnatal day 60 (p60) and beyond, a time window roughly corresponding to the human ages of 2 years old through to adulthood. The number of recording electrodes and final recording sites can be easily modified and expanded, thus allowing flexible experimental control of the in vivo monitoring of behavior- or disease-relevant brain regions across development.

Autore in primo piano: Un impianto di propulsione leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani  

Here, we describe a micro-drive design, surgical implantation procedure, and post-surgery recovery strategy that allow for chronic field and single-unit recordings from multiple brain regions simultaneously in juvenile and adolescent mice across a critical developmental window from postnatal day 20 (p20) to postnatal day 60 (p60) and beyond.

Un impianto di azionamento leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of ...

Sviluppo di uno stadio di elettrodi X-Y per una registrazione neurale precisa negli uistitì

Electrophysiology of Laminar Cortical Activity in the Common Marmoset

The marmoset monkey provides an ideal model for examining laminar cortical circuits due to its smooth cortical surface, which facilitates recordings with linear arrays. The marmoset has recently grown in popularity due to its similar neural functional organization to other primates and its technical advantages for recording and imaging. However, neurophysiology in this model poses some unique challenges due to the small size and lack of gyri as anatomical landmarks. Using custom-built micro-drives, researchers can manipulate linear array placement to sub-millimeter precision and reliably record at the same retinotopically targeted location across recording days. This protocol describes the step-by-step construction of the micro-drive positioning system and the neurophysiological recording technique with silicon linear electrode arrays. With precise control of electrode placement across recording sessions, researchers can easily traverse the cortex to identify areas of interest based on their retinotopic organization and the tuning properties of the recorded neurons. Further, using this laminar array electrode system, it is possible to apply a current source density analysis (CSD) to determine the recording depth of individual neurons. This protocol also demonstrates examples of laminar recordings, including spike waveforms isolated in Kilosort, which span multiple channels on the arrays.

Autore in primo piano: Ottimizzazione dei sistemi di microazionamento per il posizionamento preciso degli elettrodi nell'uistitì

Custom-built micro-drives enable the sub-millimeter targeting of cortical recording sites with linear silicon arrays.

Elettrofisiologia dell'attività corticale laminare nell'uistitì comune

The marmoset monkey provides an ideal model for examining laminar cortical circuits due to its smooth cortical surface, which facilitates recordings with ...

Impianto di silicio cronica sonde e registrazione delle cellule ippocampali posto in un apparato di tapis roulant arricchito

Riepilogo

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Registrazione spazialmente limitate oscillazioni nell'ippocampo dei topi di comportarsi

Impianto cronico di più array di elettrodi polimerici flessibili

Sistema microdrive ibrido con sonda Opto-Silicon recuperabile e tetrode per la registrazione ad alta densità a doppio sito in mouse in movimento libero

Un impianto di azionamento leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani

Un impianto di azionamento leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani

Un impianto di azionamento leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani

Elettrofisiologia dell'attività corticale laminare nell'uistitì comune