この作品は、韓国科学技術機関プログラム (プロジェクト号 2E26190 と 2E26170) とフロンティア科学人間 (RGY0089/2012 年) によって支えられました。

説明のすべてのメソッドは、動物愛護と韓国科学技術研究所の使用委員会によって承認されている。
 1 マイクロ ドライブと電極の準備 <ol><li>マイクロ ドライブを組立。。
	<ol><li>マイクロ ドライブ (スライダー、ボディ、およびシェル) の部分は印刷 14 高解像度 3 D プリンターを使用しています。部品には欠陥がない確認します</li>。
		<li>マイクロ ドライブ本体にネジ (000-120 x 1/4 サイズ) でスライダーを修正します</li>。
		<li>ナットをはんだ付け (000-120 000-120/64 16 進サイズ) ネジの先端にします</li>。
		<li>ネジを時計回りにスライダーを上または下に移動する反時計回りに回転します</li>。
		<li>(000-120 x 1/4 サイズ) ネジで本体にシェルを修正します</li>。
	</ol></li> <li>マイクロ ドライブにプローブを取り付けします。
	<ol><li>双眼顕微鏡の下の水平方向の位置にマイクロ ドライブを修正します</li>。
		<li>では、ゴム製の詰め物とフラットのワニ口クリップを使用して、慎重にピンセットで出荷のエンクロージャからプローブを切り離すにシリコン プローブのフレックス ケーブルをつかみます。マニピュレーターにワニ口クリップを修正します</li>。
		<li>の動きの方向に平行マイクロ ドライブ スライダーのシリコン プローブを置く、マニピュレーターを使用しています</li>。
		<li>は、歯科用セメントの滴を適用 (室温硬化アクリル歯科修復材料) スライダーにプローブを修正します。それがシフトしている場合は、プローブの位置を修正します。それは治療の非常に高速と電極の位置を再調整するが難しく、接着剤はお勧めできません</li>。
		<li>歯科用セメントと C ホルダー (コネクタ ホルダー) へのプローブのコネクタを修正します</li>。
	</ol></li> <li>クリーニングとプローブに染料を入れてします。
	<ol><li>修正マイクロ ドライブ/プローブ プローブ洗浄装置の群集。小さな発泡スポンジ (非滅菌綿棒) を回転 2 デバイスが備わっています。ギャップ調整はマニピュレーター</li>。
		<li>洗剤とスポンジを浸して</li>。
		<li>は、穏やかなタッチをできるように、スポンジの間ゆっくりプローブを上下に移動します。顕微鏡下でクリーニング プロセスを監視します</li>。
		<li>は、蒸留水でプローブをすすいでください。アルコールで殺菌のためのプローブを浸漬します</li>。
		<li>適用 Dil (脂溶性色素)、プローブのシャンクスの背中に泡綿棒を使用します。これは後の段階で脳のシャンク位置の可視化を許可します</li>。
	</ol></li> <li>帽子を組み立てる <ol><li>(ヘッド プレート、コネクタ ホルダーとキャップ) の帽子の部分は印刷 14 3 D プリンターを使用します。密封されたエンクロージャを形成する 3 つの部分が一緒に収まるです</li>。
		<li>ヘッド プレートと歯科用セメントと接着剤で修正のスロット ナッツ (M2 と 00-90 00-約/4 サイズ) を挿入します</li>。
		<li>キャップのスロットに洗濯機を挿入して、歯科用セメントで固定します</li>。
	</ol></li></ol> 2。帽子の頭蓋骨固定用手術 手術に使用されるすべてのツールは、オートクレーブに入れることによってあらかじめ滅菌されています。乾熱ビーズ デバイスを使用 forto 滅菌が汚れて、手術中に滅菌する必要がありますツール。
<ol><li>は、麻酔の開始のための 4% にイソフルランのレベルを設定します。5 分間麻酔チャンバーにマウスを入れて</li>
	<li>脳定位固定装置でマウスをインストールします</li>。
	<li>は、1.5-2% にイソフルラン レベルを減らします。動物状態、呼吸数、に応じて手術中にレベルを調整し、体の温度 20</li>。
	<li>目に眼軟膏を適用します</li>。
	<li>頭皮を剃る清潔消毒剤 (iodopovidone) の動物の頭に。手術のすべての手順で無菌状態を維持します</li>。
	<li>頭皮下注射ブピバカイン (1 mg/kg)。カットし、その端の頭蓋骨を公開する高級はさみを使用してマウスの頭の頭頂部の皮膚の一部を削除します。きれいにし、手術中に出血を制御する生理食塩水と止血スポンジを使用します</li>。
	<li>骨膜スクレーパー ツールを使用してを削除します</li>。
	<li>スカル 21 参照点を見つける: 前、ラムダ、冠状断、矢状縫合。頭を調整 &#39; 前とラムダ点は同じ高さで、その矢状軸角度の s.</li>
	<li>は、参照と地上の電極の頭蓋骨の 2 つの穴 (~0.5 mm 径) をドリルします。ラムダの尾 1 mm と 1 mm の穴を約する必要があります</li>。
	<li>地面と参照電極 (サイズ 000-120 000-120/16 ミニチュア ステンレス鋼ねじピン コネクタに線結合) を挿入します</li>。
	<li>適用紫外線 (UV) 頭蓋の象牙質の活性剤を接合し UV ライト 45 60 s. を適用</li>
	<li>は、頭蓋骨の端に歯科用セメントの層を適用します。肌とマウスの毛にセメントを感染を避けるためです</li>。
	<li>は固定装置用マニピュレーターにヘッド プレートを修正し、頭蓋骨の上に配置します。ゆっくりヘッド プレートを下げるまでには若干、頭蓋骨を触れるし、頭蓋骨との接合部で歯科用セメントを適用します。15 分のための歯科用セメント治療をしましょう</li>
	<li>は、麻酔を削除します。コネクタ ホルダーとキャップ ヘッド プレートを固定します。Ketaprofen の皮下注射を与えた後、檻の中でマウスを置く 5 mg/カット</li>
	<li>は、ketaprofen の皮下注射を与える 2 つの次の日、痛みの兆候を慎重にモニターの 5 mg/kg。マウスは通常 20-40 分以内麻酔から目覚めます。帽子インプラントは比較的光 (3.34 g)、マウス、ホーム ケージの端に自分の頭を持ち上げ、迷路で実行、登るにトラブルのないような</li>。
</ol> 3。行動トレーニング <ol><li>後 7 日の手術後の回復期間は、1 日あたり 1 mL の水の制限を開始します</li>。
	トレッドミル ベルトをするため <li>はベルベットの生地 (1-2 m で 5 cm) の部分をカットし、ホット接着剤を使用して小物を修正します。マウスの動きを妨害しないためにベルトの端に建てられたオブジェクトをアタッチします</li>。
	<li>2 つの端を一緒に縫合してトレッドミルの車輪でベルトを修正します</li>。
	<li>頭固定プレートのスロットにヘッド プレートの 2 本のネジを差し込んで締めて、トレッドミルで頭固定マウスをインストールします</li>。
	<li>頭拘束水の報酬のためのトレッドミル上で実行するマウスのトレーニング開始。なめるポートを介して水報酬を提供します。当初は、1 日 3 回、10 分間トレッドミル上にマウスを置く</li>。
	<li>マウスの頭固定するために使用を取得します (~ 3 日) 後で通常ベルトを移動を開始すると増加、トレーニング期間の 30 分。2 〜 3 週間後いくつかのマウスは 30 分 (ベルトの完全な回転をする試み) で 100 以上の試験を実行します</li>。
	<li>記録実験のための最高の行動パフォーマンスを示すマウスを選択します</li>。
</ol> 4。シリコン プローブの注入 <ol><li>麻酔下マウスを配置します</li>。
	<li>は、ヘッド プレートを固定することによって、脳定位固定装置にマウスをインストールします。生理食塩水で頭蓋骨の表面をきれいにします</li>。
	<li>脳定位固定装置のマーカーを見つける: 前、ラムダ、冠状断、矢状縫合。挿入の点までの距離を測定し、それをマーク</li>
	<li>は、薄いと透明になるまで慎重に骨をドリルします。湿らせ、生理食塩水できれいに掘削中です</li>。
	<li>は、間伐の骨と精密力を用いた硬膜問題を慎重に取り外しますps のすべての時間を生理食塩水で濡れている脳の表面を維持します</li>。
	<li>は、固定装置用のマニピュレーター、マイクロ ドライブ/シリコン プローブ群集を修正します。シリコン プローブ、開頭のすぐ上をもたらします。ヘッド プレートにシリコン プローブ コネクタ ホルダーのネジします</li>。
	<li>では、録音アンプと接地/基準電極を接続します。電磁ノイズの影響から保護するためにアルミ箔でマウスをシールドします。脳の電気的活動を監視する記録システムを起動します</li>。
	<li>は、マニピュレーターを使用して脳にシリコン プローブをゆっくりと挿入します。電気信号、マニピュレーターの旅の距離、およびプローブのシャンクスを継続的にチェック (彼らは、脳の貫通を確認してください)。ユニットの活動は、下にある白質は比較的サイレント皮質に表示されます。ユニットの活動には、シャンクの海馬の錐体層に触れるときが再び表示されます。この時点から、シリコン プローブ 200 μ m を撤回 (錐体層にシャンクを戻すためにマイクロ ドライブを次の日使用).</li>
	<li>骨ワックスと鉱物油の混合物で、脳の表面を覆うです</li>。
	<li>は、歯科用セメントを使用してヘッド プレートにマイクロ ドライブを修正します。15 分のための歯科用セメント治療をしましょう。固定装置用のマニピュレーターからマイクロ ドライブを切断し、キャップをつける</li>。
	<li>は、そのケージに戻ってにマウスを置くし、ketaprofen の皮下注射 5 mg/kg。痛みの兆候を確認します。この手術は、最初の 1 つよりもはるかに少ない侵襲とマウスが 45 分以内通常アクティブ後彼らが麻酔からウェイク アップ。ただし、マウス シリコン プローブが脳内を安定させる必要があると、全体の 1 日を回復することです</li>。
</ol> 5。記録 <ol><li>インストール マウス ヘッド固定トレッドミルで。帽子時価ベースの株主を削除</li>
	<li>録音アンプを接続し、録音を開始します</li>。
	<li>海馬の錐体層にシリコン プローブを移動するマイクロ ドライブを使用して、最初の日に。ネジの反時計回りにターンごとにシャンクス 200 μ m より深い移動します。ゆっくりとすねの位置を調整 (20 ~ 50 μ m ずつ) リップル振動 13 とユニット活動が表示されるまで</li>。
	<li>次の日にシャンク位置を調整、ベルトの上にマウスが実行されている間に海馬の活動を記録する前に ~ 1 h を待ちます。数日間の良好な記録信号品質を維持するためにハード オブジェクトを削除し、マウスから天井を低 &#39; ハード面にバンプを帽子チャンスを最小限に抑えるため s ケージ</li>。
</ol> 6。プローブを回復する <ol><li>麻酔下マウスを配置します</li>。
	<li>は、ヘッド プレートを固定することによって、脳定位固定装置にマウスをインストールします。帽子時価ベースの株主を削除</li>
	<li>は、マイクロ ドライブの真上固定装置用のマニピュレーターをもたらします。マニピュレーターにマイクロ ドライブを修正します。ヘッド プレートからコネクタ ホルダーを外します。シェルとマイクロ ドライブの本体を接続するネジを削除します</li>。
	<li>の背後にあるシェル部分を残して固定装置用のマニピュレーターを持つマイクロ ドライブ/シリコン プローブ群集をゆっくり引き上げて双眼顕微鏡監修します</li>。
	<li>洗浄装置とシリコン プローブをきれいします</li>。
</ol>

<ol>
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著者が明らかに何もありません。

神経の慢性的な録音は海馬場所フィールドなど神経プロセスを理解することにとって重要です。慢性的なシリコン プローブ implantantation を実行へのアプローチがで電極パッケージを回復する比較的簡単だという事実によって他の方法7,18,19,20から自分自身を区別します。実験終了。場所細胞が通常...

シリコン プローブの電気生理学的記録、彼らは組織の損傷や彼らが密集サイト1、録音の正確なレイアウトを提示する最小限に抑えるシャープなプロファイル設計されているという事実を含むいくつかの利点を提示します。 2,3,4。種、人間3,5,6、多様なアプローチ1,7を含む様々 なシステムの研究に使用されます。まだの反復使用は、コスト、脆弱性、および慢性的な実験のための便利なメソッドが8を欠けている事実のためまだ比較的限られています。3 D 印刷技術の最近の進歩は、これらのデリケートな電極の取り扱いを簡単にできるようにヘッド プレート マイクロ ドライブなどのデバイスのカスタム設計に可能にしました。最初のステップで構築し、慢性的なシリコン プローブ14術の開発したツールのセットを使用する方法を説明します。
場所細胞は通常、迷路の実行している自由に動く動物を用いて調べた、間最近彼らも調べた仮想環境15とトレッドミル apparatii9 (図 1 a)。これらの実験方法は、動物の頭-拘束可能、optrode9,10、11パッチ ・ クランプの16、2 光子励起顕微鏡15の活用利点を提供します。動物の行動と環境手がかりの12の拡張コントロールを提供することに加えて、簡単テクニック。2 番目のステップでは、マウスをトレーニングとトレッドミル装置の場所細胞の活動を記録の手順を紹介します。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Silicon Probe</td>
			<td>Neuronexus</td>
			<td>Buzsabi32</td>
			<td>Recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recording system</td>
			<td>Intantech</td>
			<td>RHD2132/RHD2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D printer</td>
			<td>Asiga</td>
			<td>Pico Plus 27</td>
			<td>High resolution printer for micro-drive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D printer</td>
			<td>Stratasys</td>
			<td>Mojo</td>
			<td>Lower resolution printer for hat components</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic apparatus</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 963</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Binocular microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Treadmill apparatus</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>We build them</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

implantation of chronic silicon probes and recording of hippocampal place cells in an enriched treadmill apparatus

脳の機能を理解するための重要な前提条件は挙動の同定と細胞活性の相関します。シリコン プローブ、神経活動の大規模な電気生理学的記録用電極を高度な彼らの慢性的な注入の手順がまだ未発達。環境で動物の位置に関連付ける海馬場所細胞の活動が知られているが、根本的なメカニズムはまだ明確ではないです。場所細胞を調べるためには、ここで我々 は慢性的なシリコン プローブのデバイスの作製からキュー濃縮トレッドミル装置の場所フィールド活動の監視にインプラント技術のセットをについて説明します。マイクロ ドライブと帽子は、フィッティングとプラスチック部品の 3 D プリントを一緒に固定して構築されます。シリコン プローブ マイクロ ドライブにマウントされているが、洗浄、染料でコーティングします。最初手術を実行して、マウス頭蓋の帽子を修正します。目印を作製し、トレッドミルのベルトに接続されています。頭固定を実行するマウスを訓練トレッドミルで。2 番目の手術が次のブロード バンド電気生理学的信号を記録、海馬におけるシリコン プローブをインプラントに実行されます。最後に、シリコン プローブを回収し、再利用のためきれいです。トレッドミルの場所細胞の活動の分析では、アプローチのメリットをまとめた場所フィールド メカニズムの多様性を明らかにします。

マウスは最初キュー (図 1) に欠けている 2 メートルの長いベルト上で、訓練されました。次の電極注入、同じ長さの新しいベルトが、キューの 3 つのペアを提示は、呈示空間表現12,14を生成するために、トレッドミルにインストールされました。広帯域信号が 250 チャンネル録音システム (アンプ基板?...

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Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

我々 は、慢性シリコン プローブをインプラントしてキュー濃縮トレッドミル装置の実行の頭固定されているマウスの場所細胞を記録するための多様な手順を説明します。

慢性的なシリコン プローブと豊かなトレッドミル装置海馬場所細胞の記録

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

implantation-chronic-silicon-probes-recording-hippocampal-place-cells

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.6K ビュー.  Korea Institute of Science and Technology. 我々 は、慢性シリコン プローブをインプラントしてキュー濃縮トレッドミル装置の実行の頭固定されているマウスの場所細胞を記録するための多様な手順を説明します。

ビデオ: Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

無傷の感覚器官の前駆細胞の生細胞イメージングショウジョウバエ蛹

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

神経科学

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of behaviors from the spiking activity of its neurons. One of the most effective methods to monitor spiking activity from a large number of neurons in multiple local neuronal circuits simultaneously is by using silicon electrode arrays1-3.
Action potentials produce large transmembrane voltage changes in the vicinity of cell somata. These output signals can be measured by placing a conductor in close proximity of a neuron. If there are many active (spiking) neurons in the vicinity of the tip, the electrode records combined signal from all of them, where contribution of a single neuron is weighted by its 'electrical distance'. Silicon probes are ideal recording electrodes to monitor multiple neurons because of a large number of recording sites (+64) and a small volume. Furthermore, multiple sites can be arranged over a distance of millimeters, thus allowing for the simultaneous recordings of neuronal activity in the various cortical layers or in multiple cortical columns (Fig. 1). Importantly, the geometrically precise distribution of the recording sites also allows for the determination of the spatial relationship of the isolated single neurons4. Here, we describe an acute, large-scale neuronal recording from the left and right forelimb somatosensory cortex simultaneously in an anesthetized rat with silicon probes (Fig. 2).

Extracellular recordings of neuronal activity using silicon probes in the anesthetized rat will be described. This technique allows information to be obtained across multiple brain areas from more than 100 neurons simultaneously. It provides information with single cell resolution about neuronal ensembles dynamics in multiple local circuits.

麻酔ラットのシリコンプローブで大規模なニューロンアンサンブルの録音

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

単一ユニット活動とElectrocorticographic信号を記録するための慢性神経電極の外科的移植

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

動作げっ歯類の可動シリコンプローブによるニューロンの大規模なレコーディング

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

小動物の慢性神経録音用超軽量電動マイクロドライブの設計およびアセンブリ

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

急性海馬スライスにおけるシナプス誘発アストログリアとニューロン活動の二重の電気生理学的記録

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

脳組織の慢性Optogenetic刺激のための光ファイバ注入

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

の記録細胞内の電圧応答のための電気生理学的手法<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;光刺激に感光体と介在ニューロン<em&gt;インビボ</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Quantification of Endosome and Lysosome Motilities in Cultured Neurons Using Fluorescent Probes

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, survival, and glial communications. To date, numerous studies have reported that defects in these systems cause various neuronal diseases. Thus, understanding the mechanisms underlying vesicle dynamics may provide influential clues that could aid in the treatment of several neuronal disorders. Here, we describe a method for quantifying vesicle motilities, such as motility distance and rate of movement, using a software plug-in for the ImageJ platform. To obtain images for quantification, we labeled neuronal endosome-lysosome structures with EGFP-tagged vesicle marker proteins and observed the movement of vesicles using a time-lapse microscopy. This method is highly useful and simplify measuring vesicle motility in neurites, such as axons and dendrites, as well as in the soma of both neurons and glial cells. Furthermore, this method can be applied to other cell lines, such as fibroblasts and endothelial cells. This approach could provide a valuable advancement of our understanding of membrane trafficking.

The investigation of membrane trafficking is crucial for understanding neuronal functions. Here, we introduce a method for quantifying vesicle motility in neurons. This is a convenient method that can be adapted to the quantification of membrane trafficking in the nervous system.

蛍光プローブを用いた培養ニューロンにおけるエンドソームおよびリソソームの動力学の定量

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

慢性的な経頭蓋電気刺激およびラットの皮質内の記録

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

慢性的なシリコン プローブと豊かなトレッドミル装置海馬場所細胞の記録

慢性的なシリコンプローブと豊かなトレッドミル装置海馬場所細胞の記録