Name: harvesting venom toxins from assassin bugs and other heteropteran insects
Uploaded: 2018-04-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 45 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects at JoVE.com

Wir anerkennen finanzielle Unterstützung von der Australian Research Council (Zuschüsse DP130103813 und LP140100832, G.F.K., DECRA Gemeinschaft DE160101142, EABU), der Australian National Health & Medical Research Council (Principal Research Fellowship APP1044414, G.F.K.), und der University of Queensland (Postdoctoral Fellowship, A.A.W.).

Dieses Protokoll entspricht der University of Queensland Maßnahmengruppe in Responsible Care und das Verwenden von Tieren in Forschung und Lehre (PPL 4.20.11) sowie die National Health und Medical Research Council Australian Code für die Pflege und Nutzung der Tiere für wissenschaftliche Zwecke (8th Edition 2013).
Achtung: Achten Sie darauf, nicht Envenomated werden beim Umgang mit Assassin Bugs. Achten Sie darauf, um die Augen zu schützen, im Umgang mit Arten, die Venom defensiv zu spucken. Kümmern sich im ganzen nicht auf Versuchstiere zu verletzen. Dazu gehören Überwachung des Drucks über Beschränkungen wie Gummibänder und um sicherzustellen, dass der Rüssel nicht unterbrochen wird.
Hinweis: Optional, Betäuben Tiere durch die Einwirkung von CO2 für 0,5-2 min oder Kühlung auf 4-10 ° C vor der Venom Ernte 1-3 soll sichere Übertragung und Zurückhaltung zu erleichtern. Betäubung ist nicht unbedingt erforderlich aber sichere Zurückhaltung der agile oder starke Proben erleichtern kann. Tiere dürfen jedoch, wach um Venom Ernte zu ermöglichen. Behalten Sie downstream-Anwendungen im Hinterkopf, wenn die Entscheidung, ob Proteaseinhibitoren hinzufügen.
1. Ernte Venom Giftstoffe durch Elektrostimulation
<ol><li>Erhalten Sie lebende Exemplare, um Giftstoffe zu ernten.</li>
	<li>Einsatz vorbereitete Kunststoff Pinzette mit positiven und negativen Elektroden montiert auf beiden Tipp. Schließen Sie elektrifizierte Pinzette an ein Elektrostimulator oder eine Quelle für konstante Spannung, der ermöglicht die Anpassung der Spannung an.<ol>
<li>Verwenden Sie für kleine (~ 10 mm) und groß (~ 25 mm) Assassin Bugs Peak Spannungen von 15 und 25 V bzw..</li>
		<li>Verwenden Sie für größere Wanzen wie riesige Wasserwanzen bis zu 40 V.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Zurückhalten Sie live Fehler durch Umreifen sie zu einer Plattform mit einem Gummiband über dem Thorax.</li>
	<li>Setzen Sie die Spitze der Rüssel in einen entsprechenden Hinweis sammeln. Verwenden Sie für Assassin Bugs einer PIPETTENSPITZE P200. Für riesige Wasserwanzen, schneiden die Extremität aus ein P200-Tipp, um die Blende zu vergrößern.<ol>
<li>Heben Sie den Rüssel mit einem geschlossenen sauberen Pinzette und schieben Sie offenen Blende der Sammlung Spitze über das Ende der Rüssel.</li>
		<li>Falls gewünscht, Aufnahme ~ 5 µL Reinstwasser vor Erteilung der Rüssel in das Sammeln Tipp. Dies reduziert die Verluste Gift bleibt innerhalb der Spitze, obwohl die geernteten Venom verdünnt werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Gelten Sie Elektrostimulation. Tauchen Sie die stimulierenden Elektroden in leitfähigen Gel, wie 2,5 M NaCl/50% Glycerin. Bringen Sie die Elektroden auf den Brustkorb. Belostomatids beantragen Sie die beiden Elektroden an die dorsale hintere Oberfläche des Kopfes.</li>
	<li>Speichern Sie Venom, Autodegradation zu verhindern. Nachdem Venom extrudiert wird, übertragen Sie schnell auf ein Rohr bei-20 ° C oder-60 ° C oder ein Röhrchen mit Protease-Inhibitor Cocktail.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 1,5 und 1,6 bis ausreichend Venom übernommen wird oder keine weiteren Venom bevorstehend ist.</li>
</ol>2. Gewinnung von Venom Giftstoffe durch Belästigung
<ol><li>Bereiten Sie Tiere für die Ernte von Venom und setzen Sie die Spitze der Rüssel in einen Vorraum der Sammlung, wie in den Absätzen 1.1 und 1.3-1.4 beschrieben.</li>
	<li>Wenn Venom spontan extrudiert wird, gehen Sie zu Schritt 2.3. Ist dies nicht der Fall, die Tiere zu belästigen, sanft berühren sie an Beinen, Bauch und Antennen mit einer Pinzette bis Venom entsteht.</li>
	<li>Übertragen Sie schnell Venom auf ein Rohr bei-20 ° C oder 60 ° C oder ein Rohr mit Proteasehemmer cocktail, falls gewünscht.</li>
</ol>3. Gewinnung von Venom Giftstoffe durch Belästigung von Venom "Spucken" Arten
<ol><li>Betäuben Sie oder betäuben Sie teilweise, das Insekt vor Herausnahme aus seinem Gehege, vorzeitige defensive spucken zu verhindern.</li>
	<li>Venom spucken Verhalten zu provozieren. Enthalten Sie, und positionieren Sie das Insekt mit dem tiefen Deckel von einem Standard 90 x 16 mm Petrischale. Halten Sie den Deckel leicht posterior und 1-4 cm über das Insekt, Flug zu verhindern. Die meisten Insekten werden mehrfach, oft kurz hintereinander spucken. Sicherstellen Sie, dass alle Venom auf der Unterseite der Schale gesammelt wird.</li>
	<li>Sammeln Sie die Venom auf der Unterseite der Petrischale durch Spülen mit 10 µL Reinstwasser. Übertragen Sie schnell auf ein Rohr bei-20 ° C oder-60 ° C oder ein Röhrchen mit Protease-Inhibitor Cocktail.</li>
</ol>4. Ernte Venom Giftstoffe durch Drüse Dissektion
<ol><li>Tiere zu opfern. Stark zu betäuben oder zu töten, Tiere mit > 5 min Exposition gegenüber CO2. Rohr-pure CO2 direkt in die Luftlöcher des Tieres Gehäuse Gehäuse.</li>
	<li>PIN-Insekt Dissektion Tray. Sezieren Sie für Assassinen Bugs durch die ventrale Oberfläche (4.3). Sezieren Sie für riesige Wasserwanzen durch die dorsalen Oberfläche (4.4).</li>
	<li>Ventralen Dissektion<ol>
<li>Fügen Sie drei Stifte in den hinteren Bauchraum das Insekt ohne Durchbohrung der Giftdrüsen gedrückt.</li>
		<li>Geschnitten Sie einen kurze Mittellinie Schnitt in der ventralen Oberfläche des Bauches mit einer Miniatur-Skalpell. Verwenden Sie Miniatur Schere, um die Mittellinie Inzision anterior auf den Kopf, kümmert sich um das Exoskelett nur schneiden und beschädigt nicht die interne Strukturen zu verlängern.</li>
		<li>Um die internen Strukturen aufzudecken, machen Sie mehrere seitliche Einschnitte erstreckt sich von der Mittellinie Schnitt an der Seite des Insekts. Dann pin wieder jede Klappe des ventralen Exoskelett, interne Strukturen zu offenbaren.</li>
		<li>Machen Sie für große Assassin Bugs vier seitliche Einschnitte in die Mitte des Abdomen, vorderen Bauch, zwischen ersten und zweiten Beine und vor der ersten Etappe.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Dorsalen Dissektion<ol>
<li>Entfernen Sie die Flügel in der Nähe der Basis. Fügen Sie drei Stifte in den hinteren Bauchraum das Insekt ohne Durchbohrung der Giftdrüsen gedrückt.</li>
		<li>Schneiden Sie einen Mittellinie Schnitt aus dem Kopf auf den Bauch mit Miniatur-Schere und Skalpell, kümmert sich um das Exoskelett nur geschnitten und interne Strukturen nicht zu beschädigen.</li>
		<li>Erzwingen Sie die beiden Hälften des Insekts auseinander. Platzieren von mehreren Pins seitlich entlang der Länge des Insekts, der inneren Hohlraum ausgesetzt zu verlassen.</li>
		<li>Entfernen Sie die Flugmuskeln mit einer Pinzette.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Die Dissektion Tablett zu überfluten. Fügen Sie PBS, bis der Fehler untergetaucht ist, um interne Strukturen hinaufschweben und werden leichter visualisiert.</li>
	<li>Mit Pinzette und Mikro-Schere, vorsichtig, Binde- und Nervengewebe und Luftröhre. Die Giftdrüsen erscheinen als länglich, durchscheinend Strukturen entlang jeder Seite der Verdauungskanal erstreckt.<ol>
<li>Identifizieren Sie die wichtigste Drüse durch ihr charakteristisches Erscheinungsbild, mit vorderen und hinteren Lappen und zwei Kanälen an der Hilus.</li>
		<li>Falls gewünscht, identifizieren Sie die Zubehör Drüse durch das Rohr aus dem Hilus verfolgen. Befreien Sie die wichtigste Drüse durch Schneiden die zwei Kanäle aus dem Hilus.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ernten Sie die gewünschte Drüse Lumen. Übertragen die Drüse zu einem Microcentrifuge auf Eis mit 30 µL PBS oder RTL plus Proteaseinhibitor cocktail. Die Drüsen mit einer sauberen scharfe Nadel Lanze.<ol>
<li>Vortex für 10 s und Zentrifuge (1 min, 5.000 × g, 4 ° C), die Drüse Lumen zu leeren. Entfernen Sie das Drüsengewebe mit einer Pinzette.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Klären des Toxin-Extraktes. Zentrifuge (5 min, 17.000 × g, 4° C), feste Partikel, Beibehaltung des Überstands und verwerfen die Pellets zu entfernen. Lagerung bei-20 ° C und-60 ° C bis Autoproteolytic Abbau zu verhindern.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Walker, A. A., Weirauch, C., Fry, B. G., King, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Venoms+of+heteropteran+insects:+A+treasure+trove+of+diverse+pharmacological+toolkits.">Venoms of heteropteran insects: A treasure trove of diverse pharmacological toolkits.</a> Toxins. 8 (2), 43 (2016).</li><li>Ribeiro, J. M. C., Assump&#231;&#227;o, T. C., Francischetti, I. M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+insight+into+the+sialomes+of+bloodsucking+Heteroptera.">An insight into the sialomes of bloodsucking Heteroptera.</a> Psyche (Stuttg). 2012, 1-16 (2012).</li><li>Ambrose, D. P., Maran, S. P. 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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Der wichtigste Schritt bei der Ernte Assassin Bug Venom ist die Auswahl der geeigneten Methode je nach Zweck der Studie. Jede der drei Methoden zur Ernte Heteropteran Gifte hat vor- und Nachteile je nach downstream-Anwendungen.
Induktion Fehler Venom aus der Rüssel (Protokolle 1-3) vertreiben vermeidet Kontamination des Giftes von Drüsengewebe. Darüber hinaus diese Methoden sind nicht tödlich und können viele Male wiederholt werden, im Laufe des Lebens einen Fehler. Elektrostimulation in ...

Heteropteran Gifte sind potent bioaktiven Substanzen1. Beispielsweise die Venom/Speichel Absonderungen von Blut-Fütterung Heteroptera wie Kissing Bugs (Triatominae) und Wanzen (Cimicidae) erleichtert die Fütterung durch Störung der Hämostase2. Giftstoffe in diese Gifte Zielen auf mehrere Wege einschließlich Koagulation, Thrombozytenaggregation sowie Vasokonstriktion und den Schmerz und Jucken Wege. Gifte von den meisten anderen Heteropteran-Arten werden angepasst, um Raub, anstatt Blut-Fütterung zu erleichtern. Ihre Gifte verursachen Lähmung, Tod und Gewebe Verflüssigung bei in Wirbellose Tiere3,4injiziert. Wenn in Wirbeltieren injiziert, kann ihres Giftes auch drastische Auswirkungen haben. Beispielsweise führt die Injektion des Giftes von Assassin Bug Holotrichius Innesi in Wirbeltieren Muskellähmung, Schmerzen und Blutungen; Mäuse-Envenomated von diesem Fehler sterben schnell durch Atemlähmung5.
Transkriptomischen und Proteomic Untersuchungen ergaben die Proteinzusammensetzung von einigen Heteropteran Gifte. Gifte predaceous Arten sind reich an Proteasen, andere Enzyme, und Peptide und Proteine der unbekannte Struktur und Funktion6,7,8. Kissing Bug Venom ist reich an Triabin-Protein-Familie, deren Mitglieder tiefgreifend Koagulation und Thrombozytenaggregation, Vasokonstriktion2,9 beeinflussen. Allerdings ist es nicht bekannt, welche Giftstoffe die meisten Bioactivities des Giftes zugrunde liegen. Z. B. Venom Kissing Bug Triatoma Infestans gemeldet werden Schmerzmittel und hemmen Natrium-Kanäle10, aber die Komponenten verantwortlich müssen noch geklärt werden. Ebenso ist es nicht bekannt, welche Komponente(n) Assassin Bug Gift Lähmungen oder Schmerzen verursachen. Voraussetzung für die Identifizierung verantwortlich für bestimmte Venom Bioactivities und zur Charakterisierung von Struktur und Funktion von neuartigen Venom Giften, Toxinen ist Venom erhalten.
Venom wurde von Wanzen durch Elektrostimulation5,6,7,8,11,12,13, Provokation der Defensive eingeholt Antworten4,8, mechanisch quetschen Thorax12,14,15,16, sezieren, Venom Drüsen8,17 ,18,19,20,21,22und Anwendung des Agonisten muskarin Acetylcholin-Rezeptor-23. Die möglichen vor- und Nachteile einer Methode zu urteilen wird erschwert durch die Morphologie der Heteropteran Giftdrüsen, die wichtigste Drüse mit zwei separaten Lumen, die vorderen wichtigste Drüse (AMG) und posterior wichtigste Drüse (PMG), bestehen als auch eine damit verbundenen Zubehör Drüse (AG). Diese verschiedenen Drüse Fächer produzieren unterschiedliche Protein Sekrete, die für verschiedene biologische Funktionen einschließlich Beutefang, Verteidigung und extraoralen Verdauung8,17spezialisiert werden können. In Peiratine und Ectrichodiine Assassin Bugs wurde der AMG Beutefang und die PMG mit extraoralen Verdauung17zugeordnet. Jedoch ist in der Harpactorine Fehler Pristhesancus Plagipennis die PMG für Beutefang und Verdauung spezialisiert, während die AMG wird theoretisiert, um defensive Venom8absondern. Die AG wurde als kleine sekretorischen Funktion in Assassin Bugs8 oder als ein wichtiger Standort der Protease Lagerung in riesigen Wasserwanzen23beschrieben. Weitere Arbeit ist natürlich erforderlich, die Funktion jedes Fach Drüse unter verschiedenen Heteropteran Untergruppen zu klären und die Funktion der meisten Venom Toxine zu bestimmen. In diesem Bericht beschreiben wir Protokolle für die Ernte Venom Giftstoffe aus Wanzen auf dieses Ziel hin.

<table><tbody><tr><td>Electostimulator</td><td>Grass Technologies</td><td>S48 Square Pulse Stimulator</td><td>Electrostimulator allowing pulsed electrostimulation</td></tr><tr><td>Featherlight tweezers</td><td>Australian Entomological Supplies</td><td>E122B</td><td>For handling live venomous insects</td></tr><tr><td>Protease inhibitor cocktail</td><td>Sigma</td><td>4693124001</td><td>For preventing autoproteolytic digestion of venom</td></tr><tr><td>Dissection equipment</td><td>Australian Entomological Supplies</td><td>E152Micro</td><td>For fine dissections</td></tr><tr><td>Insect pins</td><td>Australian Entomological Supplies</td><td>E162</td><td>For fine dissections</td></tr></tbody></table>

harvesting venom toxins from assassin bugs and other heteropteran insects

Heteropteran Insekten wie Assassin Bugs (Reduviidae) und riesigen Wasserwanzen (Belostomatidae) stammte aus einem gemeinsamen Vorfahren predaceous und giftige, und die Mehrzahl der erhaltenen Wanzen behalten diese trophische Strategie. Einige Wanzen ernähren vertebrate Blut umgestellt haben (z. B. Kissing Fehler, Triatominae; und Bettwanzen, Cimicidae) während andere zurückgesetzt haben, ernähren sich von Pflanzen (die meisten Pentatomomorpha). Allerdings ist mit Ausnahme von Kissing Bugs verwendet, um zu erleichtern, Blut-Fütterung, wenig Speichel über Heteropteran Gifte im Vergleich gegen die Gifte der Schlangen, Spinnen und Skorpione bekannt.
Ein Hindernis für die Charakterisierung von Heteropteran Venom Giftstoffe ist die Struktur und Funktion der Venom/Lippen Drüsen, die sowohl morphologisch komplex sind und mehrere biologische Aufgaben (Verteidigung, Beutefang und extraoralen Verdauung). Dieser Artikel beschreibt drei Methoden, mit denen wir erfolgreich Heteropteran Gifte zu sammeln. Erstens stellen wir Elektrostimulation sowie eine komfortable Möglichkeit, Venom zu sammeln, die oft tödlich, wenn injiziert ist Beute Tiere entfällt die Kontamination von Drüsengewebe. Zweitens zeigen wir, dass sanfte Belästigung der Tiere ausreichen, um Venom Extrusion aus dem Rüssel und/oder Venom spucken in einigen Gruppen von Wanzen zu produzieren. Drittens, beschreiben wir Methoden zur Ernte Venom Giftstoffe durch Dissektion narkotisierter Tiere, die Giftdrüsen zu erhalten. Diese Methode ist komplementär zu anderen Methoden, wie es gestatten, Ernte von Toxinen aus Taxa in denen Elektrostimulation und Belästigung unwirksam sind. Diese Protokolle können Forscher Giftstoffe aus Heteropteran Insekten zur Charakterisierung von Struktur und Funktion und mögliche Anwendungen in Medizin und Landwirtschaft zu ernten.

Einige Heteropteran Arten, wie die Harpactorine p. Plagipennis und die Reduviine Platymeris Rhadamanthus, liefern zuverlässig große Mengen (5-20 µL) des Giftes in Reaktion auf Elektrostimulation (Tabelle 1). Im allgemeinen führen die meisten Peiratine, Reduviine und Harpactorine Bugs Venom als Reaktion auf diese Methode. Unter den Stenopodaine Fehler entlockte Elektrostimulation Venom aus Oncocephalus SP., aber nicht Thodelmus sp. D...

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Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Obwohl viele Insekten in der Unterordnung Heteroptera (Insecta: Hemiptera) sind giftig, deren Venom-Zusammensetzung und die Funktionen ihrer Venom-Toxine sind meist unbekannt. Dieses Protokoll beschreibt Methoden zum Heteropteran Gifte für weitere Charakterisierung, mittels Elektrostimulation, Belästigung und Drüse Dissektion zu ernten.

Ernte Venom Giftstoffe aus Assassin Bugs und andere Heteropteran Insekten

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, ...

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Research

JoVE Journal

Environment

13.0K Aufrufe.  The University of Queensland. Obwohl viele Insekten in der Unterordnung Heteroptera (Insecta: Hemiptera) sind giftig, deren Venom-Zusammensetzung und die Funktionen ihrer Venom-Toxine sind meist unbekannt. Dieses Protokoll beschreibt Methoden zum Heteropteran Gifte für weitere Charakterisierung, mittels Elektrostimulation, Belästigung und Drüse Dissektion zu ernten.

Serie: Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Helminth Collection and Identification from Wildlife

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), &#34;thorny-headed worms&#34; (acanthocephalans), &#34;flukes&#34; (trematodes), and &#34;tapeworms&#34; (cestodes). The optimum method for collecting helminths is to examine a host that has been dead less than 4-6 hr since most helminths will still be alive. A thorough necropsy should be conducted and all major organs examined. Organs are washed over a 106 &#956;m sieve under running water and contents examined under a stereo microscope. All helminths are counted and a representative number are fixed (either in 70% ethanol, 10% buffered formalin, or alcohol-formalin-acetic acid). For species identification, helminths are either cleared in lactophenol (nematodes and small acanthocephalans) or stained (trematodes, cestodes, and large acanthocephalans) using Harris&#39; hematoxylin or Semichon&#39;s carmine. Helminths are keyed to species by examining different structures (e.g. male spicules in nematodes or the rostellum in cestodes). The protocols outlined here can be applied to any vertebrate animal. They require some expertise on recognizing the different organs and being able to differentiate helminths from other tissue debris or gut contents. Collection, preservation, and staining are straightforward techniques that require minimal equipment and reagents. Taxonomic identification, especially to species, can be very time consuming and might require the submission of specimens to an expert or DNA analysis.

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths.&#160; The four major types of helminths are &#8220;roundworms&#8221; (nematodes), &#8220;thorny-headed worms&#8221; (acanthocephalans), &#8220;flukes&#8221; (trematodes), and &#8220;tapeworms&#8221; (cestodes).&#160; Here we describe how helminths are collected from a vertebrate animal and how they are preserved and taxonomically identified.&#160;

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), ...

Forschung

Umwelt

Quantification of Heavy Metals and Other Inorganic Contaminants on the Productivity of Microalgae

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages include high potential yield, use of non-arable land and integration with waste streams. The nutrient requirements of a large-scale microalgae production system will require the coupling of cultivation systems with industrial waste resources, such as carbon dioxide from flue gas and nutrients from wastewater. Inorganic contaminants present in these wastes can potentially lead to bioaccumulation in microalgal biomass negatively impact productivity and limiting end use. This study focuses on the experimental evaluation of the impact and the fate of 14 inorganic contaminants (As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V and Zn) on Nannochloropsis salina growth. Microalgae were cultivated in photobioreactors illuminated at 984 &#181;mol m-2 sec-1 and maintained at pH 7 in a growth media polluted with inorganic contaminants at levels expected based on the composition found in commercial coal flue gas systems. Contaminants present in the biomass and the medium at the end of a 7 day growth period were analytically quantified through cold vapor atomic absorption spectrometry for Hg and through inductively coupled plasma mass spectrometry for As, Cd, Co, Cr, Cu, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V and Zn. Results show N. salina is a sensitive strain to the multi-metal environment with a statistical decrease in biomass yieldwith the introduction of these contaminants. The techniques presented here are adequate for quantifying algal growth and determining the fate of inorganic contaminants.

Integration of microalgal cultivation with industrial flue gas will ultimately introduce heavy metals and other inorganic compounds into the growth media. This study presents a procedure used to determine the end fate and impact of heavy metals and inorganic contaminants on the growth of Nannochloropsis salina grown in photobioreactors.

Quantifizierung von Schwermetallen und anderen anorganischen Kontaminanten auf die Produktivität von Mikroalgen

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages ...

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including Pristionchus pacificus display complex behaviors, the most striking of which is the predation of other nematode larvae. However, as these behaviors are absent in the model organism Caenorhabditis elegans, they have thus far only recently been described in detail along with the development of reliable behavioral assays 1. These predatory behaviors are dependent upon phenotypically plastic but fixed mouth morphs making the correct identification and categorization of these animals essential. In P. pacificus there are two mouth types, the stenostomatous and eurystomatous morphs 2, with only the wide mouthed eurystomatous containing an extra tooth and being capable of killing other nematode larvae. Through the isolation of an abundance of size matched prey larvae and subsequent exposure to predatory nematodes, assays including both "corpse assays" and "bite assays" on correctly identified mouth morph nematodes are possible. These assays provide a means to rapidly quantify predation success rates and provide a detailed behavioral analysis of individual nematodes engaged in predatory feeding activities. In addition, with the use of a high-speed camera, visualization of changes in pharyngeal activity including tooth and pumping dynamics are also possible.

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth.

Die Untersuchung Räuberische Fütterung Behaviors in<em&gt; Pristionchus</em&gt; Und andere Nematoden

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including ...

Extraction of Organochlorine Pesticides from Plastic Pellets and Plastic Type Analysis

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment during manufacturing and transport. Because of their environmental persistence, they are widely distributed in the oceans and on beaches all over the world. They can act as a vector of potentially toxic organic compounds (e.g., polychlorinated biphenyls) and might consequently negatively affect marine organisms. Their possible impacts along the food chain are not yet well understood. In order to assess the hazards associated with the occurrence of plastic pellets in the marine environment, it is necessary to develop methodologies that allow for rapid determination of associated organic contaminant levels. The present protocol describes the different steps required for sampling resin pellets, analyzing adsorbed organochlorine pesticides (OCPs) and identifying the plastic type. The focus is on the extraction of OCPs from plastic pellets by means of a pressurized fluid extractor (PFE) and on the polymer chemical analysis applying Fourier Transform-InfraRed (FT-IR) spectroscopy. The developed methodology focuses on 11 OCPs and related compounds, including dichlorodiphenyltrichloroethane (DDT) and its two main metabolites, lindane and two production isomers, as well as the two biologically active isomers of technical endosulfan. This protocol constitutes a simple and rapid alternative to existing methodology for evaluating the concentration of organic contaminants adsorbed on plastic pieces.

Microplastics act as vector of potentially toxic organic contaminants with unpredictable effects. This protocol describes an alternative methodology for assessing the levels of organochlorine pesticides adsorbed on plastic pellets and identifying the polymer chemical structure. The focus is on pressurized fluid extraction and attenuated total reflectance Fourier transform infrared spectroscopy.

Extraktion von Organochlor-Pestiziden aus Kunststoff-Pellets und Kunststoff-Typ-Analyse

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment ...

Extraction and Characterization of Surfactants from Atmospheric Aerosols

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in the Earth&#39;s atmosphere, a central process in meteorology, hydrology, and for the climate system. But because specific extraction and characterization of these compounds have been lacking for decades, very little is known on their identity, properties, mode of action and origins, thus preventing the full understanding of cloud formation and its potential links with the Earth&#39;s ecosystems.
In this paper we present recently developed methods for 1) the targeted extraction of all the surfactants from atmospheric aerosol samples and for the determination of 2) their absolute concentrations in the aerosol phase and 3) their static surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC). These methods have been validated with 9 references surfactants, including anionic, cationic and non-ionic ones. Examples of results are presented for surfactants found in fine aerosol particles (diameter &#60;1 &#956;m) collected at a coastal site in Croatia and suggestions for future improvements and other characterizations than those presented are discussed.

Methods are presented for the targeted extraction of surfactants present in atmospheric aerosols and the determination of their absolute concentrations and surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC).

Die Extraktion und Charakterisierung von Tensiden aus Atmosphärische Aerosole

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in ...

Parasitierung des künstlichen Wirts durch Trichogramma dendrolimi und Giftextraktion

Extracting Venom from the Parasitoid Wasp Trichogramma dendrolimi Using an Artificial Host

Parasitoid wasps are a diverse group of hymenopteran insects that serve as invaluable resources for pest biocontrol. To ensure successful parasitism, parasitoid wasps inject venom into their hosts to suppress their hosts&#39; immunity, modulate hosts&#39; development, metabolism, and even behavior. With over 600,000 estimated species, the diversity of parasitoid wasps surpasses that of other venomous animals, such as snakes, cone snails, and spiders. Parasitoid wasp venom is an underexplored source of bioactive molecules with potential applications in pest control and medicine. However, collecting parasitoid venom is challenging due to the inability to use direct or electrical stimulation and the difficulty in dissection because of their small size. Trichogramma is a genus of tiny (~0.5 mm) egg parasitoid wasps that are widely used for the biological control of lepidopteran pests in both agriculture and forests. Here, we report a method for extracting venom from T. dendrolimi using artificial hosts. These artificial hosts are created with polyethylene film and amino acid solutions and then inoculated with Trichogramma wasps for parasitism. The venom was subsequently collected and concentrated. This method enables the extraction of large amounts of Trichogramma venom while avoiding contamination from other tissues caused by dissection, a common issue in venom reservoir dissection protocols. This innovative approach facilitates the study of Trichogramma venom, paving the way for new research and potential applications.

Autor im Rampenlicht: Effiziente Methode zur Extraktion von Gift aus Trichogramma parasitoiden Wespen 

Here, we present a protocol for extracting venom from Trichogramma dendrolimi using an artificial host created with polyethylene film and amino acid solution.

Extraktion von Gift aus der parasitoiden Wespe Trichogramma dendrolimi mit Hilfe eines künstlichen Wirts

Parasitoid wasps are a diverse group of hymenopteran insects that serve as invaluable resources for pest biocontrol. To ensure successful parasitism, ...

Biochemie

Microdissection of Black Widow Spider Silk-producing Glands

Modern spiders spin high-performance silk fibers with a broad range of biological functions, including locomotion, prey capture and protection of developing offspring 1,2. Spiders accomplish these tasks by spinning several distinct fiber types that have diverse mechanical properties. Such specialization of fiber types has occurred through the evolution of different silk-producing glands, which function as small biofactories. These biofactories manufacture and store large quantities of silk proteins for fiber production. Through a complex series of biochemical events, these silk proteins are converted from a liquid into a solid material upon extrusion.
Mechanical studies have demonstrated that spider silks are stronger than high-tensile steel 3. Analyses to understand the relationship between the structure and function of spider silk threads have revealed that spider silk consists largely of proteins, or fibroins, that have block repeats within their protein sequences 4. Common molecular signatures that contribute to the incredible tensile strength and extensibility of spider silks are being unraveled through the analyses of translated silk cDNAs. Given the extraordinary material properties of spider silks, research labs across the globe are racing to understand and mimic the spinning process to produce synthetic silk fibers for commercial, military and industrial applications. One of the main challenges to spinning artificial spider silk in the research lab involves a complete understanding of the biochemical processes that occur during extrusion of the fibers from the silk-producing glands.
Here we present a method for the isolation of the seven different silk-producing glands from the cobweaving black widow spider, which includes the major and minor ampullate glands [manufactures dragline and scaffolding silk] 5,6, tubuliform [synthesizes egg case silk] 7,8, flagelliform [unknown function in cob-weavers], aggregate [makes glue silk], aciniform [synthesizes prey wrapping and egg case threads] 9 and pyriform [produces attachment disc silk] 10. This approach is based upon anesthetizing the spider with carbon dioxide gas, subsequent separation of the cephalothorax from the abdomen, and microdissection of the abdomen to obtain the silk-producing glands. Following the separation of the different silk-producing glands, these tissues can be used to retrieve different macromolecules for distinct biochemical analyses, including quantitative real-time PCR, northern- and western blotting, mass spectrometry (MS or MS/MS) analyses to identify new silk protein sequences, search for proteins that participate in the silk assembly pathway, or use the intact tissue for cell culture or histological experiments.

Here we describe an efficient strategy to remove the silk-producing glands from the abdomen of female black widow spiders. This procedure allows the rapid isolation of the seven distinct silk-producing glands in a highly purified fashion, an important process for investigators studying spider silk production and fiber assembly.

Mikrodissektion von Black Widow Spider Silk-produzierenden Drüsen

Modern spiders spin high-performance silk fibers with a broad range of biological functions, including locomotion, prey capture and protection of ...

Biologie

Extraction of Venom and Venom Gland Microdissections from Spiders for Proteomic and Transcriptomic Analyses

Venoms are chemically complex secretions typically comprising numerous proteins and peptides with varied physiological activities. Functional characterization of venom proteins has important biomedical applications, including the identification of drug leads or probes for cellular receptors. Spiders are the most species rich clade of venomous organisms, but the venoms of only a few species are well-understood, in part due to the difficulty associated with collecting minute quantities of venom from small animals. This paper presents a protocol for the collection of venom from spiders using electrical stimulation, demonstrating the procedure on the Western black widow (Latrodectus hesperus). The collected venom is useful for varied downstream analyses including direct protein identification via mass spectrometry, functional assays, and stimulation of venom gene expression for transcriptomic studies. This technique has the advantage over protocols that isolate venom from whole gland homogenates, which do not separate genuine venom components from cellular proteins that are not secreted as part of the venom. Representative results demonstrate the detection of known venom peptides from the collected sample using mass spectrometry. The venom collection procedure is followed by a protocol for dissecting spider venom glands, with results demonstrating that this leads to the characterization of venom-expressed proteins and peptides at the sequence level.

This article provides a protocol for the extraction of venom from spiders using electrical stimulation in order to 1) conduct proteomic characterization, 2) stimulate venom gland gene expression, and 3) perform functional studies of venoms. This is followed by a description of venom gland microdissections for gene expression studies.

Ernte Venom Giftstoffe aus Assassin Bugs und andere Heteropteran Insekten

Zusammenfassung

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Helminth Collection and Identification from Wildlife

Quantifizierung von Schwermetallen und anderen anorganischen Kontaminanten auf die Produktivität von Mikroalgen

Die Untersuchung Räuberische Fütterung Behaviors in

Extraktion von Organochlor-Pestiziden aus Kunststoff-Pellets und Kunststoff-Typ-Analyse

Die Extraktion und Charakterisierung von Tensiden aus Atmosphärische Aerosole

Extraktion von Gift aus der parasitoiden Wespe Trichogramma dendrolimi mit Hilfe eines künstlichen Wirts

Extraktion von Gift aus der parasitoiden Wespe Trichogramma dendrolimi mit Hilfe eines künstlichen Wirts

Extraktion von Gift aus der parasitoiden Wespe Trichogramma dendrolimi mit Hilfe eines künstlichen Wirts

Mikrodissektion von Black Widow Spider Silk-produzierenden Drüsen

Extraktion von Venom und Giftdrüse Mikrodissektionen von Spiders für Proteomik und transkriptomischen Analysen