Wir danken D. Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, C. Jara, D. Meade, G. Owens, L. Rodarte, D. Sieglaff, A. Sonoqui, M. Stefanek, B. Stuart, J. Trejo, A. Slade und E. Yescas für technische Hilfe. Teilweise wurde durch USDA Agricultural Research Service, USDA National Institute für Ernährung und Landwirtschaft Erweiterung IPM Programm und Pest Management Alternativen spezielle Projekte, Cotton Incorporated, Arizona Baumwolle Growers Association, Baumwolle unterstützt Stiftungen, USDA-Cree, NAPIAP (Western Region) und westlichen Region IPM Sonderprojekte.

Hinweis: die unten beschriebenen Techniken gelten teilweise Leben Tische, weil sie nicht explizit Reproduktion oder Sterblichkeit der Erwachsenen Stufen enthalten. Die Begriff Kohorte ist gleichbedeutend mit Generation, weil sie Sterblichkeit vom Ei zum Erwachsenen Stadium untersucht.
 1. etablieren Wiese <ol><li>Verhalten Sterbetafeln jederzeit während des Wachstums der Pflanzen nach Insekten vorhanden sind. Die Wahl zu Studien zu initiieren, wenn hängt der Ziele und Aufgaben der Forschung.</li>
	<li>Wählen Sie aus zwei Reihen von Ernte nahe der Mitte des Grundstücks um Randeffekte aus den umliegenden Grundstücke oder unbebaute Flächen zu minimieren. Markieren Sie den Kopf der jede Zeile mit einer Draht-Flagge oder ein Holzpfahl, einfache Verlegung zu erleichtern, sobald die Ernte groß wird.</li>
	<li>Einziehen ca. 3-4 m vom Rand des Grundstückes parallel zu der Zeile. Verwenden Sie eine Zeile, um Ei Kohorten und die zweite Nymphe Kohorten zu gründen herzustellen</li></ol> 2. Ei-Kohorten zu schaffen <ol><li>Verwendung eine 8 X Hand Objektiv neu gelegte Eiern auf der Unterseite der Blätter im oberen Bereich der Hauptstamm der Baumwollpflanze (in der Regel die zweite oder dritte Knoten von oben) suchen. 
	Hinweis: Lebensstadien von B. Tabaci sind in der Regel vertikal in den Baumkronen der Pflanze mit Eiern im oberen Bereich der Anlage und immer älter nymphal Stadien unten verteilt. Dies führt da 1 St Instar Nymphen setzen sich auf dem gleichen Blatt als das Ei und die Pflanze Blätter oberhalb der ersten Eiablage Stelle wie es wächst.
	<ol><li>Verwendung einer höheren macht 15 X Objektiv zu beobachten, frische Eiern und überprüfen, Identifizierung, bevor mit dem 8 X-Objektiv, um das Insekt zu markieren. Frischeier haben eine helle weiße Färbung unter dem Objektiv und heben sich von Eiern, die ältere (Abbildungen 1A und 1 b). Eiern verdunkeln zu einer tannish Farbe, wie sie Reifen.</li>
	</ol></li> <li>Eine ungiftige, ultra-fein-Punkt schwarzen permanent-Marker verwenden, um einen kleinen Kreis um das Ei zu zeichnen. Zeichnen Sie die Kreis klein genug, um ein Weibchen legen ein weiteres Ei innerhalb des Kreises später möglichst zu vermeiden.
	<ol><li>Schneiden ein Loch oder ein Schlitz an der Seite von 8 X Lupe mit einer Säge oder einem Bohrer so, dass der Stift eingefügt und durch die Linse beim Zeichnen betrachtet werden kann ( Abbildung 2A).</li>
	</ol></li> <li>Wiederholen Sie diesen Vorgang auf dem gleichen Blatt, wenn möglich, um anderen Eiern zu markieren, markieren von insgesamt nicht mehr als vier Eiern auf ein einzelnes Blatt und nicht mehr als ein Ei pro Blatt Sektor. Für Baumwolle, das Blatt ist unterteilt in vier Sektoren von drei großen Blattadern ( Abbildung 3).</li>
	<li>Binden einen kleinen leichte Pappen Tag rund um den Blattstiel des Blattes mit markierten Ei(er). Die Tag-Nummer und beinhalten Notation für die Handlung oder Behandlung Anzahl je nach Versuchsanordnung ( Abb. 2 b).</li>
	<li>Binden eine 1 m lange Länge der Beflaggung Maßband um den Hauptstamm im oberen Bereich der Anlage. Stimmengleichheit Bogen-Stil verwenden, so dass das Band wie nötig zu halten, für wiederholte Besuche auf diesen Speicherort im Feld sichtbar leicht verschoben werden kann.</li>
	<li>Datensatz Blatt Nummer und Positionsinformationen auf einem tragbaren analoge oder elektronischen Notebook (Tabelle 1). Positionsinformationen verwendet die Sektoren des Blattes an feiner Hinweis Speicherort (z. B. 1-1, 1-2, 1 bis 4 Eiern in Sektoren 1, 2 und 4 auf Blatt #1 zu kennzeichnen).</li>
	<li>Jeder Kohorte an einem einzigen Tag zu etablieren. 
	Hinweis: Eine Kohorte in einem bestimmten Grundstück besteht aus mindestens 50 Eier total.
	<ol><li>Nutzung nicht mehr als ein Blatt pro Pflanze besser zu verteilen, die Mitglieder der Kohorte. 
		Hinweis: Abhängig von Insekten Dichte, dies kann überall von 13 Blätter mit 3 bis 4 Eiern oder 50 Blätter mit einem Ei. Die einzelnen Pflanzen werden ausgewählt, um die markierten Blätter entlang so viel von der Reihe wie möglich verteilen.</li>
	</ol></li></ol> 3. Nymphe Kohorten zu schaffen <ol><li>Verwendung eine 8 X Lupe für die Suche nach neu 1 St ließ sich Nymphen auf der Unterseite der Blätter über INSTAR 3-5 Blätter nach unten von der Oberseite des Haupttriebs der Baumwollpflanze. A 15 X-Objektiv verwendet, um Identifikation überprüfen Kennzeichnung mit 8 X Objektiv.</li>
	<li>Verwenden eine ungiftige, ultra-fein-Punkt schwarzen permanent-Marker, um einen kleinen Kreis um die Nymphe zu zeichnen. Zeichnen Sie die Kreis klein genug, um einen Crawler, die Abrechnung innerhalb des Kreises später möglichst zu vermeiden. 
	Hinweis: Frisch geschlüpften 1 St Instar Nymphen heißen Crawler, die während der ersten paar Stunden nach Ei schlüpfen mehrere cm bewegen kann. Anschließend &#34; setzt sich &#34; auf eine Seite wo es füttern und mausern, ohne jemals wieder zu bewegen, bis die Erwachsenen entsteht. Diese geregelt, dass 1 St Instar Nymphen ( Abbildung 1) aus der Crawler unverwechselbar sind. Erstens sie sind unbeweglich und zweite, sie sind 2-dimensionale und legen Sie fest und flach auf dem Blatt und haben eine leicht transparenter Bernsteinfarbe.
	<ol><li>Schneiden ein Loch oder ein Schlitz an der Seite von 8 X Lupe mit einer Säge oder einem Bohrer so, dass der Stift eingefügt und durch die Linse beim Zeichnen betrachtet werden kann ( Abbildung 2A).</li>
	</ol></li> <li>Wiederholen Sie diesen Vorgang auf dem gleichen Blatt, wenn möglich, um anderen Nymphen, Kennzeichnung von nicht mehr als vier Nymphen auf einem einzigen Blatt und nicht mehr als eine Nymphe pro Blatt Sektor zu markieren. Für Baumwolle, das Blatt ist unterteilt in vier Sektoren von drei großen Blattadern ( Abbildung 3).</li>
	<li>Binden einen kleinen leichte Pappen Tag rund um den Blattstiel des Blattes mit markierten Nymphe. Die Tag-Nummer und beinhalten Notation für die Handlung oder Behandlung Anzahl je nach Versuchsanordnung ( Abb. 2 b).</li>
	<li>Binden eine 1 m lange Länge der Beflaggung Maßband um den Hauptstamm im oberen Bereich der Anlage. Stimmengleichheit Bogen-Stil verwenden, so dass das Band wie nötig zu halten, für wiederholte Besuche auf diesen Speicherort im Feld sichtbar leicht verschoben werden kann.</li>
	<li>Datensatz Blatt Nummer und Positionsinformationen auf einem tragbaren analoge oder elektronischen Notebook (Tabelle 1). Positionsinformationen verwendet die Sektoren des Blattes an feiner Hinweis Speicherort (z. B. 1-1, 1-2, 1-4 Nymphen in Sektoren 1, 2 und 4 auf Blatt #1 zu kennzeichnen).</li>
	<li>Zu gewährleisten, die ausgeglichen 1 St instar Nymphen und nicht Crawler gekennzeichnet sind, gehen Sie zurück zu jedem markierten Blatt und beobachten das markierte Insekt ca. 1-2 h nach der Ersteinrichtung. Bemerkt der besiedelt Nymphen können erforderlich sein.</li>
	<li>Schaffen jeder Kohorte an einem einzigen Tag. 
	Hinweis: Eine Kohorte in einem bestimmten Grundstück besteht aus mindestens 50 Nymphen insgesamt. Nicht mehr als ein Blatt wird pro Pflanze verwendet, um die Mitglieder der Kohorte besser zu verteilen. Abhängig von Insekten Dichte kann dies überall von 13 Blätter mit 3-4 Nymphen oder 50 Blätter mit einer Nymphe. Die einzelnen Pflanzen werden ausgewählt, um die markierten Blätter entlang so viel von der Reihe wie möglich verteilen. Wegen der 1. Instar Crawler Stufe sind die Eizellen in Protokoll Nr. 2 gekennzeichnet nicht die gleichen Insekten, die dann als Nymphe befolgt werdens. damit keine Crawler Mortalität wird gemessen und der Sterbetafel ist rechtzeitig etwas abgelegen, weil Ei und Nymphe Kohorten in der Regel am gleichen Tag eingerichtet sind. Die Forschung hat gezeigt, dem Crawler Sterblichkeit ist vernachlässigbar und kann im wesentlichen ignorierte 30.</li>
</ol> 4. Beobachtung und Aufzeichnung von Ei schlüpfen und Mortalität <ol><li>nach 8-10 d (28-32 ° C; durchschnittliche Arizona Sommerbedingungen) nach Gründung Ei Kohorten, sammeln Blätter mit gekennzeichneten Eiern und wieder an das Labor für die Beobachtung unter einem Mikroskop seziert. Eizellen sind zu klein, um Sterblichkeit und Todesursachen im Feld eindeutig bewerten.</li>
	<li>Todesursachen bei Eiern zu bestimmen und notieren in der Arbeitsmappe initiierte Kohorte Einrichtung (Tabelle 1). 
	Hinweis: Tod zeichnet sich als Entwurzelung, Raub oder Inviability. Entwurzelung: das Ei fehlt aufgrund von Wetterbedingungen (Wind, weht Staub, Regen) oder kauen Prädation. Raub: saugen Raubtiere verlassen hinter einem eingestürzten Chorion ( Abbildung 4 K). Ausgebrütete Eiern eingestürzten erscheinen können, aber werden ein vertikalen Schlitz im Ei Chorion. Verwenden Sie eine Minuten-Pin, um das Chorion auf dem Blatt unter der Lupe zu suchen, diesen Spalt zu necken. Inviability: Eiern schlüpfen nach 8-10 d-Periode nicht und sind eine dunkle braune Farbe. Unter Arizona würde Sommer Bedingungen (28-32 ° C) normalerweise in 5-7 Tagen schlüpfen. Dies kann in anderen Regionen unterscheiden und Anpassungen eventuell Sammlung rechtzeitig aus dem Feld.</li>
</ol> 5. Beobachtung und Aufzeichnung von Nymphal Entwicklung und Mortalität <ol><li>ein bis zwei Tage nach Gründung der Kohorte, verwenden Sie ein 15 X Objektiv, die Entwicklung der Nymphen zu bewerten und eine Todesursache tot zuzuordnen. Bemerkungen mindestens dreimal pro Woche (jeden zweiten Tag).
	<ol><li>Verwendung relativer Größe ( Abbildung 1 -G) und Zeit nach Gründung Instar beurteilen. 
		Hinweis: Es gibt vier nymphal Larvenstadien und Entwicklung ist schnell unter Sommerbedingungen Arizona (28-32 ° C) mit jeweils die ersten drei Stufen dauert rund 2 d und die letzte Phase dauert ca. 3-5 d (total nymphal Entwicklung 2 wk oder weniger). Neue Beobachter sollten Instar Größen lernen durch Beobachtung von Insekten aufgezogen im Labor oder Gewächshaus auf die Wirtspflanze von Interesse. Die relative Lautstärke in den Bauch des Bacteriosomes (Symbionten beherbergen Orgeln von der Mottenschildläuse) relativ zur gesamten Körpergröße ist eine hilfreiche Indikator für nymphal Instar ( Abbildung 1 -G). Neu gemausert Nymphen sind sehr flach und durchscheinend. Nymphen zu mausern bereit sind prall, gewölbte Profil und undurchsichtig.</li>
		<li>Ursachen des Todes für Nymphen und aufzeichnen in der Arbeitsmappe initiierte Kohorte Einrichtung (Tabelle 1). 
		Hinweis: Tod zeichnet sich als Entwurzelung, Parasitismus, Raub oder unbekannten abhängig von Instar ( Abbildung 4). Entwurzelung: Nymphen von jedem Stadium fehlen aufgrund von Wetterbedingungen (Wind, weht Staub, Regen) oder kauen Prädation. Schätzen Sie die Bühne verdrängt Nymphen als der durchschnittliche Bühne tot und Leben Nymphen auf einen bestimmten Beobachtungstag. Parasitismus: nur beobachtbare in 4 th instar Nymphen. Gekoppelten gelblich Bacterisomes sind durch die Entwicklung Parasitoiden Larve ( Abb. 4A); verdrängt. Manchmal ist das Larvenstadium sichtbar ( Abbildung 4). Das Puppenstadium der Parasitoiden ist unverwechselbar und bestimmte Gattungen ( Abbildung 4 b , 4 D). Raub: saugen Raubtiere wird der Inhalt der Nymphe zu evakuieren und verlassen hinter einem eingestürzten Kadaver ( Abbildung 4 -4I). Selten kann ein Kauens Raubtier Beweise ( Abbildung 4J) verlassen. Unbekannt: der Tod, die eines der oben genannten Ursachen zugeordnet werden können. In feuchter Umgebung kann pilzartige Krankheit eine zusätzliche Ursache des Todes sein. Diese Kategorie kann auch Nymphen getötet von Parasitoiden Host-Fütterung enthalten. Nymphen, die überleben erweisen sich als Erwachsene verlassen einen unverwechselbaren t-förmigen Schlitz in der Exuviae ( Abbildung 1 H)</li></ol></li> <li>aufzeichnen Entwicklungsphase (lebendig) und Ursache des Todes und der Bühne in der Arbeitsmappe an Kohorte initiiert Einrichtung (Tabelle 1).</li>
	<li>Haben die Nymphen, die auf einem einzigen Blatt beobachtet wird entweder starb oder erwies sich als ein Erwachsener Mottenschildläuse, das Blatt zu sammeln und zurück ins Labor. Verwenden Sie die höhere Vergrößerung eines sezierenden Mikroskops zu bestätigen, dass die Todesursache festgestellt im Feld korrekt ist und korrigieren. 
	Hinweis: Nicht jedes nicht verdrängt Totes Insekt über den typischen zweiwöchigen Beobachtungszeitraum auf dem Blatt bleibt und so einige Überprüfungen werden nicht möglich.</li>
</ol> 6. Zusammenfassung der Daten und Analysen <ol><li>Consult Ressourcen zur Verfügung, um bei der Konstruktion von Sterbetafeln aus den Daten gesammelt 2 , 8 , 11 , 31. Eine Beispieltabelle Leben wird als Tabelle 2 dargestellt. 
	Hinweis: Robuste Leben Tabelle Analysen erfordern mehrere unabhängige Sterbetafeln, die über Zeit und/oder verschiedenen Standorten durchgeführt. Dies könnte ein multivoltine Insekt wie B. Tabaci mehrere Sterbetafeln im Laufe einer Saison und/oder mehrere Saisons und Websites.
	<ol><li>Schätzung real Sterblichkeit (d X/l 0) basierend auf der Anzahl von Insekten, die am Anfang der Generation etabliert. 
		Echte Mortalität = (d X/l 0) wo d X ist die Zahl sterben während der Phase X und l 0 ist die Anzahl der Insekten zu Beginn der Generation. Diese Mortalitätsraten sind additiv und der Summe der d x über Stufen Schätzungen der gesamten Sterblichkeit für die Generation (Tabelle 2).</li>
		<li>Schätzen offensichtlich Sterblichkeit innerhalb einer Stufe (Q X) basierend auf der Anzahl von Insekten lebend am Anfang einer bestimmten Etappe (Tabelle 2). Bühne-spezifische Q X oder Faktor im Stadium-spezifische Q X zu schätzen. Diese Preise gelten nur innerhalb einer Stufe Additiv.</li>
		<li>Bestimmen marginal Sterblichkeit mit der Formel: 
		M B = d B / (1-d-A) wo M B die Grenzrate der Sterblichkeit Faktor B, d B ist die scheinbare Rate von Sterblichkeit von Faktor B und d A ist die scheinbare Rate von Sterblichkeit zusammengefasst für alle Sterblichkeit-Faktoren, die verdrängen können B 13 , 32 (Tabelle 3 Faktor). 
		Hinweis: Für festsitzende Insekten wie weiße fliegen und viele andere Insekten sind die vielfältigen Ursachen des Todes in einem bestimmten Lebensabschnitt nicht sequenziell. Stattdessen handeln sie zeitgleich und Abschätzung der Grenzsteuersätze ist gewünscht, genau zu schätzen, dass Phase-spezifische Rate von Sterblichkeit von einem 32 , 34 verursachen. Beispielsweise kann ein Parasitoiden Mottenschildläuse Nymphe angreifen. Das Parasitoiden Ei schlüpfen könnte und können die Larven entwickeln sich in der Hostie. Diese Aktivität, dem Betrachter zunächst asymptomatisch tut, oder würde höchstwahrscheinlich, das Host-Insekt zu töten und als die Ursache des Todes gutgeschrieben werden sollte. Aber in einigen Fällen kann ein Raubtier dieser gleichen Nymphe angreifen oder die Nymphe aus dem Blatt führt den Betrachter auf die Ursache des Todes als Raub oder Entwurzelung beachten verdrängt werden kann. Geringe Mortalität korrigiert dies.
		<ol><li>Convert Bühne-spezifische Grenzsteuersätze auf k-Werte 35 k = ln (1 - M), wo ln natürlichen Logarithmus und M ist die marginale Sterblichkeitsrate von Interesse. k-Werte sind additiv und dies vereinfacht die weitere Analysen. k-Werte können sein Rücken umgewandelt zu einer proportionalen Sterblichkeit von 1 - e [-k].</li>
		</ol></li> <li>Unersetzlich Sterblichkeit als Schätzung [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{TotalK - Kvalue ich })]. 
		Hinweis: Dies gibt den Teil des Generationswechsels Gesamtmortalität nicht realisiert werden würde, wenn ein bestimmtes Sterblichkeit Faktor entfernt wurde. Zum Beispiel, wieviel Generationen Sterblichkeit verloren wäre, wenn Raub oder Parasitismus wegen einem Insektizid-Spray entfernt wurden? Unersetzliche Sterblichkeit geschätzt auf diese Weise setzt voraus, dass gibt es keine Dichte-Abhängigkeit in der Sterblichkeit.</li>
		<li>Schlüssel Faktoren <ol><li>verwenden eine einfache grafische Analyse den k-Wert für eine einstufige oder jeder eine Mortalität-Faktor (oder eine Mortalität Faktor innerhalb einer Stufe) Plotten gegen den Gesamt-K-Wert für die gesamte Generation (insgesamt K = Summe aller einzelnen k-Werte). 
			Hinweis: Der Sterblichkeit-Faktor, der am ehesten das Muster der Gesamt-K am besten imitiert ist der Schlüsselfaktor, der Faktor, der die am meisten zu Veränderungen im Generationswechsel Mortalität 35 beitragen. Eine mehr quantitative Methode regrediert einzelnen k-Werte auf Gesamt-K und der Schlüsselfaktor identifiziert, als derjenige mit der größten Steigung Wert 3.</li>
		</ol></li> <li>Dichte Abhängigkeit durch rückläufige k-Werte für die Faktoren von Interesse auf den natürlichen Logarithmus der Insektenpopulation Dichte unabhängig voneinander gemessen (z.B. 13) zu testen. Eine signifikante positive Steigung schlägt direkte Dichte Abhängigkeit und einer negativen Steigung inverse Abhängigkeit. 
		Hinweis: mit zusätzlichen Leben Tabelleninformationen auf Erwachsene überleben und die Vermehrung, viele weitere Parameter (z. B. Generationszeit, net Fortpflanzungsrate, sofortige Preise der Erhöhung, Lebenserwartung in einem bestimmten Stadium, etc.) und Analysen (Matrix-Modelle und Elastizität Analysen 36 , 37 durchgeführt werden können.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

In der Regel werden die Entwicklung des Lebens, die Tabellen für multivoltine Insekten mit weitgehend überlappenden Generationen sind gezwungen, einen vertikalen Ansatz, wo eine Bevölkerung über Zeit und verschiedene grafische und mathematische Techniken wiederholt abgetastet wird, verwendet, um Einstellung in den einzelnen Phasen zu schätzen und Sterblichkeitsrate von wechselnden dichten der verschiedenen Leben Phasen2ableiten. Die Stärke des Ansatzes hier ist, dass es diese Einschränkung ...

Sterbetafeln sind ein gemeinsames Instrument mit einer langen Geschichte in Ökologie1,2. Sterbetafeln sind im Wesentlichen ein Zeitplan für die Geburten und Todesfälle in einer Bevölkerung über Zeit und diese Daten kann verwendet werden, um eine Reihe von Parametern wichtig zu verstehen und Vorhersagen zu Populationsdynamik zu quantifizieren. Sterbetafeln können auch Informationen über Todesursachen, die wichtig zum Verständnis trophischer Interaktionen und bei der Entwicklung von Strategien für die Verwaltung von Schädlingen in landwirtschaftliche und natürliche Systeme sind. Zahlreiche feldbasierte Sterbetafeln für Insekten3,4,5gebaut worden, und Analysen lieferten wichtige Erkenntnisse über die Dynamik, Regulierung und Vorhersage von Insektenpopulationen in vielen verwaltet und natürliche Systeme6,7,8,9,10,11,12,13,14. Die Begriff Leben Tabelle dient oft auch Laborstudien Grundlage zu beschreiben, die weitgehend untersuchen Fahrpläne von Geburten und Toden aber unter künstlichen Bedingungen, die das Insekt zu natürlichen Sterberate Kräfte und realistische Umgebungsvariablen nicht offen legen. Im Allgemeinen ist das Ziel der Untersuchungen im Labor, die vergleichende biotische Potenzial einer Spezies zu schätzen. Die hier beschriebenen Methoden konzentriert sich für Feld basierend, dass Untersuchungen, die definieren Potenzial gegenüber der Umgebung realisiert.
Sterbetafeln können charakterisiert werden als Horizontal, in dem eine echte Kohorte von gleich alten Personen sind von Anfang ihres Lebens bis zum Tod, gefolgt "oder" vertikal, wo häufige Proben durch die Zeit einer Population mit einer vermeintlich stabile Altersstruktur getroffen werden und dann werden wichtige Sätze von mathematisch konstruierten Kohorten2,15abgeleitet. Sterbetafel, die bereitgestellt werden kann, hängt von der Art des Insekts. Horizontale Sterbetafeln können oft für Univoltine (eine Generation pro Jahr) Insekten entwickelt werden, während ein solcher Ansatz für ein multivoltine Insekt mit vielfältigen und weit überlappenden Generationen pro Jahr sehr herausfordernd sein kann. Eine Vielzahl von Analysemethoden wurden vorgeschlagen und zur vertikalen Sterbetafeln für Insektenpopulationen (siehe Southwood2 Beispiele) zu entwickeln. Die Methodik, die hier demonstriert ermöglicht die Entwicklung der Kohorte basierende, horizontale Sterbetafeln im Feld für multivoltine Insekten mit bestimmten Lebensgeschichte Eigenschaften, insbesondere die Anwesenheit von Traubeneichen Lebensstadien. Die Methode wird als Modellsystem für ein wichtiger Schädling in Baumwolle demonstriert.
Die Mottenschildläuse, Tabak Tabaci Biotyp B (= Tabak-Argentifolii, Nahost-Asia Minor 116) ist ein globales Schädling der Landwirtschaft, der Ertrag und die Qualität in vielen landwirtschaftlichen und gartenbaulichen Kulturen, einschließlich wirkt sich negativ auf Landwirtschaften in gemäßigten Regionen17geschützt. Auswirkungen entstehen durch Phloem Fütterung, die Nährstoff-Flow, Störungen von unbekannter Ätiologie verursacht durch nymphal Fütterung, Übertragung von zahlreichen Pflanzenviren und Ernte-Qualität-Effekte durch die Ablagerung von Honigtau18,19 stört . Das Insekt hat ein breites Wirtsspektrum und multivoltine, mit weniger als 12-13 Generationen pro Jahr je nach Region und verfügbaren Nahrungsmittel Ressourcen20ist. Management-Herausforderungen sind auch durch seine hohe reproduktive Potential, seine Fähigkeit zu zerstreuen und Migration innerhalb und zwischen den landwirtschaftlichen Systemen, seinen Mangel an einer ruhenden Phase (Diapause oder beispielsweise) und seiner Bereitschaft zu schnell Resistenzen entwickeln verschärft Insektizide für die Unterdrückung21,22verwendet.
Erhebliche Fortschritte erzielt in integrated Pest Management (IPM) Strategien zu entwickeln, um effektiv und kostengünstig verwalten Populationen von diesem Schädling betroffenen Kulturen23,24,25. Diese Management-Systeme wurden auf eine solide grundlegendes Verständnis der Populationsdynamik von B. Tabaci ausgesagt und Sterbetafeln wurden eine wichtige Technik, die dieses Verständnis ermöglicht haben. In Arizona Sterbetafeln haben erlaubt die Schätzung und Ermittlung von wichtigen Sterblichkeit Kräfte für B. Tabaci in mehreren Ernte Systeme13,26, haben es ermöglicht die Messung der Sterblichkeit Dynamik relativ zu Management-Strategien, einschließlich Nichtziel-Wirkungen von Insektiziden14, haben ein Mittel zur Abschätzung der funktionellen Nichtziel-Auswirkungen transgener Baumwolle produzierenden Insektizide Proteine27, strenge unterstützt haben Bewertung von einem klassischen Biokontrolle Programm28 (Naranjo, unveröffentlichte Daten) und dazu beigetragen, die vergleichende Auswirkungen von Top-Down- und Bottom-up-Auswirkungen auf die Pest Dynamik29untersuchen. Alle diese Anwendungen haben die hier beschriebene Methode bereitgestellt. Der Ansatz könnte in einer Reihe von natürlichen und verwalteten Systemen für das Studium der Insektenpopulation Ökologie nützlich sein.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Flagging tape</td>
			<td>Gempler, Janesville, Wisconsin USA</td>
			<td>52273</td>
			<td>Five colors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manila merchandise tags</td>
			<td>American Tag Company, Pico Rivera, California USA</td>
			<td>12-104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra fine point marker</td>
			<td>Sanford, Bellwood, Illinois, USA</td>
			<td>451898</td>
			<td>Available at Office Max, Amazon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peak Loupe 8X</td>
			<td>Adorama, New York, NY USA</td>
			<td>2018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peak Loupe 15X</td>
			<td>Adorama, New York, NY USA</td>
			<td>19621</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methodology for developing life tables for sessile insects in the field using the whitefly, bemisia tabaci, in cotton as a model system

Sterbetafeln bieten eine Möglichkeit die Zeitpläne von Geburt und Tod von Menschen im Laufe der Zeit zu messen. Sie können auch verwendet werden, zu quantifizieren, die Quellen und die Rate von Sterblichkeit in Populationen, die eine Vielzahl von Anwendungen in der Ökologie, einschließlich der landwirtschaftlichen Ökosysteme hat. Horizontale oder Kohorte-basierte, Leben, die Tabellen für die direkte und präzise Methode vital Bevölkerung Raten zu quantifizieren enthalten, da sie eine Gruppe von Individuen in einer Population von der Geburt bis zum Tod folgen. Hier werden Protokolle vorgestellt, für die Durchführung und Auswertung der Kohorte-basierte Sterbetafeln im Feld, das die Traubeneichen Natur der unreifen Lebensstadien von einer globalen Insekt-Schädling Tabak Tabacinutzt. Einzelnen Insekten befinden sich auf der Unterseite der Blätter von Baumwolle und zeichnen sich durch einen kleinen Kreis um das Insekt mit einem ungiftigen Stift zeichnen. Dieses Insekt kann dann immer wieder im Laufe der Zeit mit Hilfe von Hand-objektive Messung beobachtet werden, Entwicklung von einer Stufe zur nächsten und Bühne-spezifische Ursachen des Todes zu erkennen im Zusammenhang mit natürlichen und eingeführte Sterblichkeit Kräfte. Analysen zu erklären wie richtig messen mehrere Sterblichkeit zwingt diese Handlung zeitgleich innerhalb jeder Phase und wie solche Daten verwenden, um sinnvolle Bevölkerung dynamische Metriken zur Verfügung zu stellen. Die Methode berücksichtigt nicht direkt für Erwachsene überleben und die Vermehrung, die Rückschlüsse auf die Dynamik der unreifen Stadien begrenzt. Beispielhaft ist, konzentriert sich auf die Messung der Auswirkungen von Bottom-Up (Qualität der Pflanze) und Top-Down-(natürliche Feinde) Auswirkungen auf die Sterblichkeit Populationsdynamik von B. Tabaci im Baumwolle-System vorgestellt.

Ein Beispiel-Kohorte ist in Tabelle 2 zeigen eine typische Darstellung und Berechnung des Lebens Tabellenergebnisse vorgestellt. Die nützlichsten Daten in die marginale Sterblichkeitsraten für jeden Faktor innerhalb jeder Phase erfasst werden. Indem Sie diese Sätze in k-Werte (Protokoll Abschnitt 6) konvertieren, werden Bühne-spezifische Sterblichkeit über alle Faktoren und Faktor-spezifische Mortalität über alle Stufen leicht abgeschätzt wie Generationen Sterblic...

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Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Sterbetafeln Quantifizierung der Quellen und Rate von Sterblichkeit in Insektenpopulationen ermöglichen und dazu beitragen, zu verstehen, vorherzusagen und Populationsdynamik in Agrarökosystemen zu manipulieren. Methoden für die Durchführung und Auswertung der Kohorte-basierte Sterbetafeln im Feld für ein Insekt mit Traubeneichen unreifen Lebensphasen werden vorgestellt.

Methodik zur Entwicklung von Sterbetafeln für festsitzende Insekten im Feld mit der Mottenschildläuse Tabak Tabaci, in Baumwolle als ein Modellsystem

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

methodology-for-developing-life-tables-for-sessile-insects-field

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Statistics

Environment

Unit 1

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Survival Analysis

SCIENTISTS IN ACTION

11.7K Aufrufe.  USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center. Sterbetafeln Quantifizierung der Quellen und Rate von Sterblichkeit in Insektenpopulationen ermöglichen und dazu beitragen, zu verstehen, vorherzusagen und Populationsdynamik in Agrarökosystemen zu manipulieren. Methoden für die Durchführung und Auswertung der Kohorte-basierte Sterbetafeln im Feld für ein Insekt mit Traubeneichen unreifen Lebensphasen werden vorgestellt.

Serie: Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail millet. Recently, the 510 Mb genome of foxtail millet, S. italica, has been sequenced 1,2 and a 25x coverage genome sequence of the weedy relative S. viridis is in progress. S. viridis has a number of characteristics that make it a potentially excellent model genetic system including a rapid generation time, small stature, simple growth requirements, prolific seed production 3 and developed systems for both transient and stable transformation 4. However, the genetics of S. viridis is largely unexplored, in part, due to the lack of detailed methods for performing crosses. To date, no standard protocol has been adopted that will permit rapid production of seeds from controlled crosses.
The protocol presented here is optimized for performing genetic crosses in S. viridis, accession A10.1. We have employed a simple heat treatment with warm water for emasculation after pruning the panicle to retain 20-30 florets and labeling of flowers to eliminate seeds resulting from newly developed flowers after emasculation. After testing a series of heat treatments at permissive temperatures and varying the duration of dipping, we have established an optimum temperature and time range of 48 &deg;C for 3-6 min. By using this method, a minimum of 15 crosses can be performed by a single worker per day and an average of 3-5 outcross progeny per panicle can be recovered. Therefore, an average of 45-75 outcross progeny can be produced by one person in a single day. Broad implementation of this technique will facilitate the development of recombinant inbred line populations of S. viridis X S. viridis or S. viridis X S. italica, mapping mutations through bulk segregant analysis and creating higher order mutants for genetic analysis.

Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

We have developed a methodology for performing crosses in Setaria viridis (S. viridis). The method involves pruning the panicle prior to a hot water treatment to kill viable pollen. Crosses are performed following a well-controlled growth regime and typically result in the recovery of 1 to 7 cross-pollinated seed/s per panicle.

Verfahren für Kreuze in<em&gt; Setaria viridis</em&gt;, Ein New Model System für die Gräser

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail ...

Forschung

Umwelt

A Flow-through Exposure System for Evaluating Suspended Sediments Effects on Aquatic Life

This paper describes the Fish Larvae and Egg Exposure System (FLEES). The flow-through exposure system is used to investigate the effects of suspended sediment on various aquatic species and life stages in the laboratory by using pumps and automating delivery of sediment and water to simulate suspension of sediment. FLEES data are used to develop exposure-response curves between the effects on aquatic organisms and suspended sediment concentrations at the desired exposure duration. The effects data are used to evaluate management practices used to reduce the interactions between aquatic organisms and anthropogenic causes of suspended sediments. The FLEES is capable of generating total suspended solids (TSS) concentrations as low as 30 to as high as 800 mg/L, making this system an ideal choice for evaluating the effects of TSS resulting from many activities including simulating low ambient levels of TSS to evaluating sources of suspended sediments from dredging operations, vessel traffic, freshets, and storms.

A robust and flexible flow-through exposure system designed to maintain sediment in suspension is presented. The system is used to investigate the effects of suspended sediment on various aquatic species and life stages in the laboratory.

Ein Durchflussbelichtungssystem für die Bewertung Schwebstoffe Auswirkungen auf Leben im Wasser

This paper describes the Fish Larvae and Egg Exposure System (FLEES). The flow-through exposure system is used to investigate the effects of suspended ...

Controlled-release of Chlorine Dioxide in a Perforated Packaging System to Extend the Storage Life and Improve the Safety of Grape Tomatoes

A controlled-release chlorine dioxide (ClO2) pouch was developed by sealing a slurry form of ClO2 into semipermeable polymer film; the release properties of the pouch were monitored in containers with or without fruit. The pouch was affixed to the inside of a perforated clamshell containing grape tomatoes, and the effect on microbial population, firmness, and weight loss was evaluated during a 14 day storage period at 20 &#176;C. Within 3 days, the ClO2 concentration in the clamshells reached 3.5 ppm and remained constant until day 10. Thereafter, it decreased to 2 ppm by day 14. The ClO2 pouch exhibited strong antimicrobial activity, reducing Escherichia coli populations by 3.08 log CFU/g and Alternaria alternata populations by 2.85 log CFU/g after 14 days of storage. The ClO2 treatment also reduced softening and weight loss and extended the overall shelf life of the tomatoes. Our results suggest that ClO2 treatment is useful for extending the shelf life and improving the microbial safety of tomatoes during storage without impairing their quality.

Here, we describe a protocol for the application of a novel, slow-release ClO2 product that reduces spoilage and extends the shelf life of fresh fruit. The slow-release ClO2 product was added to standard commercial grape tomato packaging and tested against Escherichia coli and Alternaria alternata.

Zur kontrollierten Freisetzung von Chlordioxid in einem perforierten Verpackungssystem zu verlängern die Haltbarkeit und Verbesserung der Sicherheit von Tomaten, Trauben

A controlled-release chlorine dioxide (ClO2) pouch was developed by sealing a slurry form of ClO2 into semipermeable polymer film; the release properties ...

Techniques for Investigating the Anatomy of the Ant Visual System

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye anatomy of insects. These include traditional histological techniques optimized for work on ant eyes and adapted to work in concert with other techniques such as transmission electron microscopy (TEM) and scanning electron microscopy (SEM). These techniques, although vastly useful, can be difficult for the novice microscopist, so great emphasis has been placed in this article on troubleshooting and optimization for different specimens. We provide information on imaging techniques for the entire specimen (photo-microscopy and SEM) and discuss their advantages and disadvantages. We highlight the technique used in determining lens diameters for the entire eye and discuss new techniques for improvement. Lastly, we discuss techniques involved in preparing samples for LM and TEM, sectioning, staining, and imaging these samples. We discuss the hurdles that one might come across when preparing samples and how best to navigate around them.

This article outlines a suite of techniques in light and electron microscopy to study the internal and external eye anatomy of insects. These include several traditional techniques optimized for work on ant eyes, detailed troubleshooting, and suggestions for optimization for different specimens and regions of interest.

Techniken für die Untersuchung von der Anatomie des Sehsystems Ant

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye ...

Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, and the majority of extant heteropterans retain this trophic strategy. Some heteropterans have transitioned to feeding on vertebrate blood (such as the kissing bugs, Triatominae; and bed bugs, Cimicidae) while others have reverted to feeding on plants (most Pentatomomorpha). However, with the exception of saliva used by kissing bugs to facilitate blood-feeding, little is known about heteropteran venoms compared to the venoms of spiders, scorpions and snakes.
One obstacle to the characterization of heteropteran venom toxins is the structure and function of the venom/labial glands, which are both morphologically complex and perform multiple biological roles (defense, prey capture, and extra-oral digestion). In this article, we describe three methods we have successfully used to collect heteropteran venoms. First, we present electrostimulation as a convenient way to collect venom that is often lethal when injected into prey animals, and which obviates contamination by glandular tissue. Second, we show that gentle harassment of animals is sufficient to produce venom extrusion from the proboscis and/or venom spitting in some groups of heteropterans. Third, we describe methods to harvest venom toxins by dissection of anaesthetized animals to obtain the venom glands. This method is complementary to other methods, as it may allow harvesting of toxins from taxa in which electrostimulation and harassment are ineffective. These protocols will enable researchers to harvest toxins from heteropteran insects for structure-function characterization and possible applications in medicine and agriculture.

Although many insects in the suborder Heteroptera (Insecta: Hemiptera) are venomous, their venom composition and the functions of their venom toxins are mostly unknown. This protocol describes methods to harvest heteropteran venoms for further characterization, using electrostimulation, harassment, and gland dissection.

Ernte Venom Giftstoffe aus Assassin Bugs und andere Heteropteran Insekten

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, ...

A Precise and Autonomous System for the Detection of Insect Emergence Patterns

Existing systems to measure insect emergence patterns have limitations; they are only partially automated and are limited in the maximum number of emerging insects they can detect. In order to obtain precise measurement of insect emergence, it is necessary for systems to be semi-automated and able to measure large numbers of emerging insects. We addressed these issues by designing and building a system that is automated and can measure emergence of up to 1200 insects. We modified the existing &#34;falling-ball&#34; system using Arduino microcontrollers to automate data collection and expand the sample size through multiple data channels. Multiple data channels enable the user to not only increase their sample size, but also allows for multiple treatments to be run simultaneously in a single experiment. Furthermore, we created an R script to automatically visualize the data as a bubble plot, while also calculating the median day and time of emergence. The current system was designed using 3D printing so the user can modify the system to be adjusted for different species of insects. The goal of this protocol is to investigate important questions in chronobiology and stress physiology, using this precise and automated system to measure insect emergence patterns.

Measurement of insect emergence patterns requires precision. Existing systems are only semi-automated and sample size is limited. We addressed these issues by designing a system using microcontrollers to precisely measure the time of emergence of large numbers of emerging insects.

Eine präzise und autonomen System zur Erkennung von Insekten entstehen Muster

Existing systems to measure insect emergence patterns have limitations; they are only partially automated and are limited in the maximum number of ...

Visualizing Efficacy of Pesticides Against Disease Vector Mosquitoes in the Field

Efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects such as mosquitoes, sand flies, and filth-breeding flies is not uniform across ecological zones. To best protect public and veterinary health from these insects, the environmental limitations of pesticides need to be investigated to inform effective use of the most appropriate pesticide formulations and techniques. We have developed a research program to evaluate combinations of pesticides, pesticide application equipment, and application techniques in hot-arid desert, hot-humid tropical, warm and cool temperate, and urban locations to derive pesticide use guidelines specific to target insect and environment. To these ends we designed a system of protocols to support efficient, cost-effective, portable, and standardized evaluation of a diverse range of pesticides and equipment across multiple environments. At the core of these protocols is the use of an array of small cages with colony-reared sentinel mosquitoes (adults and immatures) and sand flies (adults), strategically arranged in natural habitats and exposed to pesticide spray. Spatial and temporal patterns of pesticide efficacy are derived from percent mortality in sentinel cages, then mapped and visualized in a geographic information system. Maps of sentinel mortality data may be statistically compared to evaluate relative efficacy of a pesticide across multiple environments, or to study multiple pesticides in a single environment. Protocols may be modified to accommodate a variety of scenarios, including, for example, the vertical orientation of sentinels in canopy habitats or simultaneous testing of ground and aerial application methods.

The efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects is not uniform across different ecological zones. Here we present a system of techniques using captive vector insects as sentinels for pesticide efficacy to derive electronic maps supporting the standard evaluation of pesticides across multiple environments.

Wirksamkeit von Pestiziden gegen Krankheit Vektor Mücken im Bereich Visualisierung

Efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects such as mosquitoes, sand flies, and filth-breeding flies is not uniform ...

A Loop-mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many countries around the world. Severe yield losses are caused by direct feeding, and even more importantly, also by the transmission of more than 100 harmful plant pathogenic viruses. As for other invasive pests, increased international trade facilitates the dispersal of B. tabaci to areas beyond its native range. Inspections of plant import products at points of entry such as seaports and airports are, therefore, seen as an important prevention measure. However, this last line of defense against pest invasions is only effective if rapid identification methods for suspicious insect specimens are readily available. Because the morphological differentiation between the regulated B. tabaci and close relatives without quarantine status is difficult for non-taxonomists, a rapid molecular identification assay based on the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology has been developed. This publication reports the detailed protocol of the novel assay describing rapid DNA extraction, set-up of the LAMP reaction, as well as interpretation of its read-out, which allows identifying B. tabaci specimens within one hour. Compared to existing protocols for the detection of specific B. tabaci biotypes, the developed method targets the whole B. tabaci species complex in one assay. Moreover the assay is designed to be applied on-site by plant health inspectors with minimal laboratory training directly at points of entry. Thorough validation performed under laboratory and on-site conditions demonstrates that the reported LAMP assay is a rapid and reliable identification tool, improving the management of B. tabaci.

A Loop-mediated Isothermal Amplification LAMP Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

This paper reports the protocol for a rapid identification assay for Bemisia tabaci based on loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology. The protocol requires minimal laboratory training and can, therefore, be implemented on-site at points of entry for plant imports such as seaports and airports.

Ein Loop-vermittelten isothermen Verstärkung (Lampe) Assay für schnelle Identifizierung von Tabak tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many ...

An Induction System for Clustered Stomata by Sugar Solution Immersion Treatment in Arabidopsis thaliana Seedlings

Stomatal movement mediates plant gas exchange, which is essential for photosynthesis and transpiration. Stomatal opening and closing are accomplished by a significant increase and decrease in guard cell volume, respectively. Because shuttle transport of ions and water occurs between guard cells and larger neighboring epidermal cells during stomatal movement, the spaced distribution of plant stomata is considered an optimal distribution for stomatal movement. Experimental systems for perturbing the spaced pattern of stomata are useful to examine the spacing pattern's significance. Several key genes associated with the spaced stomatal distribution have been identified, and clustered stomata can be experimentally induced by altering these genes. Alternatively, clustered stomata can be also induced by exogenous treatments without genetic modification. In this article, we describe a simple induction system for clustered stomata in Arabidopsis thaliana seedlings by immersion treatment with a sucrose-containing medium solution. Our method is easy and directly applicable to transgenic or mutant lines. Larger chloroplasts are presented as a cell biological hallmark of sucrose-induced clustered guard cells. In addition, a representative confocal microscopic image of cortical microtubules is shown as an example of intracellular observation of clustered guard cells. The radial orientation of cortical microtubules is maintained in clustered guard cells as in spaced guard cells in control conditions.

An Induction System for Clustered Stomata by Sugar Solution Immersion Treatment in Arabidopsis thaliana Seedlings

The goal of this protocol is to demonstrate how to induce clustered stomata in cotyledons of Arabidopsis thaliana seedlings by immersion treatment with a sugar-containing medium solution and how to observe intracellular structures such as chloroplasts and microtubules in the clustered guard cells using confocal laser microscopy.

Ein Ansaugsystem für gruppierte Spaltöffnungen durch Zucker Lösung eintauchen Behandlung in Arabidopsis Thaliana Sämlinge

Stomatal movement mediates plant gas exchange, which is essential for photosynthesis and transpiration. Stomatal opening and closing are accomplished by a ...

A Gnotobiotic System for Studying Microbiome Assembly in the Phyllosphere and in Vegetable Fermentation

The phyllosphere, the above ground portion of the plant that can be colonized by microbes, is a useful model system to identify processes of microbial community assembly. This protocol outlines a system for studying microbial community dynamics in the phyllosphere of Napa cabbage plants. It describes how to grow germ-free plants in test tubes with a calcined clay and nutrient broth substrate. Inoculation of germ-free plants with specific microbial cultures provides opportunities to measure microbial growth and community dynamics in the phyllosphere. Through the use of sterile vegetable extract produced from cabbages shifts in microbial communities that occur during fermentation can also be assessed. This system is relatively simple and inexpensive to set up in the lab and can be used to address key ecological questions in microbial community assembly. It also provides opportunities to understand how phyllosphere community composition can impact the microbial diversity and quality of vegetable fermentations. This approach for developing gnotobiotic cabbage phyllosphere communities could be applied to other wild and agricultural plant species.

A method of growing germ-free Napa cabbages has been developed which enables researchers to evaluate how single microbial species or multispecies microbial communities interact on cabbage leaf surfaces. A sterile vegetable extract is also presented which can be used to measure shifts in community composition during vegetable fermentation.

Ein gnotobiotisches System zur Untersuchung der Mikrobiom-Montage in der Phyllosphäre und in der gemüseischen Fermentation

The phyllosphere, the above ground portion of the plant that can be colonized by microbes, is a useful model system to identify processes of microbial ...