Unterstützt von der National Natural Science Foundation China Zuschüsse, 31522029, 31770929 und 31371149 (um Haitao Wu), Programm 973 (2014CB542203) aus dem Staat wichtige Entwicklungsprogramm für die Grundlagenforschung von China (, Haitao Wu) und Grant Z161100000216154 aus der Beijing Municipal Science and Technology Kommission (, Haitao Wu). Die Autoren danken allen Mitgliedern des Haitao Wu Labor für ihre Ermutigung und Diskussionen. Die Autoren sind sehr dankbar für seine Hilfe beim debugging der Apparat Zhenwei Liu.

Tierische Verfahren experimentelle der institutionellen Richtlinien von der Beijing Institute of Basic Medical Sciences (Beijing, China) und der chinesischen staatlichen Regelungen für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Die Mäuse (Erwachsene männlich, 26 ~ 30 g) untergebracht waren, und hielt bei einer konstanten Temperatur von 23 ° C, mit Wasser und Nahrung Ad Libitum, unter einen 12 h Licht/12-h dunklen Zyklus (Leuchten bei 07:00). Alle experimentelle Verfahren wurden während der Licht-Zyklus durchgeführt.
(1) chirurgische Vorbereitung
Hinweis: Eine benutzerdefinierte Elektrode war hausgemacht mit der Methode von Halpern es Bericht23geändert.
<ol><li>Verwenden Sie 2 Mikro-Kupferdrähte (mit einem äußeren Durchmesser von 200 µm) als parallele bipolare Elektrode. Wickeln Sie die Elektroden umeinander, zylindrische Elektroden zur Stimulation zu bilden. Hinweis: Hier wurde die Elektrodenlänge innerhalb der PP oder DG nach anatomischen Tiefe des Kerns variiert.</li>
	<li>Sterilisieren Sie die Elektroden mit einem Ethylen oxid Desinfektion Gehäuse. Handhabung und Lagerung hausgemachte 2-Kanal Micro-Wire Elektroden ohne jegliche Kontamination. Die Elektroden sollten unbedingt vor jedem chirurgischen Implantation sterilisiert werden.</li>
	<li>Autoklaven der chirurgischen Instrumente.</li>
	<li>Spritzen Sie vor der Operation die Maus mit Pentobarbital (20-50 mg/kg) intraperitoneal, um eine chirurgische Ebene der Narkose zu erreichen.</li>
	<li>Spritzen Sie die Maus mit einer sterilen Penicillin G Procain Suspension (75.000 U, i.m.) und ein schmerzstillende Mittel (Carprofen, 0,05 - 1 mg/kg, SC) zu verringern das Risiko von Infektionen und Schmerzen, bzw.24.</li>
	<li>Gelten Sie nach der tierischen Narkose ein Auge Schmiermittel für beide Augen, Augentrockenheit zu verhindern. Sorgen Sie für die Induktion der Sedierung und die Tiefe der Narkose durch Reflexe des Tieres als Reaktion auf Zeh Kneifen und fahren mit dem Betrieb nur, wenn keine Reaktion erfolgt. Hinweis: Vet-Salbe ist eine weitere Option, Augentrockenheit zu verhindern.</li>
	<li>Rasieren Sie die meisten das Fell auf der Oberseite der Maus-Kopf mit elektrischen Haarschneidemaschinen oder einer Rasierklinge zu, Sterilisieren Sie den rasierten Bereich mit drei wechselnden Peelings von 70 % Alkohol und Betadine Lösung und den Betrieb fortsetzen Sie, nachdem der Betadine auf der Haut getrocknet ist.</li>
</ol>(2) hochfrequente Stimulation Chirurgie25,26
Hinweis: In diesem Schritt wird eine Elektrode einseitig implantiert in der dorsalen DG oder medialen PP-Bereich, ein Teil des Hippocampus mit kritischen Rollen in episodischen lernen und Gedächtnis.
<ol><li>Platzieren Sie die narkotisierten Maus auf der Stereotaktische Rahmen. Um die Maus Kopf unbeweglich zu halten, die Ohr-Bars richtig ausrichten und schnell zu installieren. Ziehen Sie vorsichtig an den Ohr-Bars, so dass sie zentriert Kopf zu unterstützen und die Maus etwas zu sichern.</li>
	<li>Eine Thermostat-Pad verwenden, um das Tier Körpertemperatur auf 37 ± 0,5 ° C.</li>
	<li>Verwenden Sie Zange zu fassen die Haut anterior-Mouse-Ohren und schneiden Sie es mit einer sterilisierten Schere, über 1 cm-2 -Gebiet der Haut auf der Oberseite der Maus Schädel zu entfernen. Hinweis: Eine kleine Menge von Blutungen konnte an den Rändern der geschnittenen Haut beobachtet werden.</li>
	<li>Entfernen Sie den Muskel und andere Anlage über den Schädel mit einem Wattestäbchen, die Schädel-Oberfläche verfügbar zu machen. Verwenden Sie ein Wattestäbchen und sezierenden Meißel, um alle Knochenhaut, Sehnen und Bindegewebe von des Schädels Oberfläche komplett auf die sagittale identifizieren und Lambda-Nähte Linien zu reinigen.</li>
	<li>Identifizieren Sie die Bregma und Lambda-Punkt. Schnittpunkt der Kranznaht und die sagittale Naht auf der überlegenen Mittelteil der Calvaria befindet sich die Bregma. Der Schnittpunkt der lambdoid Naht durch die sagittale Naht ist wo der Lambda-Ausdruck sichtbar ist. Verwenden Sie die Bregma als den ursprünglichen Punkt, die anderen Kern Position festzulegen.</li>
	<li>Stellen Sie nach der Identifizierung der Bregma und Lambda-Position auf dem Schädel diese beiden Punkte in der horizontalen Ebene. Stellen Sie sicher, dass die Höhe dieser beiden Punkte fast das gleiche in Richtung dorsal-Ventral ist (Fehler sollte < 0,05 mm). Stellen Sie außerdem sicher, dass der Schädel in der Medial-laterale Richtung in der gleichen Weise26ist.</li>
	<li>Montieren Sie für eine einseitige Operation einen hausgemachte 2-Kanal-kupfernen-Mikro-Draht-Elektrode in den rotierenden Elektrodenhalter auf die Stereotaktische Chirurgie Rahmen.</li>
	<li>Legen Sie die Elektrode senkrecht über dem Punkt Bregma zuerst, und legen Sie es als original-Website. Nutzung der digitalen angezeigt Stereotaktische chirurgischen Rahmen um der anterior-posterioren (AP), Medial-laterale (ML), anzugeben und dorsal-Ventral (DV) positioniert. Hinweis: Damit die Elektrode nicht immer gebogen, berühren Sie nicht die Elektrodenspitze auf den Schädel während des Betriebs.</li>
	<li>Ziehen Sie die Elektrode vorsichtig in die richtige Position (Abbildung 1A, AP-2.1/ML ± 1,0 für DG und AP-3,8/ML ± 3.0 für PP, beziehungsweise)27 über den Schädel ohne jede Berührung. Wenn die gewünschte Seite zum einführen der Elektrode identifiziert wurde, verwenden Sie den dorsoventral stereotaktischen Anpassungen höher des Elektroden-Halters, und markieren Sie die Position mit einem schwarzen Marker. Hinweis: Die genaue Position in Bezug auf die stereotaktischen Koordinaten variieren je nach Maus Belastung, Gewicht und Geschlecht. Erwachsener Mäuse des gleichen Geschlechts sollte verwendet werden, um Abweichungen in der Lage zu minimieren. Wenn möglich, sollten präoperativen anatomische Scans zur Bestimmung des Standorts auf einem einzelnen Thema Grundlage27.</li>
	<li>Handgeführten Mikromanipulator-gestützte Bohrer verwenden (burr Größe = 0,5 mm), Burr Löcher an der markierten Position genau zu machen. Sterilisieren Sie die Spitze der Grat mit 70 % Ethanol, vor dem Bohren. Die Mini-Bohrer durch den Schädel entlang der z-Achse 0,8 - 1,0 mm ohne Änderung seiner X-Y-Position aufrücken. Verwenden Sie eine sterile Baumwolle Blutungen während der Operation. Hinweis: Um überbohren und übermäßige Wärmeentwicklung während des Bohrens zu vermeiden, stellen Sie sicher die Bohrgeschwindigkeit 15.000-18.000 Umdrehungen pro Minute (u/min) und häufig entziehen der Bohrkrone Bohrlochs alle 8-10 s.</li>
	<li>Bohren Sie halten Sie bis die Dura ausgesetzt ist. Verwenden Sie eine verbogene Nadel Knochen Fetzen entfernen, die während des Bohrens entstehen und machen ein Loch auf die Dura ohne Beschädigung der zugrunde liegenden weichen Hirngewebe. Hinweis: Um Beschädigungen zu vermeiden das Hirngewebe, die verbogene stumpfe Nadel kann auch mit einer feinen stumpfen Pinzette ersetzt werden.</li>
	<li>Um zu bestätigen, dass Burr Löcher an der gewünschten Position richtig vorgenommen wurden, verringern Sie die Höhe der Elektrode durch eine Anpassung des Rahmens Stereotaktische Chirurgie und sicherstellen Sie, dass die Elektrode reibungslos durch die Bohrlochs eingefügt werden kann, ohne irgendwelche Hindernisse zu berühren. Wenn ja, fügen Sie langsam die Elektroden bis zu einer Tiefe von 1,8 mm für die Generaldirektion (oder 3,0 mm für PP) von der Oberfläche des Schädels befindet sich an der medialen PP an die GD (PP-DG). Hinweis: Wischen Sie alle Liquor oder Blut Abflüsse aus den Grat Löcher mit sterilen Baumwolle während des Prozesses der Elektrode Implantation.</li>
	<li>Nach dem Einlegen der Micro-Draht-Elektrode in den Schädel Loch, halten Sie es mit ausreichend dental Zement mit einem kleinen Spatel. Da der Zement verdichtet, Schimmel es rund um die eingefügten Elektrode und Schrauben um eine schöne glatte Kappe zu bilden. Debride und die Wundränder desinfizieren.</li>
	<li>Lösen Sie die Elektrode von der Elektrodenhalter. Entfernen Sie die Maus aus der Stereotaktische Rahmen und an einem warmen Käfig zurück. Hinweis: Warten Sie nach der Operation, mit der Rückkehr der Tiere in ihren Käfigen, bis sie aus der Narkose mit ausreichend Bewusstsein vollständig erholt haben.</li>
	<li>Lassen Sie die Maus bewegen sich frei und lassen Sie es für 2 Tage in den Käfig zu erholen. Dann verbinden Sie die Elektrode implantiert Gehirn ein programmierbarer Stimulator über die Maus führt. Richten Sie die Softwareschnittstelle, wie in Abbildung 2dargestellt. Die HFS-Parameter als 6er 6 Züge 6 Pulse bei 400 Hz festgelegt (Abbildung 1B, 100 ms zwischen den Zügen, 20 s zwischen den Serien)28. Legen Sie die Intensität der Stimulation auf 200 μA.</li>
	<li>Liefern Sie eine HFS für den gewünschten Zeitraum festgelegt. Liefern Sie die Stimulation 2 x täglich 08:00 und 20:00</li>
	<li>Für die Kontrollgruppe Implantat-Elektroden in den Mäusen und führen Sie eine Stimulation.</li>
	<li>Für die c-fos -Färbung, stimulieren die experimentellen Mäuse akut (2 X pro Tag). Für die Kennzeichnung von BrdU, teilen die experimentellen Mäuse in einer akuten Stimulation-Gruppe (2 X pro Tag angewendet) und eine chronische Stimulation-Gruppe (angewandte 10 X in 5 Tagen, 2 X pro Tag). Im Verlauf der Stimulation sicherstellen Sie, dass die Maus wach ist. Denken Sie daran, um sicherzustellen, dass die Leitungen nicht verdreht sind. Hinweis: Am letzten Tag des Verfahrens waren die Mäuse in der akuten Stimulation Gruppe stimuliert gleichzeitig.</li>
	<li>Wenn die Stimulation erfolgt trennen Sie sorgfältig die Elektrode Pin der Elektrodenhalter und Stecker von der Recording-System.</li>
</ol>(3) Immunfluoreszenz-Färbung und Bromodeoxyuridine Kennzeichnung29
<ol><li>Für die c-fos und Notch1 Färbung ca. 3 h nach der letzten HF-DBS-Stimulation zu betäuben die Mäuse durch Injektion von Pentobarbital (20-50 mg/kg, i.p.) um eine chirurgische Ebene der Narkose zu erreichen.</li>
	<li>Geben Sie für die Kennzeichnung von BrdU ca. 12 h nach der letzten HF-DBS-Stimulation, 6 Injektionen von BrdU auf das Steuerelement und die stimulierte Mäuse in 2-h-Intervallen (50 mg/kg in 0,9 % Kochsalzlösung, i.p.). 36 h nach der letzten Injektion zu betäuben die Mäuse durch Injektion von Pentobarbital (20-50 mg/kg, i.p.) um eine chirurgische Ebene zu erreichen.</li>
	<li>Stellen Sie Einschnitte mit einem Skalpell durch den Brustkorb zu entlarven die Herzen und übergeben Sie dann eine stumpfe Perfusion 22-Gauge-Nadel an der linken Herzkammer. Machen Sie einen kleinen Schnitt im rechten Vorhof. Transcardially es durchspülen mit 50 mL kalten Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) gefolgt von 50 mL kalten 4 % Paraformaldehyd (PFA) mit 1 X PBS-Puffer (pH 7,4). Hinweis: Wechseln Sie die PBS zu der PFA wenn die Maus Blut in Vivo ersetzt wird und die Flüssigkeit klar läuft. Eine gute Durchblutung kann durch die Lichtung der Leber beurteilt werden. Die Perfusion sollte gestoppt werden, sobald Fixierung Zittern30beobachtet wurden.</li>
	<li>Enthaupte die Maus mit ophthalmologischen Schere, einen Einschnitt auf der Haut machen und setzen den Schädel. Mit Pinzette, Chip aus dem Schädel leicht und vorsichtig zerlegen die ganze Mäusegehirn. Post-ausﬂug des Gehirns in 4 % Paraformaldehyd für weitere 2 Tage und überträgt es auf eine 30 % Saccharoselösung bei 4 ° C über Nacht.</li>
	<li>Die Gehirn mit einem Kryostat geschnitten 20 µm koronalen Abschnitte. Übertragen Sie und montieren Sie die Abschnitte auf dem Objektträger mit einer Bürste und bei-20 ° c Lagern Hinweis: Tiere mit Elektrode Misplacements oder übermäßige mechanische Schäden werden von der weiteren Analyse ausgeschlossen.</li>
	<li>Übertragen Sie die Folien in normalen PBS (0,1 M, pH 7,4), enthält keine Fixiermittel. Waschen Sie die Scheiben mit PBS für 3 bis 4 X 5 min jede, jede überschüssige Fixativ zu entfernen. Für die Gruppe mit der Bezeichnung von BrdU in den Abschnitten 2 N HCl für 30 min bei 37 ° C inkubieren und spülen Sie sie in eine 0,1 M Borat-Puffer (pH 8,4; 10 min). Dann waschen Sie die Scheiben 2 X für 5 min in PBS. Hinweis: Immunostaining wird dann durchgeführt.</li>
	<li>Behandeln Sie Scheiben durch Inkubation in blocking-Lösung (1 % normalem ziegenserum, Rinderserumalbumin < BSA > 3 %, 0,5 % Triton x-100 und 0,02 % Natriumazid in 1 X PBS) für 1 h bei Raumtemperatur (RT).</li>
	<li>Über Nacht inkubieren Sie die Scheiben mit Anti -c-fos polyklonalen Antikörper (1: 500, Kaninchen), Anti-Notch1 Antikörper (01:50, Ziege) oder Anti-BrdU Antikörper (1:800, Ratte) in die blockierende Lösung bei 4 ° C.</li>
	<li>Waschen Sie die Scheiben 3 X mit PBS-Puffer, dann Brüten sie mit Alexa Fluor 568-konjugierten Anti-Kaninchen (1: 500), Alexa Fluor 488-konjugierten Anti-Ziege (1:1, 000), oder Alexa Fluor 488-konjugierten Anti-Ratte (1: 500) sekundäre Antikörper für 1 h bei RT</li>
	<li>Waschen Sie die Proben 3 X mit PBS-Puffer (10 min jedes Mal). Decken Sie die Immuno-Label Gehirn-Abschnitte mit einem Anti-Fade Reagenz Eindeckmittel mit DAPI. Lassen Sie die Scheiben an der Luft trocknen und bei 4 ° c lichtgeschützt aufbewahren</li>
	<li>Bilder der hippocampal Bereiche stimuliert und unstimulierte seitlich des Gehirns mit einem hochauflösenden Mehrkanal (sequenziell) Scannen confocal Mikroskop zu erwerben. Legen Sie die bildgebenden Parameter konstant zwischen Steuerung und experimentellen Gruppen.</li>
	<li>Führen Sie ein Mosaik-Bildgebung mit einer hohen Vergrößerung Ziel (20 X Luft Ziel, NA 0,45) kontinuierliche 3D-Bilder (XYZ) der angrenzenden Gesichtsfelder mit motorisierten Stage erwerben und nutzen Sie geeignetsten Software, um sie große Verbund zusammen zu nähen Bilder. Hinweis: Tiling Funktionen enthalten echte Nähte und Optionen für verbesserte nahtlose Bilder glätten. Zusammengesetzte Bilder sind schnell und einfach zubereitet stitching-Funktion, um ein Bild über ein weites Gebiet zu bilden.</li>
	<li>Führen Sie für c-fos und Notch1 Färbung eine positive Kerne Quantitative Analyse der immunofluorescent Dichte21 der Gestickte Bilder. Nach dem Zufallsprinzip wählen Sie 3 Bereiche in den rostral, dorsalen und ventralen hippocampalen DG Teilregionen und Messen Sie die immunofluorescent Dichte in eine doppelblinde Weise mit Bild J Software (http://rsb.info.nih.gov/ij/)31.</li>
	<li>Analysieren Sie für eine BrdU Kennzeichnung die Scheiben um die Bohrungen Punkt durch den dorsalen Hippocampus (-1,70 mm bis-2,70 mm im Vergleich zu den Bregma) in gewissem Sinne doppelblinde.</li>
	<li>Zählen Sie nur BrdU-positiven Neuronen in der DG. Zählen der Zellen liegen innerhalb von 2-Zelle Durchmesser der Granulat-Zelle in der Graf. Hinweis: Hier zählen erfolgte mittels einer 40 X Luft Ziel. Nach dem Zufallsprinzip, 3-5 Abschnitte pro Tier wurden gezählt, und die Grafen wurden gemittelt und als Mittel pro DG19ausgedrückt.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation.">Deep brain stimulation.</a> Annual Review of Neuroscience. 29, 229-257 (2006).</li><li>Lozano, A. M., Lipsman, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Probing+and+regulating+dysfunctional+circuits+using+deep+brain+stimulation.">Probing and regulating dysfunctional circuits using deep brain stimulation.</a> Neuron. 77 (3), 406-424 (2013).</li><li>Kohl, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation+for+treatment-refractory+obsessive+compulsive+disorder:+a+systematic+review.">Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review.</a> BMC Psychiatry. 14, 214 (2014).</li><li>Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., Madler, B., Coenen, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+effects+of+deep+brain+stimulation+for+treatment-resistant+major+depression.">Rapid effects of deep brain stimulation for treatment-resistant major depression.</a> Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).</li><li>Fisher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+of+the+anterior+nucleus+of+thalamus+for+treatment+of+refractory+epilepsy.">Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy.</a> Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).</li><li>Greenberg, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation+of+the+ventral+internal+capsule/ventral+striatum+for+obsessive-compulsive+disorder:+worldwide+experience.">Deep brain stimulation of the ventral internal capsule/ventral striatum for obsessive-compulsive disorder: worldwide experience.</a> Molecular Psychiatry. 15 (1), 64-79 (2010).</li><li>Kalia, S. K., Sankar, T., Lozano, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation+for+Parkinson's+disease+and+other+movement+disorders.">Deep brain stimulation for Parkinson's disease and other movement disorders.</a> Current Opinion in Neurology. 26 (4), 374-380 (2013).</li><li>Garcia, L., D'Alessandro, G., Bioulac, B., Hammond, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-frequency+stimulation+in+Parkinson's+disease:+more+or+less.">High-frequency stimulation in Parkinson's disease: more or less.</a> Trends in Neurosciences. 28 (4), 209-216 (2005).</li><li>Guercio, L. A., Schmidt, H. D., Pierce, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation+of+the+nucleus+accumbens+shell+attenuates+cue-induced+reinstatement+of+both+cocaine+and+sucrose+seeking+in+rats.">Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cue-induced reinstatement of both cocaine and sucrose seeking in rats.</a> Behavioural Brain Research. 281, 125-130 (2015).</li><li>Bossert, J. M., Marchant, N. J., Calu, D. J., Shaham, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+reinstatement+model+of+drug+relapse:+recent+neurobiological+findings,+emerging+research+topics,+and+translational+research.">The reinstatement model of drug relapse: recent neurobiological findings, emerging research topics, and translational research.</a> Psychopharmacology (Berlin). 229 (3), 453-476 (2013).</li><li>Grubert, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuropsychological+safety+of+nucleus+accumbens+deep+brain+stimulation+for+major+depression:+effects+of+12-month+stimulation.">Neuropsychological safety of nucleus accumbens deep brain stimulation for major depression: effects of 12-month stimulation.</a> The World Journal of Biological Psychiatry. 12 (7), 516-527 (2011).</li><li>Lyons, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation:+current+and+future+clinical+applications.">Deep brain stimulation: current and future clinical applications.</a> Mayo Clinic Proceedings. 86 (7), 662-672 (2011).</li><li>McIntyre, C. C., Hahn, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Network+perspectives+on+the+mechanisms+of+deep+brain+stimulation.">Network perspectives on the mechanisms of deep brain stimulation.</a> Neurobiology of Disease. 38 (3), 329-337 (2010).</li><li>Kringelbach, M. L., Green, A. L., Owen, S. L., Schweder, P. M., Aziz, T. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sing+the+mind+electric+-+principles+of+deep+brain+stimulation.">Sing the mind electric - principles of deep brain stimulation.</a> European Journal of Neuroscience. 32 (7), 1070-1079 (2010).</li><li>Toda, H., Hamani, C., Fawcett, A. P., Hutchison, W. D., Lozano, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+regulation+of+adult+rodent+hippocampal+neurogenesis+by+deep+brain+stimulation.">The regulation of adult rodent hippocampal neurogenesis by deep brain stimulation.</a> Journal of Neurosurgery. 108 (1), 132-138 (2008).</li><li>Selvakumar, T., Alavian, K. N., Tierney, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+gene+expression+changes+in+the+rat+hippocampus+after+deep+brain+stimulation+of+the+anterior+thalamic+nucleus.">Analysis of gene expression changes in the rat hippocampus after deep brain stimulation of the anterior thalamic nucleus.</a> Journal of Visualized Experiments. (97), e52457 (2015).</li><li>Hattiangady, B., Shetty, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implications+of+decreased+hippocampal+neurogenesis+in+chronic+temporal+lobe+epilepsy.">Implications of decreased hippocampal neurogenesis in chronic temporal lobe epilepsy.</a> Epilepsia. 49, 26-41 (2008).</li><li>Hattiangady, B., Rao, M. S., Shetty, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+temporal+lobe+epilepsy+is+associated+with+severely+declined+dentate+neurogenesis+in+the+adult+hippocampus.">Chronic temporal lobe epilepsy is associated with severely declined dentate neurogenesis in the adult hippocampus.</a> Neurobiology of Disease. 17 (3), 473-490 (2004).</li><li>Madsen, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+neurogenesis+in+a+model+of+electroconvulsive+therapy.">Increased neurogenesis in a model of electroconvulsive therapy.</a> Biological Psychiatry. 47 (12), 1043-1049 (2000).</li><li>Feldman, L. A., Shapiro, M. L., Nalbantoglu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel,+rapidly+acquired+and+persistent+spatial+memory+task+that+induces+immediate+early+gene+expression.">A novel, rapidly acquired and persistent spatial memory task that induces immediate early gene expression.</a> Behavioral and Brain Functions. 6, 35 (2010).</li><li>Feng, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch1+deficiency+in+postnatal+neural+progenitor+cells+in+the+dentate+gyrus+leads+to+emotional+and+cognitive+impairment.">Notch1 deficiency in postnatal neural progenitor cells in the dentate gyrus leads to emotional and cognitive impairment.</a> The FASEB Journal. 31 (10), 4347-4358 (2017).</li><li>Alberi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activity-induced+Notch+signaling+in+neurons+requires+Arc/Arg3.1+and+is+essential+for+synaptic+plasticity+in+hippocampal+networks.">Activity-induced Notch signaling in neurons requires Arc/Arg3.1 and is essential for synaptic plasticity in hippocampal networks.</a> Neuron. 69 (3), 437-444 (2011).</li><li>Halpern, C. H., Attiah, M. A., Tekriwal, A., Baltuch, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+step-wise+approach+to+deep+brain+stimulation+in+mice.">A step-wise approach to deep brain stimulation in mice.</a> Acta Neurochirurgica.(Wien). 156 (8), 1515-1521 (2014).</li><li>Batra, V., Guerin, G. F., Goeders, N. E., Wilden, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+General+method+for+evaluating+deep+brain+stimulation+effects+on+intravenous+methamphetamine+self-administration.">A General method for evaluating deep brain stimulation effects on intravenous methamphetamine self-administration.</a> Journal of Visualized Experiments. (107), e53266 (2016).</li><li>Fluri, F., Bieber, M., Volkmann, J., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microelectrode+guided+implantation+of+electrodes+into+the+subthalamic+nucleus+of+rats+for+long-term+deep+brain+stimulation.">Microelectrode guided implantation of electrodes into the subthalamic nucleus of rats for long-term deep brain stimulation.</a> Journal of Visualized Experiments. (104), e53066 (2015).</li><li>Resendez, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+cortical,+subcortical+and+deep+brain+neural+circuit+dynamics+during+naturalistic+mammalian+behavior+with+head-mounted+microscopes+and+chronically+implanted+lenses.">Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses.</a> Nature Protocols. 11 (3), 566-597 (2016).</li><li>Paxinos, G., Franklin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mouse+brain+in+stereotaxic+coordinates.">The mouse brain in stereotaxic coordinates.</a> The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates, 3rd edition. 28 (03), 6 (2007).</li><li>McHugh, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dentate+gyrus+NMDA+receptors+mediate+rapid+pattern+separation+in+the+hippocampal+network.">Dentate gyrus NMDA receptors mediate rapid pattern separation in the hippocampal network.</a> Science. 317 (5834), 94-99 (2007).</li><li>Gonzalez, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medial+prefrontal+cortex+is+a+crucial+node+of+a+rapid+learning+system+that+retrieves+recent+and+remote+memories.">Medial prefrontal cortex is a crucial node of a rapid learning system that retrieves recent and remote memories.</a> Neurobiology of Learning and Memory. 103, 19-25 (2013).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).</li><li>Tse, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neuromuscular+junction:+measuring+synapse+size,+fragmentation+and+changes+in+synaptic+protein+density+using+confocal+fluorescence+microscopy.">The neuromuscular junction: measuring synapse size, fragmentation and changes in synaptic protein density using confocal fluorescence microscopy.</a> Journal of Visualized Experiments. (94), e52220 (2014).</li><li>Pizzolato, G., Mandat, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation+for+movement+disorders.">Deep brain stimulation for movement disorders.</a> Frontiers in Integrative Neuroscience. 6, 2 (2012).</li><li>Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+recent+trends+and+further+promising+directions+in+functional+neurosurgery.">Some recent trends and further promising directions in functional neurosurgery.</a> Acta Neurochirurgica Supplement. 117 (117), 87-92 (2013).</li><li>Laxton, A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+phase+I+trial+of+deep+brain+stimulation+of+memory+circuits+in+Alzheimer's+disease.">A phase I trial of deep brain stimulation of memory circuits in Alzheimer's disease.</a> Annals of Neurology. 68 (4), 521-534 (2010).</li><li>Min, H. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation+induces+BOLD+activation+in+motor+and+non-motor+networks:+an+fMRI+comparison+study+of+STN+and+EN/GPi+DBS+in+large+animals.">Deep brain stimulation induces BOLD activation in motor and non-motor networks: an fMRI comparison study of STN and EN/GPi DBS in large animals.</a> NeuroImage. 63 (3), 1408-1420 (2012).</li><li>Kukurba, K. R., Montgomery, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> RNA sequencing and analysis. 2015 (11), 951-969 (2015).</li><li>Kawashima, T., Okuno, H., Bito, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+era+for+functional+labeling+of+neurons:+activity-dependent+promoters+have+come+of+age.">A new era for functional labeling of neurons: activity-dependent promoters have come of age.</a> Frontiers in Neural Circuits. 8, 37 (2014).</li><li>Liu, J., Solway, K., Messing, R. O., Sharp, F. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+neurogenesis+in+the+dentate+gyrus+after+transient+global+ischemia+in+gerbils.">Increased neurogenesis in the dentate gyrus after transient global ischemia in gerbils.</a> Journal of Neuroscience. 18 (19), 7768-7778 (1998).</li><li>Kuhn, H. G., Dickinson-Anson, H., Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurogenesis+in+the+dentate+gyrus+of+the+adult+rat:+age-related+decrease+of+neuronal+progenitor+proliferation.">Neurogenesis in the dentate gyrus of the adult rat: age-related decrease of neuronal progenitor proliferation.</a> Journal of Neuroscience. 16 (6), 2027-2033 (1996).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu verzollen.

Die HF-DBS-Technik hat als ein mächtiges Werkzeug für die Behandlung von vielen neurologischen Erkrankungen seit den 1990er Jahren verbreitet. Bisher ist das Wahrzeichen Werk von HF-DBS für die Behandlung von Parkinson und essentiellem Tremor, der viel Aufmerksamkeit und das Interesse sowohl in der Klinik und der wissenschaftlichen Gemeinschaft angezogen hat. Es gibt verschiedene Arten der laufenden HF-DBS-Studien von vielen Gruppen für HF-DBS therapeutische Anwendung bestimmte neurologische und psychiatrische Erkran...

HF-DBS ist eine Neurochirurgische Technik für elektrische Stimulation des Gehirns, die seit den 1870er Jahren1entwickelt wurde. In den späten 1980ern HFS diente zuerst als eine mögliche therapeutische Intervention für Morbus Parkinson und andere Bewegung Störungen2. In den letzten Jahrzehnten hat HF-DBS mehr und mehr verbreitet in der Behandlung von Erkrankungen des Gehirns, die derzeit unheilbar sind durch eine traditionelle therapeutische Strategie. Insbesondere durch die genauigkeitsverbesserung der HFS-Elektrode, hochwirksame Resultate und minimalen Nebenwirkungen, die Zahl der Erkrankungen des Gehirns von HF-DBS behandelt deutlich gestiegen in den letzten Jahrzehnten3,4, 5. Zum Beispiel wurde HF-DBS von der US Food and Drug Administration (FDA) zur Behandlung der Parkinson-Krankheit (PD), Typ Alzheimer Demenz, essentiellem Tremor und andere Arten von Bewegung Störungen2,6, genehmigt 7. bei Parkinson-Patienten, die dopaminergen Medikation reduziert bis zu 50 % bei HF-DBS-8. Neben der erfolgreichen Behandlung von Bewegungsstörungen zeigen HF-DBS auch seine starke Effekte bei der Behandlung von psychiatrischen Erkrankungen in der Klinik und für kognitive Augmentation als gut2,9, 10 , 11. es sollte angemerkt werden, dass die Erforschung der HFS für die Behandlung von anderen psychiatrischen Erkrankungen sind in verschiedenen Stadien, bietet viel versprechend für Patienten12.
Obwohl viele Studien gezeigt haben, dass eine fokale HFS sowohl lokale als auch remote Auswirkungen im gesamten Gehirn13hat, bleiben die neurologischen und molekularen Mechanismen der Wirkung schwer fassbaren2,14. In der Klinik gilt therapeutischen HF-DBS in der Regel in einer langfristigen Weise für die Behandlung der Parkinson-Krankheit und chronische Schmerzen, etc. , die viele Meinungen ausgelöst werden, um zu erklären, die Verbesserung, erzeugt durch eine HF-DBS-Behandlung, unter denen eine Möglichkeit dass der HFS-Strom der neuronalen Netzwerk-Aktivität, wahrscheinlich durch eine sich wiederholende Depolarisation der Axone in der Nähe der implantierten Elektrode HFS moduliert. Oder HF-DBS die Fördermenge der Ausgang Neuronen und die geplanten Ziele ändern können. Auch HF-DBS führen kann zu langfristigen synaptischen Veränderungen, einschließlich Langzeitpotenzierung (LTP) und langzeitdepression (LTD), die auf eine symptomatische Verbesserung beitragen kann. Bisher ist noch unklar, ob HFS Janin die wichtigsten molekularen Ereignisse, die regulieren zelluläre Prozesse wie als adulten Neurogenese in Vivo. Mehrere Zeilen von Studien haben gezeigt, dass HFS bei Nagetieren ähnliche Neuronale Reaktionen von klinisch angewandter DBS15,16imitieren konnte. Um zu verstehen, die zugrunde liegenden zellulären Mechanismen der HF-DBS, in dieser Studie richten wir zunächst eine in Vivo HFS Methodik bei Mäusen in einer akuten (ein Tag) oder chronische (fünf Tage) Art und Weise. Zweitens, richten wir eine Methodik der Aktivierung zu bestimmen, die Veränderung der neuronalen Aktivität und Neurogenese im Auslieferzustand eine HF-DBS.
Da die neuronale Produktion von neuralen Stammzellen während der embryonalen Entwicklung reichlich ist aber Erwachsenenlebens andauert, ist die hippocampale subgranular Zone eines der wichtigsten Gebiete wo die Neurogenese auftritt. Der Prozess der Neurogenese wird von vielen physiologischen und pathologischen Faktoren beeinflusst. In bestimmten epileptischen Fällen ist die hippocampale Neurogenese drastisch verringerte17,18. Darüber hinaus konnte eine einzelne Elektrokrampftherapie die neuronale Produktion im dentate Gyrus19deutlich steigern. Diese Beobachtungen legen nahe, dass die elektrophysiologische Aktivität eine entscheidende Rolle bei der Regulierung der adulten Neurogenese und Synaptische Plastizität in hippocampal Neuronen spielt. Daher, um die Auswirkungen von HF-DBS auf neuronaler Aktivität und Neurogenese unter Beweis zu stellen, wir führen zunächst eine Immunostaining Assay der unmittelbaren frühen gen (IEG)- c-fos ist ein bekannter Marker für kurzfristige neuronaler Aktivität infolge Erleben Sie20. Notch1 Signalisierung wird auch erkannt, um die Signalisierung Aktivierung nach der HFS Lieferung21,22zu überwachen. Darüber hinaus erkennen wir auch die neuronale Produktion durch eine BrdU Kennzeichnung Analyse nach der HF-DBS-Induktion in verschiedenen Manieren, obwohl BrdU Färbung auch als Marker für Gliogenesis sein kann.
In der vorliegenden Studie werden zwei HFS-Methoden, die Aktivierung der hippocampalen GD direkt und indirekt Zielen angepasst. Die Elektrode wird direkt in der DG implantiert oder in den Projektionen, die DG-Neuronen aktivieren sendet medialen Perforant Weg (PP) implantiert. Für die HF-DBS-Induktion ist eine programmierbare Stimulator für eine kontinuierliche Stimulation über die festen Elektrode auf den Kopf der Maus vorgestellt. Ermitteln Sie die Auswirkungen der HFS auf neuronalen Aktivierung und Neurogenese, erkennen wir den Ausdruck von c-fos und Notch1 durch immunofluorescent Färbung und die Anzahl der BrdU integriert positive Neuronen im Großraum hippocampal DG jeweils nach die HFS-Behandlung. Insbesondere werden die Auswirkungen von HF-DBS auf die Neurogenese in der DG zwischen dem eine akute und eine chronische Stimulation oder zwischen einer direkten und einer indirekten Stimulierung Weise bzw. verglichen.

<table><tbody><tr><td>Brain stereotaxic instrument</td><td>Stoelting</td><td>51730D</td><td>Stereotactic intracranial implantation for mouse</td></tr><tr><td>Stimulator</td><td>A-M systems</td><td>Model 3800</td><td>MultiStim 8-Channel programmable stimulator</td></tr><tr><td>Dental driller</td><td>Saeshin Precision Co., Ltd</td><td>STRONG 90</td><td>For drilling and crainiotomy&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Burr</td><td>Meisinger</td><td>HM1 005#</td><td>For drilling and crainiotomy&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Digidata 1550 Digitizer</td><td>Molecular Devices</td><td>AXON 1550</td><td>High-resolution data acquisition</td></tr><tr><td>Cryotome</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Thermo Cryotome FSE</td><td>Cutting frozen sections of specimens</td></tr><tr><td>Confocal microscope</td><td>Olympus</td><td>FV-1200</td><td>Japan, with 20x Objective (NA 0.45)</td></tr><tr><td>Mouse surgery tools</td><td>F.S.T.</td><td>14084-08,11254-20,16109-14</td><td>Scissors, forceps, bone cutter, holders etc.</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodium</td><td>R&amp;amp;D systems</td><td>4579</td><td>20-50mg/kg for i.p. injection</td></tr><tr><td>Penicillin G&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3032</td><td>75,000 U for i.m. injection</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>SML1713</td><td>5-10mg/kg, for s.c. injection</td></tr><tr><td>4% Paraformaldehyde (PFA)</td><td>Beijing Solarbio Sci-Tech Co.&amp;nbsp;</td><td>P1110</td><td>stocking solution for tissue fixation</td></tr><tr><td>Phosphate buffer (PBS)</td><td>Invitrogen</td><td>10010023</td><td>pH7.4, 500ml in stocking</td></tr><tr><td>Tissue-Tek O.C.T. compound</td><td>Sakura</td><td>4583</td><td>Formulation of water-soluble glycols and resins</td></tr><tr><td>anti-BrdU antibody</td><td>Abcam</td><td>ab6326</td><td>Dilutions:1/800</td></tr><tr><td>anti-c-fos antibody</td><td>Abcam</td><td>ab209794</td><td>Dilutions:1/500</td></tr><tr><td>Goat Anti-Rabbit IgG (Alexa Fluor 568)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A11036</td><td>Dilutions:1/500</td></tr><tr><td>Donkey Anti-Rat IgG (Alexa Fluor 488)</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>712-546-150</td><td>Dilutions:1/500</td></tr><tr><td>Antifade mounting medium with DAPI</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1200</td><td>Counterstaining with DAPI</td></tr><tr><td>anti-Notch1 antibody (C-20)</td><td>Santa Cruz Biotech</td><td>sc-6014</td><td>Dilutions:1/50</td></tr><tr><td>Donkey Anti-Goat IgG (Alexa Fluor 488)</td><td>Abcam</td><td>ab150073</td><td>Dilutions:1/1000</td></tr></tbody></table>

an invasive method for the activation of the mouse dentate gyrus by high-frequency stimulation

Hochfrequenz-Elektrostimulation (HFS) mit implantierten Elektroden Ausrichtung auf verschiedene Gehirnregionen ist als eine wirksame Behandlung für verschiedene neurologische und psychiatrische Störungen nachgewiesen worden. HFS im tiefen Bereich des Gehirns, auch benannt Tiefe Hirnstimulation (DBS), wird in klinischen Studien immer wichtiger. Jüngsten Fortschritte auf dem Gebiet der Hochfrequenz-DBS (HF-DBS) Chirurgie hat damit begonnen, die Möglichkeit der Nutzung diese invasive Technik auf andere Situationen, wie z. B. die Behandlung von schweren Depressionen Störung (MDD), Zwangsstörungen (OCD), zu verbreiten und so auf.
Trotz dieser wachsenden Anzeichen bleiben die zugrunde liegenden Mechanismen die segensreiche Wirkungen von HF-DBS rätselhaft. Um diese Frage zu lösen, ist ein Ansatz, implantierte Elektroden verwenden, die spärlich verteilte Subpopulationen von Neuronen durch HFS aktivieren. Es wurde berichtet, dass HFS im anterioren Nucleus des Thalamus zur Behandlung der refraktären Epilepsie in der Klinik verwendet werden könnten. Die zugrunde liegenden Mechanismen könnten im Zusammenhang mit der erhöhten Neurogenese und neuronalen Aktivität verändert. Deshalb sind wir interessiert, die physiologischen Veränderungen durch die Erkennung von neuronaler Aktivität sowie Neurogenese bei der Maus dentate Gyrus (DG) vor und nach der Behandlung der HFS.
In diesem Manuskript beschreiben wir Methoden für HFS die Aktivierung der DG bei Mäusen, direkt oder indirekt und in akuter oder chronischer Weise ausrichten. Darüber hinaus beschreiben wir ein detailliertes Protokoll für die Zubereitung von Gehirnscheiben für c-fos und Notch1 immunofluorescent Färbung um die neuronale Aktivität zu überwachen und Signalisierung Aktivierung und Bromodeoxyuridine (BrdU) beschriften, um festzustellen, die Neurogenese nach HF-DBS-Induktion. Die Aktivierung der neuronalen Aktivität und Neurogenese nach der HF-DBS-Behandlung bietet direkte neurobiologische Erkenntnisse und mögliche therapeutische Vorteile. Insbesondere kann diese Methodik verändert und auf anderen interessierten Gehirnregionen wie den Basalganglien und subthalamic Regionen für bestimmte Hirnerkrankungen in der Klinik angewendet werden.

Im Anschluss an die HF-DBS-Stimulation der hippocampalen DG Subregion direkt oder PP Subregion im Hinblick auf die DG indirekt aktivieren über eingefügt Elektroden verwenden die stereotaktischen Anpassungen, die Nagetiere wurden mit Pentobarbital betäubt und beprobt 3 h nach der letzten HF-DBS-Stimulation für die c-fos und Notch1 Immunostaining. Für die BrdU Färbung, 36 h nach der letzten Injektion von BrdU nach 1 Tag oder 5 Tage der HF-DBS Stimulation, wurden die ...

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An Invasive Method for the Activation of the Mouse Dentate Gyrus by High-frequency Stimulation

Dieses Protokoll zeigt, wie eine zuverlässige HFS-Methode bei Mäusen einrichten. Neuronen in der hippocampal dentate Gyrus werden durch HFS direkt und indirekt in Vivoelektrisch stimuliert. Neuronale Aktivität und molekulare Signale werden vom c-fos und Notch1 immunofluorescent Färbung, geprüft; Neurogenese wird durch Bromodeoxyuridine Assay Kennzeichnung quantifiziert.

Eine Invasive Methode zur Aktivierung der Maus Dentate Gyrus durch hochfrequente Stimulation

Electrical high-frequency stimulation (HFS), using implanted electrodes targeting various brain regions, has been proven as an effective treatment for ...

an-invasive-method-for-activation-mouse-dentate-gyrus-high-frequency

Research

JoVE Journal

Neuroscience

7.7K Aufrufe.  Beijing Institute of Basic Medical Sciences. Dieses Protokoll zeigt, wie eine zuverlässige HFS-Methode bei Mäusen einrichten. Neuronen in der hippocampal dentate Gyrus werden durch HFS direkt und indirekt in Vivoelektrisch stimuliert. Neuronale Aktivität und molekulare Signale werden vom c-fos und Notch1 immunofluorescent Färbung, geprüft; Neurogenese wird durch Bromodeoxyuridine Assay Kennzeichnung quantifiziert.

Serie: An Invasive Method for the Activation of the Mouse Dentate Gyrus by High-frequency Stimulation

Long-term Potentiation of Perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Freely Behaving Mice

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential cellular mechanism underlying learning and information storage, have long been used to elucidate the physiology of various neuronal circuits in the hippocampus, amygdala, and other limbic and cortical structures. With this in mind, transgenic mouse models of neurological diseases represent useful platforms to conduct long-term&#160;potentiation (LTP) studies to develop a greater understanding of the role of genes in normal and abnormal synaptic communication in neuronal networks involved in learning, emotion and information processing. This article describes methodologies for reliably inducing LTP in the freely behaving mouse. These methodologies can be used in studies of transgenic and knockout freely&#160;behaving mouse models of neurodegenerative diseases.

Transgenic and knockout mouse models of neurological diseases are useful for studying the role of genes in normal and abnormal neurophysiology. This article describes methodologies which can be used to study long-term potentiation, a cellular mechanism which may underlie learning and memory, in transgenic and knockout freely&#160;behaving mouse models of neuropathology.

Langzeit-Potenzierung der perforant Pathway-Gyrus dentatus Synapse in Frei Behaving Mäuse

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential ...

Forschung

Verhalten

Dissection of Hippocampal Dentate Gyrus from Adult Mouse

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its remarkable neuronal cell plasticity, and its involvement in epilepsy, neurodegenerative diseases, and psychiatric disorders. The hippocampus is composed of distinct regions; the dentate gyrus, which comprises mainly granule neurons, and Ammon's horn, which comprises mainly pyramidal neurons, and the two regions are connected by both anatomic and functional circuits. Many different mRNAs and proteins are selectively expressed in the dentate gyrus, and the dentate gyrus is a site of adult neurogenesis; that is, new neurons are continually generated in the adult dentate gyrus. To investigate mRNA and protein expression specific to the dentate gyrus, laser capture microdissection is often used. This method has some limitations, however, such as the need for special apparatuses and complicated handling procedures. In this video-recorded protocol, we demonstrate a dissection technique for removing the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope. Dentate gyrus samples prepared using this technique are suitable for any assay, including transcriptomic, proteomic, and cell biology analyses. We confirmed that the dissected tissue is dentate gyrus by conducting real-time PCR of dentate gyrus-specific genes, tryptophan 2,3-dioxygenase (TDO2) and desmoplakin (Dsp), and Ammon's horn enriched genes, Meis-related gene 1b (Mrg1b) and TYRO3 protein tyrosine kinase 3 (Tyro3). The mRNA expressions of TDO2 and Dsp in the dentate gyrus samples were detected at obviously higher levels, whereas Mrg1b and Tyro3 were lower levels, than those in the Ammon's horn samples. To demonstrate the advantage of this method, we performed DNA microarray analysis using samples of whole hippocampus and dentate gyrus. The mRNA expression of TDO2 and Dsp, which are expressed selectively in the dentate gyrus, in the whole hippocampus of alpha-CaMKII+/- mice, exhibited 0.037 and 0.10-fold changes compared to that of wild-type mice, respectively. In the isolated dentate gyrus, however, these expressions exhibited 0.011 and 0.021-fold changes compared to that of wild-type mice, demonstrating that gene expression changes in dentate gyrus can be detected with greater sensitivity. Taken together, this convenient and accurate dissection technique can be reliably used for studies focused on the dentate gyrus.

A dissection technique for removal of the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope was demonstrated in this video-recorded protocol.

Dissection der hippocampalen von erwachsenen Maus

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its ...

Biologie

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

Gleichstrom-Stimulation und Multi-Elektroden-Array-Aufnahme von Seizure-ähnliche Aktivität in Mäuse-Gehirn Scheibe Vorbereitung

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

Neurowissenschaften

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetische Mitnahme von Hippocampal Theta Schwingungen im Verhalten der Mäuse

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) is a promising approach when pharmacological treatment fails or neurosurgery is not recommended. Acute brain slices coupled to microelectrode arrays (MEAs) represent a valuable tool to study neuronal network interactions and their modulation by electrical stimulation. As compared to conventional extracellular recording techniques, they provide the added advantages of a greater number of observation points and a known inter-electrode distance, which allow studying the propagation path and speed of electrophysiological signals. However, tissue oxygenation may be greatly impaired during MEA recording, requiring a high perfusion rate, which comes at the cost of decreased signal-to-noise ratio and higher oscillations in the experimental temperature. Electrical stimulation further stresses the brain tissue, making it difficult to pursue prolonged recording/stimulation epochs. Moreover, electrical modulation of brain slice activity needs to target specific structures/pathways within the brain slice, requiring that electrode mapping be easily and quickly performed live during the experiment. Here, we illustrate how to perform the recording and electrical modulation of 4-aminopyridine (4AP)-induced epileptiform activity in rodent brain slices using planar MEAs. We show that the brain tissue obtained from mice outperforms rat brain tissue and is thus better suited for MEA experiments. This protocol guarantees the generation and maintenance of a stable epileptiform pattern that faithfully reproduces the electrophysiological features observed with conventional field potential recording, persists for several hours, and outlasts sustained electrical stimulation for prolonged epochs. Tissue viability throughout the experiment is achieved thanks to the use of a small-volume custom recording chamber allowing for laminar flow and quick solution exchange even at low (1 mL/min) perfusion rates. Quick MEA mapping for real-time monitoring and selection of stimulating electrodes is performed by a custom graphic user interface (GUI).

We illustrate how to perform recording and electrical modulation of 4-aminopyridine-induced epileptiform activity in rodent brain slices using microelectrode arrays. A custom recording chamber maintains tissue viability throughout prolonged experimental sessions. Live electrode mapping and selection of stimulating pairs are performed by a custom graphical user interface.

Aufnahme und Modulation der Epileptiformen Aktivität in Nagetier Gehirnscheiben gekoppelt mit Mikroelektrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for several neuropsychiatric diseases. The biological effects of tDCS are not fully understood, which is in part explained due to the difficulty in obtaining human brain tissue. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode allowing the study of the long-lasting biological effects of tDCS. In this experimental model, tDCS changes the cortical gene expression and offers a prominent contribution to the understanding of the rationale for its therapeutic use.

Transcranial Direct Current Stimulation tDCS in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a therapeutic technique proposed to treat psychiatric diseases. An animal model is essential for understanding the specific biological alterations evoked by tDCS. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode.

Transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS) bei Mäusen

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for ...

Horizontal Hippocampal Slices of the Mouse Brain

The hippocampus is a highly organized structure in the brain that is a part of the limbic system and is involved in memory formation and consolidation as well as the manifestation of severe brain disorders, including Alzheimer&#8217;s disease and epilepsy. The hippocampus receives a high degree of intra- and inter-connectivity, securing a proper communication with internal and external brain structures. This connectivity is accomplished via different informational flows in the form of fiber pathways. Brain slices are a frequently used methodology when exploring neurophysiological functions of the hippocampus. Hippocampal brain slices can be used for several different applications, including electrophysiological recordings, light microscopic measurements as well as several molecular biological and histochemical techniques. Therefore, brain slices represent an ideal model system to assess protein functions, to investigate pathophysiological processes involved in neurological disorders as well as for drug discovery purposes.
There exist several different ways of slice preparations. Brain slice preparations with a vibratome allow a better preservation of the tissue structure and guarantee a sufficient oxygen supply during slicing, which present advantages over the traditional use of a tissue chopper. Moreover, different cutting planes can be applied for vibratome brain slice preparations. Here, a detailed protocol for a successful preparation of vibratome-cut horizontal hippocampal slices of mouse brains is provided. In contrast to other slice preparations, horizontal slicing allows to keep the fibers of the hippocampal input path (perforant path) in a fully intact state within a slice, which facilitates the investigation of entorhinal-hippocampal interactions. Here, we provide a thorough protocol for the dissection, extraction, and acute horizontal slicing of the murine brain, and discuss challenges and potential pitfalls of this technique. Finally, we will show some examples for the use of brain slices in further applications.

This article aims to describe a systematic protocol to obtain horizontal hippocampal brain slices in mice. The objective of this methodology is to preserve the integrity of hippocampal fiber pathways, such as the perforant path and the mossy fiber tract to assess dentate gyrus related neurological processes.

Horizontale Hippocampal Scheiben der Maus Gehirn

The hippocampus is a highly organized structure in the brain that is a part of the limbic system and is involved in memory formation and consolidation as ...

Stimulation des Gehirns von Mäusen mit einem kostengünstigen EEG und einer millimetergroßen Spule

Low-Cost Electroencephalographic Recording System Combined with a Millimeter-Sized Coil to Transcranially Stimulate the Mouse Brain In Vivo

A low-cost electroencephalographic (EEG) recording system is proposed here to drive transcranial magnetic stimulation (TMS) of the mouse brain in vivo, utilizing a millimeter-sized coil. Using conventional screw electrodes combined with a custom-made, flexible, multielectrode array substrate, multi-site recording can be carried out from the mouse brain. In addition, we explain how a millimeter-sized coil is produced using low-cost equipment usually found in laboratories. Practical procedures for fabricating the flexible multielectrode array substrate and the surgical implantation technique for screw electrodes are also presented, which are necessary to produce low-noise EEG signals. Although the methodology is useful for recording from the brain of any small animal, the present report focuses on electrode implementation in an anesthetized mouse skull. Furthermore, this method can be easily extended to an awake small animal that is connected with tethered cables via a common adapter and fixed with a TMS device to the head during recording.The present version of the EEG-TMS system, which can include a maximum of 32 EEG channels (a device with 16 channels is presented as an example with fewer channels) and one TMS channel device, is described. Additionally, typical results obtained by the application of the EEG-TMS system to anesthetized mice are briefly reported.

Autor im Rampenlicht: Kostengünstiges elektroenzephalographisches Aufzeichnungssystem in Kombination mit einer millimetergroßen Spule zur transkraniellen Stimulation des Mausgehirns in vivo  

A low-cost electroencephalographic recording system combined with a millimeter-sized coil is proposed to drive transcranial magnetic stimulation of the mouse brain in vivo. Using conventional screw electrodes with a custom-made, flexible, multielectrode array substrate, multi-site recording can be carried out from the mouse brain in response to transcranial magnetic stimulation.

Kostengünstiges elektroenzephalographisches Aufzeichnungssystem in Kombination mit einer millimetergroßen Spule zur transkraniellen Stimulation des Mäusegehirns in vivo

A low-cost electroencephalographic (EEG) recording system is proposed here to drive transcranial magnetic stimulation (TMS) of the mouse brain in vivo, ...

Eine Invasive Methode zur Aktivierung der Maus Dentate Gyrus durch hochfrequente Stimulation

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Langzeit-Potenzierung der perforant Pathway-Gyrus dentatus Synapse in Frei Behaving Mäuse

Dissection der hippocampalen von erwachsenen Maus

Gleichstrom-Stimulation und Multi-Elektroden-Array-Aufnahme von Seizure-ähnliche Aktivität in Mäuse-Gehirn Scheibe Vorbereitung

Optogenetische Mitnahme von Hippocampal Theta Schwingungen im Verhalten der Mäuse

Aufnahme und Modulation der Epileptiformen Aktivität in Nagetier Gehirnscheiben gekoppelt mit Mikroelektrode Arrays

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

Transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS) bei Mäusen

Horizontale Hippocampal Scheiben der Maus Gehirn

Kostengünstiges elektroenzephalographisches Aufzeichnungssystem in Kombination mit einer millimetergroßen Spule zur transkraniellen Stimulation des Mäusegehirns in vivo

Kostengünstiges elektroenzephalographisches Aufzeichnungssystem in Kombination mit einer millimetergroßen Spule zur transkraniellen Stimulation des Mäusegehirns in vivo