Wir danken dem Tierlabor des Provinzkrankenhauses Shandong für die technische Unterstützung. Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (NSFC 82101645), der Natural Science Foundation of Shandong Province, China (ZR2020QH088) und dem Science and Technology Support Plan for Youth Innovation of Colleges in Shandong Province (2021KJ051) unterstützt.

Das folgende Protokoll entsprach allen institutionellen ethischen Richtlinien für die Verwendung von Versuchstieren und wurde von der Tierethikkommission des Shandong Provincial Hospital, China, genehmigt. Alle chirurgischen Eingriffe wurden unter tiefer Betäubung durchgeführt, und die Tiere hatten zu keinem Zeitpunkt des Eingriffs Schmerzen.
1. Vorbereitung vor der Operation
<ol><li>Sterilisation von Instrumenten<ol><li>Chirurgische Instrumente vor der Operation in einem Autoklaven (121 °C für 15 Minuten) mit Dampf sterilisieren. Bereiten Sie ausreichend Einweg-Nahtmaterial und -Nadeln vor.</li>
	</ol></li>
	<li>Einrichtung der OP-Plattform<ol><li>Führen Sie die Operation in einem Raum durch, der für chirurgische Eingriffe vorgesehen ist. Weisen Sie der Operation eine Bankfläche von mindestens 60 cm x 60 cm zu. Reinigen Sie die Oberfläche des Bereichs mit 75%igem Alkohol und decken Sie ihn mit einem medizinischen Einweghandtuch ab und desinfizieren Sie ihn dann 30 Minuten im Voraus mit ultravioletter Strahlung (Abbildung 1A).</li>
	</ol></li>
	<li>Zubereitung von Tieren<ol><li>Unterbringung aller Tiere in einem klimatisierten Raum (20-25 °C) mit einem Zyklus von 12 Stunden Licht und 12 Stunden Dunkel. Akklimatisieren Sie 8 Wochen alte weibliche C57BL/6-Mäuse 1 Woche vor der Operation in der Haltungsanlage.</li>
		<li>Wiegen Sie die Mäuse vor der Operation. Verabreichen Sie allen 9 Wochen alten weiblichen Mäusen eine Vollnarkose durch intraperitoneale Injektion von Tribromethanol (280 mg/kg), um in jeder Phase des Eingriffs Schmerzfreiheit zu erreichen. Meloxicam (2 mg/kg) ca. 1 h vor einer Operation zur Schmerzlinderung subkutan injizieren.</li>
		<li>Tragen Sie Augensalbe auf, um Hornhauttrockenheit während der Operation zu verhindern.</li>
		<li>Tragen Sie die Haarentfernungslotion mit einem sauberen Wattestäbchen auf den Rücken auf. Lassen Sie die Lotion 3-5 Minuten auf einer Maus einwirken, entfernen Sie dann die Haare mit Gaze und Wattestäbchen. Wiederholen Sie diesen Schritt, bis alle Haare von der Rückseite der Maus entfernt wurden.</li>
		<li>Verwenden Sie Mulltücher und Wattestäbchen, um die Haut mit 75%igem Alkohol zu reinigen. Befestigen Sie die Maus mit einem Gummistreifen oder einem Baumwollseil auf der Operationsplattform (Abbildung 1B) und tragen Sie Iodophorlösung auf, um den Rücken zu reinigen. HINWEIS: Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie durch eine Zehenkneifung vor der Ovariektomie.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Ovariektomie
HINWEIS: Tribromethanol kann ca. 30 Minuten lang aufrechterhalten werden, um sicherzustellen, dass die Operation so weit wie möglich abgeschlossen wird.
<ol><li>Machen Sie mit einem Einwegskalpell einen ~1,0 cm langen dorsalen Schnitt in Längsrichtung von der Oberschenkelbasis nach oben, wobei Sie darauf achten, dass nur die Haut und die subkutane Faszie eingeschnitten werden, und vermeiden Sie zu diesem Zeitpunkt einen Schnitt in das hintere Bauchfell.</li>
	<li>Ziehen Sie den Schnitt nach links, und es ist ein weißes Fettpolster zu sehen. Schneiden Sie ~0,5 cm entlang des weißen Fettpolsters, um die intraperitoneale Höhle mit einer Mikropinzette und einer Schere freizulegen.</li>
	<li>Nach der Durchtrennung des hinteren Bauchfells wird das weiße Fettpolster langsam und vorsichtig mit einer Mikrozange aus der Intraperitonealhöhle entfernt. Befeuchten Sie das weiße Fettgewebe sofort mit 0,9% steriler Kochsalzlösung außerhalb der getränkten Gaze. Halten Sie freiliegendes Gewebe immer feucht, wenn Sie sich außerhalb der Bauchhöhle befinden.</li>
	<li>Eine rosafarbene körnige Substanz, nämlich der Eierstock, ist am unteren Teil des weißen Fettpolsters befestigt (Abbildung 2A). Die Eierstöcke sind mit einem schmalen Gang, nämlich der Gebärmutter, verbunden. Verwenden Sie 5-0 resorbierbare Nähte, um das ovarielle Ende der Gebärmutter zu ligieren und den linken Eierstock zu entfernen (Abbildung 2B).</li>
	<li>Bei der Entfernung eines Eierstocks ist darauf zu achten, dass das umliegende Fettgewebe so weit wie möglich erhalten bleibt. Vermeiden Sie den direkten Kontakt zwischen chirurgischen Instrumenten und den Eierstöcken und verhindern Sie die intraperitoneale Implantation von Eierstockgewebe.</li>
	<li>Legen Sie das weiße Fettpolster vorsichtig wieder in die Intraperitonealhöhle. Führen Sie eine einfache intermittierende Naht am hinteren Peritoneum mit einer 5-0 resorbierbaren Naht durch (Abbildung 2C). Nachdem die Naht abgeschlossen ist, reinigen Sie alle Blutungen mit 0,9 % steriler, mit Kochsalzlösung getränkter Gaze.</li>
	<li>Ziehen Sie den Hautschnitt nach rechts und entfernen Sie den rechten Eierstock mit der gleichen Methode.</li>
	<li>Führen Sie eine intermittierende Naht mit 4-0 nicht resorbierbaren Nähten durch und reinigen Sie alle Blutungen mit 0,9 % steriler, mit Kochsalzlösung getränkter Gaze (Abbildung 2D).</li>
	<li>Reinigen Sie die Wunde mit einer Jodophorlösung, nachdem Sie beide Nähte abgeschlossen haben. Intraperitoneale Injektion von Breitbandantibiotika.</li>
</ol>3. Beobachtung nach der Operation
<ol><li>Legen Sie die Mäuse nach der Operation auf eine 37 °C heiße Decke mit konstanter Temperatur. Bis sich die Mäuse frei bewegen können, halten Sie die Tiere in ihrem individuellen Käfig. Lassen Sie das Tier nicht unbeaufsichtigt, bis es wieder zu Bewusstsein gekommen ist, um das Brustbein zu halten.</li>
	<li>Meloxicam (2 mg/kg) 24 Stunden nach der Operation subkutan injizieren, um die Schmerzen zu lindern.</li>
	<li>Überwachen Sie die Mäuse täglich, um sicherzustellen, dass die Operationswunde richtig heilt und keine Anzeichen von Komplikationen (Dehiszenz) vorhanden sind.</li>
</ol>4. Östradiol-Supplementierung
<ol><li>Bereiten Sie Futter zu, das mit Östradiolvalerat ergänzt ist. Verwenden Sie 2,6 mg Beta-Östradiol-17-Valerat pro 1 kg Futter.</li>
	<li>3 Tage nach Abschluss der Operation füttern Sie die Mäuse mit Östradiolvalerat.</li>
</ol>5. FSH-Injektion
<ol><li>Bereiten Sie eine rekombinante humane FSH-Lösung vor. Rekombinantes humanes FSH-Pulver zur Injektion mit 0,9 % steriler Kochsalzlösung auf 100 I.E./ml auflösen.</li>
	<li>Gruppieren Sie Mäuse nach Versuchsplänen und verabreichen Sie 2 Wochen lang Lösungsmittel oder verschiedene Dosen rekombinantes FSH durch intraperitoneale Injektion. Entsprechend der biologischen Aktivität von rekombinantem FSH ist die Injektionsdosis von FSH bei Mäusen anzuwenden, die dem Serum-FSH-Spiegel bei Frauen während der Übergangsphase in den Wechseljahren entspricht. HINWEIS: Basierend auf verschiedenen Behandlungen wurden ovariektomierte östrogenergänzte Mäuse nach dem Zufallsprinzip in drei Gruppen eingeteilt: Lösungsmittelgruppe (N.S.), die 100 μl/Tag Lösungsmittel erhielt, niedrig dosierte FSH-GRUPPE (L-FSH), die 15 IE/kg Körpergewicht pro Tag erhielt, und hochdosierte FSH-GRUPPE (H-FSH), die 30 IE/kg Körpergewicht pro Tag erhielt.</li>
</ol>

Entwicklung eines ovariektomierten Mausmodells mit erhöhtem FSH-Spiegel

<ol>
	<li>Harlow, S. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Executive+summary+of+the+Stages+of+Reproductive+Aging+Workshop+++10:+addressing+the+unfinished+agenda+of+staging+reproductive+aging.">Executive summary of the Stages of Reproductive Aging Workshop + 10: addressing the unfinished agenda of staging reproductive aging.</a> Journal of Clinical Endocrinology &amp; Metabolism. 97 (4), 1159-1168 (2012).</li><li>Ulloa-Aguirre, A., Zari&#241;&#225;n, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Follitropin+Receptor:+Matching+Structure+and+Function.">The Follitropin Receptor: Matching Structure and Function.</a> Molecular Pharmacology. 90 (5), 596-608 (2016).</li><li>Franks, S., Stark, J., Hardy, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Follicle+dynamics+and+anovulation+in+polycystic+ovary+syndrome.">Follicle dynamics and anovulation in polycystic ovary syndrome.</a> Human Reproduction Update. 14 (4), 367-378 (2008).</li><li>Guo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blocking+FSH+inhibits+hepatic+cholesterol+biosynthesis+and+reduces+serum+cholesterol.">Blocking FSH inhibits hepatic cholesterol biosynthesis and reduces serum cholesterol.</a> Cell Research. 29 (2), 151-166 (2019).</li><li>Xiong, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FSH+blockade+improves+cognition+in+mice+with+Alzheimer's+disease.">FSH blockade improves cognition in mice with Alzheimer's disease.</a> Nature. 603 (7901), 470-476 (2022).</li><li>Sun, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FSH+Directly+Regulates+Bone+Mass.">FSH Directly Regulates Bone Mass.</a> Cell. 125 (2), 247-260 (2006).</li><li>Liu, X. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FSH+regulates+fat+accumulation+and+redistribution+in+aging+through+the+G&#945;i/Ca(2+)/CREB+pathway.">FSH regulates fat accumulation and redistribution in aging through the G&#945;i/Ca(2+)/CREB pathway.</a> Aging Cell. 14 (3), 409-420 (2015).</li><li>Maclellan, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+Follicle-Stimulating+Hormone+Receptor+in+Vascular+Anomalies.">Expression of Follicle-Stimulating Hormone Receptor in Vascular Anomalies.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (3), 344e-351en (2014).</li><li>Liu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blocking+FSH+induces+thermogenic+adipose+tissue+and+reduces+body+fat.">Blocking FSH induces thermogenic adipose tissue and reduces body fat.</a> Nature. 546 (7656), 107-112 (2017).</li><li>Ji, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epitope-specific+monoclonal+antibodies+to+FSH&#946;+increase+bone+mass.">Epitope-specific monoclonal antibodies to FSH&#946; increase bone mass.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (9), 2192-2197 (2018).</li><li>El Khoudary, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trajectories+of+estradiol+and+follicle-stimulating+hormone+over+the+menopause+transition+and+early+markers+of+atherosclerosis+after+menopause.">Trajectories of estradiol and follicle-stimulating hormone over the menopause transition and early markers of atherosclerosis after menopause.</a> European Journal of Preventive Cardiology. 23 (7), 694-703 (2016).</li><li>Radu, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+Follicle-Stimulating+Hormone+Receptor+in+Tumor+Blood+Vessels.">Expression of Follicle-Stimulating Hormone Receptor in Tumor Blood Vessels.</a> The New England Journal of Medicine. 363 (17), 1621-1630 (2010).</li><li>Sowers, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+hormones+and+bone+turnover+markers+in+pre-+and+perimenopausal+women:+SWAN.">Endogenous hormones and bone turnover markers in pre- and perimenopausal women: SWAN.</a> Osteoporosis International. 14 (3), 191-197 (2003).</li><li>Kristensen, V. N., Kure, E. H., Erikstein, B., Harada, N., B&#248;rresen-Dale, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+susceptibility+and+environmental+estrogen-like+compounds.">Genetic susceptibility and environmental estrogen-like compounds.</a> Mutation Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis. 482 (1), 77-82 (2001).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Während des Übergangs von einer reproduktiven zu einer nicht-reproduktiven Phase (Menopause) erleben viele Frauen erhebliche physiologische und pathologische Veränderungen. Der FSH-Spiegel steigt während der Wechseljahre an1. Neue Studien haben gezeigt, dass FSH in verschiedenen extragonadalen Geweben und Organen entscheidend für die Pathogenese mehrerer Krankheiten ist, darunter Dyslipidämie4, Alzheimer-Krankheit5, Osteoporose 9,10, Atherosklerose11, Fettleibigkeit9 und Krebs12. Daher ist es besonders wichtig, ein Tiermodell zu bauen, das helfen kann, die unabhängigen Wirkungen von FSH in vivo zu untersuchen. Das OVF-Mausmodell ahmt das frühe Stadium des Übergangs in die Menopause mit relativ stabilem Östrogen und steigenden FSH-Spiegeln nach und eignet sich besonders für Studien zur Untersuchung der extragonadalen Wirkungen von FSH.
Bei dieser Methode wurde die Ovariektomie mit einem einzigen dorsalen Rückenschnitt ca. 1 cm von der Oberschenkelbasis aufwärts durchgeführt (Abbildung 1B). Die Haut wurde mit einer scharfen Präparierschere fast zusammen mit den Rückenmuskeln durchtrennt und so in die Bauchhöhle gelangt. Nach der Operation musste der Muskelschnitt nicht genäht werden und die Hautwunde wurde beidseitig mit einer Catgut-Naht verschlossen (Abbildung 2). Die Operation ist technisch einfacher, weniger zeitaufwändig und weniger schädlich für weibliche Mäuse im Vergleich zu anderen Methoden.
Einige Details, die während des chirurgischen Eingriffs beachtet werden sollten. Zunächst sollten alle chirurgischen Eingriffe sauber und so steril wie möglich gehalten werden, um das Risiko einer postoperativen Infektion zu verringern. Zweitens, da das Eierstockgewebe sehr zerbrechlich ist, können chirurgische Instrumente während der Ovariektomie nicht direkt mit den Eierstöcken in Kontakt kommen, um eine intraperitoneale Implantation zu vermeiden. Drittens wurden die Mäuse nach der Operation während der Genesung auf eine 37 °C heiße Decke mit konstanter Temperatur gebracht, um eine postoperative Unterkühlung zu verhindern, die zum Tod führte.
Eine frühere Studie hat gezeigt, dass endogenes Östrogen in den Thekazellen der Eierstöcke prämenopausaler Frauen oder in Fettstromazellen der Brust von postmenopausalen Frauen und in geringen Mengen im peripheren Gewebe synthetisiert wird14. Das Serumöstrogen sank bei ovariektomierten Mäusen stark, kann aber nicht eliminiert werden (Abbildung 3B). Das endogene Östrogen, das im extragonadalen Gewebe synthetisiert wird, hat jedoch keinen Einfluss auf die Stabilität des Östrogenspiegels im OVF-Modell (Abbildung 4B).
Das OVF-Modell weist einige Einschränkungen auf. Sobald der chirurgische Eingriff nicht vorsichtig ist und zu einer intraperitonealen Implantation der Eierstöcke führt, kann er zum Versagen des Modells führen. In diesem Fall fällt das Serumöstrogen nicht stark ab und schwankt in verschiedenen Stadien des Brunstzyklus. Nach exogener Gabe von Östrogen und FSH dauert es ca. 1 Woche, bis der Körper ins Gleichgewicht kommt. Somit können pathologische Veränderungen des OVF-Modells, die innerhalb von 1 Woche auftreten, nicht auf die Auswirkungen von FSH hinweisen.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das OVF-Modell die Vorteile hat, stabil, kostengünstig und einfach zu bedienen zu sein. Die systemischen Wirkungen von hochdosiertem FSH können nach intraperitonealer Injektion von FSH beobachtet werden; Das heißt, das OVF-Modell eignet sich für Studien, die die extragonadalen Wirkungen von FSH untersuchen. Die Anforderungen an Modellchirurgie und intraperitoneale Injektionsverfahren sind jedoch recht hoch. Wenn die Finanzierung ausreicht, sind spezifische K.O.-Modelle die beste Wahl.

Der Spiegel des follikelstimulierenden Hormons (FSH) steigt während des Übergangs in den Wechseljahren an (der Begriff des Übergangs in den Wechseljahren wurde 2011 in den Phasen des reproduktiven Alterns Workshop (STRAW) + 10 System definiert)1. Während des Übergangs in die Wechseljahre, einer Zeit, die durch steigende FSH-Werte und relativ stabiles Östrogengekennzeichnet ist 1, kommt es bei Frauen zu Veränderungen des Menstruationszyklus und zu signifikanten physiologischen Veränderungen, die verschiedene Zellen und Gewebe betreffen. Diese Veränderungen können die Lebensqualität und Gesundheit von Frauen ernsthaft beeinträchtigen. Die Erforschung der Auswirkungen von FSH kann die Lebensqualität und Gesundheit von Frauen verbessern.
FSH wird von gonadotropen Zellen im Hypophysenvorderlappen sezerniert und ist entscheidend für die Kontrolle der Gonadenfunktion und -fortpflanzung2. Die Funktion von FSH wird durch den FSH-Rezeptor (FSHR) vermittelt, der zum G-Protein-gekoppelten Rezeptor (GPCR)3 gehört. FSHR wird im Allgemeinen in Gonaden, nämlich dem Eierstock und den Hoden, ausgedrückt. Es wurde nachgewiesen, dass FSHR universell in mehreren extragonadalen Zellen und Geweben exprimiert wird, einschließlich Leber4, Hippocampus5, Osteoklasten6, Adipozyten7 und Endothelzellen8. Neue Studien haben extragonadale Wirkungen von FSH und seine potenzielle klinische Relevanz bei Dyslipidämie4, Alzheimer5, Osteoporose 9,10, Atherosklerose11, Fettleibigkeit9 und Krebs12 gezeigt. Daher ist der Aufbau eines Tiermodells, das helfen kann, die unabhängigen Wirkungen von FSH in vivo zu untersuchen, besonders wichtig, um die Wirkungen von FSH allein zu untersuchen.
In dem Protokoll stellten wir das Verfahren zur Etablierung eines Mausmodells mit relativ stabilem Östrogen und steigenden FSH-Spiegelnvor 13. Das Mausmodell ahmt den Übergang in die Menopause durch eine ovariektomierte Operation nach und wird dann mit Östradiolvalerat und rekombinantem FSH ergänzt. Da die ovariektomierten Mäuse mit exogenem Östrogen ergänzt wurden, um ähnliche Östrogenspiegel wie bei den scheinoperierten Mäusen aufrechtzuerhalten, waren die endogenen FSH-Spiegel aufgrund der Östrogenrückkopplung an der Hypophyse stabil. In diesem Zustand könnte es den FSH-Spiegel durch die Verabreichung von exogenem FSH kontrollieren, ohne den Östrogenspiegel zu verändern. Somit kann das OVF-Mausmodell den Einfluss von Östrogen ausschließen und die extragonadalen physiologischen und pathologischen Effekte von FSH beobachten. Wir glauben, dass das detaillierte und visualisierte Verfahren für Forscher nützlich ist, um das OVF-Mausmodell in ihrem Labor zu etablieren und es bei Bedarf anzuwenden, um physiologische und pathologische Veränderungen während des Übergangs in die Menopause zu untersuchen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>beta-estradiol 17-valerate</td>
			<td>Macklin</td>
			<td>E829824</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Estradiol sensitive ELISA</td>
			<td>Demeditec</td>
			<td>DE4399</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin Staining Solution</td>
			<td>Beyotime</td>
			<td>C0107</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam</td>
			<td>Aladdin</td>
			<td>M129228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>recombinant human Follicle-stimulating hormone</td>
			<td>Merck Serono</td>
			<td>N19Z8803G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tribromoethanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T48402</td>
			<td>Aliphatic name: 2,2,2-Tribromoethanol</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

exploring independent effects of follicle-stimulating hormone in vivo in a mouse model

Während des Übergangs von einer reproduktiven zu einer nicht-reproduktiven Phase (Menopause) erleben viele Frauen signifikante physiologische und pathologische Veränderungen, einschließlich einer verminderten Knochenmasse, erhöhter Blutfette und erhöhter viszeraler Adipositas. Der Spiegel des follikelstimulierenden Hormons (FSH) steigt während der Wechseljahre an. Viele Studien haben gezeigt, dass FSH in verschiedenen extragonadalen Geweben und Organen mit der Pathogenese mehrerer Krankheiten verbunden ist. Daher ist es besonders wichtig, ein Tiermodell zu bauen, das helfen kann, die unabhängigen Wirkungen von FSH in vivo zu untersuchen. In dieser Studie wurden weibliche C57BL/6-Mäuse ovariektomiert und mit Östradiolvalerat (OVX + E2) ergänzt, um die Wirkung der Hypothalamus-Hypophysen-Gonaden-Achse zu eliminieren. Die OVX + E2-Mäuse erhielten Lösungsmittel (N.S.) oder verschiedene Dosen rekombinantes FSH über intraperitoneale Injektion, um ein Mausmodell (OVF) zu schaffen, das sich durch relativ stabiles Östrogen und steigende FSH-Spiegel auszeichnet. So ist es uns gelungen, ein experimentelles Mausmodell zu entwickeln, das das frühe Stadium des Übergangs in die Menopause nachahmt, das durch erhöhte Serum-FSH-Spiegel gekennzeichnet ist. Das OVF-Modell hat den Vorteil, dass es stabil, kostengünstig und einfach zu bedienen ist, was für Studien geeignet ist, um die extragonadalen Wirkungen von FSH zu untersuchen. Hier beschreiben wir detaillierte Protokolle für das Maus-OVF-Modell.

Levels of follicle-stimulating hormone (FSH) rise during the menopausal transition (the term menopausal transition was defined in 2011 at stages of reproductive aging workshop (STRAW) + 10 system)1. It is during the menopausal transition, a period characterized by rising FSH levels and relatively stable estrogen1, thatwomen experience menstrual cycle changes and significant physiological changes involving various cells and tissues. These changes can seriously affect the quality of life and health of women. Exploring the effects of FSH may improve women's quality of life and health.
FSH is secreted from gonadotrope cells in the anterior pituitary and is critical in controlling gonadal function and reproduction2. The function of FSH is mediated through the FSH receptor (FSHR), which belongs to the G protein-coupled receptor (GPCR)3. FSHR is generally expressed in gonads, namely, the ovary and testis. It has been proved that FSHR is universally expressed in multiple extragonadal cells and tissues, including liver4, hippocampus5, osteoclasts6, adipocytes7, and endothelial cells8. Emerging studies have revealed extra gonadal actions of FSH and its potential clinical relevance in dyslipidemia4, Alzheimer's disease5, osteoporosis9,10, atherosclerosis11, obesity9, and cancer12. Thus, building an animal model that can help study the independent effects of FSH in vivo is particularly important in exploring the actions of FSH alone.
In the protocol, we introduced the procedure for establishing a mouse model with relatively stable estrogen and rising FSH levels13. The mouse model mimics the menopause transition by ovariectomized surgery and then supplemented with estradiol valerate and recombinant FSH. As the ovariectomized mice were supplemented with exogenous estrogen to maintain similar estrogen levels with the sham-operated mice, the levels of endogenous FSH were stable due to estrogen feedback at the pituitary gland. In this condition, it could control the FSH levels by administering exogenous FSH without altering the estrogen levels. Thus, the OVF mouse model can exclude the influence of estrogen and observe the extragonadal physiological and pathological effects of FSH. We believe the detailed and visualized procedure is useful for researchers to establish the OVF mouse model in their laboratory and apply it to investigate physiological and pathological changes during the menopause transition as needed.

Autoren-Spotlight: Untersuchung des Zusammenhangs zwischen FSH und pathophysiologischen Veränderungen bei perimenopausalen Frauen - Erkenntnisse aus einem Mausmodell 

Untersuchung unabhängiger Effekte des follikelstimulierenden Hormons in vivo in einem Mausmodell

Our research is focused on physiological and pathological changes in perimenopausal women. In this study, we are trying to determine which pathophysiological alternations are related to FHC. Menopause is associated with dyslipidemia and an increased risk of cardio-cerebrovascular disease.Using this mouse model, we found that follicle-stimulating hormone, independent of aspirin, increases serum cholesterol levels. Moreover, blocking FSH signaling could effectively prevent hypocholesterolemia. This mouse model mimics the early stage of the menopause transition, characterized by elevated serum FSH levels and relatively stable estrogen levels.The model has the advantages of being stable, low cost, and easy to operate, which is suitable for studies to explore the extra gonadal actions of FSH.

Das OVF-Mausmodell ahmt das frühe Stadium des Übergangs in die Menopause mit relativ stabilem Östrogen und steigenden FSH-Spiegelnnach 13. Zunächst wurden 9 Wochen alte weibliche C57BL/6-Mäuse zur Ovarialentfernung unter Vollnarkose verabreicht und entweder einer Scheinoperation (Scheinoperation) oder einer bilateralen Ovariektomie (OVX) unterzogen. Da Abstrichbilder von Papanicolaou-gefärbten Zellen die Proöstrus-, Östrus-, Metestrus- und Distrus-Stadien des Östruszyklus eindeutig identifizierten, verloren die OVX-Mäuse den Östruszyklus (Abbildung 3A), und die ELISA-Methode zeigte eine signifikante Abnahme der Serumöstradiolspiegel (E2) (Abbildung 3B). Zweitens wurden die OVX-Mäuse mit Beta-Östradiol-17-Valerat (OVX + E2) ergänzt, um das Serumöstrogen auf dem gleichen Niveau wie in der Sham-Gruppe zu halten. Drittens erhielten die OVX + E2-Mäuse Lösungsmittel (N.S.) oder verschiedene Dosen rekombinantes FSH über intraperitoneale Injektion, um ein Mausmodell (OVF) zu schaffen, das sich durch relativ stabiles Östrogen und steigende FSH-Spiegel auszeichnet (Abbildung 4).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65665/65665fig01.jpg"> Abbildung 1. Operationsumgebung und Maushaltung. (A) Eine Tischfläche von mindestens 60 cm x 60 cm für den Betrieb. Reinigen Sie die Oberfläche des Bereichs mit 75%igem Alkohol und bedecken Sie ihn mit einem medizinischen Einweghandtuch und desinfizieren Sie ihn dann 30 Minuten im Voraus mit ultravioletter Strahlung. (B) Befestigen Sie die Maus mit einem Gummistreifen oder einem Baumwollseil wieder auf der Operationsplattform. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65665/65665fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65665/65665fig02.jpg"> Abbildung 2. Die wichtigsten Schritte des chirurgischen Eingriffs. (A) Position der Eierstöcke, (B) Ovariektomie, (C) Nahtperitoneum und (D) Nahthautschnitt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65665/65665fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65665/65665fig03.jpg"> Abbildung 3. Vaginale Zytologie. Die vaginale Zytologie repräsentiert die Stadien des Östruszyklus und des endogenen Östrogens bei den ovariektomierten Mäusen (OVX) und den scheinoperierten Mäusen (Schein; n = 12 für die Sham-Gruppe; n = 10 pro OVX-Gruppe). (A) Die vaginale Zytologie stellt die Stadien des Östruszyklus entsprechend dem relativen Vorhandensein von Leukozyten, verhornten Epithelzellen und kernhaltigen Epithelzellen dar. Zu den Stadien des Östruus gehören der Proöstrus, die Dominanz kernhaltiger Epithelzellen; Östrus, die Dominanz von enukleierten verhornten Zellen; Metestrus, das Vorhandensein von Leukozyten und verhornten und kernhaltigen Epithelzellen; Diestrus, die Dominanz der Leukozyten. Maßstabsbalken = 100 μm. (B) Endogenes Östrogen bei den ovariektomierten Mäusen (OVX) und den scheinoperierten Mäusen (Sham). Die Daten werden als Mittelwert ± SEM angezeigt. Der Student's t-Test wird für die statistische Analyse verwendet. S< 0,001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65665/65665fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65665/65665fig04.jpg"> Abbildung 4. OVF-Modell und Serumhormonspiegel. (A) Flussdiagramm-OVF-Modell. (B) ELISA-Analyse der Serumöstrogen- (E2) und FSH-Konzentrationen. Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt. Für die statistische Analyse wurde die unidirektionale ANOVA verwendet. * p< 0,05 und ** p< 0,01. Diese Zahl wurde von4 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65665/65665fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

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Das follikelstimulierende Hormon (FSH) in verschiedenen extragonadalen Geweben und Organen wird mit der Pathogenese mehrerer Krankheiten in Verbindung gebracht. Das ovariektomierte und FSH-behandelte Mausmodell (OVF) kann verwendet werden, um die extragonadalen Wirkungen von FSH zu untersuchen.

During the transition from a reproductive to a nonreproductive phase (menopause), many women experience significant physiological and pathological ...

Unsere Forschung konzentriert sich auf physiologische und pathologische Veränderungen bei perimenopausalen Frauen. In dieser Studie versuchen wir herauszufinden, welche pathophysiologischen Veränderungen mit FHC zusammenhängen. Die Menopause ist mit Dyslipidämie und einem erhöhten Risiko für kardio-zerebrovaskuläre Erkrankungen verbunden.Anhand dieses Mausmodells fanden wir heraus, dass das follikelstimulierende Hormon, unabhängig von Aspirin, den Serumcholesterinspiegel erhöht. Darüber hinaus könnte die Blockierung des FSH-Signalwegs eine Hypocholesterinämie wirksam verhindern. Dieses Mausmodell ahmt das frühe Stadium des Übergangs in die Menopause nach, das durch erhöhte Serum-FSH-Spiegel und relativ stabile Östrogenspiegel gekennzeichnet ist.Das Modell hat den Vorteil, dass es stabil, kostengünstig und einfach zu bedienen ist, was sich für Studien eignet, um die zusätzlichen Gonadenwirkungen von FSH zu untersuchen.

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Research

JoVE Journal

Biology

Exploring Independent Effects of Follicle-Stimulating Hormone In Vivo in a Mouse Model

1.1K Aufrufe.  The Affiliated Hospital of Qingdao University. Unsere Forschung konzentriert sich auf physiologische und pathologische Veränderungen bei perimenopausalen Frauen. In dieser Studie versuchen wir herauszufinden, welche pathophysiologischen Veränderungen mit FHC zusammenhängen. Die Menopause ist mit Dyslipidämie und einem erhöhten Risiko für kardio-zerebrovaskuläre Erkrankungen verbunden.Anhand dieses Mausmodells fanden wir heraus, dass das follikelstimulierende Hormon, unabhängig von Aspirin, den Serumcholesterinspiegel erhöh...

Serie: Autoren-Spotlight: Untersuchung des Zusammenhangs zwischen FSH und pathophysiologischen Veränderungen bei perimenopausalen Frauen - Erkenntnisse aus einem Mausmodell 

During the transition from a reproductive to a nonreproductive phase (menopause), many women experience significant physiological and pathological changes, including decreased bone mass, increased blood lipids, and increased visceral adiposity. Levels of follicle-stimulating hormone (FSH) rise during the menopausal transition. Many studies have shown that FSH in various extragonadal tissues and organs is associated with the pathogenesis of multiple diseases. Thus, building an animal model that can help study the independent effects of FSH in vivo is particularly important. In this study, C57BL/6 female mice were ovariectomized and supplemented with estradiol valerate (OVX + E2) to eliminate the effect of the hypothalamic-pituitary-gonadal axis. The OVX + E2 mice received solvent (N.S.) or different doses of recombinant FSH via intraperitoneal injection to create a mouse model (OVF) characterized by relatively stable estrogen and rising FSH levels. Thus, we successfully generated an experimental mouse model to mimic the early stage of menopause transition, characterized by elevated serum FSH levels. The OVF model has the advantages of being stable, low cost, and easy to operate, which is suitable for studies to explore the extragonadal actions of FSH. Here, we describe detailed protocols for the mouse OVF model.

Follicle-stimulating hormone (FSH) in various extragonadal tissues and organs is associated with the pathogenesis of multiple diseases. The ovariectomized and FSH-treated mouse model (OVF) can be used to explore the extragonadal actions of FSH.

Forschung

Biologie

Creating an Ovariectomized and Follicle Stimulating Hormone (FSH)-Treated Mouse Model for Exploring the Extragonadal Actions of FSH

To begin, prepare the surgery platform setup in a room with a bench area of 60 centimeters by 60 centimeters for the operation. Clean the surface with 70%alcohol and cover it with a disposable medical towel. Then, disinfect the area with ultraviolet radiation for 30 minutes.Acclimate eight-week-old female C57 black/6 mouse to the housing facility for one week before surgery. Using a clean cotton swab, apply hair removal lotion to the back of the anesthetized mouse. After three to five minutes, remove the hairs using gauze and cotton swabs.Next, clean the skin with 70%ethanol. Fix the mouse on the surgery platform with its back facing up using a rubber strip or cotton rope, and apply iodophor solution to clean the back. For ovariectomy, using a disposable scalpel, make a one-centimeter dorsal incision longitudinally from the thigh base upwards, ensuring that only the skin and subcutaneous fascia are incised and avoiding cutting into the posterior peritoneum.Next, pull the incision to the left to visualize a white fat pad. Using microforceps and scissors, cut 0.5 centimeters along the white fat pad to expose the intraperitoneal cavity. After cutting the posterior peritoneum, using microforceps, slowly and gently remove the white fat pad from the intraperitoneal cavity.Immediately following removal, moisten the white fat tissue with 0.9%sterile saline-soaked gauze. In the lower part of the white fat pad, identify the pink granular substances as ovaries and ensure they are connected to the uterus. Using 5O absorbable sutures, ligate the ovarian end of the uterus.Then, remove the left ovary, avoiding direct contact between surgical instruments and the ovaries, preventing intraperitoneal implantation of ovarian tissue. After surgery, carefully place the white fat pad back into the intraperitoneal cavity. Then, using a 5-0 absorbable suture, perform an intermittent suture on the posterior peritoneum.Clean any areas of bleeding with gauze soaked in 0.9%sterile saline. Next, pull the skin incision to the right and remove the right ovary using the same method. Perform an intermittent suturing with 4-0 non-absorbable sutures and clean any bleeding with 0.9%sterile saline-soaked gauze.After completing both sutures, clean the wound with an iodophor solution. After 24 hours, inject meloxicam subcutaneously to relieve pain. Monitor the mouse daily to confirm proper surgical wound healing without any signs of complications.After three days, feed the mouse with freshly prepared estradiol valerate. For FSH injection, prepare FSH solution by dissolving recombinant human FSH powder in 0.9%sterile saline to 100 international units per milliliter. According to the biological activity of recombinant FSH, administer solvent or different doses of recombinant FSH via intraperitoneal injection for two weeks.The smear images of Papanicolaou-stained cells clearly identified the proestrus, estrus, metestrus, and diestrus stages of the estrus cycle. In contrast, the bilateral ovariectomy mice lost the estrus cycle. The ELIZA method showed a significant decrease in serum estradiol levels in bilateral ovariectomy mice compared to the sham group mice.The endogenous estrogen synthesized in the extra gonadal tissue does not affect the stability of estrogen levels in the FSH-treated mouse model.

Erstellung eines ovariektomierten und mit follikelstimulierendem Hormon (FSH) behandelten Mausmodells zur Untersuchung der extragonadalen Wirkungen von FSH