Diese Arbeit wurde durch die JST-Grundlagenforschung 2022 (The Japanese Society for Transplantation) unterstützt.

Das Versuchsprotokoll wurde vom Tierversuchsausschuss der Universität Kyoto genehmigt. In der Studie wurden C57BL/6-Mäuse verwendet, die über 10 Wochen alt waren und zwischen 25 g und 30 g wogen, die aus einer kommerziellen Quelle gewonnen wurden (siehe Materialtabelle). Alle Tiere wurden mit 2,5 % Isofluran betäubt (nach institutionell anerkannten Protokollen), unter spezifischen pathogenfreien Bedingungen gehalten, und alle experimentellen Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Tierversuchsvorschriften der Universität Kyoto durchgeführt. Die für die Studie verwendeten Instrumente sind in der Materialtabelle aufgeführt und in Abbildung 1 und Abbildung 2 dargestellt.
1. Auswahl der Tiere
<ol><li>Verwenden Sie Mäuse mit einem Körpergewicht von 25-30 g. HINWEIS: Während Mausleber-Allotransplantate2 im Allgemeinen über die Haupthistokompatibilitätskomplexbarriere hinweg akzeptiert werden, haben wir uns in dieser Studie für das syngene MOLT-Modell entschieden, um uns auf den detaillierten Mechanismus der Reperfusionsschädigung durch Kälteischämiezu konzentrieren 10. Mäuse mit einem Gewicht von weniger als 25 g werden nicht empfohlen, da es unmöglich ist, einen inneren Stent in einen dünnen Gallengang einzuführen. Ebenso werden Mäuse mit einem Gewicht von mehr als 30 g nicht empfohlen, da eine große Menge an intraabdominalem Fett um die Gefäße herum vorhanden ist.</li>
</ol>2. Herstellung von Manschetten
<ol><li>Bereiten Sie 20 g bzw. 16 g intravenöse Katheter für die PV bzw. IHIVC vor.</li>
	<li>Schneiden Sie mit einem Skalpell den Katheter ab, um die Manschette zu erstellen. Der Hauptkörper der Manschette sollte 2 mm lang sein und einen Verlängerungsgriff von 1 mm haben (Abbildung 3A). HINWEIS: Wenn der Griff zu groß ist, kann es schwierig werden, die Manschette einzuführen.</li>
	<li>Gestalte auf der Oberfläche der Manschette eine flache Rille für die Fadenfixierung mit dem Rücken der Skalpellklinge. HINWEIS: Wenn Sie den Rücken der Skalpellklinge auf die Manschette aufsetzen, stellen Sie sicher, dass die Spitze der Klinge in einem Winkel von ca. 60 Grad steht (wie in Abbildung 3B gezeigt). Nachdem Sie die erste Rille gemacht haben, befestigen Sie die Skalpellklinge und drehen Sie die Manschette. Im Idealfall werden zwei Rillen empfohlen, aber eine einzige Rille kann ohne Probleme ausreichen.</li>
</ol>3. Manschetten-Befestigung
<ol><li>In einen rechteckigen Kunststoffbehälter kleine Eiswürfel geben und einen kleinen Metallbecher (6 cm Durchmesser) darauf stellen. Füllen Sie den Becher mit Organkonservierungsflüssigkeit (siehe Materialtabelle) und legen Sie das syngene Transplantat hinein.</li>
	<li>Rollen Sie das syngene Lebertransplantat (das von einer anderen Spendermaus gewonnen wurde) vorsichtig mit einem Wattestäbchen und achten Sie darauf, dass die Porta hepatis nach oben zeigt. Entfernen Sie gründlich jegliches Blut, das im Lumen der IVC gespeichert ist, mit Organerhaltungsflüssigkeit.</li>
	<li>Fädeln Sie das PV mit einem Faden, der z. B. an der Milzvene befestigt ist, durch die Manschette (siehe Abbildung 4A).</li>
	<li>Wenn sich der Manschettengriff in der 12-Uhr-Position befindet, befestigen Sie sowohl den Griff als auch die Manschette mit einer Bulldog-Klemme (siehe Materialtabelle) und positionieren Sie sie 2 bis 3 mm von der PV-Kante entfernt.</li>
	<li>Befestigen Sie die Bulldog-Klemme weiter mit einer großen Gefäßzange und einer Fixierform, um das Operationsfeld zu etablieren (siehe Abbildung 4B).</li>
	<li>Überprüfen Sie das PV-Lumen sorgfältig bei ca. 15- bis 20-facher Vergrößerung. Falls erforderlich, kann Tropfwasser die Sichtbarkeit des Lumens verbessern.</li>
	<li>Fassen Sie das PV-Lumen vorsichtig an und geben Sie es durch die Manschette nach außen.</li>
	<li>Sobald es vollständig externalisiert ist, sichern Sie es mit einer doppelten Ligatur mit 8-0 Seidenfaden entlang der Rille der Manschette (Abbildung 4C,D). HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Ligatur nicht locker ist. Achten Sie auch darauf, dass der Ligaturpunkt nicht zu groß ist, da er das Einsetzen der Manschette beeinträchtigen kann. Der Ligaturpunkt kann in jede Richtung positioniert werden.</li>
	<li>Befestigen Sie die Manschette am IHIVC mit einem ähnlichen Verfahren wie beim PV (Abbildung 4E). HINWEIS: Wenn Sie den IHIVC mit der Manschette festklemmen, vermeiden Sie es, in das Leberparenchym zu beißen. Da der Hals kürzer als der PV ist, bestimmen Sie vorsichtig die Klemmposition.</li>
	<li>Erstellen Sie einen Slipknot, indem Sie den Faden um die Basis des IHIVC führen, um den IHIVC vorübergehend zu ligieren (Abbildung 5). Dieser Faden wird nach der Reperfusion entfernt.</li>
</ol>4. Rekonstruktion der Pfortader
<ol><li>Anästhesie der Empfängermaus durch Induktion einer Anästhesie mit Isofluran bei 2,5 % und Reduzierung auf 0,6 %, bevor die native Leber extrahiert wird, wie in der veröffentlichten Literatur beschrieben2. Desinfizieren Sie den Operationsbereich mindestens dreimal mit abwechselnden Runden Iodophor und 70%igem Ethanol vor der Laparotomie.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass der Leberlappen richtig positioniert ist und dass der PV mit der Manschette frei von Knicken und Torsion ist.</li>
	<li>Fassen Sie die PV-Kante des Rezipienten vorsichtig mit einer Pean-Pinzette an und sichern Sie sie mit einem Schraubstock. HINWEIS: In diesem Artikel bezieht sich ein Schraubstock auf eine mechanische Vorrichtung, mit der die Pean-Pinzette auf dem Tisch befestigt wird. Weitere Informationen zum Schraubstock finden Sie unter Materialtabelle.</li>
	<li>Bringen Sie eine Gefäßklemme auf den PV des Empfängers an und übergeben Sie eine 8-0 Seidenfaden drumherum.</li>
	<li>Erstellen Sie einen 1/4-Umfangsquerschnitt ca. 0,5 mm von der PV-Kante entfernt (Abbildung 6A). Vergrößern Sie das Loch, während Sie die Kochsalzlösung mit einem speziellen Instrument (einer 27-G-Nadel, bei der die Spitze abgeschnitten und in eine L-Form gebogen wird) durch das Lumen leiten.</li>
	<li>Fassen Sie den Manschettengriff mit einer geraden Pinzette und führen Sie ihn in das Lumen ein.</li>
	<li>Sobald sie vollständig eingesetzt ist, sichern Sie die Manschette mit einem 8-0 Seidenfaden. Für die Fixation ist eine einzige Ligatur ausreichend.</li>
	<li>Entfernen Sie die Gefäßklemme und persolidieren Sie die Leber.</li>
	<li>Lösen Sie vorsichtig die Pean-Pinzette und schließen Sie die Rekonstruktion der Pfortader ab. Der gesamte PV-Umbau sollte ca. 5 Minuten dauern.</li>
</ol>5. Rekonstruktion der infrahepatischen Vena cava inferior
<ol><li>Positionieren Sie den Leberlappen entsprechend und bewegen Sie die Pean-Pinzette, die an der IHIVC-Empfängerzange befestigt ist, dorsal zum rechten Unterlappen des Transplantats und sichern Sie sie mit einem Schraubstock.</li>
	<li>Entfernen Sie restliches Lebergewebe um das IVIHC des Empfängers, indem Sie es vorsichtig mit einem Wattestäbchen abreiben.</li>
	<li>Pass an 8-0 Seidenfaden um den IVIHC des Empfängers.</li>
	<li>Erstellen Sie einen 1/4-Umfangsschnitt in einem Abstand von ca. 0,5 mm von der IVIHC-Kante des Empfängers (Abbildung 6B).</li>
	<li>Nachdem Sie normale Kochsalzlösung in das Lumen eingeführt haben, führen Sie die Manschette in das Lumen ein. HINWEIS: Durch den kurzen Halsausschnitt wird die Manschette oft flacher eingesetzt als bei der PV.</li>
	<li>Sichern Sie die Manschette vorsichtig mit einem 8-0 Seidenfaden und entfernen Sie dann die Gefäßklemme und die Pean-Pinzette.</li>
</ol>6. Nachsorge
<ol><li>Verwenden Sie ein Heizkissen und eine Wärmelampe, um die postoperative Genesung zu erleichtern.</li>
	<li>Überwachen Sie kontinuierlich Blutdruck, Herzfrequenz, Atemfrequenz, Körpertemperatur sowie Nahrungs- und Wasserverbrauch.</li>
	<li>Verabreichung von subkutaner Injektion von Carprofen (5 mg/kg, alle 6 h oder bis zur Bedarf) zur Linderung der postoperativen Schmerzen. Befolgen Sie die lokalen institutionellen Richtlinien. HINWEIS: Wenn sich der Zustand der Mäuse verschlechtert, wird das Experiment sofort abgebrochen und die Mäuse werden durch Einatmen von Kohlendioxid eingeschläfert.</li>
	<li>Um die Gewebeprobe zu entnehmen, betäuben Sie die Mäuse erneut und euthanasieren Sie sie mit einer von der IACUC zugelassenen Methode.</li>
</ol>

Strategien für eine effiziente vaskuläre Anastomose bei der Lebertransplantation der Maus

<ol>
	<li>Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+the+mouse.">Orthotopic liver transplantation in the mouse.</a> Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).</li><li>Yokota, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+mouse+liver+transplantation+to+study+liver+biology+and+allograft+tolerance.">Orthotopic mouse liver transplantation to study liver biology and allograft tolerance.</a> Nat Protoc. 11 (7), 1163-1174 (2016).</li><li>Shen, X. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+responses+in+a+new+mouse+model+of+prolonged+hepatic+cold+ischemia+followed+by+arterialized+orthotopic+liver+transplantation.">Inflammatory responses in a new mouse model of prolonged hepatic cold ischemia followed by arterialized orthotopic liver transplantation.</a> Liver Transpl. 11 (10), 1273-1281 (2005).</li><li>Kageyama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia-reperfusion+injury+in+allogeneic+liver+transplantation:+A+role+of+CD4+T+cells+in+early+allograft+injury.">Ischemia-reperfusion injury in allogeneic liver transplantation: A role of CD4 T cells in early allograft injury.</a> Transplantation. 105 (9), 1989-1997 (2021).</li><li>Li, T., Hu, Z., Wang, L., Lv, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Details+determining+the+success+in+establishing+a+mouse+orthotopic+liver+transplantation+model.">Details determining the success in establishing a mouse orthotopic liver transplantation model.</a> World J Gastroenterol. 26 (27), 3889-3898 (2020).</li><li>Tian, Y., R&#252;diger, H. A., Jochum, W., Clavien, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+arterialized+and+nonarterialized+orthotopic+liver+transplantation+in+mice:+Prowess+or+relevant+model.">Comparison of arterialized and nonarterialized orthotopic liver transplantation in mice: Prowess or relevant model.</a> Transplantation. 74 (9), 1242-1246 (2002).</li><li>Steger, U., Sawitzki, B., Gassel, A. M., Gassel, H. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+hepatic+rearterialization+on+reperfusion+injury+and+outcome+after+mouse+liver+transplantation.">Impact of hepatic rearterialization on reperfusion injury and outcome after mouse liver transplantation.</a> Transplantation. 76 (2), 327-332 (2003).</li><li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+various+techniques+of+mouse+liver+transplantation.">A review of various techniques of mouse liver transplantation.</a> Transplant Proc. 45 (6), 2517-2521 (2013).</li><li>Kojima, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=T+cell+carcinoembryonic+antigen-related+cell+adhesion+molecule+1-T+cell+immunoglobulin+domain+and+mucin+domain-containing+protein+3+cross+talk+alleviates+liver+transplant+injury+in+mice+and+humans.">T cell carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1-T cell immunoglobulin domain and mucin domain-containing protein 3 cross talk alleviates liver transplant injury in mice and humans.</a> Gastroenterology. 165 (5), 1233-1248 (2023).</li><li>Yokota, S., Yoshida, O., Ono, Y., Geller, D. A., Thomson, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+in+the+mouse:+Insights+into+liver+immunobiology,+tissue+injury,+and+allograft+tolerance.">Liver transplantation in the mouse: Insights into liver immunobiology, tissue injury, and allograft tolerance.</a> Liver Transpl. 22 (4), 536-546 (2016).</li></ol>

Kein Autor hat Interessenkonflikte offenzulegen.

Das Erlernen der Gefäßrekonstruktion ist der schwierigste Aspekt auf dem Weg zu einem erfolgreichen MOLT. Die Qualität der Manschette hat einen erheblichen Einfluss auf die Schwierigkeit der Rekonstruktion, da die Größe der Mäusegering ist 5. Dieser Artikel enthält ein detailliertes Protokoll für die Vorbereitung, Befestigung und Rekonstruktion der Manschette.
Obwohl es keine großen Unterschiede zu früheren Berichten bezüglich der Manschettenpräparation und ...

Die orthotope Lebertransplantation (MOLT) der Maus ist eine wirksame experimentelle Methode, über die erstmals 1991 berichtetwurde 1. Dieses experimentelle Modell, das genetisch veränderte Mäuse und verschiedene Forschungsreagenzien verwendet, hat eine entscheidende Rolle bei der Untersuchung von warmer und kalter Ischämie und Reperfusionsverletzungen gespielt. Die hohe technische Komplexität des Modells hat jedoch die Entwicklung einer Basismedizin für die Lebertransplantation behindert2. Die MOLT umfasst drei Hauptschritte: (1) die Entnahme der Leber aus der Spendermaus, (2) die Operation am Rückentisch und (3) die Implantation der Leber in den Empfänger. Unter diesen Empfängerverfahren stellt die vaskuläre Anastomose die größte Herausforderung dar. Während die suprahepatische Anastomose der unteren Hohlvene typischerweise durch eine Handnahtvervollständigt wird 2, können die infrahepatische untere Hohlvene (IHIVC) und die Pfortader (PV) mit Kunststoffmanschetten anstelle von handgenähten Nähten effizienter rekonstruiert werden.
Die anhepatische Periode bezeichnet das Intervall zwischen der Entnahme der nativen Leber des Empfängers und der Implantation des Transplantats. Um konsistente Ergebnisse zu gewährleisten, ist es zwingend erforderlich, die anhepatische Zeit auf weniger als 20 Minuten zu begrenzen. Folglich wurden Studien, die dieses Modell anwendeten, aufbestimmte Institutionen beschränkt 3,4,5,6,7,8,9. Unter den verschiedenen Stadien der MOLT ist eine reibungslose PV- und IHIVC-Rekonstruktion entscheidend, um die anhepatische Zeit zu minimieren und eine erfolgreiche Transplantation zu gewährleisten.
Die PV- und IVC-Rekonstruktion wird in der Regel mit Hilfe von Gefäßmanschetten durchgeführt, da die Manschettentechnik die Gefäßanastomose im Vergleich zu handgenähten Nähten vereinfacht 2,5,8. Die Technik, die mit der Vorbereitung der Gefäßmanschette und der sicheren Befestigung der Manschette verbunden ist, hat einen erheblichen Einfluss auf die Komplexität der Gefäßrekonstruktion des Empfängers. Unser Ziel ist es, eine detaillierte visuelle Anleitung für zahlreiche technische Tipps im Zusammenhang mit der Manschettenmethode zu geben und so die Lernkurve zu verkürzen. Diese Videoclips vermitteln ein klares Verständnis dafür, wie die Manschette an den Gefäßen befestigt und die PV und IHIVC während der Empfängeroperation rekonstruiert werden.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>16 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF2032</td>
			<td>IHIVC cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF1651</td>
			<td>PV cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 braid silk</td>
			<td>Natsume Seisakusho</td>
			<td>CR9-80B2</td>
			<td>8-0 silk</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Belzer UW Cold Storage Solution&#160;</td>
			<td>Astellas</td>
			<td></td>
			<td>Organ preservation fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FB329R</td>
			<td>Bulldog clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6 mice&#160;&#160;</td>
			<td>Oriental Bio Service</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane inhalation solution</td>
			<td>Viatris</td>
			<td></td>
			<td>Anesthesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Blunted Tips 0.1 mm x 0.06 mm&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>11253-20</td>
			<td>Straight microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine Clamp Applicator with Lock</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18056-14</td>
			<td>Vessel clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefines&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18055-4</td>
			<td>Vessel clip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No.11 Spare Blades</td>
			<td>FEATHER Safety Razor</td>
			<td>11</td>
			<td>Blades</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic scissor, round handle</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FD103R</td>
			<td>Microscissor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic rectangular-shaped container&#160;&#160;</td>
			<td>Daiso</td>
			<td></td>
			<td>10 cm long, 15 cm wide and 6 cm high</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperGrip Tips</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>00649-11&#160;</td>
			<td>Curved microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SZX7</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZX7</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

vascular reconstruction with the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation

Die orthotope Lebertransplantation der Maus ist eine effektive Methode zur Untersuchung der zugrundeliegenden Mechanismen von Leberischämie und Reperfusionsschäden. Die technischen Herausforderungen stellen jedoch ein Hindernis dar, um dieses wertvolle experimentelle Modell zu nutzen und diese Fähigkeiten an die nächste Generation weiterzugeben. Der schwierigste Aspekt dieses Eingriffs ist die Gefäßrekonstruktion, einschließlich der Pfortader (PV), der infrahepatischen unteren Hohlvene (IHIVC) und der suprahepatischen unteren Hohlvene. Die Verwendung von Kunststoffmanschetten anstelle von Nähten ermöglicht eine reibungslosere PV- und IHIVC-Rekonstruktion. Bei der Rekonstruktion der Gefäße wird eine Manschette aus einem intravenösen Katheter an der Spitze des Transplantatgefäßes befestigt und die Manschette in das Empfängergefäß eingesetzt. Die beiden wichtigsten Aspekte sind die richtige Visualisierung des inneren Lumens des Gefäßes und die Vermeidung übermäßiger Krafteinwirkung. Unser Ziel ist es, einen technischen Überblick über Gefäßrekonstruktionen mit der Manschettentechnik in der Empfängerchirurgie zu geben. Diese technischen Tipps für die Manschettentechnik sollen Mikrochirurgen dabei helfen, die Gefäßrekonstruktion zu erleichtern und ihre Forschung voranzutreiben.

Mouse orthotopic liver transplantation (MOLT) is an effective experimental method first reported in 19911. This experimental model, which utilizes genetically modified mice and various research reagents, has played a pivotal role in investigating warm and cold ischemia and reperfusion injuries. However, the model&#39;s high technical complexity has hindered the development of basic medicine for liver transplantation2. MOLT involves three major steps: (1) retrieval of the liver from the donor mouse, (2) back table surgery, and (3) implantation of the liver into the recipient. Among these recipient procedures, vascular anastomosis poses the greatest challenge. While the suprahepatic inferior vena cava anastomosis is typically completed by hand stitching2, the infrahepatic inferior vena cava (IHIVC) and portal vein (PV) can be reconstructed more efficiently using plastic cuffs in place of hand-sewn sutures.
The anhepatic period signifies the interval between the removal of the recipient&#39;s native liver and the graft implantation. To ensure consistent results, it is imperative to limit the anhepatic time to less than 20 min. Consequently, studies employing this model have been confined to specific institutions3,4,5,6,7,8,9. Among the various stages of MOLT, achieving smooth PV and IHIVC reconstruction is crucial for minimizing anhepatic time and ensuring successful transplantation.
PV and IVC reconstruction is generally carried out using vascular cuffs since the cuff technique simplifies vascular anastomosis compared to hand-sewn sutures2,5,8. The technique involved in vascular cuff preparation and secure attachment of the cuff significantly impacts the complexity of recipient vascular reconstruction. Our objective is to provide detailed visual guidance for numerous technical tips related to the cuff method, thereby reducing the learning curve. These video clips will provide a clear understanding of how to attach the cuff to the vessels and reconstruct the PV and IHIVC during recipient surgery.

Autor im Rampenlicht: Erforschung der kalten Ischämie und der warmen Reperfusionsschädigung bei der Fettlebertransplantation

Gefäßrekonstruktion mit der Manschettentechnik bei der orthotopen Lebertransplantation der Maus

We focus our research on liver transplantation, in particular on cold ischemia and warm reperfusion injury. We use mouse liver transplantation model as a research tool for this purpose. Because the technique is difficult, so it can take a long time to learn and to achieve consistent results.In the future, we'd like to conduct research on fatty liver transplantation. This is still a problem to overcome on clinical liver transplantation.

Die PV-Rekonstruktion ist erfolgreich, wenn beim Lösen der Pfortader keine Tortuosität auftritt und die Leber gleichmäßig durchblutet ist. Die anhepatische Zeit sollte unter 20 Minuten liegen, da anhepatische Zeiten von mehr als 25 Minuten das Mortalitätsrisiko bei Mäusen erhöhen. Die IHIVC-Rekonstruktion gilt als erfolgreich, wenn keine Blutinsuffizienz aus dem Transplantat vorliegt.
Die Lagerung des Transplantats bei kalten Temperaturen für 1 h mit Organkonservierungslösung führt z...

Watch this Scientific Journal Video about Author Spotlight: Exploring Cold Ischemia and Warm Reperfusion Injury in Fatty Liver Transplantation at JoVE.com

Dieses Protokoll enthält technische Informationen für die Gefäßrekonstruktion mit der Manschettentechnik bei der orthotopen Lebertransplantation der Maus.

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. ...

Wir konzentrieren uns in unserer Forschung auf die Lebertransplantation, insbesondere auf die kalte Ischämie und die Schädigung der warmen Reperfusion. Zu diesem Zweck verwenden wir das Lebertransplantationsmodell der Maus als Forschungsinstrument. Weil die Technik schwierig ist, kann es lange dauern, bis man sie erlernt und konsistente Ergebnisse erzielt hat.In Zukunft möchten wir an der Fettlebertransplantation forschen. Dies ist immer noch ein Problem, das bei der klinischen Lebertransplantation überwunden werden muss.

vascular-reconstruction-with-cuff-technique-mouse-orthotopic-liver

Research

JoVE Journal

Medicine

Vascular Reconstruction with the Cuff Technique in Mouse Orthotopic Liver Transplantation

833 Aufrufe.  Kyoto University. Wir konzentrieren uns in unserer Forschung auf die Lebertransplantation, insbesondere auf die kalte Ischämie und die Schädigung der warmen Reperfusion. Zu diesem Zweck verwenden wir das Lebertransplantationsmodell der Maus als Forschungsinstrument. Weil die Technik schwierig ist, kann es lange dauern, bis man sie erlernt und konsistente Ergebnisse erzielt hat.In Zukunft möchten wir an der Fettlebertransplantation forschen. Dies ist immer noch ein Problem, das bei der klinischen Lebe...

Serie: Autor im Rampenlicht: Erforschung der kalten Ischämie und der warmen Reperfusionsschädigung bei der Fettlebertransplantation

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. However, the technical challenges pose a barrier to utilizing this valuable experimental model and passing on these skills to the next generation. The most challenging aspect of this procedure is vascular reconstruction, including the portal vein (PV), infrahepatic inferior vena cava (IHIVC), and suprahepatic inferior vena cava. The use of plastic cuffs, rather than sutures, allows for smoother PV and IHIVC reconstruction. Vessels are reconstructed by attaching a cuff made from an intravenous catheter to the tip of the graft vessel and interposing the cuff into the recipient vessel. The two most crucial aspects are properly visualizing the inner lumen of the vessel and avoiding the use of excessive force. Our aim is to provide a technical overview of vascular reconstructions using the cuff technique in recipient surgery. These technical tips for the cuff technique are expected to help microsurgeons facilitate vascular reconstruction and advance their research.

This protocol provides technical information for vessel reconstruction using the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation.

Forschung

Medizin

Preparation and Attachment of Vascular Cuffs for Syngeneic Liver Grafting

To begin, prepare 16-gauge and 20-gauge intravenous catheters for the portal vein, or PV, and the infra hepatic inferior vena cava, or IHIVC, respectively. Using a scalpel, cut the catheter to create the cuff. Then with the back of the scalpel, create a shallow groove on the cuff's surface for thread fixation.Place small ice cubes in a rectangular-shaped plastic container, and position a small metal cup on top of the container. Fill the cup with organ preservation fluid and place the syngeneic liver graft in it. Under eight to 10 X magnification, gently roll the liver graft using a cotton swab, ensuring that the porta hepatis faces upwards.Thread the PV through the cuff, using a thread attached to the splenic vein. With the cuff handle at the 12:00 position, secure the handle and cuff with a bulldog clamp, positioning it two to three millimeters from the PV edge. Further secure the bulldog clamp using large vascular forceps and a fixation mold to establish the operative field.Next, increase the magnification to 15 to 20 X and carefully inspect the PV lumen. After grasping the PV lumen, externalize the thin wall of PV through the inner lumen of the cuff. Secure the fully externalized PV lumen with a double ligation using 8-O silk thread along the cuff's groove, and then cut the string.Similarly, attach the cuff to the IHIVC lumen, and fix it using 8-O silk thread. Then, to create a slipknot, pass the thread around the base of the IHIVC to temporarily ligate it.

Präparation und Befestigung von Gefäßmanschetten für die syngene Lebertransplantation

Portal Vein and Infrahepatic Inferior Vena Cava Reconstruction in Mouse Liver Transplantation

After extracting the native liver from the anesthetized recipient mouse, gently grasp the recipient's liver portal vein or PV edge using pen forceps and secure it with a vice. Pass an eight oh silk thread around the PV and place a vascular clamp on it. Create a one fourth circumferential section approximately 0.5 millimeters from the PV edge.While passing saline through the hole, use a specialized instrument to enlarge the hole. Grip the cuff handle using straight forceps and insert it into the lumen. Then secure the cuff with an 8.0 silk thread.Remove the vascular clamp from PV to allow reperfusion of the liver. Finally, carefully release the pen forceps to complete the PV reconstruction. After positioning the liver lobe, Move the pen forceps attached to the recipient IHIVC dorsal to the graft's right lower lobe.Then secure the IHIVC with a vice. Rub away any remaining liver tissue around the recipient's IHIVC with a cotton swab. Pass an 8.0 silk thread around the recipient's IHIVC.Create a one fourth circumferential section, approximately 0.5 millimeters from the recipient's IHIVC edge. After flushing the lumen with saline, insert the cuff into the IHIVC lumen. Carefully secure the cuff with an 8.0 silk thread.Finally, remove the vascular clamp and pen forceps. The preservation of the graft at cold temperatures for one hour resulted in serum alanine aminotransferase levels, averaging approximately 2000 units per liter at six hours post reperfusion. A survival rate of 100%was observed at seven days following transplantation.