تم دعم هذا العمل من خلال البحث الأساسي JST لعام 2022 (الجمعية اليابانية للزرع).

تمت الموافقة على البروتوكول التجريبي من قبل لجنة التجارب على في جامعة كيوتو. استخدمت الدراسة الفئران C57BL / 6 ، التي يزيد عمرها عن 10 أسابيع وتزن ما بين 25 جم و 30 جم ، والتي تم الحصول عليها من مصدر تجاري (انظر جدول المواد). تم تخدير جميع بنسبة 2.5٪ إيزوفلوران (وفقا للبروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) ، وتم الحفاظ عليها في ظل ظروف محددة خالية من مسببات الأمراض ، وتم إجراء جميع الإجراءات التجريبية وفقا للوائح جامعة كيوتو بشأن التجارب على. الأدوات المناسبة المستخدمة للدراسة مدرجة في جدول المواد والموضحة في الشكل 1 والشكل 2.
1. اختيار
<ol><li>استخدام الفئران مع وزن الجسم من 25-30 غرام. ملاحظة: في حين أن الطعم الخيفيلكبد الفأر 2 مقبول بشكل عام عبر حاجز معقد التوافق النسيجي الرئيسي ، فقد اخترنا نموذج MOLT الجيني في هذه الدراسة للتركيز على الآلية التفصيلية لإصابة نقص التروية الباردة10. لا ينصح الفئران التي يقل وزنها عن 25 جم لأنه من المستحيل إدخال دعامة داخلية في قناة صفراوية رقيقة. وبالمثل ، لا ينصح الفئران التي تزن أكثر من 30 غرام بسبب وجود كمية كبيرة من الدهون داخل البطن حول الأوعية.</li>
</ol>2. صنع الكفة
<ol><li>تحضير 20 G و 16 G القسطرة الوريدية ل PV و IHIVC ، على التوالي.</li>
	<li>باستخدام مشرط ، قم بقطع القسطرة لإنشاء الكفة. يجب أن يبلغ طول الجسم الرئيسي للصفعة 2 مم ، مع مقبض تمديد 1 مم (الشكل 3 أ). ملاحظة: إذا كان المقبض كبيرا جدا ، فقد يصبح من الصعب إدخال الكفة.</li>
	<li>على سطح الكفة ، قم بإنشاء أخدود ضحل لتثبيت الخيط باستخدام الجزء الخلفي من شفرة المشرط. ملاحظة: عند وضع الجزء الخلفي من شفرة المشرط على الكفة ، تأكد من أن طرف الشفرة بزاوية 60 درجة تقريبا (كما هو موضح في الشكل 3 ب). بعد عمل الأخدود الأول ، قم بتأمين شفرة المشرط وقم بتدوير الكفة. من الناحية المثالية ، يوصى باستخدام أخاديد ، لكن أخدودا واحدا يمكن أن يكفي دون مشاكل.</li>
</ol>3. مرفق الكفة
<ol><li>في وعاء بلاستيكي مستطيل الشكل ، ضع مكعبات ثلج صغيرة وضع كوبا معدنيا صغيرا (قطره 6 سم) في الأعلى. املأ الكوب بسائل الحفاظ على الأعضاء (انظر جدول المواد) وضع الكسب غير المشروع الجيني بداخله.</li>
	<li>لف برفق طعم الكبد التخليقي (المستخرج من فأر متبرع آخر) باستخدام قطعة قطن ، مع التأكد من أن بورتا الكبد متجها لأعلى. قم بإزالة أي دم مخزن في تجويف IVC تماما باستخدام سائل الحفاظ على الأعضاء.</li>
	<li>قم بتمرير PV عبر الكفة باستخدام خيط متصل ، على سبيل المثال ، بالوريد الطحال (انظر الشكل 4 أ).</li>
	<li>باستخدام مقبض الكفة في موضع الساعة 12 ، قم بتأمين كل من المقبض والسوار بمشبك البلدغ (انظر جدول المواد) ، مع وضعه من 2 إلى 3 مم من الحافة الكهروضوئية.</li>
	<li>قم بتأمين مشبك البلدغ بشكل أكبر باستخدام ملقط وعائي كبير وقالب تثبيت لإنشاء مجال المنطوق (انظر الشكل 4 ب).</li>
	<li>افحص التجويف الكهروضوئي بعناية عند تكبير 15 إلى 20x تقريبا. إذا لزم الأمر ، يمكن أن يعزز الماء المتساقط رؤية التجويف.</li>
	<li>أمسك التجويف الكهروضوئي برفق وقم بإخراجه من خلال الكفة.</li>
	<li>بمجرد إخراجه بالكامل ، قم بتثبيته بربط مزدوج باستخدام 8-0 خيط حريري على طول أخدود الكفة (الشكل 4C ، D). ملاحظة: تأكد من أن الرباط ليس فضفاضا. احرص أيضا على ألا تكون نقطة الرباط كبيرة جدا ، لأنها قد تتداخل مع إدخال الكفة. يمكن وضع نقطة الرباط في أي اتجاه.</li>
	<li>قم بتوصيل الكفة ب IHIVC باستخدام إجراء مشابه لتلك المستخدمة في PV (الشكل 4E). ملاحظة: عند تثبيت IHIVC مع الكفة ، تجنب العض في حمة الكبد. نظرا لأن الرقبة أقصر من الكهروضوئية ، حدد موضع التثبيت بعناية.</li>
	<li>قم بإنشاء عقدة منزلقة عن طريق تمرير الخيط حول قاعدة IHIVC لربط IHIVC مؤقتا (الشكل 5). ستتم إزالة هذا الخيط بعد إعادة التروية.</li>
</ol>4. إعادة بناء الوريد البابي
<ol><li>تخدير الفأر المتلقي عن طريق إحداث التخدير باستخدام الأيزوفلوران بنسبة 2.5٪ وتقليله إلى 0.6٪ قبل استخراج الكبد الأصلي كما هو موضح في الأدبيات المنشورة2. قم بإصابة المنطقة الجراحية ثلاث مرات على الأقل بجولات متناوبة من اليودوفور و 70٪ من الإيثانول قبل فتح البطن.</li>
	<li>تأكد من أن الفص الكبدي في وضع صحيح وأن الكهروضوئية المقيدة خالية من الالتواء والالتواء.</li>
	<li>أمسك الحافة الكهروضوئية للمستلم برفق باستخدام ملقط Pean وقم بتثبيته بملزمة. ملاحظة: في هذه المقالة ، تشير الملزمة إلى جهاز ميكانيكي يستخدم لتأمين ملقط الفول على الطاولة. لمزيد من المعلومات حول الملزمة ، انظر جدول المواد.</li>
	<li>ضع مشبكا وعائيا على PV للمتلقي وقم بتمرير 8-0 خيط الحرير حوله.</li>
	<li>قم بإنشاء قسم محيطي 1/4 حوالي 0.5 مم من الحافة الكهروضوئية (الشكل 6 أ). قم بتكبير الفتحة أثناء تمرير محلول ملحي عبر التجويف باستخدام أداة متخصصة (إبرة 27 جم مع قطع الطرف وثنيه على شكل حرف L).</li>
	<li>استخدم ملقط مستقيم للإمساك بمقبض الكفة وإدخاله في التجويف.</li>
	<li>بمجرد إدخالها بالكامل ، قم بتأمين الكفة ب 8-0 خيط الحرير. ربط واحد يكفي للتثبيت.</li>
	<li>إزالة المشبك الوعائي وإعادة تغذية الكبد.</li>
	<li>حرر ملقط البازلاء بعناية وأكمل إعادة بناء الوريد البابي. يجب أن تستغرق عملية إعادة بناء الكهروضوئية بأكملها حوالي 5 دقائق.</li>
</ol>5. إعادة بناء الوريد الأجوف السفلي تحت الكبدي
<ol><li>ضع فص الكبد بشكل مناسب وحرك ملقط البازلاء المتصل بظهرية IHIVC المتلقية إلى الفص السفلي الأيمن للطعم ، وقم بتثبيته بملزمة.</li>
	<li>تخلص من أي أنسجة كبد متبقية حول IVIHC للمتلقي عن طريق فركه برفق بقطعة قطن.</li>
	<li>تمرير 8-0 خيط حريري حول IVIHC الخاص بالمستلم.</li>
	<li>قم بإنشاء قسم محيطي 1/4 على بعد 0.5 مم تقريبا من حافة IVIHC للمستلم (الشكل 6B).</li>
	<li>بعد إدخال محلول ملحي طبيعي في التجويف ، أدخل الكفة في التجويف. ملاحظة: بسبب الرقبة القصيرة ، غالبا ما يتم إدخال الكفة بشكل سطحي أكثر من الكهروضوئية.</li>
	<li>تأمين الكفة بعناية مع 8-0 خيط الحرير ثم قم بإزالة المشبك الوعائي وملقط البازلاء.</li>
</ol>6. رعاية ما بعد الجراحة
<ol><li>استخدم وسادة التدفئة ومصباح التدفئة لتسهيل التعافي بعد العملية الجراحية.</li>
	<li>مراقبة ضغط الدم ومعدل ضربات القلب ومعدل التنفس ودرجة حرارة الجسم باستمرار ، وكذلك استهلاك الطعام والماء.</li>
	<li>حقن أدمينسيتر تحت الجلد من كاربروفين (5 ملغ/كغ، كل 6 ساعات أو حتى الحاجة) لتخفيف آلام ما بعد الجراحة. اتبع الإرشادات المؤسسية المحلية. ملاحظة: إذا تدهورت حالة الفئران ، إيقاف التجربة على الفور وتم القتل الرحيم للفئران عن طريق استنشاق ثاني أكسيد الكربون.</li>
	<li>لجمع عينة الأنسجة ، أعد تخدير الفئران والقتل الرحيم بطريقة معتمدة من IACUC.</li>
</ol>

استراتيجيات لمفاغرة الأوعية الدموية الفعالة في زراعة كبد الفأر

<ol>
	<li>Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+the+mouse.">Orthotopic liver transplantation in the mouse.</a> Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).</li><li>Yokota, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+mouse+liver+transplantation+to+study+liver+biology+and+allograft+tolerance.">Orthotopic mouse liver transplantation to study liver biology and allograft tolerance.</a> Nat Protoc. 11 (7), 1163-1174 (2016).</li><li>Shen, X. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+responses+in+a+new+mouse+model+of+prolonged+hepatic+cold+ischemia+followed+by+arterialized+orthotopic+liver+transplantation.">Inflammatory responses in a new mouse model of prolonged hepatic cold ischemia followed by arterialized orthotopic liver transplantation.</a> Liver Transpl. 11 (10), 1273-1281 (2005).</li><li>Kageyama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia-reperfusion+injury+in+allogeneic+liver+transplantation:+A+role+of+CD4+T+cells+in+early+allograft+injury.">Ischemia-reperfusion injury in allogeneic liver transplantation: A role of CD4 T cells in early allograft injury.</a> Transplantation. 105 (9), 1989-1997 (2021).</li><li>Li, T., Hu, Z., Wang, L., Lv, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Details+determining+the+success+in+establishing+a+mouse+orthotopic+liver+transplantation+model.">Details determining the success in establishing a mouse orthotopic liver transplantation model.</a> World J Gastroenterol. 26 (27), 3889-3898 (2020).</li><li>Tian, Y., R&#252;diger, H. A., Jochum, W., Clavien, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+arterialized+and+nonarterialized+orthotopic+liver+transplantation+in+mice:+Prowess+or+relevant+model.">Comparison of arterialized and nonarterialized orthotopic liver transplantation in mice: Prowess or relevant model.</a> Transplantation. 74 (9), 1242-1246 (2002).</li><li>Steger, U., Sawitzki, B., Gassel, A. M., Gassel, H. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+hepatic+rearterialization+on+reperfusion+injury+and+outcome+after+mouse+liver+transplantation.">Impact of hepatic rearterialization on reperfusion injury and outcome after mouse liver transplantation.</a> Transplantation. 76 (2), 327-332 (2003).</li><li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+various+techniques+of+mouse+liver+transplantation.">A review of various techniques of mouse liver transplantation.</a> Transplant Proc. 45 (6), 2517-2521 (2013).</li><li>Kojima, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=T+cell+carcinoembryonic+antigen-related+cell+adhesion+molecule+1-T+cell+immunoglobulin+domain+and+mucin+domain-containing+protein+3+cross+talk+alleviates+liver+transplant+injury+in+mice+and+humans.">T cell carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1-T cell immunoglobulin domain and mucin domain-containing protein 3 cross talk alleviates liver transplant injury in mice and humans.</a> Gastroenterology. 165 (5), 1233-1248 (2023).</li><li>Yokota, S., Yoshida, O., Ono, Y., Geller, D. A., Thomson, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+in+the+mouse:+Insights+into+liver+immunobiology,+tissue+injury,+and+allograft+tolerance.">Liver transplantation in the mouse: Insights into liver immunobiology, tissue injury, and allograft tolerance.</a> Liver Transpl. 22 (4), 536-546 (2016).</li></ol>

ليس لدى أي مؤلفين أي تضارب في المصالح للكشف عنه.

تعلم إعادة بناء الأوعية الدموية هو الجانب الأكثر تحديا لتحقيق نجاح MOLT. تؤثر جودة الكفة بشكل كبير على صعوبة إعادة الإعمار ، نظرا لصغر حجم الفئران5. توفر هذه المقالة بروتوكولا مفصلا لإعداد الكفة وتعلقها وإعادة بنائها.
على الرغم من عدم وجود اختلافات كبيرة عن التقا...

زرع الكبد التقويمي للفأر (MOLT) هو طريقة تجريبية فعالة تم الإبلاغ عنها لأول مرة في عام 19911. لعب هذا النموذج التجريبي ، الذي يستخدم الفئران المعدلة وراثيا وكواشف الأبحاث المختلفة ، دورا محوريا في التحقيق في نقص التروية الدافئ والبارد وإصابات التروية. ومع ذلك ، فإن التعقيد التقني العالي للنموذج قد أعاق تطوير الطب الأساسي لزراعة الكبد2. يتضمن MOLT ثلاث خطوات رئيسية: (1) استرجاع الكبد من فأر المتبرع ، (2) جراحة الطاولة الخلفية ، و (3) زرع الكبد في المتلقي. من بين هذه الإجراءات المتلقية ، تشكل مفاغرة الأوعية الدموية التحدي الأكبر. في حين أن مفاغرة الوريد الأجوف السفلي فوق الكبدي تكتمل عادة عن طريق خياطة اليد2 ، يمكن إعادة بناء الوريد الأجوف السفلي تحت الكبدي (IHIVC) والوريد البابي (PV) بشكل أكثر كفاءة باستخدام الأصفاد البلاستيكية بدلا من الغرز المخيطة يدويا.
تشير الفترة الكبدية إلى الفترة الفاصلة بين إزالة الكبد الأصلي للمتلقي وزرع الكسب غير المشروع. لضمان نتائج متسقة ، من الضروري الحد من وقت الكبد إلى أقل من 20 دقيقة. وبالتالي ، اقتصرت الدراسات التي تستخدم هذا النموذج على مؤسسات محددة3،4،5،6،7،8،9. من بين المراحل المختلفة ل MOLT ، يعد تحقيق إعادة بناء PV و IHIVC أمرا بالغ الأهمية لتقليل وقت الكبد وضمان الزرع الناجح.
يتم إجراء إعادة بناء PV و IVC بشكل عام باستخدام الأصفاد الوعائية لأن تقنية الكفة تبسط مفاغرة الأوعية الدموية مقارنة بالغرز المخيطة يدويا2،5،8. تؤثر التقنية المستخدمة في تحضير الكفة الوعائية والتعلق الآمن بالكفة بشكل كبير على تعقيد إعادة بناء الأوعية الدموية المتلقية. هدفنا هو توفير إرشادات مرئية مفصلة للعديد من النصائح الفنية المتعلقة بطريقة الكفة ، وبالتالي تقليل منحنى التعلم. ستوفر مقاطع الفيديو هذه فهما واضحا لكيفية ربط الكفة بالأوعية وإعادة بناء PV و IHIVC أثناء الجراحة المتلقية.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>16 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF2032</td>
			<td>IHIVC cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF1651</td>
			<td>PV cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 braid silk</td>
			<td>Natsume Seisakusho</td>
			<td>CR9-80B2</td>
			<td>8-0 silk</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Belzer UW Cold Storage Solution&#160;</td>
			<td>Astellas</td>
			<td></td>
			<td>Organ preservation fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FB329R</td>
			<td>Bulldog clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6 mice&#160;&#160;</td>
			<td>Oriental Bio Service</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane inhalation solution</td>
			<td>Viatris</td>
			<td></td>
			<td>Anesthesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Blunted Tips 0.1 mm x 0.06 mm&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>11253-20</td>
			<td>Straight microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine Clamp Applicator with Lock</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18056-14</td>
			<td>Vessel clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefines&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18055-4</td>
			<td>Vessel clip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No.11 Spare Blades</td>
			<td>FEATHER Safety Razor</td>
			<td>11</td>
			<td>Blades</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic scissor, round handle</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FD103R</td>
			<td>Microscissor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic rectangular-shaped container&#160;&#160;</td>
			<td>Daiso</td>
			<td></td>
			<td>10 cm long, 15 cm wide and 6 cm high</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperGrip Tips</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>00649-11&#160;</td>
			<td>Curved microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SZX7</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZX7</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

vascular reconstruction with the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation

زرع الكبد التقويمي للفأر هو منهجية فعالة للتحقيق في الآليات الكامنة وراء نقص تروية الكبد وإصابة التروية. ومع ذلك ، فإن التحديات التقنية تشكل عائقا أمام استخدام هذا النموذج التجريبي القيم ونقل هذه المهارات إلى الجيل التالي. الجانب الأكثر تحديا في هذا الإجراء هو إعادة بناء الأوعية الدموية ، بما في ذلك الوريد البابي (PV) ، والوريد الأجوف السفلي تحت الكبدي (IHIVC) ، والوريد الأجوف السفلي فوق الكبدي. يسمح استخدام الأصفاد البلاستيكية ، بدلا من الغرز ، بإعادة بناء PV و IHIVC بشكل أكثر سلاسة. يتم إعادة بناء الأوعية عن طريق ربط الكفة المصنوعة من قسطرة وريدية بطرف وعاء الكسب غير المشروع وإدخال الكفة في الوعاء المتلقي. الجانبان الأكثر أهمية هما تصور التجويف الداخلي للسفينة بشكل صحيح وتجنب استخدام القوة المفرطة. هدفنا هو تقديم نظرة عامة فنية على إعادة بناء الأوعية الدموية باستخدام تقنية الكفة في جراحة المتلقي. من المتوقع أن تساعد هذه النصائح الفنية لتقنية الكفة الجراحين المجهريين على تسهيل إعادة بناء الأوعية الدموية وتطوير أبحاثهم.

Mouse orthotopic liver transplantation (MOLT) is an effective experimental method first reported in 19911. This experimental model, which utilizes genetically modified mice and various research reagents, has played a pivotal role in investigating warm and cold ischemia and reperfusion injuries. However, the model&#39;s high technical complexity has hindered the development of basic medicine for liver transplantation2. MOLT involves three major steps: (1) retrieval of the liver from the donor mouse, (2) back table surgery, and (3) implantation of the liver into the recipient. Among these recipient procedures, vascular anastomosis poses the greatest challenge. While the suprahepatic inferior vena cava anastomosis is typically completed by hand stitching2, the infrahepatic inferior vena cava (IHIVC) and portal vein (PV) can be reconstructed more efficiently using plastic cuffs in place of hand-sewn sutures.
The anhepatic period signifies the interval between the removal of the recipient&#39;s native liver and the graft implantation. To ensure consistent results, it is imperative to limit the anhepatic time to less than 20 min. Consequently, studies employing this model have been confined to specific institutions3,4,5,6,7,8,9. Among the various stages of MOLT, achieving smooth PV and IHIVC reconstruction is crucial for minimizing anhepatic time and ensuring successful transplantation.
PV and IVC reconstruction is generally carried out using vascular cuffs since the cuff technique simplifies vascular anastomosis compared to hand-sewn sutures2,5,8. The technique involved in vascular cuff preparation and secure attachment of the cuff significantly impacts the complexity of recipient vascular reconstruction. Our objective is to provide detailed visual guidance for numerous technical tips related to the cuff method, thereby reducing the learning curve. These video clips will provide a clear understanding of how to attach the cuff to the vessels and reconstruct the PV and IHIVC during recipient surgery.

تسليط الضوء على المؤلف: استكشاف نقص التروية الباردة وإصابة إعادة التروية الدافئة في زراعة الكبد الدهني

إعادة بناء الأوعية الدموية بتقنية الكفة في زراعة الكبد التقويمية للفأر

We focus our research on liver transplantation, in particular on cold ischemia and warm reperfusion injury. We use mouse liver transplantation model as a research tool for this purpose. Because the technique is difficult, so it can take a long time to learn and to achieve consistent results.In the future, we'd like to conduct research on fatty liver transplantation. This is still a problem to overcome on clinical liver transplantation.

تنجح إعادة البناء الكهروضوئية عندما لا يكون هناك تعرج عند فك الوريد البابي ، ويتم ترشيح الكبد بشكل موحد. يجب أن يكون وقت الكبد أقل من 20 دقيقة ، لأن الأوقات الكبدية التي تتجاوز 25 دقيقة تزيد من خطر وفاة الفئران. تعتبر إعادة بناء IHIVC ناجحة إذا لم يكن هناك قلس دم من الكسب غير المشروع.
<p class="jove_con...

Watch this Scientific Journal Video about Author Spotlight: Exploring Cold Ischemia and Warm Reperfusion Injury in Fatty Liver Transplantation at JoVE.com

يوفر هذا البروتوكول معلومات فنية لإعادة بناء الأوعية باستخدام تقنية الكفة في زراعة الكبد التقويمية للفئران.

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. ...

نركز أبحاثنا على زراعة الكبد ، ولا سيما على نقص التروية الباردة وإصابة التروية الدافئة. نستخدم نموذج زراعة كبد الفأر كأداة بحث لهذا الغرض. لأن هذه التقنية صعبة ، لذلك قد يستغرق الأمر وقتا طويلا للتعلم وتحقيق نتائج متسقة.في المستقبل ، نود إجراء بحث حول زراعة الكبد الدهني. لا تزال هذه مشكلة يجب التغلب عليها في زراعة الكبد السريرية.

vascular-reconstruction-with-cuff-technique-mouse-orthotopic-liver

Research

JoVE Journal

Medicine

Vascular Reconstruction with the Cuff Technique in Mouse Orthotopic Liver Transplantation

844 Views.  Kyoto University. نركز أبحاثنا على زراعة الكبد ، ولا سيما على نقص التروية الباردة وإصابة التروية الدافئة. نستخدم نموذج زراعة كبد الفأر كأداة بحث لهذا الغرض. لأن هذه التقنية صعبة ، لذلك قد يستغرق الأمر وقتا طويلا للتعلم وتحقيق نتائج متسقة.في المستقبل ، نود إجراء بحث حول زراعة الكبد الدهني...

Video: تسليط الضوء على المؤلف: استكشاف نقص التروية الباردة وإصابة إعادة التروية الدافئة في زراعة الكبد الدهني

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. However, the technical challenges pose a barrier to utilizing this valuable experimental model and passing on these skills to the next generation. The most challenging aspect of this procedure is vascular reconstruction, including the portal vein (PV), infrahepatic inferior vena cava (IHIVC), and suprahepatic inferior vena cava. The use of plastic cuffs, rather than sutures, allows for smoother PV and IHIVC reconstruction. Vessels are reconstructed by attaching a cuff made from an intravenous catheter to the tip of the graft vessel and interposing the cuff into the recipient vessel. The two most crucial aspects are properly visualizing the inner lumen of the vessel and avoiding the use of excessive force. Our aim is to provide a technical overview of vascular reconstructions using the cuff technique in recipient surgery. These technical tips for the cuff technique are expected to help microsurgeons facilitate vascular reconstruction and advance their research.

This protocol provides technical information for vessel reconstruction using the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation.

Preparation and Attachment of Vascular Cuffs for Syngeneic Liver Grafting

To begin, prepare 16-gauge and 20-gauge intravenous catheters for the portal vein, or PV, and the infra hepatic inferior vena cava, or IHIVC, respectively. Using a scalpel, cut the catheter to create the cuff. Then with the back of the scalpel, create a shallow groove on the cuff's surface for thread fixation.Place small ice cubes in a rectangular-shaped plastic container, and position a small metal cup on top of the container. Fill the cup with organ preservation fluid and place the syngeneic liver graft in it. Under eight to 10 X magnification, gently roll the liver graft using a cotton swab, ensuring that the porta hepatis faces upwards.Thread the PV through the cuff, using a thread attached to the splenic vein. With the cuff handle at the 12:00 position, secure the handle and cuff with a bulldog clamp, positioning it two to three millimeters from the PV edge. Further secure the bulldog clamp using large vascular forceps and a fixation mold to establish the operative field.Next, increase the magnification to 15 to 20 X and carefully inspect the PV lumen. After grasping the PV lumen, externalize the thin wall of PV through the inner lumen of the cuff. Secure the fully externalized PV lumen with a double ligation using 8-O silk thread along the cuff's groove, and then cut the string.Similarly, attach the cuff to the IHIVC lumen, and fix it using 8-O silk thread. Then, to create a slipknot, pass the thread around the base of the IHIVC to temporarily ligate it.

تحضير وربط الأصفاد الوعائية لتطعيم الكبد الجيني

Portal Vein and Infrahepatic Inferior Vena Cava Reconstruction in Mouse Liver Transplantation

After extracting the native liver from the anesthetized recipient mouse, gently grasp the recipient's liver portal vein or PV edge using pen forceps and secure it with a vice. Pass an eight oh silk thread around the PV and place a vascular clamp on it. Create a one fourth circumferential section approximately 0.5 millimeters from the PV edge.While passing saline through the hole, use a specialized instrument to enlarge the hole. Grip the cuff handle using straight forceps and insert it into the lumen. Then secure the cuff with an 8.0 silk thread.Remove the vascular clamp from PV to allow reperfusion of the liver. Finally, carefully release the pen forceps to complete the PV reconstruction. After positioning the liver lobe, Move the pen forceps attached to the recipient IHIVC dorsal to the graft's right lower lobe.Then secure the IHIVC with a vice. Rub away any remaining liver tissue around the recipient's IHIVC with a cotton swab. Pass an 8.0 silk thread around the recipient's IHIVC.Create a one fourth circumferential section, approximately 0.5 millimeters from the recipient's IHIVC edge. After flushing the lumen with saline, insert the cuff into the IHIVC lumen. Carefully secure the cuff with an 8.0 silk thread.Finally, remove the vascular clamp and pen forceps. The preservation of the graft at cold temperatures for one hour resulted in serum alanine aminotransferase levels, averaging approximately 2000 units per liter at six hours post reperfusion. A survival rate of 100%was observed at seven days following transplantation.