Grabación simultánea de Electrorretinografía y los potenciales evocados visuales en ratas anestesiadas

Resumen

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Resumen

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

Introducción

La medición de la electrorretinograma (ERG) y de potencial evocado visual (VEP) proporcionar evaluaciones cuantitativas útiles de la integridad de la vía visual. El ERG mide las respuestas eléctricas de la retina a la estimulación de luz, mientras que el VEP mide la integridad funcional correspondiente de las vías visuales de la retina a la corteza visual primaria siguiendo el mismo evento de la luz. Este manuscrito describe un protocolo para el registro y análisis de las respuestas de ERG y PEV en un modelo de laboratorio de uso común, la rata.

El ERG proporciona un índice de la integridad funcional de una serie de clases de células retinianas clave mediante la cuantificación de la respuesta eléctrica bruta de la retina a un destello de luz. Una serie coordinada de flujos iónicos inició por la aparición luz y compensado, producen cambios detectables en la tensión que se puede medir usando electrodos de superficie colocados fuera del ojo. La forma de onda resultante representa la combinación de a seRies, de componentes bien definidos, que difieren en amplitud, tiempo y frecuencia. Un cuerpo sustancial de investigación ha demostrado que estos componentes son relativamente bien conservadas a través de muchos retinas de vertebrados y que los componentes pueden estar separados unos de otros. Al seleccionar juiciosamente el estímulo (estímulo flash, fondo, intervalo inter) y la elección de las condiciones características de la forma de onda compuesta para analizar uno puede estar seguro de devolver una medida de un grupo específico de células de la retina ^1,2. Estas características son la base de la utilidad y por lo tanto las aplicaciones generalizadas de la ERG como una medida no invasiva de la función de la retina. Este manuscrito se centra en la metodología para medir el ERG y el análisis de sus características para devolver información acerca de algunas de las principales clases de células en la retina, es decir, los fotorreceptores (el componente PIII), células bipolares (el componente PII) y las células ganglionares de la retina (el positivo umbral de respuesta escotópica o PSTR).

El VEP proporciona un ensayo de la respuesta cortical a la luz; primero procedente de la retina y a partir de entonces comunicada en serie a través del nervio óptico, tracto óptico, el tálamo (núcleo geniculado lateral, LGN) y la radiación óptica al área V1 de la corteza ^3. En roedores, la mayoría (90-95%) de fibras del nervio óptico de cada ojo decussate ⁴ y inervan el contralateral del cerebro medio. A diferencia del ERG, es hasta el momento no es posible atribuir diferentes componentes de la PEV a las clases de células específicas, ⁵ Así, los cambios en cualquier lugar a lo largo de la vía visual podría afectar a la forma de onda VEP. Sin embargo, la PEV es una medida no invasiva útil de rendimiento visual y la integridad de las vías ópticas. El VEP, cuando se usa en conjunción con el ERG, puede proporcionar una evaluación más completa del sistema visual (es decir, la retina / vía visual).

grabaciones ERG y VEP pueden llevarse a cabo de forma aislada o en combinación, dependiendo de la aplicatión. La metodología descrita en este documento permite la evaluación simultánea de electrofisiología evocado visual de la retina y la corteza de ambos ojos y ambos hemisferios en ratas anestesiadas. Esta es una manera útil de evaluar de manera más exhaustiva función de la retina y los efectos aguas arriba que los cambios en función de la retina pueden tener en la función cortical evocado visual.

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Protocolo

Todos los procedimientos experimentales se llevaron a cabo de acuerdo con el Código Australiano de Prácticas para el Cuidado y Uso de animales con fines científicos, establecido por el Consejo de Investigación Médica y Salud Nacional de Australia. aclaramiento de la ética se obtuvo de la Universidad de Melbourne, Facultad de Ciencias, Comité de Ética Animal (número de autorización 0.911.322,1).

1. Pre-implantación de electrodos VEP crónica

Nota: Si las señales simultáneas ERG y PEV se deben recoger los animales deben ser implantados quirúrgicamente con VEP Electrodos de al menos 1 semana antes de la señal de colección.

1. Esterilizar el banco quirúrgico antes de la experimentación mediante la limpieza con clorhexidina (0,5% en 70% de etanol). Autoclave todo el equipo quirúrgico antes de su uso. Cubrir el animal con un paño quirúrgico esterilizado. Asegúrese de que todos los experimentadores usan máscaras quirúrgicas, batas y guantes esterilizados.
2. Inducir la anestesia con 3-3,5% de isoflurano con O ₂ a una velocidad de flujo de 3 L / min. mantener anesthesia a 1,5% y 2 L / min durante toda la cirugía. Garantizar la suficiente profundidad de la anestesia por la ausencia de reflejo de la pata del sujetador.
3. Aplicar 1% de sodio de carboximetilcelulosa en la córnea para evitar el secado de los ojos.
4. Shave un área de 30 mm x 30 mm sobre la frente, posterior a los ojos y anterior a los oídos.
5. Lugar de los animales en una almohadilla de calor (37 ° C) para mantener la temperatura corporal y estabilizar la cabeza de los animales con un marco estereotáxico.
6. Desinfectar la zona afeitada con 10% de povidona yodada tres veces. Evitar el uso de antisépticos a base de alcohol para el área cerca del ojo, siendo consistente con la Norma de conducta establecen por la Asociación de tecnólogos quirúrgicos.
7. Haga una incisión mediana-sagital en la cabeza con un escalpelo y de esta especial un círculo de diámetro ~ 20 mm de tejido dérmico para exponer el hueso craneal.
8. Retire el periostio subyacente mediante el raspado y secar con una gasa para exponer las suturas craneales coronal y sagital.
9. Nosing una fresa dental unido a un taladro, trepanar dos agujeros (0,7 mm de diámetro, la profundidad de ~ 1 mm) a través del cráneo en ambos hemisferios en los estereotáxica coordenadas: 7 mm caudal a bregma, 3 mm lateral a la línea media.
10. Tornillo de tornillos de acero inoxidable (diámetro 0,7 mm, longitud de 3 mm, esterilizadas con clorhexidina) en los dos agujeros pre-hechos hasta una profundidad de aproximadamente 1 mm (2 mm de tornillo expuesto) para permitir el anclaje firme. Este contacto con la duramadre sin dañar el tejido cortical subyacente.
11. Prepare el área quirúrgica para la amalgama dental mediante el secado del hueso craneal con una gasa, y retraer la piel suelta con dos de 3 - 0 suturas en ~ 4 y 8 en punto.
12. Difundir la amalgama dental sobre el cráneo expuesto a asegurar los electrodos de los tornillos (tornillos de acero inoxidable que se describen en el paso 1.10) en su lugar. Asegúrese de ~ 1,5 mm de los tornillos permanecen expuestas para la grabación.
13. Retire las suturas de retracción.
14. Inyectar 0,5% por vía subcutánea carprofeno (5 mg / kg) para la analgesia y solución salina (cloruro de sodio 0,9%, 10.5 ml) por vía subcutánea para la reposición de líquidos.
15. Permitir que los animales se recupere en jaulas separadas. No deje desatendida animales hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal.
16. No devolver los animales a la compañía de otros animales hasta que se ha recuperado totalmente de la cirugía (mínimo 5 días).
17. Continuar con la administración por vía subcutánea 0,5% carprofeno para la analgesia (5 mg / kg) una vez al día durante 4 días.
18. Registro ERG y PEV 1 semana después de la cirugía.

2. ERG y PEV grabación

1. preparación de la recopilación de datos
   1. Utilizar programas de computadora para activar al mismo tiempo estímulo y la adquisición de datos ^{2 de} acuerdo con los ajustes recomendados a continuación.
      1. Amplificar la señal ³ (ERG: × 1.000, VEP: x10,000) con la ganancia internamente fijado por un pre-amplificador y amplificador aislado, y con los dos ojos emparejados por impedancia.
      2. frecuencia de muestreo establecido para el ERG a 4 kHz más de un 650ms ventana de grabación (2.560 puntos), Para ello, haga clic en la pestaña de "base de tiempos" en el software de adquisición de datos (por nombre y la versión de la tabla de software sede de Materiales), seleccionar "2560" para las muestras, y "500 ms" por el tiempo que devolverá una ventana de grabación de 650 mseg.
         1. Utilice el mismo método para establecer la velocidad de muestreo de los VEP a 10 kHz durante una época mseg 250. Permitir que una línea de base ms 10 pre-estímulo para ambas grabaciones ERG y PEV. Para ello, haga clic en la pestaña "Configuración"; seleccione "estimulador" para abrir una nueva ventana de diálogo; en esa ventana seleccione "pulso" de la lista desplegable para "Modo" hacia abajo; y establecer el valor de "demora" a "10 ms".
      3. Conjunto de paso de banda ERG filtrado a 0,3 - 1.000 Hz (- 3 dB). Esto se realiza haciendo clic en "Bio Amplifier" en el software de adquisición de datos. A continuación, establezca el valor de "High Pass" a "0,3 Hz", y el valor de "paso bajo" a "1 kHz".
      4. Utilizando el método antes mencionado en 2.1.1.3, establecer la configuración de paso de banda VEP a 0,1 - 100 Hz (- 3 dB) según lo recomendado por la Sociedad Internacional de Electrofisiología Clínica de la Visión (ISCEV) para grabaciones humana VEP ^6.
2. preparación de electrodos
   1. Aduana-hace los electrodos inactivos ERG activos / inactivos y activos VEP / uniendo alambre de plata o una pinza de conexión a un conductor de electrodo, respectivamente ^2. Comercialmente obtener electrodo de masa.
   2. Para los 4 electrodos a medida, cortar el extremo macho de la extensión del electrodo de plomo. Eliminar 1 cm del revestimiento de aislamiento politetrafluoroetileno exterior con una hoja de bisturí asegurar el alambre interior no está dañado.
   3. Pre-manera el ERG electrodos inactivos por el corte de una longitud de 70 mm de alambre de plata (espesor 0,3 mm) y formando un bucle ~ 8 mm de diámetro para rodear el ojo de la rata. Preparar un círculo uniforme por parte de la conformación del bucle en una punta de pipeta de 1 ml.
   4. VEP Pre-manera electrodos inactivos por el corte de una longitud de 70 mm de plata y formando una elipse ~ 8 mm de diámetro en sentido longitudinal a engancharse en los incisivos de la rata.
   5. Pre-manera los electrodos activos ERG cortando una longitud de 30 mm de alambre de plata y formando un pequeño bucle en ponerse en contacto con suavidad la córnea de rata (~ 1-2 mm de diámetro)
   6. Fije firmemente electrodos (2 ERG activa, inactiva ERG 2, 1 VEP inactivo) al cable del electrodo por entrelazando la plata con el alambre interno expuesto.
   7. Aislar el exceso de metal expuesto con cinta adhesiva para reducir los artefactos fotovoltaicos.
   8. En los electrodos inactivos ERG se pegan una pequeña pieza de cierre de gancho y bucle (~ 5 mm x 20 mm) a la cinta adhesiva para permitir la fijación estable de la correa para el cuello de roedores.
   9. Adjuntar pinza al cable interna del electrodo lleva a hacer los electrodos activos VEP.
   10. Antes de grabaciones, electroplate las superficies expuestas de los alambres de plata (es decir, el anillo inactivo y active la punta) con cloruro utilizando una fuente de CC de 9 V durante 20 s para mejorar la conducción de la señal.
       1. Para ello, sumerja la punta de plata del alambre del electrodo ERG (que actúa como el ánodo de una célula primaria) en solución salina normal; conectar el otro extremo de este hilo de electrodo al terminal positivo de una batería de 9 V.
       2. Conectar otro cable (el cátodo) al terminal negativo de la batería, y sumergir el otro extremo en solución salina también. Desconectar después de 20 segundos y observar la punta de la astilla del hilo de electrodo ERG a recubrir de manera uniforme en el color blanco.
          Nota: Preparar nuevos electrodos ERG para cada sesión experimental (~ hasta 8 horas) para asegurar la permeabilidad del recubrimiento de cloruro.
3. preparación de animales
   1. Dark-adaptación de los animales durante la noche (≥ 8 hr) antes de grabaciones en una habitación hermética a la luz. Garantizar la máxima adaptación a la oscuridad, apagando luces de la habitación, cerrando todas las puertas y persianas. Reducir al mínimo las fugas de luz mediante la colocación de materiales a prueba de luz alrededoruniones de puertas / ventanas y pantallas de ordenador colocación fuera cortinas opacas.
   2. Llevar a cabo la preparación de los animales en una habitación oscura con la ayuda de color rojo tenue diodo emisor de luz (LED; 17,4 cd.m ^-2, λ _max = 600 nm) para sostener la sensibilidad varilla.
   3. Anestesiar ratas mediante la inyección de ketamina / xilazina (60: 5 mg / kg) por vía intramuscular. Confirmar suficiente profundidad de la anestesia por la ausencia de un reflejo de la pata del sujetador.
   4. Para mantener sedación, administrar una dosis adicional de anestesia (50% de la dosis inicial) después de 50 min si es necesario.
   5. Para la anestesia tópica adicional de aplicar una gota de 0,5% proximetacaína a cada ojo, y parpadeará el exceso de líquido.
   6. Para dilatación de la pupila aplicar una gota de tropicamida al 0,5% a cada ojo, a continuación, secar el exceso de líquido.
4. ERG y PEV colocación de los electrodos
   1. Lugar de los animales en la plataforma de ERG en frente de la taza Ganzfeld situado en la jaula de Faraday. Evitar el uso de una almohadilla de calefacción eléctrica, ya que cun introducir ruido eléctrico en los registros electrofisiológicos. Nota: La plataforma está unida a una plataforma circular agua caliente para mantener la temperatura corporal.
   2. animales segura a la plataforma con una tira de cierre de gancho y lazo colocado con firmeza pero sin fuerza alrededor de la nuca.
   3. Enganche el electrodo de VEP inactivo alrededor de los incisivos inferiores de rata anestesiada.
   4. Coloque los electrodos inactivos ERG rodeando el anillo escleral no invasiva alrededor del ecuador del ojo. Estabilizar esta uniendo electrodos a la tira de cierre de gancho y bucle alrededor de la nuca. Repita el procedimiento para el ojo contralateral.
   5. Fije VEP electrodos activos por fijar pinzas de cocodrilo a los tornillos de acero inoxidable pre-implantados en el cráneo.
   6. Colocar una pequeña gota de 1% de sodio de carboximetilcelulosa en la córnea antes de la colocación del electrodo activo ERG para mejorar la calidad de la señal. Nota: El fluido viscoso también ayuda a mantener la hidratación de la córnea a través de la experimentación de minimizar la formación de la desecación de tipo de cataratas en los roedores ^7.
   7. Colocar una pequeña gota de 1% carboximetilcelulosa sódica en los incisivos inferiores para mejorar el contacto del electrodo inactivo VEP y por lo tanto la calidad de señal.
   8. Coloque los electrodos activos ERG para que toque ligeramente la superficie de la córnea central utilizando un micromanipulador unido a un brazo estereotáxica hecha a la medida.
   9. Insertar 2 - 5 mm del electrodo de aguja de tierra (de acero inoxidable) por vía subcutánea en la cola.
   10. Si es necesario secar cualquier exceso de líquido desde el párpado inferior antes de la grabación para mejorar la calidad de la señal.
   11. plataforma Slide más cerca de la taza Ganzfeld asegurar los ojos del animal se alinean con la apertura del recipiente para permitir la iluminación uniforme de ambas retinas (ver paso 2.4.1).
   12. Cierre la jaula de Faraday para reducir los ruidos extraños.
5. Recopilación de datos
   1. Utilice una prueba de destello débil (- 0,52 log cd.sm ^-2) para evaluar si Placem electrodoent es satisfactoria ^2. Bajo condiciones de control esto resultaría en una amplitud ERG de ~ 800 mV y una variabilidad inter-ojo de no más de 10%. Si los electrodos de reposición necesarios.
   2. Después de la prueba-flash permite que los animales se adaptan oscuro durante 10 minutos en la oscuridad antes de la grabación.
   3. parpadea actuales de estímulos de luz utilizando un recipiente Ganzfeld mientras que la recogida ERG y PEV señales simultáneamente a través de una ventana de tiempo ms ~ 500. El progreso del atenuador de luz más brillante niveles con el fin de mantener la suficiente-adaptación a la oscuridad de las formas de onda particulares.
   4. Recoger señales a través de una gama de energías luminosas para obtener STR, la onda b y a / b formas de onda de la onda del ERG. más señales de la media en los niveles de conmutación de luces (20 repeticiones) y menos en las energías más brillante luminosos (1 repetición). Poco a poco, alargar el intervalo entre estímulos de 1 a 180 seg de más tenue que el nivel de luz más brillante. Véase la Tabla 1 para un ejemplo de protocolo.
   5. para isofinales de los conos y bastones respuestas ERG, utilizar un paradigma-flash sincronizado ^8. Iniciado cuatro destellos en 1,52 cd.sm registro ^-2 con un intervalo de 500 ms entre estímulos ² en el medio. Restar digitalmente la forma de onda de cono ^(3ª o ^4ª flash) de la forma de onda mixta (1 ^st flash) para derivar la respuesta varilla putativo.
   6. Para grabar señales VEP, una media de 20 repeticiones en las energías más brillante luminosos (es decir, - 0,52 a 1,52 log cd.sm ^-2, 5 segundos de intervalo entre estímulos). Tenga en cuenta que el primer flash en esta secuencia devuelve la respuesta adaptada a la oscuridad convencional ERG.
   7. Permitir 1-3 min para re-adaptación después de (20) VEP barre antes de la más brillante próximo ERG paso, dependiendo de la energía luminosa.
   8. Después de la terminación de la recopilación de datos, la eutanasia a los animales anestesiados con una inyección intracardíaca de pentobarbital sódico (325 mg / ml, 3 ml).

Forma de Onda	Energía de la luz de estímulo (log cd.sm -2)	Número de repeticiones	intervalo inter-(seg)
STR	-6.24	20	2
STR	-5.93	20	2
STR	-5.6	20	2
STR	-5.33	20	2
De la onda b varilla	-4.99	10	2
De la onda b varilla	-4.55	10	2
De la onda b varilla	-4.06	5	5
De la onda b varilla	-3.51	5	5
De la onda b varilla	-3.03	1	15
De la onda b varilla	-2.6	1	15
De la onda b varilla	-1.98	1	15
a- mixta / b-onda	-1.38	1	30
a- mixta / b-onda	-0.94	1	30
A 1: Mixed Media / a- onda b de 20: VEP	-0.52	20	5
			(90 seg antes de la siguiente)
A 1: Mixed Media / a- onda b de 20: VEP	0.04	20	5
			(120 seg antes de la siguiente)
A 1: Mixed Media / a- onda b de 20: VEP	0.58	20	5
			(180 seg antes de la siguiente)
flash 1: Mixed Media / a- onda b de 20: VEP	1.2	20	5
			(180 seg antes de la siguiente)
A 1: Mixed Media / a- onda b de 20: VEP	1.52	20	5
			(180 seg antes de la siguiente)
Cono a- / b-onda	1.52	4	0,5

Tabla 1. ERG y PEV Protocolo de grabación utilizando una gama de estímulo a las energías. Presentaciones de estímulo progreso desde tenue (arriba) a destellos brillantes (abajo), con suficiente intervalo entre estímulos para asegurar la adaptación oscura. Al final del protocolo, la repetición de cuatro destellos con corto intervalo se presenta para provocar la respuesta mediada cono.

3. Análisis de las formas de onda ERG

Nota: análisis ERG y VEP se ha descrito en detalle previamente ^3,9,10 La.Las secciones siguientes proporcionan una breve descripción.

1. señales de exportación en formato de tensión-tiempo digital a un software de hoja de cálculo para el análisis de datos.
2. photoreceptoral función de varilla
   1. Modelar el borde delantero de la onda a PIII con un retraso de Gauss (Ecuación 1) ^11.
      PIII (i, t) = Rm _PIII ∙ [1 - exp (- i ∙ S (t - t _d) ^2)] para t> t _d (Ecuación 1)
   2. Optimizar el ajuste sobre un conjunto de dos energías más brillantes luminosos ^12,13 (es decir, cd.sm 1,22 y 1,52 log ^-2).
   3. Modelo de hasta 90% de la amplitud de la onda A a evitar intrusiones post-receptoral ^14.
      Nota: El modelo registra la amplitud saturado (Rm _PIII, mV), la sensibilidad (S, m ² .s ^-1 .cd ^-3) y el retardo (t _d, mseg) de la respuesta photoreceptoral.
3. Esta func varilla célula bipolarion
   1. restar digitalmente el modelo PIII (véase más arriba) a partir de las formas de onda mixtos para devolver el mezclado PII con potenciales oscilatorios suprayacente.
   2. Para extraer la varilla del PII PII mixta, restar digitalmente la respuesta de los conos ^(3ª o ^4ª flash a 1,52 cd.sm registro ^-2) de la PII mixta (1 ^st flash a cd.sm 1,52 log ^-2).
   3. A continuación, aplicar un filtro de paso bajo para la forma de onda (46.9 Hz, -3 dB, ventana Blackman) para eliminar potenciales oscilatorios. La forma de onda restante es la respuesta PII varilla ^10.
   4. Se extrae la amplitud de pico varilla PII y la trama en contra de todas las intensidades de estímulo (por debajo de -2 PII-rod aislados cd.sm registro ^-2 y al 1,52 cd.sm registro ^{-2) 10.}
   5. Modelar estos datos mediante una función hiperbólica (Ecuación 2), que proporciona una medida de la integridad celular retiniana interna.
      V _(i) = V _max (i ⁿ / ⁽ⁿ i+ K ⁿ⁾⁾ (Ecuación 2)
      Nota: Esta ecuación devuelve la respuesta máxima PII (V _max, mV), 1 / sensibilidad y la pendiente de la función (n) ¹⁵ (k, cd.sm-2 log).
4. función de la célula bipolar Cone
   Nota: A medida que se toma la respuesta de los conos en una única intensidad (1,52 cd.sm registro ^-2) la amplitud y el tiempo vuelven a sintonizarse en este nivel de luz.
   1. Extraer el cono máxima respuesta PII ^2,16.
   2. Extraer el tiempo implícita a la que esta respuesta máxima corresponde ^2,16.
5. la función de las células ganglionares
   1. A medida que el STR es una pequeña señal, aplicar un filtro de paso bajo con la muesca 50 Hz a la forma de onda para eliminar de alta frecuencia y ruido de la línea (46.9 Hz, -3 dB, ventana Blackman).
   2. Extracto de la respuesta máxima PSTR ^3,17.
   3. Extraer el tiempo implícita a la que esta respuesta máxima corresponde ^3,17.

4. Analisis de las formas de onda VEP

1. Extraer los componentes máximos y mínimos de la VEP (P1, N1 y P2). Para más detalles véase referencias ^3,6.
2. Amplitudes expresas como amplitudes-parabólicos a pico desde su pico o valle precedente (P1N1 y N1P2) ^3,6.
3. Extraer temporal implícita _(es) a la que corresponde esta máximos de respuesta (P1 _que, N1 _que, P2 _que) ^3,6.

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Resultados

El ERG una onda (> -1.38 registro cd.sm ^-2), b-ondas (> - 4,99 log cd.sm ^-2) RTS (<- 4,99 log cd.sm ^-2) y los VEP (> - 0,52 cd.sm log ^-2) se registraron simultáneamente (Figura 1 y 3). En destellos muy tenue, un RTS positivo (PSTR) es visto en aproximadamente 110 milisegundos después del flash, y un STR negativo (NSTR) a aproximadamente 220 ​​mseg (Figuras 1 y 2). Un ERG con una gran onda b, p...

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Discusión

El ERG y VEP son medidas objetivas de la función visual de la retina y la corteza, respectivamente. La ventaja de la grabación simultánea es que una visión más completa de toda la vía visual se le concede. En concreto, la información complementaria a partir de su evaluación concurrente podría proporcionar una definición más clara del lugar de la lesión en la vía visual (por ejemplo, para los trastornos con la superposición de ERG sin embargo distinto VEP manifestaciones ^18, cuando la ne...

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Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Alligator clip	generic brand	HM3022	Stainless steel 26 mm clip for connecting VEP screw electrodes to cables
Bioamplifier	ADInstruments	ML 135	For amplifying ERG and VEP signals
Carboxymethylcellulose sodium 1.0%	Allergan	CAS 0009000-11-7	Viscous fluid for improving signal quality of the active ERG electrode
Carprofen 0.5%	Pfizer Animal Health Group	CAS 53716-49-7	Proprietary name: Rimadyl injectable (50 mg/ml). For post-surgery analgesia, diluted to 0.5% (5 mg/ml) in normal saline
Chlorhexadine 0.5%	Orion Laboratories	27411, 80085	For disinfecting surgical instruments
Circulating water bath	Lauda-Königshoffen	MGW Lauda	For maintaining body temperature of the anesthetized animal during surgery and electrophysiological recordings
Dental amalgam	DeguDent GmbH	64020024	For encasing the electrode-skull assembly to make it more robust
Dental burr	Storz Instruments, Bausch and Lomb	#E0824A	A miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws
Drill	Bosch	Dremel 300 series	An automatic drill for trepanning
Electrode lead	Grass Telefactor	F-E2-30	Platinum cables for connecting silver wire electrodes to the amplifier
Faraday Cage	custom-made		Ensures light proof to maintain dark adaptation. Encloses the Ganzfeld setup to improve signal to noise ratio
Gauze swabs	Multigate Medical Products Pty Ltd	57-100B	For drying the surgical incision and exposed skull surface during surgery
Ganzfeld integrating sphere	Photometric Solutions International		Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size
Velcro	VELCRO Australia Pty Ltd	VELCRO Brand Reusable Wrap	Hook-and-loop fastener to secure the electrodes and the animal on the recording platform
Isoflurane 99.9%	Abbott Australasia Pty Ltd	CAS 26675-46-7	Proprietary Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery
Ketamine	Troy Laboratories	Ilium Ketamil	Proprietary name: Ketamil Injection, Brand: Ilium. Pharmaceutical-grade anesthetic for electrophysiological recording
Luxeon LEDs	Phillips Lighting Co.		For light stimulation twenty 5 W and one 1 W LEDs.
Micromanipulator	Harvard Apparatus	BS4 50-2625	Holds the ERG active electrode during recordings
Needle electrode	Grass Telefactor	F-E2-30	Subcutaneously inserted in the tail to serve as the ground electrode for both the ERG and VEP
Phenylephrine 2.5% minims	Bausch and Lomb	CAS 61-76-7	Instilled with Tropicamide to achieve maximal dilation for ERG recording
Povidone iodine 10%	Sanofi-Aventis	CAS 25655-41-8	Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml
Powerlab data acquisition system	ADInstruments	ML 785	Controls the LEDs
Proxymetacaine 0.5%	Alcon Laboratories	CAS 5875-06-9	For corneal anaesthesia during ERG recordings
Saline solution	Gelflex		Non-injectable, for electroplating silver wire electrodes
Scope Software	ADInstruments	version 3.7.6	Simultaneously triggers the stimulus via the Powerlab system and collects data
Silver (fine round wire)	A&E metal	0.3 mm	Used to make active and inactive ERG electrodes, and the inactive VEP electrode
Stainless streel screws	MicroFasterners		0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length to be implanted over the primary visual cortex and serve as the active VEP electrodes
Stereotaxic frame	David Kopf	Model 900	A small animal stereotaxic instrument for locating the primary visual cortices according to Paxinos & Watson's 2007 rat brain atlas coordinates
Surgical blade	Swann-Morton Ltd.	0206	For incising the area of skin overlaying the primary visual cortex to implant the VEP electrodes
Suture	Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co.,Ltd		3-0 silk braided suture non-absorbable, for skin retraction during VEP electrode implantation surgery
Tobramycine eye ointment 0.3%	Alcon Laboratories	CAS 32986-56-4	Proprietary name: Tobrex. Prophylactic antibiotic ointment applied around the skin wound after surgery
Tropicamide 0.5%	Alcon Laboratories	CAS 1508-75-4	Proprietary name: 0.5% Mydriacyl eye drop, Instilled to achieve mydriasis for ERG recording
Xylazine	Troy Laboratories	Ilium Xylazil-100	Pharmaceutical-grade anesthetic for electrophysiological recording
Pipette tip	Eppendorf Pty Ltd	0030 073.169	Eppendorf epTIPS 100 - 5,000 ml, for custom-made electrodes
Microsoft Office Excel	Microsoft	version 2010	spreadsheet software for data analysis
Lethabarb Euthanazia Injection	Virbac (Australia) Pty Ltd	LETHA450	325 mg/ml pentobarbital sodium for rapid euthanazia