Enregistrement simultané de Électrorétinographie et potentiels évoqués visuels chez des rats anesthésiés

Résumé

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Résumé

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

Introduction

Mesure de l'électrorétinogramme (ERG) et potentiel évoqué visuel (VEP) fournir des évaluations quantitatives utiles de l'intégrité de la voie visuelle. L'ERG mesure les réponses électriques de la rétine à une stimulation lumineuse, tandis que la VEP mesure l'intégrité fonctionnelle correspondante des voies visuelles de la rétine au cortex visuel primaire suivant le même événement lumière. Ce manuscrit décrit un protocole pour l'enregistrement et l'analyse des réponses ERG et VEP dans un modèle de laboratoire couramment utilisé, le rat.

L'ERG fournit un indice de l'intégrité fonctionnelle d'un certain nombre de classes clés de cellules rétiniennes en quantifiant réponse électrique brute de la rétine à un flash de lumière. Une série coordonnée des flux ioniques initiée par l'apparition de lumière et de décalage, produire des changements détectables dans la tension qui peut être mesurée en utilisant des électrodes de surface placées à l'extérieur de l'œil. La forme d'onde résultante représente la combinaison d'un soiries de composants bien définis, différents en amplitude, le calendrier et la fréquence. Un important corpus de recherche a montré que ces composants sont relativement bien conservés dans de nombreux rétines vertébrés et que les composants peuvent être séparés les uns des autres. En choisissant judicieusement le stimulus (flash stimulus, fond, intervalle interstimulus) conditions et en choisissant des caractéristiques spécifiques de la forme d' onde composite à analyser , on peut être sûr de retourner une mesure d'un groupe spécifique de cellules rétiniennes ^1,2. Ces caractéristiques sous-tendent l'utilité et donc les applications répandues de l'ERG en tant que mesure non-invasive de la fonction de la rétine. Ce manuscrit se concentre sur la méthodologie de mesure de l'ERG et l'analyse de ses caractéristiques pour renvoyer des informations sur certaines des principales classes de cellules de la rétine, à savoir photorécepteurs (la composante PIII), les cellules bipolaires (la composante PII) et les cellules ganglionnaires de la rétine (le positif seuil de réponse scotopique ou pstr).

Le VEP fournit une analyse de la réponse corticale à la lumière; la première provenant de la rétine et par la suite transmis en série par l' intermédiaire du nerf optique, l' appareil optique, le thalamus (noyau genouillé latéral, LGN) et le rayonnement optique à la zone V1 du cortex ^3. Chez les rongeurs, la majorité (90 - 95%) des fibres du nerf optique de chaque decussate oculaire ⁴ et innervent le mésencéphale controlatéral. Contrairement à l'ERG, il est encore impossible d'attribuer les différentes composantes de la VEP à des classes de cellules spécifiques, ⁵ change donc partout le long de la voie visuelle pourrait affecter la forme d' onde VEP. Néanmoins, le VEP est une mesure non-invasive utile de la performance visuelle et de l'intégrité de la voie visuelle. Le VEP, lorsqu'il est utilisé en conjonction avec l'ERG, peut fournir une évaluation plus complète du système visuel (ie, la rétine / voie visuelle).

ERG et VEP enregistrements peuvent être effectuées de manière isolée ou en combinaison, en fonction de l'application. La méthodologie décrite dans ce document permet une évaluation simultanée de la rétine et du cortex électrophysiologie visuelle évoqué des deux yeux et les deux hémisphères chez les rats anesthésiés. Ceci est un moyen utile d'évaluer de façon plus complète la fonction rétinienne et les effets en amont que les changements dans la fonction rétinienne peuvent avoir sur la fonction corticale évoquée visuelle.

Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été réalisées selon le Code australien de pratiques pour le soin et l'utilisation des animaux à des fins scientifiques, établi par le Conseil de recherches médicales Santé nationale et en Australie. clairance éthique a été obtenue à partir de l'Université de Melbourne, Faculté des Sciences, Comité d'éthique des animaux (numéro d'homologation 0911322,1).

1. Pré-implantation chronique VEP Electrodes

Remarque: Si des signaux ERG et VEP simultanées doivent être collectés animaux doivent être implantés chirurgicalement avec VEP les électrodes au moins 1 semaine avant pour signaler la collecte.

1. Stériliser le banc chirurgical avant l'expérimentation d'un nettoyage avec la chlorhexidine (0,5% dans 70% d'éthanol). Autoclave tout le matériel chirurgical avant utilisation. Couvrir l'animal avec un drap chirurgical stérilisé. Vérifiez que tous les expérimentateurs portent des masques chirurgicaux, des blouses et des gants stérilisés.
2. Provoquer l' anesthésie avec de 3 à 3,5% d' isoflurane avec O ₂ à un taux de 3 L / min. Maintenir anesthesia à 1,5% et de 2 L / min tout au long de l'intervention chirurgicale. Veiller à une profondeur suffisante de l'anesthésie par l'absence de patte de pincement réflexe.
3. Appliquer 1% de carboxyméthylcellulose sodique sur la cornée pour éviter le dessèchement des yeux.
4. Rasez 30 mm Surface x 30 mm sur le front, postérieure aux yeux et antérieure aux oreilles.
5. Placez l'animal sur un coussin chauffant (37 ° C) pour maintenir la température du corps et de stabiliser la tête d'animaux avec un cadre stéréotaxique.
6. Désinfecter la zone rasée avec 10% de povidone-iode à trois reprises. Évitez l'utilisation d'antiseptiques à base d'alcool pour la zone près de l'œil, étant compatible avec la norme de pratique énoncées par l'Association des technologues chirurgicaux.
7. Faire une incision médiane-sagittale sur la tête avec un scalpel et de cette accise un cercle de diamètre ~ 20 mm de tissu dermique pour exposer l'os crânien.
8. Retirer périoste sous-jacent par le grattage et le séchage avec de la gaze pour exposer les sutures crâniennes coronales et sagittales.
9. Nousing une fraise dentaire fixée à une perceuse, trépaner deux trous (0,7 mm de diamètre, profondeur ~ 1 mm) à travers le crâne sur les deux hémisphères, les coordonnées stéréotaxiques: 7 mm caudale à bregma, 3 mm latéralement à la ligne médiane.
10. Visser les vis en acier inoxydable (diamètre 0,7 mm, longueur 3 mm, stérilisé avec de la chlorhexidine) dans les deux trous pré-faites jusqu'à une profondeur de ~ 1 mm (2 mm de vis exposée) pour permettre l'ancrage ferme. Ce contact avec la dure-mère, sans endommager le tissu cortical sous-jacent.
11. Préparer zone chirurgicale pour l'amalgame dentaire en séchant l'os crânien avec de la gaze, et rétracter la peau lâche avec deux 3-0 sutures à ~ 4 et 8 heures.
12. Étaler l'amalgame dentaire sur le crâne exposé à fixer les électrodes à vis (des vis en acier inoxydable décrites à l'étape 1.10) en place. Veiller à ~ 1,5 mm des vis restent exposées pour l'enregistrement.
13. Retirer les sutures de rétraction.
14. Injecter 0,5% par voie sous cutanée carprofène (5 mg / kg) pour l'analgésie et une solution saline (chlorure de sodium à 0,9%, 10,5 ml), sous-cutanée pour le remplacement du fluide.
15. Laisser l'animal à récupérer dans des cages séparées. Ne pas laisser l'animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale.
16. Ne pas retourner animal à la compagnie d'autres animaux jusqu'à ce qu'il ait complètement récupéré de la chirurgie (minimum 5 jours).
17. Continuer d'administrer 0,5% sous-cutanée carprofène pour l'analgésie (5 mg / kg) une fois par jour pendant 4 jours.
18. Enregistrez ERG et VEP 1 semaine après la chirurgie.

2. ERG et VEP Enregistrement

1. préparation de la collecte des données
   1. Utilisez un logiciel informatique pour déclencher simultanément stimulus et acquérir des données ² selon les paramètres recommandés ci - dessous.
      1. Amplifier les signaux ³ (ERG: × 1000, VEP: x10,000) avec le gain réglé en interne par un pré-amplificateur et amplificateur isolé, et avec les deux yeux appariés pour l' impédance.
      2. taux d'échantillonnage défini pour l'ERG à 4 kHz sur une 650fenêtre d'enregistrement msec (2560 points), Pour ce faire, cliquez sur l'onglet pour "base de temps" dans le logiciel d'acquisition de données (pour le nom et la version du logiciel, voir le tableau des matériaux), sélectionnez "2560" pour les échantillons, et "500 ms" pour le temps qui sera de retour d'une fenêtre d'enregistrement de 650 msec.
         1. Utilisez la même méthode pour définir la fréquence d'échantillonnage pour le VEP à 10 kHz sur une époque msec 250. Autoriser 10 msec de base pré-stimulus pour les deux enregistrements ERG et VEP. Pour ce faire, cliquez sur l'onglet "Configuration"; sélectionnez "Stimulateur" pour faire apparaître une nouvelle fenêtre de dialogue; dans cette fenêtre sélectionner "impulsion" dans la liste déroulante "Mode" vers le bas; et définir la valeur de "retard" à "10 ms".
      3. passe-bande ERG Set filtrage à 0,3 - 1000 Hz (- 3 dB). Cela se fait en cliquant sur "Bio Amplifier» dans le logiciel d'acquisition de données. Définissez ensuite la valeur pour "High Pass" à "0,3 Hz", et la valeur de "passe-bas" à "1 kHz».
      4. En utilisant la méthode indiquée ci - dessus dans 2.1.1.3, définissez VEP paramètres passe-bande à 0,1 - 100 Hz (- 3 dB) tel que recommandé par la Société internationale pour électrophysiologie clinique de Vision (ISCEV) pour les enregistrements VEP humain ^6.
2. Préparation de l'électrode
   1. Custom-faire les électrodes inactives ERG actifs / inactifs et VEP actifs / en attachant un fil d'argent ou d' une pince crocodile à un conducteur d'électrode, respectivement ^2. obtenir commercialement électrode de masse.
   2. Pour les électrodes sur mesure 4, couper l'extrémité mâle de l'extension d'électrode. Enlever 1 cm du revêtement isolant de polytétrafluoroéthylène externe avec une lame de scalpel assurant le fil interne ne soit pas endommagé.
   3. Pré-fashion les ERG électrodes inactives en coupant une longueur de 70 mm de fil d'argent (épaisseur 0,3 mm) et formant une boucle ~ 8 mm de diamètre pour encercler l'œil de rat. Préparer un cercle uniforme en formant la boucle sur une pointe de pipette 1 ml.
   4. VEP Pre-fashion électrodes inactives en coupant une longueur de 70 mm d'argent et formant une ellipse ~ 8 mm de diamètre de longueur sage d'accrocher sur les incisives de rat.
   5. Pré-fashion les ERG électrodes actives en coupant une longueur de 30 mm de fil d'argent et formant une petite boucle à contacter doucement la cornée de rat (~ 1-2 mm de diamètre)
   6. Fixer solidement les électrodes (2 ERG actif, 2 ERG inactive, 1 VEP inactif) à la tête de l'électrode par enlaçant l'argent avec le fil interne exposée.
   7. Isoler métal exposé en excès avec du ruban de masquage pour réduire les artefacts photovoltaïques.
   8. Sur les électrodes inactives ERG coller un petit morceau de crochet et boucle de fixation (~ 5 mm x 20 mm) pour le ruban de masquage pour permettre la fixation stable à la courroie de cou de rongeur.
   9. Fixez la pince crocodile sur le fil interne de l'électrode conduit à rendre les électrodes actives VEP.
   10. Avant enregistrements, galvanoplastie les surfaces exposées des fils d'argent ( par exemple, la bague inactive et active pointe) avec du chlorure en utilisant une source de courant continu 9 V pendant 20 s pour améliorer la conduction du signal.
       1. Pour ce faire, plongez la pointe d'argent du fil électrode ERG (agissant comme anode d'une cellule primaire) dans une solution saline normale; l'autre extrémité de ce fil d'électrode à la borne positive d'une pile de 9 V.
       2. Branchez un autre fil (la cathode) à la borne négative de la batterie, et plongez l'autre extrémité dans une solution saline ainsi. Déconnecter après 20 secondes et observer la pointe de ruban du fil d'électrode ERG à revêtir uniformément dans la couleur blanche.
          Remarque: préparer de nouvelles électrodes ERG pour chaque session expérimentale (~ jusqu'à 8 heures) afin d'assurer la perméabilité du revêtement de chlorure.
3. préparation des animaux
   1. Dark-adapter les animaux pendant la nuit (≥ 8 h) avant les enregistrements dans une chambre étanche à la lumière. Assurer adaptation à l'obscurité maximale en éteignant les lumières de la pièce, la fermeture de toutes les portes et stores. Minimiser les fuites de lumière en plaçant des matériaux légers à l'épreuve autourjonctions de portes / fenêtres et les écrans d'ordinateur de placement à l'extérieur épais rideaux noirs.
   2. Procéder à la préparation des animaux dans une pièce sombre à l'aide de la diode faible émission de lumière rouge (LED; 17,4 cd.m ^-2, λ _max = 600 nm) pour maintenir la sensibilité de la tige.
   3. Anesthésier le rat par injection de kétamine / xylazine (60: 5 mg / kg) par voie intramusculaire. Confirmer une profondeur suffisante de l'anesthésie par l'absence d'un réflexe patte de pincement.
   4. Pour maintenir la sédation, administrer une autre dose d'anesthésie (50% de la dose initiale) après 50 min si nécessaire.
   5. Pour anesthésie topique supplémentaire appliquer une baisse de 0,5% proximétacaïne à chaque oeil, et clignotera hors excès de liquide.
   6. Pour la dilatation des pupilles appliquer une baisse de 0,5% tropicamide à chaque œil, puis sécher l'excès de liquide.
4. ERG et VEP électrode positionnement
   1. Placer l'animal sur la plate-ERG en face de la cuvette Ganzfeld située dans la cage de Faraday. Évitez d'utiliser un coussin chauffant électrique, comme cune introduction du bruit électrique dans les enregistrements électrophysiologiques. Remarque: La plate-forme est fixée à une plate-forme de l'eau chauffée en circulation pour maintenir la température corporelle.
   2. animale sécurisé à la plate-forme avec une bande de crochet et boucle de fixation placé fermement mais pas serré autour de la nuque.
   3. Accrocher l'électrode VEP inactive autour incisives inférieures du rat anesthésié.
   4. Placer les électrodes inactives ERG en encerclant l'anneau scléral non effractive autour de l'équateur de l'œil. Stabiliser ce en attachant des électrodes à l'attache bande crochet et boucle autour de la nuque. Répétez l'opération pour l'oeil controlatéral.
   5. Fixer VEP Les électrodes actives en attachant des pinces crocodile à vis en acier inoxydable pré-implantés sur le crâne.
   6. Placer une petite goutte de 1% de sodium carboxyméthylcellulose sur la cornée avant le placement de l'électrode active ERG pour améliorer la qualité du signal. Remarque: Le fluide de viscose contribue également à maintenir l'hydratation de la cornée à travers l'expérimentation à des miniMize la formation de type dessiccation cataracte chez les rongeurs ^7.
   7. Placer une petite goutte de 1% de carboxyméthylcellulose sodium sur les incisives inférieures pour améliorer le contact de l'électrode inactive VEP et donc la qualité du signal.
   8. Placer les électrodes actives ERG toucher légèrement la surface cornéenne centrale en utilisant un micromanipulateur attaché à un bras stéréotaxique sur mesure.
   9. Insérer 2 - 5 mm de l'aiguille électrode de masse (en acier inoxydable) sous-cutanée dans la queue.
   10. Si nécessaire sécher tout excès de liquide de la paupière inférieure avant l'enregistrement pour améliorer la qualité du signal.
   11. plate-forme de diapositives plus proche de la cuvette Ganzfeld assurant que les yeux de l'animal aligner avec l'ouverture de la cuvette pour permettre un éclairage uniforme des deux rétines (voir étape 2.4.1).
   12. Fermez la cage de Faraday pour réduire les bruits parasites.
5. Collecte de données
   1. Utilisez un flash de test faible (- 0,52 log cd.sm ^-2) pour déterminer si l' électrode placement est satisfaisant ^2. Dans des conditions de contrôle cela se traduirait par une amplitude de l'ERG ~ 800 mV et une variabilité inter-oculaire ne dépassant pas 10%. Si les électrodes de repositionnement requis.
   2. Après le test-flash permettent aux animaux à foncé adapter pendant 10 min dans l'obscurité totale avant l'enregistrement.
   3. clignote Présenter des stimuli lumineux en utilisant un bol Ganzfeld tout collecte ERG et VEP signaux simultanément sur une msec fenêtre temporelle ~ 500. Les progrès de gradateur pour plus lumineux niveaux de lumière afin de maintenir adaptation à l'obscurité suffisante pour des formes d'onde particulières.
   4. Recueillir des signaux sur une gamme d'énergies lumineuses pour obtenir des STR, b-ondes et a / b des formes d'onde à ondes de l'ERG. plusieurs signaux moyens aux niveaux de gradation de lumière (20 répétitions) et moins aux énergies plus lumineux lumineuses (1 répétition). Peu à peu, d'allonger l'intervalle inter-stimulus 1-180 sec de dimmest au niveau de lumière la plus brillante. Voir le tableau 1 pour un exemple de protocole.
   5. Pour isofin les réponses de bâtonnets et des cônes ERG, utiliser un paradigme appariées flash ^8. Initier quatre clignote à 1,52 log cd.sm ^-2 avec un intervalle de ² 500 msec inter-stimulus entre les deux. Soustraire numériquement la forme d' onde de cône (3 ^e ou 4 ^e flash) à partir de la forme d' onde mixte (1 ^er flash) pour obtenir la réponse de la tige putative.
   6. Pour enregistrer des signaux VEP, moyenne 20 répétitions aux énergies plus lumineux lumineuses (c. -à - 0,52 à 1,52 log cd.sm ^-2, 5 sec d' intervalle inter-stimulus). Notez que le premier flash dans cette séquence renvoie la réponse adaptée à l'obscurité conventionnelle ERG.
   7. Comptez 1 - 3 min pour re-adaptation après balaie (20) VEP avant la brillante prochaine ERG étape, en fonction de l'énergie lumineuse.
   8. Après l'achèvement de la collecte des données, l'euthanasie des animaux anesthésiés par injection intracardiaque de pentobarbital sodique (325 mg / ml, 3 ml).

Waveform	L' énergie de la lumière de stimulation (log cd.sm -2)	Le nombre de répétitions	intervalle interstimulus (sec)
STR	-6,24	20	2
STR	-5.93	20	2
STR	-5.6	20	2
STR	-5,33	20	2
Rod b-ondes	-4,99	dix	2
Rod b-ondes	-4.55	dix	2
Rod b-ondes	-4.06	5	5
Rod b-ondes	-3.51	5	5
Rod b-ondes	-3.03	1	15
Rod b-ondes	-2.6	1	15
Rod b-ondes	-1.98	1	15
a- mixte / b-ondes	-1.38	1	30
a- mixte / b-ondes	-0.94	1	30
Flash 1: mixte moyenne a- / b-vague de 20: VEP	-0.52	20	5
			(90 secondes avant le prochain)
Flash 1: mixte moyenne a- / b-vague de 20: VEP	0,04	20	5
			(120 secondes avant la prochaine)
Flash 1: mixte moyenne a- / b-vague de 20: VEP	0,58	20	5
			(180 secondes avant la prochaine)
Flash 1: mixte moyenne a- / b-vague de 20: VEP	1.2	20	5
			(180 secondes avant la prochaine)
Flash 1: mixte moyenne a- / b-vague de 20: VEP	1.52	20	5
			(180 secondes avant la prochaine)
Cone a- / b-ondes	1.52	4	0,5

Tableau 1. ERG et protocole d' enregistrement VEP utilisant une gamme d'énergie de stimulation. Progrès des présentations de stimulation de faible ( en haut) à vif ( en bas) clignote, avec suffisamment d' intervalle inter-stimulus pour assurer adaptation à l' obscurité. A la fin du protocole, la répétition de quatre flashes avec court intervalle est présenté pour déclencher la réponse du cône médiation.

3. Analyse de l'ERG Waveforms

Note: ERG et VEP analyse a été décrite en détail précédemment ^3,9,10 La.sections suivantes donnent un bref aperçu.

1. signaux d'exportation au format numérique tension-temps à un logiciel de tableur pour l'analyse des données.
2. Rod fonction photoreceptoral
   1. Modéliser le bord d' attaque de l'onde-PIII avec un gaussien retardé (Equation 1) ^11.
      PIII (i, t) = Rm _PIII ∙ [1 - exp (- i ∙ S (t - t _d) ^2)] pour t> t _d (équation 1)
   2. Optimiser l'ajustement sur ​​un ensemble de deux énergies plus brillants lumineux ^12,13 (ie, 1,22 et 1,52 log cd.sm ^-2).
   3. Modèle jusqu'à 90% de l'amplitude d' une onde pour éviter les intrusions post-receptoral ^14.
      Remarque: Le modèle renvoie l'amplitude saturée (Rm _PIII, uV), la sensibilité (S, m ² .cd ^-1 .s ^-3) et le retard (t _d, msec) de la réponse photoreceptoral.
3. Rod bipolaire fonct cellulaireion
   1. soustraire numériquement le modèle PIII (voir ci-dessus) à partir des formes d'onde mixtes pour renvoyer le PII mixte avec des potentiels oscillatoires sus-jacentes.
   2. Pour extraire le PII de la tige du PII mixte, soustraire numériquement la réponse du cône (3 ^e ou 4 ^e éclair à 1,52 log cd.sm ^-2) à partir du mélange PII (1 ^er éclair à 1,52 log cd.sm ^-2).
   3. Ensuite, appliquer un filtre passe-bas à la forme d'onde (46,9 Hz, -3 dB, fenêtre Blackman) pour éliminer les potentiels oscillatoires. La forme d' onde restante est la réponse de la PII de tige ^10.
   4. Extraire la tige PII amplitude crête et tracer contre toutes les intensités de stimulation (inférieure à -2 PII log cd.sm ^-2 et tige-isolé à 1,52 log cd.sm ^{-2) 10.}
   5. Modèle ces données à l'aide d'une fonction hyperbolique (équation 2), qui fournit une mesure de l'intégrité intérieure des cellules rétiniennes.
      V _(i) = _Vmax (i ⁿ / ⁽ⁿ iK + ⁿ⁾⁾ (équation 2)
      Note: Cette équation retourne réponse maximale PII (V _max, uV), 1 / sensibilité (k, log cd.sm-2) et la pente de la fonction (n) ^15.
4. fonction de cellule bipolaire Cone
   Remarque: Comme la réponse du cône est prise à une seule intensité (1,52 log cd.sm ^-2) l'amplitude et le timing sont resyntonisés à ce niveau de lumière.
   1. Extrait cône maximal réponse PII ^2,16.
   2. Extraire le temps implicite à laquelle cette réponse maximale correspond ^2,16.
5. la fonction des cellules ganglionnaires
   1. Comme le STR est un petit signal, appliquer un filtre passe-bas avec 50 Hz cran à la forme d'onde pour éliminer haute fréquence et le bruit de ligne (46,9 Hz, -3 dB, fenêtre Blackman).
   2. Extrait réponse pstr maximale ^3,17.
   3. Extraire le temps implicite à laquelle cette réponse maximale correspond ^3,17.

4. Analyse des VEP Waveforms

1. Extraire les composantes maximales et minimales de la VEP (P1, N1 et P2). Pour plus de détails voir les références ^3,6.
2. Amplitudes express que auge à crête amplitudes de leur pic précédent ou creux (P1N1 et N1P2). ^3,6-
3. Extraire le temps implicite _(it) à laquelle cette réponse correspond maximale (P1 _il, N1 _il, P2 _il) ^3,6.

Résultats

L'ERG a-wave (> -1.38 log cd.sm ^-2), b-ondes (> - 4,99 log cd.sm ^-2) DOD (<- 4,99 log cd.sm ^-2) et les VEPs (> - 0,52 log cd.sm ^-2) ont été enregistrés simultanément (Figure 1 et 3). A clignote très faibles, un STR positif (pstr) est observée à environ 110 ms après le flash, et ​​un STR négatif (NSTR) , à environ 220 msec (figures 1 et 2). Un ERG avec un grand b-ondes, des pics ent...

Discussion

L'ERG et VEP sont des mesures objectives de la fonction visuelle de la rétine et du cortex, respectivement. L'avantage de l'enregistrement simultané est qu'une vision plus globale de l'ensemble de la voie visuelle est assurée. Plus précisément, les informations complémentaires de leur évaluation simultanée pourrait fournir une délimitation plus claire du site de la lésion dans la voie visuelle (par exemple, pour les troubles qui se chevauchent encore ERG distincte VEP manifestation...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Alligator clip	generic brand	HM3022	Stainless steel 26 mm clip for connecting VEP screw electrodes to cables
Bioamplifier	ADInstruments	ML 135	For amplifying ERG and VEP signals
Carboxymethylcellulose sodium 1.0%	Allergan	CAS 0009000-11-7	Viscous fluid for improving signal quality of the active ERG electrode
Carprofen 0.5%	Pfizer Animal Health Group	CAS 53716-49-7	Proprietary name: Rimadyl injectable (50 mg/mL). For post-surgery analgesia, diluted to 0.5% (5 mg/mL) in normal saline
Chlorhexadine 0.5%	Orion Laboratories	27411, 80085	For disinfecting surgical instruments
Circulating water bath	Lauda-Königshoffen	MGW Lauda	For maintaining body temperature of the anesthetized animal during surgery and electrophysiological recordings
Dental amalgam	DeguDent GmbH	64020024	For encasing the electrode-skull assembly to make it more robust
Dental burr	Storz Instruments, Bausch and Lomb	#E0824A	A miniature drill head of ~0.7mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws
Drill	Bosch	Dremel 300 series	An automatic drill for trepanning
Electrode lead	Grass Telefactor	F-E2-30	Platinum cables for connecting silver wire electrodes to the amplifier
Faraday Cage	custom-made		Ensures light proof to maintain dark adaptation. Encloses the Ganzfeld setup to improve signal to noise ratio
Gauze swabs	Multigate Medical Products Pty Ltd	57-100B	For drying the surgical incision and exposed skull surface during surgery
Ganzfeld integrating sphere	Photometric Solutions International		Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size
Velcro	VELCRO Australia Pty Ltd	VELCRO Brand Reusable Wrap	Hook-and-loop fastener to secure the electrodes and the animal on the recording platform
Isoflurane 99.9%	Abbott Australasia Pty Ltd	CAS 26675-46-7	Proprietary Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery
Ketamine	Troy Laboratories	Ilium Ketamil	Proprietary name: Ketamil Injection, Brand: Ilium. Pharmaceutical-grade anesthetic for electrophysiological recording
Luxeon LEDs	Phillips Lighting Co.		For light stimulation twenty 5 watt and one 1 watt LEDs.
Micromanipulator	Harvard Apparatus	BS4 50-2625	Holds the ERG active electrode during recordings
Needle electrode	Grass Telefactor	F-E2-30	Subcutaneously inserted in the tail to serve as the ground electrode for both the ERG and VEP
Phenylephrine 2.5% minims	Bausch and Lomb	CAS 61-76-7	Instilled with Tropicamide to achieve maximal dilation for ERG recording
Povidone iodine 10%	Sanofi-Aventis	CAS 25655-41-8	Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 mL
Powerlab data acquisition system	ADInstruments	ML 785	Controls the LEDs
Proxymetacaine 0.5%	Alcon Laboratories	CAS 5875-06-9	For corneal anaesthesia during ERG recordings
Saline solution	Gelflex		Non-injectable, for electroplating silver wire electrodes
Scope Software	ADInstruments	version 3.7.6	Simultaneously triggers the stimulus via the Powerlab system and collects data
Silver (fine round wire)	A&E metal	0.3 mm	Used to make active and inactive ERG electrodes, and the inactive VEP electrode
Stainless streel screws	MicroFasterners		0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length to be implanted over the primary visual cortex and serve as the active VEP electrodes
Stereotaxic frame	David Kopf	Model 900	A small animal stereotaxic instrument for locating the primary visual cortices according to Paxinos & Watson's 2007 rat brain atlas coordinates
Surgical blade	Swann-Morton Ltd.	0206	For incising the area of skin overlaying the primary visual cortex to implant the VEP electrodes
Suture	Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co.,Ltd		3-0 silk braided suture non-absorbable, for skin retraction during VEP electrode implantation surgery
Tobramycine eye ointment 0.3%	Alcon Laboratories	CAS 32986-56-4	Proprietary name: Tobrex. Prophylactic antibiotic ointment applied around the skin wound after surgery
Tropicamide 0.5%	Alcon Laboratories	CAS 1508-75-4	Proprietary name: 0.5% Mydriacyl eye drop, Instilled to achieve mydriasis for ERG recording
Xylazine	Troy Laboratories	Ilium Xylazil-100	Pharmaceutical-grade anesthetic for electrophysiological recording
Pipette tip	Eppendorf Pty Ltd	0030 073.169	Eppendorf epTIPS 100 - 5000 mL, for custom-made electrodes
Microsoft Office Excel	Microsoft	version 2010	spreadsheet software for data analysis
Lethabarb Euthanazia Injection	Virbac (Australia) Pty Ltd	LETHA450	325 mg/mL pentobarbital sodium for rapid euthanazia