JoVE Logo
Autores
Contáctenos

Iniciar sesión

Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

En este artículo

  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

Este artículo proporciona métodos detallados para fabricar y caracterizar un dispositivo microfluídico de accionamiento neumático para la compresión de condrocitos.

Resumen

Se sabe que los estímulos mecánicos modulan las funciones biológicas de las células y los tejidos. Estudios recientes han sugerido que el estrés compresivo altera la arquitectura del cartílago de la placa de crecimiento y resulta en la modulación del crecimiento de los huesos largos de los niños. Para determinar el papel de la tensión compresiva en el crecimiento óseo, creamos un dispositivo microfluídico accionado por presión neumática, para comprimir dinámicamente (o estáticamente) los condrocitos de la placa de crecimiento incrustados en cilindros de hidrogel de alginato. En este artículo, describimos métodos detallados para fabricar y caracterizar este dispositivo. Las ventajas de nuestro protocolo son: 1) Se pueden generar cinco magnitudes diferentes de tensión compresiva en cinco réplicas técnicas en una sola plataforma, 2) Es fácil visualizar la morfología celular a través de un microscopio de luz convencional, 3) Las células pueden aislarse rápidamente desde el dispositivo después de la compresión para facilitar los ensayos aguas abajo, y 4) La plataforma se puede aplicar para estudiar la mecanobiología de cualquier tipo de célula que pueda crecer en hidrogeles.

Introducción

Las plataformas micro-ingeniería son herramientas valiosas para estudiar la biología molecular, celular y de nivel tisular porque permiten el control dinámico de los microambientes físicos y químicos1,2,3 ,4,5,6,7,8. Por lo tanto, múltiples hipótesis se pueden probar simultáneamente de una manera estrechamente controlada. En el caso del cartílago de la placa de crecimiento, hay crecientes evidencias de un papel importante de la tensión compresiva en la modulación del crecimiento óseo a través de la acción en el cartílago de la placa de crecimiento9,10,11, 12,13,14,15,16,17,18,19,20, 21,22,23,24,25. Sin embargo, el mecanismo de acción del estrés compresivo– en particular, cómo el estrés guía la formación de columnas de condrocitos en la placa de crecimiento – se entiende mal.

El objetivo de este protocolo es crear un dispositivo de compresión de condrocitos microfluídicos de accionamiento neumático26 para dilucidar los mecanismos de mecanobiología en condrocitos de placas de crecimiento(Figura 1a-c). El dispositivo consta de dos partes: la unidad de accionamiento neumático y la construcción del gel de alginato. La unidad de accionamiento neumático microfluídico se fabrica utilizando polidimetilsiloxano (PDMS) basado en la fotolitografía y la litografía blanda. Esta unidad contiene una matriz de 5 x 5 de globos de membrana PDMS delgados que se pueden inflar de manera diferente en función de sus diámetros. La construcción del gel de alginato consiste en los condrocitos incrustados en una matriz de 5 x 5 cilindros de gel de alginato, y todas las construcciones de alginato-condrocitos se ensamblan con la unidad de accionamiento. Las construcciones de gel de alginato son comprimidas por los globos PDMS inflados neumáticamente(Figura 1b). El dispositivo microfluídico puede generar cinco niveles diferentes de tensión de compresión simultáneamente en una sola plataforma en función de las diferencias en el diámetro del globo PDMS. Por lo tanto, una prueba de alto rendimiento de la mecanobiología de condrocitos bajo múltiples condiciones de compresión es posible.

El dispositivo microfluídico descrito en este protocolo tiene muchas ventajas sobre el dispositivo de compresión convencional, como los fijadores externos14,21,23 y los dispositivos de compresión macroscópica16, 19 , 27 , 28 para el estudio de la mecanobiología del condrocitos: 1) El dispositivo microfluídico es rentable porque consume un volumen de muestras más pequeño que el dispositivo de compresión macroscópica, 2) El dispositivo microfluídico es eficaz en el tiempo porque puede probar múltiples condiciones de compresión simultáneamente, 3) El dispositivo microfluídico puede combinar estímulos mecánicos y químicos formando un gradiente de concentración de productos químicos basado en la mezcla limitada en microcanales, y 4) Diversas técnicas de microscopía (time-lapse microscopía microscópica y microscopía confocal de fluorescencia) se puede aplicar con el dispositivo microfluídico hecho de PDMS transparente.

Adoptamos y modificamos el método de Moraes et al.7,29 para crear diferentes niveles de tensión compresiva en un solo dispositivo para permitir estudios de mecanobiología de alto rendimiento de compresión de condrocitos. Nuestro enfoque es apropiado para las células (por ejemplo, condrocitos) que necesitan un entorno de cultivo tridimensional (3D) y para ensayos biológicos después de comprimir las células. Aunque algunos dispositivos de compresión celular microfluídica pueden comprimir células cultivadas en sustratos bidimensionales (2D)30,31,32,no se pueden utilizar para condrocitos porque los condrocitos cultivados 2D desdiferenciado. Existen plataformas microfluídicas para comprimir células cultivadas en 3D en hidrogeles fotopolimerizados7,33,pero están limitadas en el aislando de células después de experimentos de compresión porque aislar las células de fotopolimerizado hidrogel no es fácil. Además, es posible que sea necesario evaluar los efectos de la exposición ultravioleta (UV) y los iniciadores de reticulación foto en las células. Por el contrario, nuestro método permite un rápido aislamiento de las células después de experimentos de compresión para ensayos postbiológicos porque los hidrogeles de alginato pueden ser despolimerizados rápidamente por los quelantes de calcio. Los métodos detallados de fabricación y caracterización del dispositivo se describen en este protocolo. En la Figura 2se muestra un breve procedimiento para fabricar el dispositivo de compresión de condrocitos microfluídicos.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

NOTA: Use equipo de protección personal (EPP) como guantes y capa de laboratorio para cada paso de este protocolo.

1. Fabricación de moldes maestros

NOTA: Realice los pasos 1.1 - 1.3 en una campana de humo.

  1. Tratamiento de vidrio
    NOTA: Use un protector facial, guantes y una capa de laboratorio para el paso 1.1.
    1. Hacer la solución de Piranha (60 mL) mezclando ácido sulfúrico (H2SO4) y peróxido de hidrógeno (H2O2) con una relación de volumen de 3:1.
      ADVERTENCIA: No utilice la solución y la acetona de Piranha en la misma campana de humodebido al riesgo de explosión.
    2. Colocar una placa de vidrio (50,8 mm x 76,2 mm x 1,2 mm) en la solución de Piranha durante 30 minutos a 40 oC.
    3. Enjuague la placa de vidrio con agua desionizada (diH2O).
    4. Coloque la placa de vidrio en acetona a temperatura ambiente durante 10 min.
    5. Enjuagar la placa de vidrio con isopropanol y secarla con nitrógeno (N2) gas.
    6. Hornee la placa de vidrio a 200 oC durante 20 minutos sobre un plato caliente. Todos los pasos posteriores para hornear utilizan un plato caliente.
  2. Formación de la capa de semillas SU-8 en la placa de vidrio
    1. Extienda su-8 5 en la placa de vidrio con una pipeta desechable para cubrir alrededor de 2/3 de la superficie de la placa.
    2. Gire la placa de vidrio con fotorresistentes SU-8 5 a 500 rpm durante 35 s (ciclo de hilado inicial) y luego 2.500 rpm para 40 s (ciclo de hilado final) utilizando una recubridora de giro. Todos los pasos posteriores del recubrimiento de giro incluyen el mismo ciclo de hilado inicial.
    3. Hornee la placa de vidrio recubierta SU-8 5 a 65 oC durante 2 min y luego a 95 oC durante 5 min.
    4. Exponga la placa de vidrio recubierto SU-8 5 a la luz UV (60 mW/cm2, la distancia entre la lámpara UV y la fotomáscara es de 20 cm, cantidad total de energía de luz UV a 60 mJ/cm2) durante 1 s.
      NOTA: El tiempo de exposición UV debe ajustarse de acuerdo con la potencia de una luz UV usada.
    5. Hornee la placa de vidrio recubierta SU-8 5 a 65oC durante 2 min y a 95oC durante 5 min.
    6. Coloque la placa de vidrio al horno en el desarrollador SU-8 durante 2 min.
    7. Hornee el vaso recubierto SU-8 5 a 180 oC durante 20 min.
  3. Fabricación de patrones de canal SU-8 mediante fotolitografía(Figura 2a Paso 1-3)
    1. Vierta SU-8 100 en la placa de vidrio SU-8 5 sembrada para cubrir alrededor de 2/3 de la superficie de la placa.
    2. Gire la placa de vidrio con SU-8 100 a 3.000 rpm durante 38 s (90 m de espesor).
    3. Hornee la placa de vidrio recubierta SU-8 100 a 65 oC durante 10 min y luego a 95 oC durante 30 min. Si su-8 100 sigue pegajoso después de este procedimiento, hornee la placa de vidrio durante más tiempo a 95 oC hasta que su-8 100 se vuelva no pegajoso.
    4. Coloque una fotomáscara de microcanal de alta resolución (25.400 ppp, véase la figura suplementaria 1) en la placa de vidrio recubierta SU-8 100 y exponga la placa de vidrio cubierta de fotomáscara a la luz UV durante 4 s (cantidad total de energía de luz UV a 240 mJ/cm2).
      NOTA: El tiempo de exposición UV debe ajustarse de acuerdo con la potencia de una luz UV usada.
    5. Retirar la fotomascarilla de la placa de vidrio y hornear la placa de vidrio a 65 oC durante 2 min y luego 95 oC durante 20 min.
    6. Mantenga la placa de vidrio horneada en un recipiente, que está envuelta con papel de aluminio para bloquear cualquier luz, para el curado durante la noche.
    7. Desarrolle patrones de canal SU-8 100 en la placa de vidrio en el desarrollador SU-8 durante 15 min.
    8. Lave la placa de vidrio con patrón SU-8 (molde maestro) con alcohol isopropílico y séquela con gas N2. Si las partículas blancas permanecen durante este proceso, repita el paso 7 durante 5 min.

2. Unidad de accionamiento neumático

  1. Capa de microcanal (Capa 1)
    NOTA: Realice los pasos 2.1.1 - 2.1.2 en una campana de humo.
    1. Dejar caer 200 l de (Tridecafluoro-1,1,2,2-Tetrahydrooctyl)-1-Triclorosilano en un cubreobjetos y colocarlo en una cámara de vacío con el molde maestro.
    2. Aplicar vacío durante 2 minutos en la cámara y esperar 6 h (o durante la noche) para la silanización del molde.
    3. Mezclar PDMS con una relación de peso de 10:1 (prepolímero:agente de curado) durante 5 min.
      NOTA: Todos los pasos de fundición PDMS subsiguientes contienen el mismo prepolímero y la misma relación de peso del agente de curado (10:1).
    4. Vierta PDMS en el molde maestro y desgasifique PDMS en una cámara de vacío durante 30 min.
    5. Sandwich PDMS con una película de transparencia.
    6. Sujete el conjunto emparedado anterior con una placa de vidrio, almohadillas de espuma y placas de plexiglás(Figura 2a Paso 4).
    7. Curar PDMS en un horno a 80oC durante 6 h.
    8. Aísle la capa PDMS (Capa 1) con la película de transparencia de la estructura emparecida(Figura 2a Paso 5).
    9. Active las superficies de la Capa 1 y una placa de vidrio limpia (placa de vidrio 1; 50,8 mm x 76,2 mm x 1,2 mm) utilizando un limpiador de plasma durante 1 min.
      NOTA: El tiempo de limpieza del plasma puede variar en función de la potencia de un limpiador de plasma usado.
    10. Una capa 1 sobre la placa de vidrio 1 y colóquelas en el horno a 80 oC durante 30 min.
    11. Elimine la película de transparencia de la Capa 1.
  2. Membrana Thin PDMS (Capa 2)
    1. Recubre PDMS sin curar en una película de transparencia a 1.000 rpm durante 1 min para obtener una capa PDMS de 60 m de espesor.
    2. Curar parcialmente PDMS recubierto de espín (Capa 2) en el horno a 80oC durante 20-30 min.
    3. Active la Capa 1 en la placa de vidrio 1 y la capa 2 utilizando el limpiador de plasma durante 1 min.
      NOTA: El tiempo de limpieza del plasma puede variar en función de la potencia de un limpiador de plasma usado.
    4. Une la Capa 2 sobre la Capa 1 y colócala en el horno a 80oC durante la noche.
  3. Bloque de tubos
    1. Coloque los tubos metálicos verticalmente en una placa de petri.
    2. Vierta suavemente PDMS en el plato para sumergir alrededor de 3/4 de los tubos metálicos.
    3. Curar PDMS en el horno a 60oC durante 6 h (o durante la noche).
    4. Corte un trozo de bloque PDMS que contenga un tubo metálico.
    5. Haga un agujero en la capa 2 para la entrada.
    6. Active el bloque PDMS y la Capa 2 utilizando el limpiador de plasma durante 1 min.
    7. Coloque el bloque PDMS en la parte de entrada de la Capa 2 y coloque toda la unidad de accionamiento en el horno a 80 oC durante la noche.

3. Construcciones de alginato-condrocitos (o perlas)

  1. Placa de vidrio amino-silanizado
    1. Cortar una placa de vidrio (50,8 mm x 76,2 mm x 1,2 mm) en dos placas de vidrio de tamaño medio (50,8 mm a 38,1 mm x 1,2 mm) con un escriba de diamante.
    2. Coloque las placas de vidrio en cloruro de hidrógeno de 0,2 M (HCl) y agítelas suavemente (por ejemplo, 55 rpm) durante la noche.
    3. Enjuague las placas de vidrio con diH2O.
    4. Agitar las placas de vidrio en hidróxido de sodio de 0,1 M (NaOH) durante 1 h a 55 rpm y enjuagarlas con diH2O.
    5. Agitar las placas de vidrio en 1% (v/v) 3-aminopropyltrimethoxysilane (APTES) durante 1 h a 55 rpm y enjuagar con diH2O.
    6. Seque las placas de vidrio amino-silanizadas en una campana de humodurante la noche.
  2. Molde de gel de agarosa para construcciones de gel de alginato
    1. Mezclar 5% (p/v) agarosa y 200 mM de cloruro de calcio (CaCl2) en diH2O.
    2. Hervir la solución de gel de agarosa con un horno microondas (o una placa caliente). El tiempo de ebullición varía en función del volumen de la solución de gel de agarosa y la potencia del horno microondas (o la temperatura de la placa caliente).
    3. Vierta la solución de gel de agarosa hervida en un molde de aluminio (ver Figura Suplementaria S2) y empareje con una placa de vidrio.
    4. Espere 5 minutos y desmolde el gel de agarosa solidificado del molde de aluminio.
  3. Cosecha de condrocitos de placas de crecimiento
    1. Aislar las placas de crecimiento de las extremidades posteriores de los ratones neonatales.
    2. Colocar las placas de crecimiento en 1 ml de colagenasa al 0,25% durante 3 h en una incubadora a 37oC y 8% de dióxido de carbono (CO2),para eliminar la matriz extracelular (ECM).
    3. Centrifugar la muestra digerida durante 5 min a 125 x g para hacer un pellet de condrocitos y eliminar el sobrenadante de la muestra. Aquí, 1 x g es la aceleración de la gravedad.
    4. Resuspenda el pellet de condrocitos en 1 ml del medio de águila modificado (DMEM) modificado de Dulbecco.
    5. Cuente el número de condrocitos en DMEM utilizando un contador de células.
    6. Centrifugar los condrocitos en DMEM durante 5 min a 125 x g para hacer un pellet de condrocitos de nuevo y eliminar el sobrenadante de la muestra.
    7. Opcionalmente, resuspenda el pellet de condrocitos en los medios de cultivo de condrocitos (CCM)34 que contiene 2 M de calceína AM, e incubar la muestra a 37 oC durante 30 minutos. Repita el paso 3.3.6 y pase al paso 3.3.8.
    8. Resuspenda el pellet de condrocitos en el volumen deseado de MCP y guárdalos en la incubadora a 37oC y 8% deCO2 antes de su uso.
  4. Construcciones de alginato-condrocitos (o perlas) (Figura 2c)
    1. Mezclar 1.5% (p/v) de alginato en solución salina tamponada de fosfato (PBS) con 5 mg/ml de sulfo-NHS, 10 mg/ml de 1-etil-3-(3-dimetilaminopropyl) clorhidrato de carbodiimida (EDC).
    2. Añadir 8 x 106 condrocitos en la solución de 1 ml de gel de alginato [o Añadir 3 éL de perlas fluorescentes de 1 m de diámetro (542/612 nm) en 1 ml de solución de gel de alginato (0,3% (v/v))].
    3. Colocar 150 l de la solución de alginato-condrocitos (o perla) en la placa de vidrio amino-silanizado fabricada en el paso 3.1.
    4. Cubra la solución de gel de alginato con el molde de gel de agarosa durante 3 min.
    5. Retire la solución excesiva de gel de alginato que se desborda del molde de gel de agarosa con una cuchilla de afeitar y retire el molde de gel de agarosa. Luego, las construcciones cilíndricas de alginato-condrocitos (o perlas) se obtienen en la placa de vidrio amino-silanizado.
    6. Colocar las construcciones de alginato-condrocitos en solución reticulante (50 mM CaCl2 / 140 mM NaCl en diH2O) durante 1 min para una mayor polimerización.

4. Montaje del dispositivo (Figura 2d)

NOTA: Los espaciadores PDMS y las abrazaderas impresas en 3D deben prepararse por separado.

  1. Localice cuatro espaciadores PDMS de 1 mm de espesor en las cuatro esquinas de la Capa 2 de la unidad de accionamiento.
  2. Coloque 700 l de MCP para cubrir las cámaras de aire de la capa 2.
  3. Coloque las construcciones de alginato-condrocitos (o perlas) en la Capa 2 mientras alinea cuidadosamente las construcciones con las cámaras de aire.
  4. Sujete el dispositivo con abrazaderas impresas en 3D(Figura 1c).

5. Actuación del dispositivo

  1. Conecte la salida de una bomba de aire (ver Tabla de Materiales)con la entrada de una válvula solenoide con un tubo de silicio.
  2. Conecte la salida de la válvula solenoide con la entrada del dispositivo montado con un tubo de silicio.
  3. Conecte la válvula solenoide con un generador de funciones.
  4. Manipular la válvula solenoide con una onda cuadrada (por ejemplo, 1 Hz) generada por el generador de funciones.
  5. Encienda la bomba de aire para accionar el dispositivo neumáticamente.

6. Imágenes de condrocitos en el dispositivo

NOTA: Para obtener una buena calidad de imagen, los condrocitos de imagen (o cuentas fluorescentes) en gel de alginato a través de la placa de vidrio 2 porque los globos PDMS expandidos y las cámaras de aire pueden distorsionar las imágenes ópticas. Si se utiliza un microscopio invertido para la toma de imágenes, el dispositivo debe configurarse de modo que la placa de vidrio 2 se dirija hacia abajo.

  1. Prepare el dispositivo con condrocitos (o perlas fluorescentes) como se muestra en las secciones anteriores.
  2. Tome imágenes de pila zde condrocitos (o cuentas fluorescentes) con un microscopio confocal antes y bajo compresión, respectivamente. Elija un tamaño de paso zen función de la profundidad de campo de un sistema de imágenes confocales utilizado.
  3. La altura de los condrocitos (o una construcción de alginato-perla) se puede medir con el método de procesamiento automático de imágenes mostrado en las literaturas anteriores26,35.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

Este artículo muestra los pasos detallados de la fabricación del dispositivo de compresión de condrocitos microfluídicos (Figura 2). El dispositivo contiene 5 matrices x 5 de construcciones cilíndricas de alginato-condrocitos, y estas construcciones se pueden comprimir con cinco magnitudes diferentes de compresión(Figura 1, Figura 3 y Figura 4). La altura del microcanal neumático es de alrededor ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discusión

Para probar los efectos de la tensión compresiva en los condrocitos de la placa de crecimiento, desarrollamos el dispositivo de compresión de condrocitos microfluídicos(Figura 1) para aplicar varios niveles de tensión compresiva a los condrocitos en el andamio de hidrogel de alginato para 3D cultura de alto rendimiento. Para ayudar a otros investigadores a adoptar nuestro dispositivo o desarrollar dispositivos similares, proporcionamos detalles de los pasos de fabricación del dispositiv...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Agradecemos a los doctores Christopher Moraes y Stephen A. Morin su apoyo para el diseño y la fabricación de dispositivos. Este estudio fue apoyado por la beca Bioingeniería para la Salud Humana de la Universidad de Nebraska-Lincoln (UNL) y el Centro Médico de la Universidad de Nebraska (UNMC), y la subvención AR070242 del NIH/NIAMS. Agradecemos a Janice A. Taylor y James R. Talaska de la Instalación Central de Microscopía Avanzada en el Centro Médico de la Universidad de Nebraska por proporcionar asistencia con microscopía confocal.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
(3-Aminopropyl)triethoxysilane (ATPES)Sigma-Aldrich741442-100ML
(Tridecafluoro-1, 1, 2, 2-Tetrahydrooctyl)-1-TrichlorosilaneUnited Chemical TechnologiesT2492-KG
Acrylic sheetMcMaster-Carr8560K354
Air pumpSchwarzer PrecisionSP 500 EC-LC4.5V DCWe used the model purchased in 2015. The internal design and performance of air pump (SP 500 EC-LC) changed in early 2016. Also, air pump performance has changed in the course of time. Thus, air pressure generated by an SP 500 EC-LC air pump should be calibrated before use.
Alginate powderFMC CorporationPronova UP MVG
Barb Straight Connectors (Metal tube)PneumadyneEB40-250
Calcein AMInvitrogenC3100MP
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM)Gibco11960-044
Dyed red aqueous fluorescent particlesThermo Fisher ScientificR0100
EDC (1-ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimide hydrochloride)Thermo Fisher Scientific22980
Foam padGRAINGERItem # 5GCE8
Function / Arbitrary Waveform GeneratorKeysight Technologies33210A
Hydrochloric acidFisher ChemicalA144-500
Hydrogen peroxideFisher BioReagentsBP2633500
Isopropyl alcoholBDH1174-4LPVWR
Microscope slidesThermo Fisher Scientific22-267-013
Plasma cleanerHarrick PlasmaPDC-001
Polydimethylsiloxane (PDMS)Dow Corning184 SIL ELAST KIT 0.5KG
Power supplyKeysight TechnologiesE3630A
SeaKem LE AgaroseLonza50004
Sodium hydroxideFisher ChemicalS318-1
Solenoid manifoldPneumadyneMSV10-1
Solenoid valvePneumadyneS10MM-30-12-3
Spin coaterLaurell TechnologiesWS-650Mz-23NPPB
SU8 DeveloperMicroChem Corp.Y020100 4000L1PE
SU8-100MicroChem Corp.Y131273 0500L1GL
SU8-5MicroChem Corp.Y131252 0500L1GL
Sulfo-NHS (N-hydroxysulfosuccinimide)Thermo Fisher Scientific24510
Sulfuric acidEMD MilliporeMSX12445

Referencias

  1. Lu, H., et al. Microfluidic shear devices for quantitative analysis of cell adhesion. Analytical Chemistry. 76 (18), 5257-5264 (2004).
  2. Malek, A. M., Izumo, S. Mechanism of endothelial cell shape change and cytoskeletal remodeling in response to fluid shear stress. Journal of Cell Science. 109 (4), 713-726 (1996).
  3. Paguirigan, A. L., Beebe, D. J. Microfluidics meet cell biology: bridging the gap by validation and application of microscale techniques for cell biological assays. BioEssays. 30 (9), 811-821 (2008).
  4. García-Cardeña, G., Comander, J., Anderson, K. R., Blackman, B. R., Gimbrone, M. A. Biomechanical activation of vascular endothelium as a determinant of its functional phenotype. Proceedings of the National Academy of Sciences. 98 (8), 4478-4485 (2001).
  5. Huh, D., et al. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  6. Moraes, C., Chen, J. H., Sun, Y., Simmons, C. A. Microfabricated arrays for high-throughput screening of cellular response to cyclic substrate deformation. Lab on a Chip. 10 (2), 227-234 (2010).
  7. Moraes, C., Wang, G., Sun, Y., Simmons, C. A. A microfabricated platform for high-throughput unconfined compression of micropatterned biomaterial arrays. Biomaterials. 31 (3), 577-584 (2010).
  8. Sundararaghavan, H. G., Monteiro, G. A., Firestein, B. L., Shreiber, D. I. Neurite growth in 3D collagen gels with gradients of mechanical properties. Biotechnology and Bioengineering. 102 (2), 632-643 (2009).
  9. Bougault, C., Paumier, A., Aubert-Foucher, E., Mallein-Gerin, F. Molecular analysis of chondrocytes cultured in agarose in response to dynamic compression. BMC Biotechnology. 8 (1), 71(2008).
  10. Kaviani, R., Londono, I., Parent, S., Moldovan, F., Villemure, I. Compressive mechanical modulation alters the viability of growth plate chondrocytes in vitro. Journal of Orthopaedic Research. 33 (11), 1587-1593 (2015).
  11. Ménard, A. L., et al. In vivo dynamic loading reduces bone growth without histomorphometric changes of the growth plate. Journal of Orthopaedic Research. 32 (9), 1129-1136 (2014).
  12. Robling, A. G., Duijvelaar, K. M., Geevers, J. V., Ohashi, N., Turner, C. H. Modulation of appositional and longitudinal bone growth in the rat ulna by applied static and dynamic force. Bone. 29 (2), 105-113 (2001).
  13. Sergerie, K., et al. Growth plate explants respond differently to in vitro static and dynamic loadings. Journal of Orthopaedic Research. 29 (4), 473-480 (2011).
  14. Valteau, B., Grimard, G., Londono, I., Moldovan, F., Villemure, I. In vivo dynamic bone growth modulation is less detrimental but as effective as static growth modulation. Bone. 49 (5), 996-1004 (2011).
  15. Walsh, A. J. L., Lotz, J. C. Biological response of the intervertebral disc to dynamic loading. Journal of Biomechanics. 37 (3), 329-337 (2004).
  16. Zimmermann, E. A., et al. In situ deformation of growth plate chondrocytes in stress-controlled static vs dynamic compression. Journal of Biomechanics. 56, 76-82 (2017).
  17. Akyuz, E., Braun, J. T., Brown, N. A. T., Bachus, K. N. Static versus dynamic loading in the mechanical modulation of vertebral growth. Spine. 31 (25), E952-E958 (2006).
  18. Alberty, A., Peltonen, J., Ritsilä, V. Effects of distraction and compression on proliferation of growth plate chondrocytes: A study in rabbits. Acta Orthopaedica Scandinavica. 64 (4), 449-455 (1993).
  19. Amini, S., Veilleux, D., Villemure, I. Tissue and cellular morphological changes in growth plate explants under compression. Journal of Biomechanics. 43 (13), 2582-2588 (2010).
  20. Aronsson, D. D., Stokes, I. A. F., Rosovsky, J., Spence, H. Mechanical modulation of calf tail vertebral growth: implications for scoliosis progression. Journal of Spinal Disorders. 12 (2), 141-146 (1999).
  21. Cancel, M., Grimard, G., Thuillard-Crisinel, D., Moldovan, F., Villemure, I. Effects of in vivo static compressive loading on aggrecan and type II and X collagens in the rat growth plate extracellular matrix. Bone. 44 (2), 306-315 (2009).
  22. Reich, A., et al. Weight loading young chicks inhibits bone elongation and promotes growth plate ossification and vascularization. Journal of Applied Physiology. 98 (6), 2381-2389 (2005).
  23. Stokes, I. A., Mente, P. L., Iatridis, J. C., Farnum, C. E., Aronsson, D. D. Enlargement of growth plate chondrocytes modulated by sustained mechanical loading. Journal of Bone and Joint Surgery. 84 (10), 1842-1848 (2002).
  24. Stokes, I. A. F., Clark, K. C., Farnum, C. E., Aronsson, D. D. Alterations in the growth plate associated with growth modulation by sustained compression or distraction. Bone. 41 (2), 197-205 (2007).
  25. Lee, D., Erickson, A., Dudley, A. T., Ryu, S. Mechanical stimulation of growth plate chondrocytes: previous approaches and future directions. Experimental Mechanics. , (2018).
  26. Lee, D., Erickson, A., You, T., Dudley, A. T., Ryu, S. Pneumatic microfluidic cell compression device for high-throughput study of chondrocyte mechanobiology. Lab on a Chip. 18 (14), 2077-2086 (2018).
  27. Guilak, F. Compression-induced changes in the shape and volume of the chondrocyte nucleus. Journal of Biomechanics. 28 (12), 1529-1541 (1995).
  28. Knight, M. M., Ghori, S. A., Lee, D. A., Bader, D. L. Measurement of the deformation of isolated chondrocytes in agarose subjected to cyclic compression. Medical Engineering & Physics. 20 (9), 684-688 (1998).
  29. Moraes, C., Sun, Y., Simmons, C. A. Microfabricated platforms for mechanically dynamic cell culture. Journal of Visualized Experiments. (46), e224(2010).
  30. Sim, W. Y., et al. A pneumatic micro cell chip for the differentiation of human mesenchymal stem cells under mechanical stimulation. Lab on a Chip. 7 (12), 1775-1782 (2007).
  31. Hosmane, S., et al. Valve-based microfluidic compression platform: single axon injury and regrowth. Lab on a Chip. 11 (22), 3888-3895 (2011).
  32. Ho, K. K. Y., Wang, Y. L., Wu, J., Liu, A. P. Advanced microfluidic device designed for cyclic compression of single adherent cells. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6 (148), (2018).
  33. Seo, J., et al. Interconnectable dynamic compression bioreactors for combinatorial screening of cell mechanobiology in three dimensions. ACS Applied Materials & Interfaces. 10 (16), 13293-13303 (2018).
  34. Erickson, A. G., et al. A tunable, three-dimensional in Vitro culture model of growth plate cartilage using alginate hydrogel acaffolds. Tissue Engineering Part A. 24 (1-2), 94-105 (2018).
  35. Lee, D., Rahman, M. M., Zhou, Y., Ryu, S. Three-dimensional confocal microscopy indentation method for hydrogel elasticity measurement. Langmuir. 31 (35), 9684-9693 (2015).
  36. Johnston, I. D., McCluskey, D. K., Tan, C. K. L., Tracey, M. C. Mechanical characterization of bulk Sylgard 184 for microfluidics and microengineering. Journal of Micromechanics and Microengineering. 24 (3), 035017(2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reimpresiones y Permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este JoVE artículos

Solicitar permiso

Explorar más artículos

Bioingenier aN mero 151Microflu dicofotolitograf alitograf a suavecondrocitos de placas de crecimientomecanobiolog amec nica celularhidrogel de alginatomicroscop a confocalan lisis de im genes

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Contáctenos

RECOMIENDE A LA BIBLIOTECA

BOLETINES de JoVE

Investigación

Educación

Autores

Bibliotecarios

ACERCA DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados